Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidade de Notre Dame, IN

Existem muitas rotas comumente usadas para administração composta em ratos e ratos de laboratório. No entanto, certos protocolos podem exigir o uso de rotas menos utilizadas, incluindo injeções intradérmicas, intranasais e intracranianas. O treinamento especializado é essencial para que esses procedimentos sejam realizados com sucesso. A justificativa para essas rotas pode precisar ser fornecida para obter a aprovação do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC).

As linjeções intraderma são entregues nas camadas externas da derme, sob a camada superior da pele (a epiderme). Esta rota de injeção é geralmente reservada para a avaliação de inflamação, diagnósticos de fluxo sanguíneo cutâneo ou reações alergênicas a um antígeno.

Embora frequentemente utilizado para a entrega local de vacinas ou spray descongestionante, a administração intranasal também pode ser usada para a entrega do sistema nervoso sistêmico e central (CNS). A mucosa que reveste a cavidade nasal tem um rico suprimento de vasos sanguíneos e nervos que permitem uma rápida absorção sistêmica e direcionamento direto ao SNC. Substâncias compostas por pequenas moléculas lipofílicas têm uma taxa de absorção muito maior do que aquelas que contêm moléculas maiores. ²

Embora a anestesia não seja necessária para este procedimento, pode facilitar a colocação adequada do composto nas nares, garantindo uma dosagem precisa. Foi demonstrado que animais anestesiados têm cinco vezes maior entrega de uma droga ao cérebro em comparação com um animal consciente. ² Ratos não sineques são muito resistentes à administração intranasal. No entanto, há um estudo que demonstrou técnicas eficazes de entrega para administração intranasal de ratos em movimento livre. ³ Além disso, os animais de alerta podem tentar morder a ponta da pipeta, ou agulha, dificultando a entrega da substância.

As vantagens para a administração intranasal são que essa técnica requer treinamento mínimo e habilidade, e não é invasiva ao animal. No entanto, devido à possibilidade de aerossolização, o uso de um armário de biossegurança e proteção ocular é aconselhado, especialmente quando se trabalha com um animal consciente. Além disso, para evitar afogar os animais, deve ser utilizada a menor dose possível. Se em qualquer momento durante este procedimento cianose, respiração bucal ou outros sinais de angústia forem vistos no animal, o procedimento deve ser abortado imediatamente.

Injeções intracranianas em camundongos adultos e ratos empregam o uso de equipamentos estereotaxicos para garantir o posicionamento adequado e a profundidade da injeção. No entanto, em camundongos de 3 a 28 dias de idade, e ratos de até 14 dias de idade, o crânio é fino o suficiente para injetar diretamente através dele; é muito frágil para suportar o dispositivo estereotaxic. Os filhotes de rato ou rato devem ficar com a mãe até o procedimento, e devem ser devolvidos a ela o mais rápido possível assim que o procedimento for concluído. Os cuidados pós-injeção incluem monitoramento contínuo em uma fonte de calor até que sejam observados movimentos e comportamentos normais, incluindo enfermagem. A principal razão para usar essa técnica é fornecer agentes farmacológicos ao sistema nervoso central que requerem que a barreira hematoencefálica seja atravessada, ou para evitar os efeitos envolvidos na rota sistêmica. ¹

1. Administração intradérmica

1. A maioria das injeções intradérmicas são compostos aquosos. As soluções devem ser fisiologicamente tamponadas para ter um pH neutro, a fim de evitar necrose tecidual no local da injeção.
2. A faixa de tamanho da agulha é de 25-30, a menor possível.
3. A faixa de dose por local de injeção é de 50-100 μL. A injeção de volumes excessivos pode resultar em necrose no local da injeção ou vazamento do composto para fora do local devido à pressão.
4. Para uma colocação precisa da agulha no espaço intradérmico, é necessário anestesiar tanto ratos quanto ratos. A anestesia por inalação permite uma rápida indução e recuperação; no entanto, a anestesia injetável tem a vantagem de fornecer tempo suficiente para a preparação da área e realizar a injeção. ¹
5. Remova o cabelo no local da injeção através do uso de um creme depilatório ou raspando a área.
6. Remova completamente qualquer creme depilatório residual ou detritos capilares.
7. Aplique um antisséptico tópico, como uma solução de iodo, solução de clorexidina ou álcool.
8. Procedimentos administrativos
   1. Estique a pele esticada entre o polegar e o dedo indicador. Isso proporciona estabilidade à pele ao posicionar a agulha.
   2. Coloque a agulha em cima da pele.
   3. Insira suavemente a agulha na pele entre a epiderme e a derme. Avance a agulha logo depois do bisel.
   4. Injete a substância lentamente. A injeção do composto criará uma bolha, ou pequena bolha, na pele.
   5. Faça uma pausa após a injeção para permitir que a pele se estique e ajuste antes de retirar a agulha.
9. Precauções
   1. Puxar para trás no êmbolo não é necessário.
   2. Se a agulha for inserida no espaço subcutâneo, nenhuma sangria será formada. Injetar muito profundamente resulta em uma injeção subcutânea.
   3. Evite borrar ou limpar a área, pois isso pode fazer com que o composto vaze do local da injeção.
   4. Ao realizar múltiplas injeções, espaça-as para que os blebs não se sobreponham.

Figura 1. Injeção intradérmica em camundongos.

2. Administração Intranasal

1. Equipamento
   1. Use uma pipeta de unidade de micropipetamento que pode ser calibrada para fornecer um volume preciso.
   2. As pontas de pipeta descartáveis devem ser usadas para evitar contaminação cruzada. Seringas de tb, agulhas cegas e tubos flexíveis também podem ser usados para dosagem.
   3. Os volumes totais de injeção para ratos não devem exceder 40-100 μL, e devem ser dados em gotas de 6-10 μL. Para camundongos, o volume total máximo é de 24 μL, dado em quedas de 3-4 μL.
2. Administração em animais conscientes
   1. A contenção manual em animais conscientes requer que a cabeça seja relativamente imóvel para que a ponta da pipeta ou a agulha cega possa ser colocada perto o suficiente das nares para entregar o composto, mas não tão perto a fim de cutucar ou dilacerar o tecido nasal.
   2. Contenha o animal e segure-o em uma posição vertical.
   3. Coloque uma pequena gota de um composto líquido na abertura nasal. O animal deve inalar a gota.
   4. Administre um volume adicional, alternando nares até que todo o volume tenha sido dado.
   5. Ao administrar volumes maiores, é importante não restringir o peito durante a contenção. A compressão torácica impede a capacidade do animal de respirar fundo o suficiente para atrair o líquido para os brônquios e pulmões.

Figura 2. Administração intranasal em camundongos conscientes.

3. Administração em animais inconscientes
   1. O uso de anestésicos de inalação permite um animal imobilizado durante a abordagem e entrega do composto. Isso elimina a possibilidade de o animal morder o equipamento de dosagem, a perda do composto devido ao empurrão da cabeça e lesão no tecido nasal do animal, olhos ou pele facial. O animal também é menos propenso a cheirar e pulverizar o composto das nares após a administração.
   2. Coloque o animal na posição supina. A posição da cabeça influencia a colocação da solução nas nares. Foi demonstrado que a posição ideal para a entrega do CNS é com o supino animal; isso permite uma melhor absorção. ²
   3. Administre metade do composto diretamente em um lado da abertura nasal, cronometrando-o com inalação. Então, vire o animal.
   4. Como acima, administre a outra metade do volume na outra abertura nasal.

Figura 3. Administração intranasal em ratos inconscientes.

3. Administração intracraniana em camundongos e ratos neonatais

1. Camundongos ou ratos devem ser anestesiados para injeções intracranianas.

Mesa 1. Medidor de agulha, comprimento da agulha e volume máximo de administração intracraniana conforme a idade de ratos e ratos. ⁴

2. Equipamento
   1. Determine o medidor de agulha correto e o volume máximo de administração conforme a Tabela 1.
   2. Prepare um protetor de agulha antes de anestesiar o animal.
      NOTA: A profundidade de injeção da agulha é controlada através do uso de um protetor que é criado com a tampa da agulha.
      1. Para criar o protetor, uma agulha é medida contra a tampa da agulha, e uma marca é colocada na tampa para indicar onde cortar. O corte deve ser feito para que 2 a 5 mm da agulha sejam expostos quando a tampa for substituída na agulha.
      2. O comprimento da agulha exposta deve ser longo o suficiente para penetrar na pele e no crânio, e alcançar a profundidade desejada no cérebro.
      3. Os comprimentos da agulha necessários para ratos e ratos estão listados na Tabela 1.
   3. Uma fonte de aquecimento é necessária para prevenir hipotermia nos filhotes. Existem vários tipos: uma almofada de aquecimento elétrica em baixo, uma manta de água circulante ou uma bolsa de calor de reação química reutilizável.
3. Restrição
   1. Filhotes de rato e rato com 10 dias ou mais não requerem anestesia para este procedimento. Contê-los manualmente segurando-os logo atrás da cabeça e puxando a pele caudally para colocar leve pressão sobre os ombros.
   2. Anesthetize filhotes com mais de 10 dias de idade com inalação de isoflurano. Conecte uma câmara de indução a um vaporizador de precisão ou um pote de sino com uma bola de algodão encharcada com isoflurano. Uma vez que o filhote é imobilizado, a anestesia é eficaz por cerca de 40 segundos, o que proporciona tempo suficiente para a injeção.
4. Técnica de injeção
   1. Desenhe a substância na seringa e coloque a tampa/agulha sobre a agulha.
   2. O volume de injeção recomendado como o volume máximo por rato ou rato neonatal é de 100 μL, e que para desmamar ou camundongos mais velhos é de até 300 μL.
   3. Para injetar no córtex cerebral de recém-nascidos, insira a agulha 5 mm atrás do olho, aproximadamente 3 mm fora da linha média do crânio.
   4. O local de injeção do rato desmamar é aproximadamente a meio caminho entre o olho e a orelha, e apenas fora da linha média.

Figura 4. Administração intracraniana em um filhote de rato.

A administração de compostos em animais pode ter um efeito significativo tanto no bem-estar do animal quanto no resultado dos dados experimentais e do valor científico. O método adequado de entrega é essencial para o sucesso do experimento. Muitos fatores devem ser considerados para determinar o melhor caminho, incluindo o objetivo científico do estudo, o pH da substância, o volume de dosagem necessário, a viscosidade da substância e o bem-estar dos animais. A perícia técnica também é um requisito para todos os métodos de injeção.

1. Turner, P.V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., and Brabb, T. 2011. Administration of substances to laboratory animals: equipment and considerations, vehicle selection, and solution preparation. JAALAS. 50: 614-627.
2. Dhuria, S.V., Hanson, L.R., and Frey II, W.H. 2010. Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations. Journal of Pharmaceutical Sciences. 99: 1654-1673.
3. Stevens, J., Suidgeest, E, Van der Graaf, P.H., Danhof, M., and De Lange, E.C. 2008. Development and evaluation of a new, minimal-stress animal model for intranasal administration in freely moving rats. Poster presentation at American Association of Pharmaceutical Scientists Annual Meeting, Atlanta, Georgia.
4. Morton, D.A., Jennings, M., Buckwell, A., Ewbank, R., Godfrey, C., Holgate, B., Inglis, I., James, R., Page, C., Sharman, I., Verschoyle, R., Westall, L., and Wilson, A.B. 2001. Refining procedures for the administration of substances Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Members of the Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals. 35: 1-41.