Un modèle de culture de tissu d'Ex Vivo du cartilage transformant dans les explants de genou de bovine

Ici, nous présentons un protocole décrivant l'isolement et la culture des explants de cartilage des genoux bovins. Cette méthode fournit un outil facile et accessible pour décrire les changements tissulaires en réponse à des stimuli biologiques ou de nouvelles thérapies ciblant l'articulation.

Les systèmes de culture ex vivo couvrent un large éventail d'expériences consacrées à l'étude des tissus et de la fonction cellulaire dans un milieu autochtone. Le cartilage est un tissu unique important pour le bon fonctionnement de l'articulation synoviale et est constitué par une matrice extracellulaire dense (ECM), riche en protéoglycane et collagène de type II. Les chondrocytes sont le seul type de cellules présents dans le cartilage et sont répandus et relativement peu nombreux. Des stimuli externes altérés et la signalisation cellulaire peuvent entraîner des changements dans la composition et la détérioration de l'ECM, qui sont d'importantes caractéristiques pathologiques dans des maladies telles que l'arthrose (Arthrose) et la polyarthrite rhumatoïde.

Les modèles de cartilage ex vivo permettent 1) profilage des altérations médiées de chondrocyte du chiffre d'affaires de tissu de cartilage, 2) visualisant la composition d'ECM de cartilage, et 3) le réarrangement de chondrocyte directement dans le tissu. Le profilage de ces altérations en réponse à des stimuli ou des traitements sont d'une grande importance dans divers aspects de la biologie du cartilage, et complètent des expériences in vitro chez des chondrocytes isolés, ou des modèles plus complexes chez des animaux vivants où les conditions expérimentales sont plus difficiles à contrôler.

Les explants de cartilage présentent une méthode translationnelle et facilement accessible pour évaluer le tissu remodelant dans l'ECM de cartilage dans des arrangements contrôlables. Ici, nous décrivons un protocole pour isoler et cultiver les explants vivants de cartilage bovin. La méthode utilise des tissus du genou bovin, qui est facilement accessible à partir de la boucherie locale. Les explantes et le milieu de culture conditionné peuvent être analysés pour étudier le renouvellement des tissus, la composition de l'ECM et la fonction de chondrocyte, profilant ainsi la modulation de l'ECM.

Les chondrocytes produisent et maintiennent la matrice de cartilage. Afin d'étudier la biologie des chondrocytes et comment eux et l'ECM environnant réagissent aux stimuli externes, il est crucial de les interroger dans leur environnement natif^1,2. L'étude du renouvellement des tissus cartilagineux est importante pour améliorer la compréhension des mécanismes sous-jacents dans les maladies articulaires telles que l'arthrose, une maladie pour laquelle il n'existe actuellement aucun traitement modifiant la maladie. Par conséquent, il y a un besoin important de meilleurs modèles de traduction².

La caractérisation ex vivo des effets cellulaires et tissulaires est essentielle pour compléter d'autres modèles précliniques, à la fois in vitro, tels que les cultures monocouches de chondrocytes, et in vivo, tels que les modèles d'arthrose induits par la chirurgie ou le modèle d'arthrite auto-immune induit par le collagène (CIA ). De nombreuses études ont mis en évidence les différences entre le se comporter dans les cultures monocouches 2D et les structures 3D ou dans leur tissu indigène^3,4. Beaucoup de cellules dans les couches 2D adoptent des morphologies non naturelles, y compris des différences dans la polarité cellulaire et l'attachement de tissu, ayant pour résultat des différences visuelles et fonctionnelles dans les cellules dans les tissus indigènes^5. Les différences sont également apparentes dans la fonctionnalité des cellules, qui peuvent changer l'expression des protéines, conduisant à des modèles de différenciation profondément modifiés, les machines de régulation, et la fonctionnalité cellulaire^5,6^{,7 ,8}.

Le cartilage ECM se compose principalement de collagène de type II fournissant un cadre de matrice, et l'aggrecan, un protéoglycane qui aide à retenir le liquide dans le tissu. D'autres molécules de matrice telles que le collagène de type IV, VI, IX, X, XI, XII, la fibronectin, la protéine oligomeric de cartilage (COMP), le biglycan, la décoration, et la perlecan sont également présentes^9.

Tandis que l'étiologie de l'arthrose reste peu claire^10,11, le début de la maladie est censé être causé par des déséquilibres dans le renouvellement des tissus et les processus de réparation^12,13. La dégradation du cartilage articulaire est une caractéristique de l'arthrose. Les chondrocytes ou les cellules du cartilage-résident dans les tissus environnants augmentent leur libération de cytokines, stimulant la production élevée de protéinases telles que les métalloprotéinases de matrice (MMP) et les aggrecanases, qui augmentent la dégradation de l'ECM de cartilage ¹⁴. Cette dégradation entraîne la libération de petits fragments de protéines uniques appelés néo-épitopes, qui peuvent être quantifiés dans le sérum, l'urine ou le milieu de culture¹⁵. Lors de la formation et de la maturation du collagène, des soi-disant profragments sont également libérés ; ceux-ci peuvent être quantifiés comme mesure de la production de matrice¹⁶.

Le but de ce protocole est d'établir un modèle de cartilage ex vivo pour comparer l'effet de la stimulation et/ou du traitement médicamenteux sur le renouvellement des tissus ECM. Le renouvellement du cartilage est profilé en mesurant les biomarqueurs néoépitope dérivés de la matrice directement dans le milieu de culture conditionné à l'aide d'ELISA : AGNx1 (reflétant l'activité de l'aggrecanase), C2M (reflétant l'activité MMP de matrice) et ProC2 (reflétant le collagène de type II formation). Les résultats peuvent être vérifiés par la coloration histologique de l'ECM, qui visualise également l'organisation des chondrocytes dans les explants individuels. Le protocole décrit peut être employé pour tester l'effet des traitements nouveaux sur la fonction de chondrocyte et le chiffre d'affaires d'ECM de cartilage. Un certain nombre d'études ont utilisé des explants de cartilage pour décrire les processus biologiques ou l'effet de l'intervention sur les explants cytokine-contestés utilisant des approches histologiques ou immunohistochimiques quantitatives, arnAS, expression de protéine, ou protéomique2 ^,17,18. Cependant, ces protocoles ne sont pas du champ d'application du manuscrit actuel.

1. Isolement tissulaire

1. Approvisionnement en tissus
   1. Effectuez toute la section d'approvisionnement en tissu à l'extérieur d'une hotte à flux laminaire dans un environnement aseptique.
   2. De l'abattoir local, obtenir une articulation du genou tibiofemoral bovin frais entier des veaux entre 1,5 et 2 ans.
   3. Disséquez doucement le genou du mollet en enlevant d'abord l'excès de chair, en découvrant les condyles, ménisques, tendons et membrane synoviale. Couper les tendons et la membrane synoviale, ce qui permet à l'articulation de se démembrer. Enlever le ménisque pour exposer les condyles fémoraux.
   4. Isoler les explants de la zone porteuse des condyles fémoraux à l'aide d'un poinçonneur de biopsie de 3 mm et les libérer de la surface articulaire en coupant avec un scalpel parallèle à l'os subchondral et aussi près que possible. La structure dure de l'os subchondral devrait s'assurer que les explants ne contiennent pas de matrice calcifiée. Efforcez-vous pour les explantations à hauteur uniforme.
   5. Entreposez immédiatement les explants dans DMEM/F12- GlutaMAX - 1% P/S culture medium dans un tube de 50 ml ou un plat Petri. Ne mélangez pas les explants de différents genoux de vache, mais restez séparés pour chaque étude.
2. Culture de tissu
   1. Transférer les explants dans une plaque stérile de 96 puits dans une hotte à écoulement laminaire.
   2. Laver les explants 3 fois dans le milieu de culture ou PBS et les culture dans 200 L de milieu de culture par puits jusqu'au début de l'expérience. Utilisez une période de lavage de 1 jour pour synchroniser l'activité cellulaire de biopsie et la libération passive de biomarqueurs.
   3. Culture les explantations jusqu'à 10 semaines dans un incubateur de 37 oC avec 5% de CO₂. Placez toutes les répliques dans chaque groupe en diagonale dans la plaque de culture pour minimiser la variation induite par l'évaporation. Pour éviter davantage l'évaporation du supernatant, ajouter du PBS aux puits extérieurs de la plaque de culture.

2. Le traitement et l'évaluation d'explantation de cartilage bovin

1. Changement et traitement de la culture
   1. Changer le milieu de culture tous les 2-3 jours dans une hotte à flux laminaire.
   2. Si vous appliquez des traitements, préparez-les avant de changer le milieu. Préparer les traitements à la concentration souhaitée dans les puits d'explantation par dilution dans le milieu de culture.
   3. Retirez délicatement le supernatant de chaque puits et transférez-le dans une nouvelle plaque de puits de 96. Entreposer le supernatant avec du ruban adhésif à 20 oC pour l'analyse des biomarqueurs du chiffre d'affaires des tissus et de l'expression des protéines.
   4. Ajouter immédiatement 200 L de milieu de culture frais ou de traitement par puits. Ne laissez pas les explants sécher pendant le changement moyen et assurez-vous que toutes les explants sont complètement immergés dans le nouveau milieu.
2. Coloration de résine
   1. Mesurer l'activité métabolique une fois par semaine comme mesure indirecte de la viabilité cellulaire. Le test de résazurine est un moyen facile d'évaluer si l'activité métabolique des explants se détériore pour une explantation individuelle en raison de la mort cellulaire ou des changements cellulaires. Les explantes dans le milieu de culture seulement ont une lecture relativement stable de resazurin tout au long de la période d'expérience.
   2. Faire une solution de milieu de culture avec 10% de resazurin.
   3. Récoltez le supernatant tel que décrit à l'étape 2.1.3.
   4. Immerger les explantations dans une solution de résine de 10 % pendant 3 h à 37 oC ou jusqu'à ce que les supernatants deviennent violets. Inclure 4 puits sans explants comme commandes d'arrière-plan.
   5. Transférer la solution de resazurin conditionnée et de contrôle de fond sur une plaque de microtimètre noir et mesurer la fluorescence à 540 nm d'excitation/590 nm d'émission.
   6. Laver soigneusement 3 fois dans le milieu de culture ou PBS et immerger les explants dans le milieu de lavage pendant 5-10 min pour permettre à la résine de se diffuser complètement. Ajoutez un nouveau milieu de culture ou des traitements s'ils sont utilisés.

3. Termination, fixation et stockage d'échantillons

1. Fin de la période de culture
   1. Mesurer l'activité métabolique telle que décrite à l'étape 2.2. Ajouter 200 L de PBS par puits.
2. Fixation et stockage
   1. Retirer le PBS, ajouter 200 l de formaldéhyde par puits et laisser reposer 2 h à température ambiante.
   2. Disposer du formaldéhyde et ajouter 200 L de PBS par puits. Couvrir la plaque de ruban adhésif et conserver à 4 oC pour une analyse histochimique. Nous vous recommandons d'effectuer une analyse histochimique dans les 3 mois.

4. Biomarqueurs de rotation des tissus (ELISA)

1. ELISAs concurrents indirects
   1. Enrober une plaque de streptavidine avec la cible-peptide d'analyse biotinylated spécifique diluée 1:100 dans le tampon d'analyse (100 l par puits) pendant 30 min à 20 oC.
   2. Laver 5 fois avec un tampon de lavage standard et ajouter l'échantillon-supernatant (20 L par puits) avec l'anticorps monoclonal primaire contre la cible d'analyse-peptide dilué 1:93.3 pour ProC2 et 1:100 dans le tampon d'analyse pour AGNx1 (100 l par puits) et incuber pendant 2 h à 20 oC avec des secousses pour ProC2 et 3 h à 20 oC pour AGNx1.
      REMARQUE : Le volume de l'échantillon est directement prélevé sur les plaques de supernatant stockées. Si la concentration mesurée est hors de la plage de mesure d'analyse, diluer le supernatant dans une plaque de dilution à fond en V dans PBS ou tampon d'analyse.
   3. Laver 5 fois avec un tampon de lavage standard et incuber avec un anticorps secondaire étiqueté peroxidase dilué 1:100 dans un tampon d'analyse (100 l par puits) pendant 1 h à 20 oC.
   4. Laver 5 fois avec un tampon de lavage standard et incuber en secouant pendant 15 min dans l'obscurité à 20 oC avec de la tétramethylbenzidine (TMB) comme substrat peroxidase (100 l par puits).
   5. Terminez la réaction avec une solution d'arrêt standard, 0,1 M H₂SO₄ (100 l par puits).
   6. Lisez la réaction colorimétrique à 450 nm absorbance à l'aide d'une absorption de référence à 650 nm sur un lecteur de plaque de laboratoire standard.
2. ELISAs compétitifs directs pour la mesure du renouvellement du tissu cartilagineux dans le supernatant
   REMARQUE: Cela quantifie C2M.
   1. Enrober une plaque de streptavidine d'un taux d'analyse biotinylated spécifique dilué 1:100 dans un tampon d'analyse (100 l par puits) pendant 30 min à 20 oC.
   2. Laver 5 fois avec un tampon de lavage et ajouter l'échantillon-supernatant ainsi que 100 l d'anticorps monoclonal étiqueté peroxidase contre la cible d'analyse-peptide dilué 1:100 dans le tampon d'analyse (20 L par puits). Incuber pendant 20 h à 2'8 oC en secouant.
      REMARQUE : Le volume de l'échantillon est directement prélevé sur les plaques de supernatant stockées. Si la concentration mesurée est hors de la plage de mesure d'analyse, diluer le supernatant dans une plaque de dilution à fond en V dans PBS ou tampon d'analyse.
   3. Laver 5 fois avec un tampon de lavage standard et couver avec secouer pendant 15 min dans l'obscurité à 20 oC avec TMB comme substrat peroxidase (100 l par puits).
   4. Terminez la réaction avec une solution d'arrêt standard, 0,1 M H₂SO₄ (100 l par puits).
   5. Lisez la réaction colorimétrique à 450 nm absorbance avec une absorption de référence à 650 nm sur un lecteur de plaque de laboratoire standard.
3. AGNx1 (en)
   1. Quantifier la dégradation de l'aggrecan en mesurant la libération du néo-épitoptop agNx1. Cet analyse ELISA indirecte compétitive vise le peptide aggrecan C-terminal (NITEGE³⁷³) généré par adamTS-4 et 5 clivage. L'anticorps monoclonal reconnaît tous les fragments avec un épitope NITEGE exposé. Les détails expérimentaux de l'essais ont été publiés ailleurs¹⁹.
4. ProC2 (En)
   1. Quantifier la formation de collagène de type II en mesurant la libération du profragment du collagène de type II. Cet analyse ELISA indirecte compétitive cible l'épitopie du propeptide PIIBNP (QDVRQPG) généré par les propeptidases N lors de l'élagage du collagène de type II nouvellement synthétisé. Les détails expérimentaux de l'essais ont été publiés ailleurs¹⁶.
5. C2M (En)
   1. Quantifier la dégradation du collagène de type II en mesurant la libération du fragment de néoépitopène C2M. Cette ELISA compétitive directe reconnaît le peptide C-terminal C clivé MMP (KPPGRDGAAG¹⁰⁵³). Cet analyse diffère de AGNx1 et ProC2 car c'est l'anticorps primaire qui est peroxidase étiqueté et donc, utilisé comme détecteur. Les détails expérimentaux de l'essais ont été publiés ailleurs²⁰.

5. Analyse histologique

1. Infiltration, intégration et coupe
   1. Placez les explants fixes (voir l'étape 3.2) dans des cassettes étiquetées individuellement. Inclure à la fois une étiquette dans les cassettes et les cassettes pour assurer l'identification.
   2. Transférer les cassettes contenant des explantations à un robot culinaire. Ensuite, infiltrer les explantations avec de la paraffine dans une série de déshydratation et d'infiltration de paraffine étapes.
      1. Déshydrater avec 96 % d'éthanol pendant 90 min sans réglage de température. Répétez cette étape 3 fois.
      2. Effacer l'éthanol avec du toluène pendant 90 min sans réglage de température. Répétez cette étape 2 fois.
      3. Effacer l'éthanol avec du toluène pendant 90 min à 60 oC.
      4. Infiltrer avec de la cire de paraffine pendant 30 min à 60 oC.
      5. Infiltrer à l'infiltrer avec de la cire de paraffine pendant 60 min à 60 oC.
      6. Infiltrer avec de la cire de paraffine pendant 90 min à 60 oC.
      7. Pour chaque étape, ajoutez les solutions dans la chambre d'échantillon avec des débits lents de pompage et de pompage sous 33-34 kPa. Exécuter le processus d'infiltration dans un cycle de pression/vide avec un vide maximum de 65 à 70 kPa.
   3. Après l'infiltration, placez les cassettes sur un bloc chauffant pour permettre le retrait minutieux des explants de la cassette. Incorporez délicatement les explantations infiltrées dans des blocs de paraffines individuels. Avec des forceps chauffés, placez les explants avec le cartilage articulaire superficiel et les côtés subchondral d'os perpendiculaires à la surface de coupe, assurant la visualisation des différentes couches de cartilage dans chaque section de spécimen.
   4. Couper des sections de 5 m de paraffines refroidies avec des explantations intégrées sur un microtome. Transférer les sections coupées dans un bain d'eau froide. Si nécessaire, les sections peuvent être séparées à l'aide d'un scalpel ou d'un verre de couverture.
   5. À l'aide d'un toboggan en verre non couché, transférer les sections dans un bain d'eau chaude (50 oC), où les sections se déploient. Soulevez chaque section sur un toboggan de couverture étiqueté et placez-les sur une plaque chaude pendant 30 min.
   6. Placer les toboggans dans un panier et les incuber à 60 oC pendant 1 h, puis les garder toute la nuit à 37 oC. Par la suite, entreposez les glissières dans des contenants fermés à 4 oC jusqu'à ce qu'elles soient tachées.
2. Safranin O/Fast Green coloration et visualisation
   1. Placer les toboggans pour les souir dans un panier et les couver à 60 oC pendant 1 h.
   2. Préparer et filtrer tous les réactifs à l'intérieur d'un filtre de 0,45 mm.
   3. En préparation de la coloration, versez les réactifs filtrés dans des béchers à un volume qui permet aux solutions de couvrir complètement les diapositives lors de l'immersion du panier. Les béchers utilisés nécessitaient un volume de 250 ml pour couvrir les glissières.
   4. Déparaffiniser les lames fondues en submergeant le panier dans du toluène pendant 10 min deux fois, 99 % d'éthanol deux fois, 96 % d'éthanol deux fois et 70 % d'éthanol deux fois. Ensuite, hydrater les toboggans dans l'eau pendant 2 min.
   5. Tainr les toboggans déparaffinisés et hydratés en submergeant le panier dans la solution d'hématoxyline de fer de Weigert (pH 1,5) pendant 10 min, tremper dans 1 % de HCl une fois, et rincer à l'eau courante du robinet pendant environ 5 minutes ou jusqu'à ce que l'excès de couleur ait disparu.
   6. Ensuite, tachez dans la solution Fast Green de 0,05% (pH: 5,75) pour 5 min, trempez dans 1% CH₃COOH une fois, et tachez dans 0,1% Safranin O (pH: 6,5) pour 20 min.
   7. Déshydrater et effacer les lames en trempant deux fois dans 70 % d'éthanol, 96 % d'éthanol pour 2 min deux fois, 99 % d'éthanol pendant 2 min deux fois et le toluène 2 min deux fois.
   8. Montez les lames de verre non couchées avec le milieu résineux couvrant les glissières d'histologie.

Les explants bovins en profondeur ont été isolés, cultivés et traités pendant 3 semaines(figure 1). Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du traitement 3 fois par semaine. Une fois par semaine, l'activité métabolique a été mesurée par l'analyse de resazurin. Les biomarqueurs du chiffre d'affaires de l'ECM ont été mesurés dans le supernatant récolté à partir de la plaque de culture 3 fois par semaine. Les explantations ont été divisées en 4 groupes pour le traitement : 1) Oncostatin M et TNFMD (O-T); 2) O-T et GM6001 (GM6001); 3) Insuline comme facteur de croissance-1 (IGF-1); et 4) un contrôle sans traitement (w/o).

Activité métabolique.

Pour les quatre groupes, l'activité métabolique a été relativement stable tout au long des 3 semaines(figure 2A). Il y avait une tendance pour IGF-1 à augmenter l'activité métabolique légèrement au-dessus du groupe de w/o et pour que les groupes d'O-T la diminuent. L'assay de resazurin a été employé pour évaluer facilement l'activité des chondrocytes dans chaque explante et pour évaluer indirectement la viabilité de cellules sans extraire des explants de l'expérience. Si une explante montre une baisse substantielle de l'activité métabolique au cours de l'expérience, l'explantation peut être exclue d'une analyse plus approfondie.

Traitement catabolique.

L'O-T a été appliqué 3 fois par semaine sur les puits de culture pour enquêter sur la dégradation du cartilage médié par l'OT (Figure 3, Figure 4). La dégradation du collagène de type II à médiation MMP et la dégradation de l'aggrecan médié par l'aggrecan à médiation acérée ont été évaluées par les ELISA C2M et AGNx1. La dégradation du collagène de type II a augmenté les jours 7-21(figure 3A) et la dégradation de l'aggrecan des jours 3-14 (figure 4A) par rapport au groupe w/o. Lors de l'ajout de GM6001 (un inhibiteur MMP à large spectre) en combinaison avec le traitement O-T, la version C2M à médiation O-T a été bloquée (figure 3A,B). Une diminution de la libération d'AGNx1 a été observée lors de l'ajout de GM6001 les jours 3-7, mais la libération AGNx1 culmine le jour 10 à des niveaux similaires à ceux du groupe O-T(figure 4A),ce qui indique que le GM6001 ne fait que diminuer la dégradation des aggrecans dans une mesure limitée. Ce modèle dans la libération d'AGNx1 et de C2M est l'image générale observée dans le modèle de cartilage bovin stimulé avec O-T. Tout d'abord, AGNx1 est libéré à partir d'environ jour 3 et culmine aux jours 10-14, ce qui représente une dégradation précoce de l'aggrecan. Ensuite, après 2 semaines de culture avec O-T, la dégradation du collagène de type II est observée telle que mesurée par le biomarqueur C2M.

Traitement anabolisant.

Pour étudier comment la stimulation anabolisante module le chiffre d'affaires d'ECM de cartilage, l'insuline comme le facteur de croissance-1 (IGF-1) a été appliquée 3 fois par semaine aux explants plein-profondeur de bovin. L'effet de l'IGF-1 sur les explants de cartilage a été principalement observé sur les mesures de la formation de collagène de type II, évaluée par ProC2, comme prévu pour les stimuli anabolisants (Figure 5). Jour 0 dans ce modèle montre toujours des mesures ProC2 élevées, peut-être comme une réaction à l'extraction d'échantillons. Ces niveaux élevés diminuent considérablement et se stabilisent par rapport aux jours 7-21. Lors du traitement avec IGF-1, les niveaux de ProC2 diminuent moins que ceux observés dans le groupe w/o, ce qui indique que l'IGF-1 stimule la formation de collagène de type II dès le jour 7 (figure 5B). Les graphiques ProC2 montrent également la variation biologique des vaches. Des explants de deux vaches ont été utilisés dans ces expériences avec 6 explants par vache et par groupe. La première vache avait un cartilage plus épais et a généré de plus grandes explants, ce qui a entraîné des niveaux plus élevés de ProC2 à la ligne de base, tandis que la deuxième vache était plus petite avec un cartilage plus mince, ce qui a entraîné des niveaux plus faibles de ProC2 à la ligne de base. Pour les groupes w/o, IGF-1 et O-T, les niveaux De ProC2 représentés représentent la moyenne des explants des deux vaches, mais le GM6001 n'a été mesuré que chez la deuxième vache avec des explants plus minces. Ainsi, le groupe GM6001 a commencé avec des niveaux plus bas De ProC2 au jour 0, ce qui est évident dans la zone ProC2 sous la courbe (AUC) (Figure 5C). La normalisation des valeurs ProC2 au jour 0 en tient compte de la variance biologique, montrant ainsi l'efficacité du traitement (Figure 5B,D).

Des colorations histologiques safranine O et Fast Green ont été réalisées pour visualiser la teneur en protéoglycane et la structure du cartilage de l'explantation tout au long de l'expérience (Figure 6). Les jours 0, 7, 14 et 21, les explantations du groupe w/o, IGF-1 et O-T ont été fixées pour la coloration histologique (Figure 6). Le groupe w/o et IGF-1 semblaient avoir une intensité de coloration Safranin O similaire à l'explantation du jour 0 tout au long de l'expérience, ce qui est corrélé avec les résultats des biomarqueurs montrant qu'aucun des deux groupes n'a augmenté la libération d'AGNx1 (figure 4). Le traitement avec O-T a eu comme conséquence la perte substantielle de contenu de protéoglycan le jour 7 et la perte complète le jour 21. En outre, l'intensité de coloration vert rapide diminue des jours 14-21, indiquant une perte de collagène en alignement avec les résultats de C2M.

Figure 1 : Aperçu schématique de la méthode du cartilage bovin.
Le jour 1, des condyles fémoraux bovins ont été isolés de l'articulation tibiofémoral postérieure. Des explants de cartilage de pleine profondeur ont été libérés des condyles avec un perforeur de scalpel et de biopsie. Les explants extraits ont été lavés et transférés dans une plaque stérile de culture de puits 96. Les jours 0, 3, 5, 7, 10, 12, 14, 17, 19 et 21, le supernatant a été récolté à partir de la plaque de culture, transféré dans une plaque de stockage, et conservé à 20 oC, comme l'illustre l'étape 1 du changement moyen. Le supernatant stocké a été plus tard décongelé pour la mesure des biomarqueurs de rotation de tissu par des essais spécifiques d'ELISA. Dans L'étape 2 du changement moyen, après avoir enlevé le supernatant, un nouveau milieu de culture contenant les différents traitements ou aucun traitement pour les explants témoins a été appliqué. Les jours 0, 7, 14 et 21, les explantations ont été incubées avec une solution de resazurin de 10% pendant 3 h après la récolte du supernatant. Le supernatant de resazurin de 10% a été transféré à une plaque noire de 96 puits où la réaction colorimétrique a été mesurée. Les puits de culture ont été lavés 3 fois avant que le nouveau milieu de culture avec ou sans traitement n'ait été ajouté aux explants comme indiqué dans l'étape 2 de changement moyen. Le jour 21, après la récolte de la mesure de supernatant et de resazurin, les explants ont été fixés par incubation avec le formaldéhyde pendant 2 h. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Activité métabolique mesurée par la résine.
Les explants de cartilage de pleine profondeur de bovin ont été isolés et cultivés pendant 3 semaines. Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du nouveau traitement 3 fois par semaine (n ' 12 explants de 2 vaches). Le traitement s'est composé de l'IGF-1 [100 ng/mL], de l'OSM et du TNFM (O-T) [10/20 ng/mL], et de l'O-T [10/20 ng/mL] et du GM6001 (GM6001) [10 'M]. Un groupe témoin sans traitement (w/o) a été inclus. Pour le groupe w/o, IGF-1 et O-T, l'erreur moyenne et standard de la moyenne (SEM) de 12 répliques de 2 vaches (6 répliques par vache) est montrée. Pour le groupe GM6001, la moyenne et LEM de 6 répliques de 1 vache sont montrées. (A) Activité métabolique mesurée par la résine. (B) Zone sous la courbe (AUC) pour les jours 0-21 pour les graphiques d'activité métabolique montrés dans (A). p .0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : Dégradation du collagène de type II mesurée par C2M.
Les explants de cartilage de pleine profondeur de bovin ont été isolés et cultivés pendant 3 semaines. Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du nouveau traitement 3 fois par semaine. Le traitement s'est composé de l'IGF-1 [100 ng/mL], de l'OSM et du TNFM (O-T) [10/20 ng/mL], et de l'O-T [10/20 ng/mL] et du GM6001 (GM6001) [10 'M]. Un groupe témoin sans traitement (w/o) a été inclus. Pour les groupes w/o, IGF-1 et O-T, la moyenne et le SEM de 12 répliques de 2 vaches (6 répliques par vache) sont indiqués. Pour le groupe GM6001, la moyenne et LEM de 6 répliques de 1 vache sont montrées. (A) Mesures C2M. Le niveau d'importance statistique de w/o a été calculé par des mesures répétées (RM) anoviebidirection nais avec le test de comparaison multiple de Sidak. (B) AUC pour les jours 0-21 pour les graphiques C2M montrés dans (A). L'importance statistique a été calculée par le test Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn. p .0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4 : Dégradation de l'Aggrecan mesurée par AGNx1.
Les explants de cartilage de pleine profondeur de bovin ont été isolés et cultivés pendant 3 semaines. Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du nouveau traitement 3 fois par semaine. Le traitement s'est composé de l'IGF-1 [100 ng/mL], de l'OSM et du TNFM (O-T) [10/20 ng/mL], et de l'O-T [10/20 ng/mL] et du GM6001 (GM6001) [10 'M]. Un groupe témoin sans traitement (w/o) a été inclus. Pour le groupe w/o, IGF-1 et O-T, la moyenne et le SEM de 12 répliques de 2 vaches (6 répliques par vache) sont indiqués. Pour le groupe GM6001, la moyenne et LEM de 6 répliques de 1 vache sont montrées. (A) Mesures AGNx1. Le niveau de signification statistique de w/o a été calculé par RM aVA bidirectionnel avec le test de comparaison multiple de Sidak. (B) AUC pour les jours 0-21 pour les graphiques AGNx1 indiqués dans (A). L'importance statistique a été calculée par le test Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn. P'gt; 0.01,'p 'gt; 0.001,'p 'gt' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5 : Formation de collagène de type II mesurée par ProC2.
Les explants de cartilage de pleine profondeur de bovin ont été isolés et cultivés pendant 3 semaines. Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du nouveau traitement 3 fois par semaine. Le traitement s'est composé de l'IGF-1 [100 ng/mL], de l'OSM et du TNFM (O-T) [10/20 ng/mL], et de l'O-T [10/20 ng/mL] et du GM6001 (GM6001) [10 'M]. Un groupe témoin sans traitement (w/o) a été inclus. Pour le groupe w/o, IGF-1 et O-T, la moyenne et le SEM de 12 répliques de 2 vaches (6 répliques par vache) sont indiqués. Pour le groupe GM6001, la moyenne et LEM de 6 répliques à partir de 1 vache re montré. (A) Mesures ProC2 des jours 0-21. (B) Valeurs ProC2 normalisées au jour 0 des mesures pour chaque explantation individuelle. Les résultats proC2 bénéficient souvent de la normalisation du jour 0 pour découvrir l'effet de traitement qui peut être déguisé par les niveaux élevés de biomarqueurs le jour 0. Dans A et B, le niveau de signification statistique a été calculé par RM bidirectionnel ANOVA avec le test de comparaison multiple de Sidak. (C) AUC pour les jours 0-21 pour les graphiques ProC2 montrés dans (A). (D) AUC pour les jours 0-21 pour le jour 0 normalisé graphiques ProC2 montrés dans (B). Dans C et D, la signification statistique a été calculée par le test Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn. P'gt; 0.01,'p 'gt; 0.001,'p 'gt' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6 : Visualisation histologique du contenu protéoglycane par safranin O/Fast Green taining.
Les explants de cartilage de pleine profondeur de bovin ont été isolés et cultivés pendant 3 semaines. Le milieu de culture a été changé avec l'ajout du nouveau traitement 3 fois par semaine. Le traitement se composait de l'IGF-1 [100 ng/mL] et de l'OSM et de l'OSM (O-T) [10/20 ng/mL]. Un groupe témoin sans traitement (w/o) a été inclus. Les jours 0, 7, 14 et 21, les explants étaient fixés, infiltrés avec de la paraffine, encastrés dans la paraffine, tranchés, placés sur des lames de couverture, et tachés d'hématoxylin, de Safranin O et de Fast Green. Pour chaque groupe de traitement et chaque point de temps, une explantation représentative est montrée. La barre d'échelle indiquée dans l'échantillon de base (jour 0) représente 200 m. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Le protocole présenté ici pour le profilage du renouvellement des tissus cartilagineux dans les explants de cartilage bovin peut être utilisé pour caractériser les effets de traitement de nombreux types de médicaments, y compris les inhibiteurs des voies intracellulaires inflammatoires, inhibiteurs de protéolytiques, ou facteurs de croissance anabolisants.

Deux configurations différentes ont été décrites dans ce protocole : une configuration anabolisante où des explants ont été stimulés avec le facteur de croissance insuline-comme 1 (IGF-1), et une configuration catabolique comprenant la stimulation avec TNF-alpha et Oncostatin M, dans laquelle le chiffre d'affaires de tissu peut être inhibé à l'aide d'un inhibiteur MMP à large spectre. La principale production de cette méthode est la quantification des biomarqueurs néoépitopènes directement dans le milieu conditionné, qui est récolté tout au long de la période de culture. Plusieurs biomarqueurs peuvent être mesurés dans le supernatant, permettant le profilage simultané de différents processus cataboliques et anabolisants dans le même échantillon. La coloration histologique avec Safranin O/Fast Green a été utilisée pour valider les résultats de l'analyse des biomarqueurs. Oncostatin M, TNF-alpha, et IGF-1 ont été employés pour décrire le protocole ; cependant, la méthode n'est pas limitée aux stimulateurs spécifiques de cytokine et ceux-ci peuvent facilement être échangés contre d'autres selon l'hypothèse ou le traitement d'essai.

L'interprétation de la sortie de biomarqueur est un exercice temporel dû aux changements dynamiques dans la fonction de chondrocyte et les profils d'expression avec la stimulation anabolisante ou catabolique au fil du temps. Dans les explants non traités, la formation de collagène de type II mesurée par le biomarqueur ProC2 diminue rapidement dans les 7-10 premiers jours. La stimulation avec l'IGF-1 ou des facteurs de croissance semblables maintient la libération de ProC2 dans le milieu conditionné à un niveau comparable à la ligne de base ; ainsi, le déclin est plus progressif, et la libération est augmentée par rapport aux explants non traités. Dans une configuration catabolique, les cytokines pro-inflammatoires induisent l'expression accrue des protéases par le chondrocyte dans les jours 0-14 ; il s'agit principalement d'aggrecanases. Cela provoque une augmentation initiale importante des fragments de protéines dérivés de l'aggrecanase, y compris AGNx1. Aux stades ultérieurs de la culture, les chondrocytes expriment plus de MMP, ce qui conduit à la libération de marqueurs générés par MMP, tels que C2M, autour du jour 14 et à partir. Ainsi, afin de profiler l'effet d'un traitement, il est important de mesurer les biomarqueurs dans le bon intervalle de temps.

Comme décrit, le traitement avec des cytokines inflammatoires tels que le cocktail O-T causera la dégradation de tissu de cartilage au fil du temps. Le pool total d'ECM est limité par la taille de l'explante et doit être pris en compte lors de l'analyse du profil des biomarqueurs. Par conséquent, après l'augmentation initiale de la libération de biomarqueurs, les niveaux peuvent diminuer avec le temps simplement en raison de la réduction de la quantité restante d'évènement.

Auparavant, l'arthrose était principalement considérée comme une maladie du cartilage articulaire. Cependant, des études récentes suggèrent que l'arthrose devrait être considérée comme une maladie de l'ensemble de l'articulation, où les changements précoces liés à la maladie dans les compartiments articulaires individuels, le synovium, l'os et le cartilage, se produisent en parallèle, et au fil du temps entraîner une défaillance articulaire^{12 ,21}. Il est donc important de reconnaître que dans ce système modèle, le cartilage est isolé du reste de l'articulation (et de l'organisme), limitant l'influence des effets d'interaction tissulaire et des facteurs systémiques qui peuvent réguler l'homéostasie du tissu. Il s'agit plutôt d'une culture simplifiée de tissus uniques où des conditions contrôlées expérimentalement peuvent être modulées pour détecter des changements pathologiques ou interventionnels au tissu à l'aide de techniques biochimiques, de biomarqueurs ou de visualisation histologique. En raison de l'architecture du cartilage, la variation du nombre de cellules, de la composition de la matrice et de la variation de la quantité est prévue à la fois entre les explants et entre les sources tissulaires. Étant donné que l'ampleur relative de la production de biomarqueurs peut être différente d'une expérience à l'autre, il est recommandé de normaliser les ensembles de données pour une meilleure comparaison.

Pour assurer le moins de variation possible et les meilleurs résultats, il est important d'utiliser le cartilage des genoux qui sont aussi frais que possible, de préférence entre 1 et 24 h après la boucherie. L'isolement du tissu cartilagineux doit être fait d'une manière homogène avec des explants étant à peu près la même épaisseur. Les explantes doivent être isolées des zones de cartilage épais, en évitant les zones les plus proches du milieu. Le tissu doit toujours être humide pour éviter la mort cellulaire et la décomposition de la matrice. La durée de l'expérience³, le temps entre les changements moyens, le moment de la stimulation cytokine, et les intervalles de traitement peuvent être ajustés pour s'adapter au mode d'action hypothétique du composé ou du mécanisme individuel.

CST, ACBJ et MK sont des employés de Nordic Bioscience. ACBJ et MK détiennent des actions de Nordic Bioscience. Les autres auteurs n'ont rien à divulguer.

Les auteurs remercient le personnel technique de Nordic Bioscience pour son soutien en laboratoire, ainsi que la Fondation danoise de la recherche pour son soutien général à notre recherche.