Secção óptica e visualização do disco intervertebral do desenvolvimento embrionário à degeneração

Apresentamos um método para investigar a organização do condrócito espacial no ânulo fibroso do disco intervertebral utilizando um método de seção óptica.

A degeneração do disco intervertebral (IVD) é uma das principais causas de dor lombar e implica um alto grau de comprometimento para os indivíduos afetados. Para decodificar a degeneração do disco e ser capaz de desenvolver abordagens regenerativas é essencial uma compreensão completa da biologia celular do IVD. Um aspecto dessa biologia que ainda permanece sem resposta é a questão de como as células são espacialmente dispostas em um estado fisiológico e durante a degeneração. As propriedades biológicas do IVD e sua disponibilidade dificultam a análise desse tecido. O presente estudo investiga a organização do condrócito espacial no ânulo fibroso desde o desenvolvimento embrionário precoce até a degeneração em estágio final. Um método de secção óptica (Apotome) é aplicado para realizar análises de coloração de alta resolução usando tecido embrionário bovino como modelo animal e tecido disc humano obtido de pacientes submetidos a cirurgia na coluna. A partir de uma densidade de condrocitos muito alta no disco bovino embrionário inicial, o número de células diminui durante a gestação, crescimento e maturação. Nos discos humanos, o aumento da densidade celular acompanhou a progressão da degeneração tecidual. Como já havia sido demonstrado na cartilagem articular, a formação de aglomerados representa uma característica característica da degeneração avançada do disco.

O disco intervertebral (IVD) é uma estrutura baseada em cartilagem que bioquimicamente e com relação à arquitetura celular, à primeira vista, se assemelha em muitos aspectos à cartilagem articular¹. De fato, tanto a degeneração do IVD quanto a osteoartrite (OA) da cartilagem articular são caracterizadas pelo estreitamento do espaço articular devido ao desgaste da cartilagem, formação de cisto subcondral e osteofita, e esclerose subcondral^2,3. Apesar dessas semelhanças, a arquitetura e o papel funcional de ambos os tecidos diferem. Enquanto a matriz da cartilagem articular é formada principalmente por uma rede de colágeno formadora de arcade tipo II, o IVD consiste em três tipos diferentes de tecido: o núcleo pulposus rico em colágeno no centro ocupa cargas axiais e as transmite para um anel abrangente de fibras de colágeno circular densamente embaladas tipo I, que é chamado de fibroso anuloso. Sua função é absorver as pressões axiais traduzidas recebidas pelo núcleo proteoglycano e rico em água com sua resistência à fibra longitudinal. Na parte superior e inferior de cada núcleo e anulus uma placa endplata-tolina cartilaginosa hialina forma a junção com as vértebras adjacentes⁴ (Figura 1).

Na cartilagem articular, podem ser encontrados quatro padrões de condácito espacial distintos: pares, cordas, cordas duplas, pequenos aglomerados^{grandes 5,6,7} (Figura 2). Alterações nesse padrão estão associadas ao início e progressão de OA^8,9. A organização de condrócitos espaciais também é indicativa para uma propriedade funcional direta da cartilagem, ou seja, sua rigidez, sublinhando a relevância funcional desta abordagem de classificação baseada em imagem^10,11. Esses padrões podem, além disso, ser identificados com a tecnologia já existente clinicamente disponível¹². Devido às semelhanças entre o IVD e a cartilagem articular, pode-se supor que padrões de condrocitos característicos também estão presentes no IVD. A formação de aglomerados é um fenômeno também observado no IVD degenerado^13,14.

Ao tentar analisar a organização celular espacial no IVD, é necessário superar várias dificuldades técnicas que não estão presentes na investigação da cartilagem articular:

Em primeiro lugar, o processamento do tecido em si é muito mais desafiador do que com a cartilagem hiline homogênea que é em grande parte composta de colágeno tipo II. O principal componente de fibra do IVD é o colágeno tipo I, o que torna muito mais difícil gerar seções histológicas finas. Enquanto na cartilagem articular hialina mesmo seções grossas podem ser facilmente analisadas devido à natureza "semelhante ao vidro" do tecido, a rede de colágeno tipo I do IVD é opticamente altamente impenetrável. Por essa razão, um forte ruído de fundo é um problema comum na histologia do IVD. Uma maneira rápida e barata de penetrar neste tecido opticamente denso é o uso de um dispositivo de seção óptica, por exemplo, por meio de um Apotome. Em tal Apotome, uma grade é inserida na via de iluminação de um microscópio de fluorescência convencional. Na frente da grade é colocada uma placa de vidro paralela do avião. Isso inclina-se para frente e para trás, projetando assim a grade na imagem em três posições diferentes. Para cada posição z, três imagens brutas com a grade projetada são criadas e sobrepostas. Por meio de software especial, a luz fora de foco pode ser calculada. O princípio subjacente é que, se a grade é visível, essa informação está em foco, se não é considerada fora de foco. Com esta técnica, imagens bem focadas e de alta resolução podem ser adquiridas em um período razoável de tempo.

Em segundo lugar, o tecido é difícil de encontrar de doadores humanos. Ao fazer a substituição total do joelho, toda a superfície da articulação pode ser obtida para análise posterior durante a cirurgia. Embora a osteoartrite de uma articulação diarthrodial também seja uma doença de toda a articulação, há, no entanto, fortes diferenças focais na qualidade da cartilagem com geralmente algumas áreas da articulação ainda intactas, por exemplo, devido à redução do carregamento nessa área. Esta situação é diferente no IVD, onde a cirurgia geralmente só é realizada quando o disco é destruído globalmente. Ao obter tecido de doadores humanos da sala de operação, o tecido também é altamente fragmentado e é necessário alocar corretamente o tecido para um dos três tipos de cartilagem do IVD antes de fazer novas análises. Para permitir análises mais detalhadas de seções de tecido também maiores e olhar para o desenvolvimento embrionário do IVD a escolha de um organismo modelo animal é, portanto, necessária.

Ao escolher tal organismo modelo é importante ter um sistema que seja comparável ao disco humano em relação à sua anatomia e dimensões, seu carregamento mecânico, a população celular atual, bem como sua composição tecidual. Para efeitos da técnica apresentada aqui, sugerimos o uso de tecido discado lombar bovino: Uma propriedade crítica do disco humano resultando em seu baixo potencial regenerativo é a perda de células notootordas durante a maturação no núcleo. No entanto, em numerosos organismos modelos, células notochordal podem ser detectadas a vida toda. A maioria dos poucos animais que perdem suas células notochordal, como ovelhas, cabras ou cães de conndrodystrophig, têm um IVD muito menor do que os discos humanos. Apenas discos bovinos lombares apresentam um diâmetro de disco sagital comparável aos dos IVDs humanos¹⁵.

Um fator-chave que leva à degeneração precoce do disco é o carregamento mecânico excessivo. As pressões intradiscais de uma vaca em pé na coluna lombar são em torno de 0,8 MPa com a coluna alinhada horizontalmente. Surpreendentemente, essas pressões são comparáveis às pressões intradiscais lombares relatadas para a coluna humana ereto (0,5 MPa)^15,16. Além disso, a quantidade de água e proteoglycans em discos bovinos é comparável à do IVD de jovens humanos¹⁷. Portanto, embora o padrão real de movimento dos segmentos de movimento possa diferir em animais quadrúpedes do humano bipedal, no que diz respeito ao carregamento total e características do disco, a vaca está muito mais próxima da biologia humana do que outros modelos animais estabelecidos para o IVD, como ovelhas e cães.

Neste protocolo apresentamos uma técnica de como analisar as mudanças no IVD do ponto de vista da organização condrócito espacial desde o desenvolvimento embrionário precoce até a degeneração em estágio final.

Para a análise do desenvolvimento embrionário e da maturação, foram utilizados discos bovinos. Para avaliar a degeneração do IVD, foram analisadas amostras humanas.

O tecido IVD humano foi obtido de pacientes submetidos a cirurgia para degeneração de disco lombar, prolapso discal ou trauma espinhal no Departamento de Cirurgia Ortopédica, Hospital Universitário de Tübingen e no Bg Trauma Centre Tübingen. A aprovação completa do comitê ético foi obtida antes do início do estudo (projeto número 244/2013BO2). O consentimento informado por escrito foi recebido de todos os pacientes antes da participação. Os métodos foram realizados de acordo com as diretrizes aprovadas.

O tecido bovino foi obtido do Escritório estadual da Baviera para Saúde e Segurança Alimentar/Oberschleißheim e de uma fábrica de renderização em Warthausen (Alemanha). A aprovação das autoridades locais e veterinárias foi recebida para tecidos de animais mortos.

1. Colheita de amostras

1. Tecido IVD humano: Coloque amostras de IVD obtidas intraoperativamente imediatamente no DMEM (Modified Eagle Medium) de Dulbecco com 2% (v/v) de penicilina-estreptomicina e 1,2% de (v/v) anfotericina B. Armazenar a 4 °C até novo processamento. Processe o tecido dentro de 48 h. Alternativamente, armazene os tecidos a -20 °C por várias semanas.
2. Tecido bovino IVD: Certifique-se de colher o tecido dos animais dentro de 24 horas após a morte.
   Ressecção dos discos bovinos com as vértebras circundantes dos animais mortos em bloco. Transporte o tecido congelado em gelo seco e armazene a -20 °C até que seja mais processamento.
   NOTA: Se apenas forem pretendidas análises de fluorescência e não forem planejados outros métodos de quantificação bioquímica, como ELISA ou PCR, realize a fixação tecidual conforme explicado abaixo. Isso permite manter o tecido mais tempo armazenado antes que ele precise ser processado. Para evitar a deterioração da matriz tecidual, realize a fixação dentro de 48 horas após a colheita, a menos que o tecido seja congelado diretamente.

2. Preparação da amostra

1. Descongele o tecido congelado à temperatura ambiente. Processe o tecido assim que nenhum cristal de gelo puder ser sentido mais sobre a compressão digital suave do tecido.
   NOTA: Realize a preparação do tecido em DMEM em uma placa de Petri.
2. Identificar a origem do tecido IVD humano (ânulo fibroso, zona intermediária, núcleo pulposus ou placa final cartilaginosa) com base em propriedades macroscópicas como densidade e orientação de colágeno.
3. Pegue o segmento de movimento consistindo do disco IVD bovino com suas duas vértebras adjacentes e disseque o disco como um todo do osso subcondral usando uma lâmina cirúrgica (número da lâmina 15).
   1. Use duas fórceps anatômicas para virar o disco para alcançar áreas mais centradas. Faça a dissecação. Certifique-se de ressecção do núcleo pulposus por último, pois é muito mais fino que o ânulo, propenso a rasgar, e ele não sai de forma definida facilmente.
   2. Identifique as diferentes áreas da cartilagem.
   3. Corte a área de interesse de todo o disco usando uma lâmina cirúrgica (lâmina número 20 ou 22). Alternativamente, use uma lâmina criotome.
      NOTA: Como os discos bovinos vêm em bloco como parte da coluna vertebral, os discos podem ser preparados in-toto. Isso facilita muito a identificação correta dos diferentes tipos de cartilagem. Ao dissecar o disco na forma descrita acima, a placa endplataática cartilaginosa permanece nas vértebras. Se esta área for investigada, é melhor tirar o osso subjacente com um cinzel trabalhando em uma direção tangencial ligeiramente dobrada.
4. No caso de os embriões serem de um comprimento de coroa-garupa de menor que 20 cm, certifique-se de processar os embriões no toto para preservar a arquitetura tecidual do IVD. Não realize nenhuma dissecção das vértebras nesses casos.
5. Uma vez que o disco tenha sido ressecado in-toto, identifique as diferentes áreas da cartilagem.
   1. Realize a decalcificação no ácido etilenodiaminetetraacético (EDTA) (20% (w/v); pH = 7,4) à temperatura ambiente. Escolha o volume dependendo do tamanho da amostra - todo o tecido deve estar bem coberto com EDTA.
   2. Altere a solução de decalcificação diariamente que pode ir por até 5 dias, dependendo do tamanho do tecido.
   3. Verifique se a decalcificação é bem sucedida com uma agulha calibre 20 que penetra as vértebras sem resistência notável.
      NOTA: A mudança diária da solução de descalcificação é importante para evitar que o fichário de quela por saturação seja para manter a efeitoa de reação. Também previne a colonização bacteriana.

3. Classificação da idade amostral, integridade e degeneração

1. Classificar o tecido do disco humano em uma das cinco categorias seguintes com a ajuda de informações clínicas, bem como raio-X e ressonância magnética¹⁸ (Figura 3).
   NOTA: Categoria I: Servir como ânulo de amostra quase saudável sem qualquer sinal radiológico de degeneração intravenosa derivada de trauma espinhal agudo.
   Categoria II: Para ilustrar uma situação de inflamação aguda com início da degeneração, use tecido da zona intermediária de pacientes com sintomas clínicos com duração inferior a 4 semanas.
   Categoria III: Descrever uma situação em que a reação inflamatória já tinha tido tempo de afetar o tecido e as células tiram tecido de pacientes que foram operados para um prolapso nuclear, mas com duração do sintoma superior a 4 semanas.
   Categoria IV: Para degeneração discal moderada selecione ânulo obtido de cirurgia com fusão intercorpo para doença discal degenerativa com pontuação de Pfirrmann de 3 ou 4 em ressonância magnética¹⁹.
   Categoria V: Para o processo de degeneração em estágio final anulus obtido de cirurgia com fusão intercorpo para doença discal degenerativa com pontuação pfirrmann de 5.
2. Classificar o tecido bovino com base no estágio/idade do animal em uma das oito categorias, conforme apresentado na Tabela 1.
   1. Calcule a idade de gestação no comprimento da coroa-garupa dos embriões com base na fórmula sugerida por Keller:
      Idade gestacional em meses =
      NOTA: Animais nas primeiras 4 semanas de gestação apresentam um comprimento de coroa-garupa de 0,8-2,2 cm²⁰.

4. Fixação de tecidos

1. Fixar as amostras em 10x o volume da amostra de 4% (p/v) solução de formaldeído em salina tamponada de fosfato (PBS) durante a noite a 4 °C.
   NOTA: A solução de formaldeído penetra tecido a uma taxa de cerca de 1 mm/hora de cada direção. Para amostras muito pequenas ou muito grandes, um ajuste do tempo de exposição poderia ser necessário.
2. Armazene o tecido em PBS a 4 °C até que seja mais processamento.

5. Secção histológica

1. Incorpore as amostras em meio de incorporação solúvel em água no botão criotome.
   1. Coloque o tecido sobre o botão de tal forma que um plano axial seja gerado ou um plano que corte o colágeno tipo I lamellae perpendicular (por exemplo, um plano de secção sagital mediana).
      NOTA: O tecido deve estar totalmente coberto pelo meio de incorporação.
2. Se sectionia o tecido incorporado a uma espessura de 70 μm em amostras humanas e 40 μm em amostras bovinas usando um criotome padrão.
   NOTA: A diferença na espessura da seção deve-se à diferença na integridade do tecido entre o disco bovino intacto e o tecido humano altamente degenerado.
3. Colete as seções em um slide de vidro.
   1. Cerque as seções teciduais com uma caneta hidrofóbica.
   2. Enxágüe as seções 3 vezes com soro fisiológico tamponado de fosfato (PBS) para remover o meio de incorporação solúvel em água.

6. Mancha de fluorescência

1. Adicione 60 μL de 1% (v/v) de DAPI (Exmax 358 nm, Emmax 461 nm) bem como 1% (v/v) de coloração actin tracking (Exmax 540 nm, Emmax 565 nm) em PBS e incubar por 5 min a temperatura ambiente.
   NOTA: O protocolo de coloração descrito aqui é visualizar o núcleo usando a coloração nuclear DAPI (azul) e o citoplasma usando Actin Tracking Stain (vermelho). O IVD tem uma forte autofluorescência devido às fibras de colágeno no canal verde. A quantidade de fluido adicionada às seções deste protocolo destina-se a seções de um tamanho de cerca de 5 mm x 5 mm. Para seções maiores, essa quantidade precisa ser aumentada em conformidade. Realize todos os trabalhos em salas sem exposição direta à luz solar e com luzes escurecidas para evitar branqueamento do corante.
2. Remova o fluido de coloração com uma pipeta e lave três vezes com 60 μL de PBS cada vez.
3. Adicione um meio de montagem adequado e cubra as seções com um deslizamento de cobertura.
   NOTA: Certifique-se de que não há bolhas de ar presas ao adicionar o deslizamento de cobertura. Isso é melhor feito iniciando o contato do deslizamento com o slide em uma borda e, em seguida, deixe o deslizamento descer lentamente.

7. Imagem e processamento microscópicos

1. Coloque um slide com uma seção manchada no suporte de amostra do microscópio.
   NOTA: Devido à densa rede de colágeno tipo I do IVD, a luz dispersa dificulta o visual do tecido usando microscopia de fluorescência convencional. Uma maneira de resolver esse problema é realizar seção óptica usando iluminação estruturada. Isso também permite tornar uma projeção tridimensional de toda a amostra em ambos os canais (azul e vermelho). Isso é melhor feito usando o ajuste de iluminação estruturada e o modo Mosaico com uma lente objetiva de ampliação de 10x para obter uma visão geral da amostra, bem como reconstruções 3D de padrões individuais.
2. Inicie o dispositivo de iluminação estruturado.
   1. Realize imagens de campo de visão única com um microscópio de fluorescência adequado, filtros de fluorescência e iluminação adequada.
      NOTA: Ajuste o tempo de exposição de todos os filtros utilizados para padronizar a aquisição de imagens. Para obter uma representação precisa da amostra em uma imagem de maior resolução, as seções com maior ampliação (por exemplo, objetivo de 20x).
   2. Pós-processo as imagens otimizando a intensidade e o brilho usando um software de otimização de imagem compatível com o microscópio de fluorescência.
3. Para visualizar a seção como um todo use a técnica de imagem de mosaico
   1. Abra as configurações de aquisição (pressione em 6D- Aquisição)a partir do painel da barra de ferramentas.
   2. Ajuste as configurações do mosaico (no Registro MosaiX) e defina o número de colunas e linhas de imagens de campo de exibição que serão posteriormente incorporadas a uma imagem de visão geral.
   3. Pressione a configuração e ajuste a correção do foco das telhas individuais.
      NOTA: É quase impossível para uma grande seção de tecido ter toda a superfície do tecido em um único plano de foco. As telhas de imagem em diferentes níveis focais podem ser tomadas pela 'Aquisição MosaiX'.
   4. Para iniciar a aquisição das telhas de imagem, pressione Start.
   5. Costure os azulejos imaged usando a função de costura (botãode costura) com 20% de sobreposição incorporada no software.
   6. Pós-processo as imagens otimizando a intensidade e o brilho usando um software de otimização de imagem compatível com o microscópio de fluorescência.
4. Para analisar a organização do condrocito espacial, utilize a função 3D incorporada no software.
   1. Ajuste as configurações de pilha z. Defina os parâmetros de digitalização: defina as posições de partida e parada no eixo z e a distância da fatia ativando o botão Iniciar/Parar.
      NOTA: O software calcula automaticamente o número de fatias.
   2. Para iniciar a aquisição das pilhas z de imagem, pressione Start.
   3. Pós-processo as imagens otimizando a intensidade e o brilho usando um software de otimização de imagem compatível com o microscópio de fluorescência.
5. Exporte as imagens com um formato de arquivo compatível com o software de processamento de imagens.
   NOTA: Exporte as reconstruções 3D como imagens individuais ou/e como um modelo 3D interativo ou em formato de vídeo.

8. Identificação de padrões celulares e avaliação de densidade

1. Abra as imagens de mosaico exportado de toda a seção de tecido em um programa apropriado de processamento de imagens.
2. Defina as áreas submetidas à avaliação da densidade celular definindo regiões de interesse de 500 μm x 500 μm nas imagens.
   NOTA: Todas as telhas que não possuem qualidade de imagem adequada são excluídas da análise.
3. Identifique padrões celulares individuais.
   NOTA: As células únicas são definidas como células individuais - totalmente encapsuladas dentro da matriz adjacente. Os pares são definidos como duas células adjacentes próximas (<25 μm) em que as células estão interconectadas através de suas matrizes (ver Figura 2). As formações de cordas são pelo menos três condrócitos alinhados na linha (do meio dos núcleos <25 μm). Essas células são englobadas por uma matriz intacta e interconexões matriciais podem ser vistas entre cada célula. Os clusters representam múltiplas células que estão localizadas em proximidade direta entre si (<25 μm) e são encapsuladas em uma grande lacuna desprovida de matriz.
4. Use um plug-in de contagem de células para a análise quantitativa dos padrões celulares.
   NOTA: A coloração do citoplasma representa um método de verificação para identificar os diferentes padrões espaciais.
5. Calcule a densidade celular dividindo as células contadas pelo tamanho da região de interesse escolhida.

Utilizando imagens de mosaico, a arquitetura do IVD com sua densa rede de fibra de colágeno no ânulo e no núcleo mais suave pode ser claramente reconhecida(Figura 4). Uma diminuição contínua da densidade celular pode ser observada durante o desenvolvimento embrionário(Figura 5). Enquanto nos estágios iniciais do desenvolvimento do IVD uma densidade celular de 11.435 células/mm² no ânulo bovino fibroso e 17.426 células/mm² no núcleo bovino pulposo pode ser encontrada, esses números diminuem rapidamente para 1.011 células/mm² (ânulo bovino fibroso) e 488 células/mm² (polpa do núcleo bovino) até o nascimento. No bovino adulto são vistas 71 células/mm² (ânulo fibroso) resp. 106 células/mm² (núcleo pulposus)(Figura 6 A-B). O uso de imagens bicanais com o Apotome permite visualizar a arquitetura 3D dos padrões espaciais(Figura 7).

Figura 1. Anatomia macroscópica do disco intervertebral. Desenho esquemático do disco intervertebral mostrando o núcleo pulposus (vermelho), diretamente ao seu redor a zona intermediária (rosa), e depois em camadas circulares ao seu redor o ânulo fibroso. Observe a direção ply-angular das fibras tipo I de colágeno no fibroso anulo. A carga axial para o núcleo pode, assim, ser traduzida para forças de tração axial das fibras de colágeno. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2. Ilustração esquemática de diferentes padrões organizacionais espaciais de condrócitos. Dependendo dos condrócitos teciduais são encontrados como células únicas, pares ou cordas em cartilagem saudável. Com o início da degeneração, esses padrões mudam para formar cordas duplas, pequenos aglomerados e, em seguida, grandes aglomerados em degeneração em estágio final. Este número foi modificado de Danalache, M. et al.²¹. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3. Diferentes condições do disco intervertebral (IVD). (A-D') Ressonância magnética ponderada por Sagital T2 da coluna lombar humana(A-D),com o segmento de movimento ampliado L4/L5(A'-D'). O lado ventral do paciente fica de frente para a esquerda, o lado dorsal fica de frente para a direita com o canal espinhal com seu sinal branco para o fluido cefalorraquidiano. (A,A') IVD intacto com o ânulo exibido com um sinal de hipointense (preto) devido ao alto teor de colágeno I e o núcleo exibido muito mais brilhante (hiperintense) devido ao alto teor de proteoglycans de ligação de água (Pfirrmann grau¹⁹ I). (B,B') Início da degeneração ivd com perda do sinal de água do núcleo pulposus e onde a distinção entre o ânulo e o núcleo é perdida (Grau Pfirrmann¹⁹ IV). (C,C') Prolapso nuclear agudo com ainda um sinal de água proeminente na área do núcleo indicativo para um IVD intacto e o tecido discado salientes dorsomente no canal espinhal. (D,D') Degeneração avançada do disco com um IVD em grande parte destruído com uma perda completa do sinal de água dentro do disco, formação de espondilofito ventral e dorsal e esclerose subcondral das vértebras correspondentes a um Pfirrmann grau¹⁹ de V. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4. Imagem de fluorescência de mosaico do disco intervertebral (IVD). A arquitetura do IVD com sua densa rede de fibra de colágeno no fibroso ânulo e no núcleo mais suave pode ser claramente reconhecida. A coloração nuclear DAPI (branca) no plano axial(A1)e sagital(A2)mostra a distribuição e o arranjo da célula dentro do IVD. Áreas representativas ampliadas dessas imagens de mosaico são exibidas em B1-B4 e C1-C4 ilustrando a organização de condrócitos espaciais - neste caso células únicas (caixa verde), pares (caixa azul) e cordas (caixa amarela). A: barra de escala 1.000 μm, B1-B4: barra de escala 200 μm, C1-C4: barra de escala: 50 μm. Este número foi modificado a partir de Bonnaire, F.C. et al.²². Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5. Diferentes estágios de desenvolvimento e maturação do ânulo bovino fibroso e ânulo humano degenerado. Mancha nuclear da DAPI. As imagens do mosaico mostram todo um disco embrionário inicial em uma seção axial(A1) e imagens representativas do ânulo bovino durante o desenvolvimento embrionário, maturação e degeneração inicial(A2-A8). (B1-B3) O ânulo dos IVDs humanos foi obtido intraoperatóriamente. Uma diminuição contínua da densidade celular pode ser observada durante o desenvolvimento do disco embrionário. Um padrão celular de organização espacial mais elevado parece estar presente especialmente em torno do nascimento. No disco humano adulto durante a degeneração, a densidade celular aumenta novamente e o aumento da formação de aglomerados pode ser observado. Barra de escala 100 μm. Semanas de gestação. Este número foi modificado a partir de Bonnaire, F.C. et al.²². Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 6. Redução da densidade celular ao longo do desenvolvimento e maturação do disco intervertebral bovino. A contagem média (desvio padrão) por mm² é ilustrada por diagramas de barras para o ânulo bovino fibroso(A) e o núcleo bovino pulposus(B). Uma clara redução da densidade celular pode ser observada especialmente durante o período embrionário que continua em menor grau, pelo menos até a maturação total do disco (n=72). Semanas de gestação. Este número foi modificado a partir de Bonnaire, F.C. et al.²². Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 7. Imagem de apotome do disco intervertebral (IVD). Imagem bicanal mostrando o citoplasma (vermelho, coloração de Actin) e o núcleo (mancha nuclear azul, DAPI). (A) No IVD intacto, além do padrão espacial predominante de condrócitos únicos, também são encontrados pares. (B) Em aglomerados de células anulus degeneradas podem ser encontrados. Barra de escala 20 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Vídeo 1. Imagem de apotome de um par no disco intervertebral (IVD) como um modelo 3D. Imagens bicanais mostrando o citoplasma (vermelho, coloração de Actin) e o núcleo (azul, mancha nuclear DAPI) de um par. Clique aqui para baixar este vídeo.

Vídeo 2. Imagem de apotome de um cluster no disco intervertebral (IVD) como um modelo 3D. Imagens bicanais mostrando o citoplasma (vermelho, mancha de Actin) e o núcleo (azul, mancha nuclear DAPI) de um aglomerado. Clique aqui para baixar este vídeo.

Tabela 1: Desenvolvimento embrionário bovino, maturação e crescimento após o nascimento com seus diferentes marcos. Wog - semanas de gestação. Período de gestação de 283 dias, expectativa de vida natural 20-25 anos^20,23,24. Clique aqui para baixar esta Tabela.

Utilizando microscopia de fluorescência aumentada por imagem de mosaico e seção óptica, avaliamos o arranjo espacial de condrocitos no ânulo do IVD lombar durante o desenvolvimento, maturação e degeneração. Enquanto o tecido degenerativo poderia ser colhido de pacientes que receberam cirurgia na coluna para degeneração do disco, a análise do período embrionário e da fase de maturação exigiu o uso de um organismo modelo (bovino). Altas densidades celulares foram notadas no ânulo durante o desenvolvimento embrionário precoce. No curso posterior do desenvolvimento, poderia ser observada a crescimento pós-natal e a maturação de uma diminuição acentuada da densidade celular. No tecido humano com degeneração avançada do disco, poderíamos quantificar um aumento na densidade celular no ânulo fibroso.

O rápido aumento do volume de tecido combinado com células notochordal ativamente divididas e biossintéticas ativas são razões prováveis para as mudanças na densidade celular observadas no embrião²⁵. Os mecanismos pelos quais a densidade celular aumenta novamente com a degeneração permanecem, no entanto, ainda incertos. Processos degenerativos do ânulo levam a uma série de alterações patológicas, incluindo aumento da inervação e inflamação do tecido, regulação de enzimas degradantes matricial e produção de fatores de crescimento, e também mudanças na celularidade^26,27,28.

Ao considerar a presença celular em função da organização espacial celular baseada em padrões conhecidos da cartilagem articular^7,9 não encontramos nenhuma organização espacial reconhecível em discos embrionários primitivos onde as células parecem estar densamente embaladas e que consideramos estar presentes como células únicas²². Este achado é consistente com os resultados da cartilagem articular embrionária⁷. No ânulo maduro saudável, as células únicas representam o padrão espacial predominante²². Pares e formações de cordas podem, no entanto, também ser observados²². Quanto mais degenerado o tecido em discos humanos, maior a proporção de células que podem ser encontradas nos aglomerados²². O modelo fisiopatológico sugerido por Rolauffs na cartilagem articular^7,9,29 mostra uma semelhança intrigante com nossos achados. Estudos anteriores sobre a degeneração do IVD também já haviam delineado a formação de aglomerados como marca de degeneração do disco^{14,30,31,32,33}. Uma vez que esses aglomerados podem ser encontrados principalmente em tecidos altamente degenerados, a formação de aglomerados pode indicar uma tentativa fracassada do tecido para reparar o dano degenerativo³⁴. Estabelecendo uma forte correlação entre o padrão de condrocito localmente predominante e a elasticidade tecidual, uma alta relevância funcional desses padrões poderia ser demonstrada na cartilagem articular^10,11. Especula-se que tal relevância funcional também se aplica à organização de condrócitos espaciais no IVD.

As análises histológicas da fluorescência são um meio fácil de encontrar e atraentes para analisar alterações morfológicas nos tecidos. Ao tentar analisar histologicamente o IVD, há distintas dificuldades técnicas que precisam ser superadas: Primeiro, a disponibilidade limitada do tecido humano torna importante escolher um organismo modelo animal adequado com o qual esses aspectos da doença podem ser estudados onde as amostras humanas não podem ser obtidas. Para a questão da pesquisa abordada neste estudo, escolhemos um modelo animal bovino.

Em segundo lugar, o processamento do ivd rico em colágeno I é muito mais desafiador do que para a maioria dos outros tecidos humanos. A densa rede de fibras tipo I dispersa fortemente a luz fluorescente criando um alto sinal de ruído de fundo. Este problema é melhor resolvido usando uma técnica que permite a subtração ou eliminação de tal sinal de fundo. Um método bem conhecido para fazê-lo é a microscopia confocal. Embora a qualidade de imagem de imagens laser adquiridas confocal é geralmente excelente, as desvantagens desta técnica são que ela é relativamente demorada e, como tal, não permite a análise de áreas de tecido maiores por meio de imagens de mosaico. Em segundo lugar, microscópios confocal são relativamente caros e não estão disponíveis em todos os lugares. Uma maneira muito mais rápida e barata de filtrar o ruído de fundo é executar seção óptica, por exemplo, por meio de um Apotome.

Para ser capaz de interpretar corretamente os achados, é essencial também alocar corretamente o tecido que deve ser analisado até sua origem no IVD. Embora essa tarefa seja relativamente simples quando se tem um disco bovino inteiro para selecionar, pode ser muito desafiador ao receber tecido humano do teatro de operação. A característica característica do ânulo fibroso é sua rede muito densa de colágeno tipo I em uma orientação de fibra de ângulo. O núcleo, em contraste, é uma estrutura gelatinosa amorfa onde nenhuma arquitetura de colágeno superior é visível a olho nu. A zona intermediária fica entre esses dois extremos e também possui uma arquitetura clara de fibra de colágeno, mas é muito mais macia e menos densa do que o anulo fibroso. A placa endplata cárgina é composta de cartilagem hialina, não apresenta uma arquitetura de colágeno reconhecível a olho nu, mas é bastante "parecida com vidro", como sugere o termo "hialina". Ao contrário do núcleo pulposus, ele é, no entanto, também muito rígido, não pode ser deformado, e está situado no osso subcondral que muitas vezes ainda pode ser reconhecido pela inspeção do tecido.

Uma vez identificada a origem do tecido, o tecido ainda precisa ser orientado corretamente para a seção para obter imagens padronizadas que também permitam uma leitura qualitativa e quantitativa adequada. Na orientação a outras técnicas de imagem, como a ressonância magnética, sugerimos dois planos de análise padrão: uma seção mediana-sagital e outra no plano axial. Estes dois aviões também fornecerão uma boa impressão da arquitetura da rede de fibra tipo I do anulus. Ao interpretar os achados obtidos a partir da coloração F-actin, é preciso ter em mente que o congelamento das amostras de tecido pode causar alterações na estrutura citoesqueletal³⁵ que, no entanto, não devem afetar a organização do condrocito espacial.

Compreender plenamente a biologia celular do IVD é um dos desafios ainda abertos em nossa compreensão da degeneração e regeneração do disco³⁶. Questões que às vezes parecem triviais, como o arranjo fisiológico das células em tecido saudável ou a questão da reorganização celular durante a degeneração, permanecem, até o momento, sem resposta. O conhecimento obtido pode permitir-nos usar este marcador de degeneração baseado em imagem para avaliar a qualidade do tecido, investigar a reversibilidade da formação de clusters e, assim, possivelmente definir uma janela terapêutica na qual os processos degenerados ainda podem ser direcionados com sucesso.

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecemos aos nossos coautores das publicações originais pela ajuda e apoio. Agradecemos a Charlotte Emma Bamberger por ajudar a adquirir as imagens do apotome.