Intrakamerale Injektion bei Ratten mit geringem Risiko für Nebenwirkungen

Dieses Protokoll beschreibt eine Technik zur intrakameralen Injektion bei Ratten unter Verwendung eines zentralen Hornhautschnitts und eines langen Tunnels in die Vorderkammer. Diese Injektionsmethode minimiert das Risiko einer versehentlichen Gewebeschädigung und verbessert dadurch die Präzision und Reproduzierbarkeit.

Die intrakamerale Injektion ist eine Standardverabreichungsroutine in der Augenheilkunde. Die Anwendung der intrakameralen Injektion bei Nagetieren zu Forschungszwecken ist aufgrund der begrenzten Abmessungen und der Anatomie des Auges, einschließlich des kleinen Kammerwasservolumens, der Linsenkrümmung und der Linsendicke, eine Herausforderung. Mögliche Schäden während intrakameraler Injektionen führen zu unerwünschten Wirkungen und experimenteller Variabilität. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur intrakameralen Injektion bei Ratten, das Präzision und Reproduzierbarkeit ermöglicht.

Als Versuchsmodelle wurden Sprague-Dawley-Ratten verwendet. Da die Linsenposition bei Ratten in die Vorderkammer hineinragt, ist eine Injektion aus der Peripherie, wie sie beim Menschen erfolgt, ungünstig. Daher wird mit einer 31 Gauge 0,8 mm Stilettoklinge ein Schnitt im zentralen Hornhautbereich erstellt, um einen selbstdichtenden Tunnel in die Vorderkammer zu bilden. Ein Schnitt in einem flachen Winkel ermöglicht es, einen langen Tunnel zu schaffen, der den Verlust des Kammerwassers und die Flachheit der Vorderkammer minimiert. Eine 34-Gauge-Nanonadel wird zur Injektion in den Tunnel eingeführt. Dies ermöglicht eine Durchdringung mit minimalem Reibungswiderstand und vermeidet das Berühren der Linse. Die Injektion von Trypanblau ermöglicht die Visualisierung des Vorhandenseins des Farbstoffs in der Vorderkammer durch Schlitzmikroskopie und schließt Leckagen aus. Die Bioverfügbarkeit in der Hornhautendothelschicht wird durch die Injektion von Hoechst-Farbstoff nachgewiesen, der die Kerne der Hornhautendothelzellen nach der Injektion färbte.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Protokoll ein Verfahren zur genauen intrakameralen Injektion bei Ratten implementiert. Dieses Verfahren kann für die intrakamerale Verabreichung verschiedener Medikamente und Verbindungen in experimentellen Rattenmodellen verwendet werden, wodurch die Effizienz und Reproduzierbarkeit der ophthalmologischen Forschung erhöht wird.

Die Bioverfügbarkeit von Verbindungen, die durch topische Verabreichung an die Augenoberfläche abgegeben werden, ist stark begrenzt und liegt in der Regel <5 %¹. Verbindungen, die durch Augentropfen verabreicht werden, werden hauptsächlich durch Drainage, induzierte Tränenfluss, Tränenflüssigkeitsumsatz und Bindehautabsorption ausgeschieden. Darüber hinaus wird die Permeation von Verbindungen durch die Augenoberfläche durch die Hornhaut-Konjunktiva-Barriere stark eingeschränkt ^1,2,3. Die Hornhaut besteht aus drei Hauptschichten: dem äußersten Epithel, dem intermediären Stroma und dem innersten Endothel. Das oberflächliche Hornhautepithel ist durch starke Tight Junctions miteinander verbunden und erzeugt einen hohen parazellulären Widerstand, der die Hauptbarriere für die Durchlässigkeit der Substanz darstellt. Mehrere Epithelschichten begrenzen zusätzlich die Permeation von hydrophilen und großen Molekülen durch die Interzellularräume des Hornhautepithels. Das Stroma, das dem Epithel folgt, besteht aus Kollagenfasern und enthält wässrige Poren. Im Gegensatz zum Hornhautepithel ermöglicht das Stroma die Bewegung von hydrophilen Arzneimitteln; Es ist jedoch sehr undurchlässig für lipophile Verbindungen ^1,2,3. Zusammen stellen das Hornhautepithel und die Stromaschichten wichtige Gewebebarrieren dar, die die Absorption von Arzneimitteln begrenzen. Es wird nicht davon ausgegangen, dass das Hornhautendothel den Medikamententransport einschränkt.

Eine Alternative zur Hornhautverabreichung ist die Bindehaut. Die Bindehaut ist eine Multiepithelschicht, die die Innenseite der Augenlider und den vorderen Teil der Sklera bedeckt. Die Bindehaut zeichnet sich durch weniger Tight Junctions als das Hornhautepithel aus, was eine bessere Permeabilität von hydrophilen Arzneimitteln ermöglicht. Die Vaskularisierung der Bindehaut führt jedoch zu einer systemischen Resorption eines großen Teils der verabreichten Moleküle, was wiederum die Bioverfügbarkeit der in die Vorderkammer abgegebenen Verbindungen stark einschränkt ^1,2. Eine effiziente Möglichkeit, die Barrieren der äußeren Augenpermeabilität zu umgehen, besteht darin, das Medikament direkt in den interessierenden Bereich zu verabreichen. Zum Beispiel ist die intravitreale Injektion für die Verabreichung in den Glaskörper^{üblich 4}. Ebenso wird die intrakamerale Injektion für die Verabreichung in die Vorderkammer⁵ verwendet. Die Etablierung einer effizienten Konzentration in der Vorderkammer ist entscheidend für verschiedene klinische Situationen, wie z. B. die Behandlung von Infektionen durch intrakamerale Injektion von Antibiotika und postoperative entzündungshemmende Behandlungen bei Kataraktoperationen. Trotz des Vorteils der verbesserten Bioverfügbarkeit der Substanz, die durch die intrakamerale Injektion gewährt wird, gibt es große Sicherheitsbedenken, die berücksichtigt werden sollten. Zum Beispiel kann die intrakamerale Injektion von Medikamenten einen erhöhten Augeninnendruck, ein toxisches Vordersegmentsyndrom und ein toxisches Endothelzellzerstörungssyndrom induzieren ^5,6. Daher ist es wichtig, in präklinischen Studien die Wirksamkeit und Sicherheit von Arzneimitteln, die durch intrakamerale Injektionen verabreicht werden, sorgfältig zu bewerten, um die Behandlungseffizienz zu maximieren und mögliche Nebenwirkungen bei Patienten zu minimieren.

Experimentelle Tiermodelle sind in präklinischen Studien unverzichtbar, um neue Therapien zu untersuchen. Kleine Nagetiere wie Mäuse und Ratten sind die am häufigsten verwendeten Versuchstiere für solche Zwecke. Diese Tiere weisen zahlreiche Ähnlichkeiten mit der menschlichen Anatomie und Physiologie auf und liefern wertvolle Erkenntnisse. Darüber hinaus ist ihr Einsatz aufgrund ihrer geringen Größe, der einfachen Wartung, der schnellen Trächtigkeit und der Fähigkeit, eine große Anzahl von Nachkommen zu produzieren, wirtschaftlich vorteilhaft⁷.

Trotz der weit verbreiteten Verwendung kleiner Nagetiere in Modellen für Augenkrankheiten stellen ihre einzigartigen Augenabmessungen und ihre Anatomie erhebliche Herausforderungen bei experimentellen Manipulationen dar. So werden beispielsweise Verfahren wie intrakamerale Injektionen, die beim Menschen relativ einfach sind, bei Mäusen und Ratten technisch anspruchsvoll. Die Herausforderungen ergeben sich aus Faktoren wie dem geringen Volumen des Kammerwassers, der relativ großen und unflexiblen Linse und der obstruktiven Positionierung und Krümmung der Linse in den Augen der Nagetiere (Abbildung 1)⁸. Diese Herausforderungen erhöhen das Risiko von Schäden bei intrakameralen Injektionen bei Nagetieren, was zu potenziellen Nebenwirkungen führt und zu experimenteller Variabilität führt, die sich auf die Gültigkeit der Studienschlussfolgerungen auswirken kann. In unserer Forschung ist es uns gelungen, ein Verfahren zur sicheren intrakameralen Injektion bei Ratten zu entwickeln. Bei dieser Technik wird ein langer, flacher, selbstdichtender Tunnel in der Hornhaut in die Vorderkammer geschaffen. Diese Methode gewährleistet nicht nur die Präzision, sondern verbessert auch die experimentelle Reproduzierbarkeit und löst die Probleme, die mit Injektionstechniken bei kleinen Nagetieren verbunden sind.

Abbildung 1: Schematische Darstellung der anatomischen Merkmale des vorderen Augenabschnitts des Auges von Ratte und Mensch. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Die Versuche im Protokoll wurden vom Nationalen Genehmigungsausschuss für Tierwissenschaften genehmigt und entsprechen der ARVO-Erklärung zur Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung. Weibliche Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 8-10 Wochen wurden für die vorliegende Studie verwendet und 12/12 h Hell-Dunkel-Zyklen ausgesetzt. Die Tiere wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle).

1. Vorbereitung der Tiere

1. Bereiten Sie eine Anästhesiemischung aus Ketamin (80 mg/kg Körpergewicht in 0,8 ml) und Xylazin (4 mg/kg Körpergewicht in 0,2 ml) vor und injizieren Sie es intraperitoneal in einer einzigen Injektion, um die Ratten zu betäuben.
2. Injizieren Sie das Analgetikum Buprenorphin (0,03 mg/kg) intraperitoneal in einer einzigen Injektion.
3. Tragen Sie ein topisches Augenanästhetikum 0,4% Oxybuprocain auf beide Augen auf.

2. Erstellen eines selbstdichtenden Hornhauttunnels

1. Stabilisieren Sie das Auge, indem Sie die obere Sklera mit einer chirurgischen Augenzange an der vertikalen Mittellinie neben dem hornhautnahen Übergang halten.
2. Unter einem Operationsmikroskop wird eine sterile Stilettoklinge von 0,8 mm und 31 g in der parazentralen Hornhautregion in der vertikalen Mittellinie (über der Mitte der Pupille) in einer flachen Position in einem Winkel platziert, der so nah wie möglich an der Horizontalen liegt (Abbildung 2).
3. In dieser Position punktieren Sie die Hornhaut, um einen Schnitt zu machen und einen langen Tunnel (2-3 mm) zu schaffen, bis er in den zentralen Bereich der Vorderkammer eindringt. Vermeiden Sie es, das Objektiv zu berühren (Abbildung 2).
   HINWEIS: Ein erfolgreicher Tunnel führt nicht zum Austreten des Kammerwassers und zur Flachheit der Vorderkammer.
4. Tragen Sie topische 0,3 % Loxocinsäure und 0,1 % Dexamethason auf das injizierte Auge auf.
5. Untersuchen Sie unter Schlitzmikroskopie wie folgt.
   1. Beobachten Sie die Tiefe der vorderen Kammer des injizierten Auges im Vergleich zum nicht injizierten Auge.
      HINWEIS: Die Tiefe sollte ähnlich sein.
   2. Beobachten Sie die Linse des injizierten Auges im Vergleich zum nicht injizierten Auge.
      HINWEIS: Das Objektiv sollte klar sein. Die Opazität kann auf eine Beschädigung der Linse während des chirurgischen Eingriffs hinweisen.

Abbildung 2: Schematische Darstellung der Klinge sowie des Schnittwinkels und der Schnittposition. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

3. Option 1: Intrakamerale Injektion von Trypanblau zur Beurteilung der erfolgreichen Injektion in die Vorderkammer

1. Laden Sie 5 μl Trypanblau in eine sterile 10 μl Glasspritze von Hamilton mit einer stumpfen 34-G-Nadel.
   HINWEIS: Die Injektion von Trypanblau wird als Mittel zur Bewertung des Erfolgs der Injektion während der Modellkalibrierung oder der Einrichtungsphase beschrieben. In den Versuchsanordnungen kann die Spritze mit einer Lösung der Verbindung der Wahl beladen werden.
2. Führen Sie die geladene Spritzennadel durch den in Abschnitt 2 geschaffenen Tunnel in die Vorderkammer ein.
3. Injizieren Sie und halten Sie die Nadel nach der Injektion 2-3 Sekunden lang an Ort und Stelle, bis die gesamte Flüssigkeit verschwunden ist.
4. Entfernen Sie die Nadel, indem Sie sie vorsichtig und langsam herausziehen, um ein Auslaufen aus dem Hornhauttunnel zu vermeiden.
5. Unter Schlitzmikroskopie untersuchen. Bewerten Sie die Tiefe der Vorderkammer, um eine Flachheit auszuschließen, und überprüfen Sie das Vorhandensein von Trypanblau in der Vorderkammer.
6. Wiederholen Sie die Schlitzuntersuchung nach 24 h, 48 h und 72 h.

4. Option 2: Intrakamerale Injektion von Hoechst zur Beurteilung der Bioverfügbarkeit von injiziertem Material in die Endothelzellschicht

1. Geben Sie 5 μl Hoechst in eine sterile 10-μl-Glasspritze von Hamilton mit einer stumpfen 34-G-Nadel.
   HINWEIS: Die Injektion von Hoechst wird als Mittel zur Bewertung der Bioverfügbarkeit von injiziertem Material durch Aufnahme in die Endothelzellschicht beschrieben und ist während der Modellkalibrierung oder der Einrichtung nützlich. In den Versuchsanordnungen kann die Spritze mit einer Lösung der Verbindung der Wahl beladen werden.
2. Führen Sie die geladene Spritzennadel durch den in Abschnitt 2 geschaffenen Tunnel in die Vorderkammer ein.
3. Injizieren Sie und halten Sie die Nadel nach der Injektion 2-3 Sekunden lang an Ort und Stelle, bis die gesamte Flüssigkeit verschwunden ist.
4. Entfernen Sie die Nadel, indem Sie sie vorsichtig und langsam herausziehen, um ein Auslaufen aus dem Schnitt des Hornhauttunnels zu vermeiden.
5. Etwa 15-20 Minuten nach der Injektion euthanasieren Sie die Ratten durch intraperitoneale Injektion von 500 mg/kg Natriumpentobarbiton.
6. Enukleieren Sie beide Augen und isolieren Sie die Hornhaut. Sammeln Sie die nicht injizierte Hornhaut als Kontrolle.
7. Färben Sie beide Hornhäute mit 0,5 % Alizarin Rot S gemäß den Anweisungen des Herstellers, um Endothelzellen zu identifizieren.
8. Untersuchen Sie unter einem Lichtmikroskop, um die Alizarinrot-Färbung von Endothelzellen abzubilden, und unter einem Fluoreszenzmikroskop, um die Hoechst-Färbung im Vergleich zur nicht injizierten Hornhaut als Kontrolle zu beobachten.

Sprague Dawley-Ratten wurden intracameral mit 5 μl Trypanblau gemäß dem oben beschriebenen Protokoll injiziert. Die Spaltlampenuntersuchung unmittelbar nach der Injektion zeigte, dass die Kammer mit Trypanblau gefärbt war, was darauf hindeutet, dass das injizierte Material die Vorderkammer erreicht hatte (Abbildung 3). Darüber hinaus war die Tiefe der vorderen Kammer intakt, was darauf hindeutet, dass die Injektion kein Austreten des Kammerwassers und keine Flachheit der Kammer verursachte.

Abbildung 3: Intakte Vorderkammer nach intrakameraler Injektion. Trypanblau wurde in die vordere Kammer der Ratte injiziert. Die spaltmikroskopische Untersuchung zeigt das Vorhandensein von Trypanblau ohne Leckage oder Flachheit der Vorderkammer. Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Als nächstes wurde Hoechst, ein zellpermeabler Fluoreszenzfarbstoff, der DNA bindet und Zellkerne färbt, injiziert, um die Bioverfügbarkeit von Arzneimitteln zu bewerten, die über den beschriebenen intrakameralen Injektionsweg verabreicht werden. Die Aufnahme von Hoechst durch Endothelzellen wurde 15 min nach der Injektion durch Isolierung der Hornhaut und Beobachtung unter einem Fluoreszenzmikroskop untersucht. Zur Identifizierung von Endothelzellen wurden die Hornhäute mit Alizarin Red S gefärbt, das die interzellulären Grenzen der Endothelzellschicht färbt.  Als Kontrolle untersuchten wir das nicht injizierte Auge derselben Ratte. Unsere Ergebnisse zeigen, dass die Endothelzellschicht nach der Injektion intakt war, was dafür spricht, dass das beschriebene Verfahren das Endothel nicht schädigt. Darüber hinaus waren Endothelzellen positiv für die Hoechst-Kernfärbung, was die Aufnahme des injizierten Hoechst nach intrakameraler Injektion zeigt (Abbildung 4).

Abbildung 4: Bioverfügbarkeit von intrakameral injiziertem Material in die Endothelzellschicht. Hoechst wurde in die Vorderkammer der Ratte injiziert. Die Hornhaut wurde 15 Minuten nach der Injektion isoliert, mit Alizarin Red S gefärbt, um Endothelzellen zu beobachten, und unter einem Fluoreszenzmikroskop abgebildet, um die Hoechst-Färbung zu beobachten. Overlay-Bilder zeigen die nukleäre Hoechst-Färbung in Hornhaut-Endothelzellen. Maßstabsbalken = 50 μM. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Präklinische Forschungsmodelle sollten eine kontrollierte und reproduzierbare Umgebung bieten, um die Zuverlässigkeit und Anwendbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten. In der ophthalmologischen Forschung werden Augeninjektionsmodelle häufig in verschiedenen Forschungsbereichen eingesetzt, die von der Erstellung von Krankheitsmodellen über das Testen neuer Behandlungen bis hin zur Bewertung von Gewebereaktionen und potenziellen Nebenwirkungen reichen.

Intrakamerale Injektionen dienen als gängige Technik in der experimentellen Ophthalmologie, da sie die direkte Abgabe von Verbindungen an das Kammerwasser unter Umgehung der äußeren Augengewebebarrieren erleichtern⁵. Dieser gezielte Ansatz durch intrakamerale Injektion stellt sicher, dass eine optimale Konzentration des Medikaments den vorgesehenen Wirkort wie die Linse, das Trabekelwerk oder das Hornhautendothel erreicht und so den therapeutischen Nutzen maximiert.

Die Durchführung von intrakameralen Injektionen bei kleinen Nagetieren stellt mehrere technische Herausforderungen dar, die sich auf die experimentelle Reproduzierbarkeit und den Erfolg auswirken können. Erstens erschweren die geringen Abmessungen des Nagerauges den Zugang und die Handhabung, ohne die Augenstrukturen zu beschädigen. Ratten bieten in diesem Zusammenhang aufgrund ihrer größeren Augen einige Vorteile gegenüber Mäusen. Zweitens kann die Positionierung der Linse in der geschlossenen Vorderkammer den Weg zur Injektionsstelle behindern. Im Vergleich zu anderen Säugetieren, einschließlich des Menschen, haben Ratten eine Linse, von der bekannt ist, dass sie hervorsteht oder hervorsteht, was zu ihrer relativ großen Größe im Verhältnis zum Auge beiträgt (Abbildung 1). Darüber hinaus fehlt der Rattenlinse die Flexibilität, die bei der menschlichen Linse zu sehen ist. Infolgedessen ist ein vorsichtiges Manövrieren der Injektionsnadel erforderlich, um die Linse herum zu navigieren, ohne Schäden zu verursachen.

Gewebeschäden während der Manipulation können zu verschiedenen Komplikationen führen, darunter eine flache Oberfläche der Vorderkammer, ein erhöhter Augeninnendruck, Entzündungen oder vordere Uveitis, Schäden an Endothelzellen, Kataraktbildung, andere strukturelle Veränderungen oder Deformitäten und das Risiko einer Infektion. Diese Herausforderungen unterstreichen die Notwendigkeit präziser Techniken und sorgfältiger Berücksichtigung anatomischer Unterschiede bei der Durchführung von intrakameralen Injektionen in kleinen Nagetiermodellen.

Die in diesem Protokoll beschriebene Technik zur intrakameralen Injektion wurde entwickelt, um das Risiko einer Schädigung des Augengewebes während des Injektionsprozesses zu minimieren. Bei der Methode wird ein selbstdichtender Tunnel in die Vorderkammer eingebaut, der den Eintritt mit minimalem Reibungswiderstand erleichtert. Ein gut verschlossener Schnitt ist entscheidend, um das Risiko einer postoperativen Hypotonie und eines Flüssigkeitsaustritts zu verringern und eine Infektion durch Mikroorganismen aus den Lidern und Wimpern zu verhindern. Sowohl der Winkel als auch die Länge des Schnitts sind entscheidend für die Wunddynamik, die Entwicklung unerwünschter Wirkungen und die anschließende Genesung. Zu große Schnitte können die Sehachse trüben und Hornhautschlieren oder Ödeme auslösen, während kurze Schnitte die Vorderkammer destabilisieren und einen Irisvorfall auslösen können. Die Inzision in einem Winkel nahe der Achse der Hornhautebene ermöglicht die Erzeugung eines langen uniplanaren Tunnels ohne die damit verbundenen Risiken. Wichtig ist, dass das Eindringen der Nadel in die Vorderkammer durch einen geführten langen Tunnel die Präzision verbessert und die Wahrscheinlichkeit einer versehentlichen Berührung der Linse verringert. Darüber hinaus wird der Tunnel bei Ratten im Gegensatz zur Injektion beim Menschen, bei der periphere Schnitte bevorzugt werden, an der zentralen Hornhaut durchgeführt, wo die Vorderkammer am tiefsten ist. Die experimentelle Validierung bestätigte, dass diese Methode Injektionen ermöglicht, ohne dass das Kammerwasser austritt oder die Vorderkammer flach wird und ohne die Linse zu berühren.

In früheren Studien wurden verschiedene Methoden zur Injektion in die Vorderkammer bei Ratten beschrieben. So beschrieb die Rosenstein-Gruppe in mehreren Studien die Injektion in die Vorderkammer durch den korneoskleralen Limbus. Durch die Injektion von 20 μl Flüssigkeit wurde die Tiefe der Kammer schrittweise vergrößert und dadurch die Nadel von der Iris getrennt, was dazu beiträgt, den Kontakt der Nadel mit der Linse zu vermeiden. Nebenwirkungen der Injektion wurden als vorübergehendes Hornhautödem und eine Inzidenz von Katarakten von etwa 5% berichtet 14,15,16. Matsumoto et al. beschrieben eine intrakamerale Mikrokügelchen-Injektionstechnik bei Ratten, um ein Glaukommodell herzustellen. Die Autoren verwendeten einen einstufigen Schnitt, bei dem mit einer 34-G-Nadel, die abgeschrägt in die Vorderkammer eingeführt wurde, ein sklerokornealer Tunnel erstellt wurde. Die Autoren berichteten, dass sie es vermieden haben, die Hornhaut oder Iris zu treffen, und stellten keine entzündlichen Vorfälle fest, wobei nur in wenigen Fällen (<7% der untersuchten Tiere) die Endothelschicht während der Injektionen beschädigt wurde. Die Autoren beschrieben jedoch, dass diese modifizierte Injektion allein nicht ausreichte, um eine signifikante Leckage aus der Vorderkammer und einen Rückfluss in den subkonjunktivalen Raum zu verhindern. Um dies zu überwinden, wird eine 20-μl-Mischung aus Mikrokügelchen mit einem dispersiven ophthalmologischen viskochirurgischen Gerät (OVD; Viscoat) injiziert. Dies führte zu einem signifikant erhöhten Augeninnendruck (IOD) bis zu 4 Wochen nach der Injektion¹⁷. In ähnlicher Weise beschrieben Liu et al. die intrakamerale Injektion mit einer 32-G-Nadel, die parallel zur Iris entlang des Limbus in die Vorderkammer eingeführt wurde, wodurch ein selbstdichtender Hornhauttunnel entstand¹⁸. Die Autoren injizierten 3 μl Natriumhyaluronsäure-Hydrogel, und ein Wattestäbchen wurde verwendet, um die Injektionsstelle zu komprimieren, um das Austreten aus der Vorderkammer zu minimieren. Es wurde beschrieben, dass das hochmolekulare Gel in der Vorderkammer zurückgehalten wird und den Abfluss des Kammerwassers durch das Trabekelwerk^{blockiert 18}. Bemerkenswert ist, dass das hier beschriebene modifizierte intrakamerale Injektionsverfahren die Injektion ohne Viskoelastika verträgt und daher für eine Vielzahl von Forschungsanwendungen anwendbar ist. Da sich diese Studie jedoch auf die Injektion von flüssigen Lösungen in einem Volumen von nicht mehr als 5 μl beschränkte, sollte zu spezifischen Forschungszwecken ein genauer Vergleich der Injektionsmethoden und der injizierten Materialien durchgeführt werden, um die am besten geeignete Technik zu bestimmen.

Die klinische Anwendung von intrakameralen Injektionen ist vielfältig und umfangreich. Zum Beispiel ist die intrakamerale Verabreichung von Kortikosteroiden und Antibiotika wie Cefuroxim und Moxifloxacin bei Kataraktoperationen als prophylaktische Maßnahme zur Vorbeugung von postoperativen Infektionen und Endophthalmitis^üblich 19,20,21,22,23,24,25. Die intraokulare Verabreichung wird auch bei Lokalanästhesie und Mydriasis bei routinemäßigen Kataraktoperationen eingesetzt^26,27. Darüber hinaus beinhaltet die Behandlung des Glaukoms die Verwendung verschiedener intrakameral verabreichter Medikamente, die den Augeninnendruck senken, wie z. B. Prostaglandin-Analoga oder Muskarin-Agonisten, die den Kammerwasserabfluss erhöhen, antifibrotische Mittel wie Mitomycin C zur Vorbeugung von Narbenbildung und Fibrose und antivaskuläre endotheliale Wachstumsfaktoren (Anti-VEGF) bei neovaskulärem Glaukom 28,29,30. Dieses vielfältige Angebot an intrakameralen Behandlungen spiegelt ihre entscheidende Rolle bei der Behandlung verschiedener Augenerkrankungen und der Verbesserung der Patientenergebnisse wider.

Das hier beschriebene Verfahren der intrakameralen Injektion wird für verschiedene präklinische Studien von Vorteil sein, die darauf abzielen, die umfangreichen klinischen Anwendungen von intrakameralen Injektionen voranzutreiben. So ist beispielsweise die intrakamerale Injektion in Rattenmodellen zur Bestimmung der Wirksamkeit, der optimalen Dosierung, des Zeitpunkts und der Langzeitergebnisse verschiedener Medikamente ein entscheidender erster Schritt, bevor sie zu klinischen Studien übergehen. In solchen Studien wird die Verbesserung der Präzision und Reproduzierbarkeit der Injektionstechnik der Schlüssel zum Erfolg und zum Studienfortschritt sein.

Darüber hinaus kann das beschriebene Verfahren der intrakameralen Injektion verwendet werden, um experimentelle Modelle verschiedener Augenpathologien zu erzeugen, indem Vektoren oder Chemikalien in die Vorderkammer abgegeben werden. Solche experimentellen Modelle sind der Schlüssel zur Erforschung von Krankheitsmechanismen und zur Entwicklung neuer Therapien. So gibt es beispielsweise bei der Fuchs-Endotheldystrophie (FED), einer fortschreitenden Hornhauterkrankung, die zu einem allmählichen Verlust des Sehvermögens führt, keine Heilung³¹. Die primäre Behandlung umfasst die Überwachung und Linderung der Symptome, oft durch topische Medikamente zur vorübergehenden Linderung von Ödemen oder zur Befeuchtung der Augen. Bei fortschreitender Erkrankung oder schwerer Sehbehinderung wird die Hornhauttransplantation (endotheliale Keratoplastik) zu einem notwendigen Eingriff. Forschung, die darauf abzielt, neue Behandlungsoptionen für FED zu entwickeln, die möglicherweise Alternativen zur Hornhauttransplantation bieten, ist sehr gerechtfertigt. Angesichts der begrenzten Bioverfügbarkeit von Arzneimitteln, die über die Hornhaut oder Bindehaut abgegeben werden ^1,2,3, erweist sich die intrakamerale Verabreichung als vorteilhafter Weg zur Behandlung der Endothelschicht. Experimentelle Modelle der intrakameralen Injektion spielen eine entscheidende Rolle bei der Entwicklung neuartiger Therapieansätze für FED. Die Verwendung des hierin beschriebenen Ansatzes für die intrakamerale Injektion kann die Aufnahme von injiziertem Material in die Hornhaut-Endothelschicht induzieren. Die Implementierung dieser Methode in die intrakamerale Injektion ermöglicht die Erstellung von experimentellen Modellen für die FED-Behandlung mit hoher Präzision und Reproduzierbarkeit. Dies trägt nicht nur dazu bei, unser Verständnis von FED zu verbessern, sondern eröffnet auch Wege für die Entwicklung gezielter und wirksamer therapeutischer Interventionen.

Zusammenfassend wird hier ein optimiertes Verfahren zur intrakameralen Injektion bei Ratten mit geringem Risiko für Nebenwirkungen beschrieben, das wertvoll wäre, um die präklinische ophthalmologische Forschung zu verbessern und zur Entwicklung neuer therapeutischer Möglichkeiten für Augenpathologien beizutragen.

Marcovich A. L. hält Patente in Steba Biotech, Yeda Weizmann, EyeYon Medical und Mor Isum und ist Berater für EyeYon Medical und Johnson & Johnson. Alle anderen Autoren haben keine konkurrierenden Interessen.

Diese Forschung wurde durch die Stipendien 2670/23 und 1304/20 der Israel Science Foundation unterstützt.