שיטה מתוקנת לגרימת ימפתית משנית בתוך הגפיים של עכברים

Alexander Wiinholt; Mads  G. Jørgensen; Amar Bučan; Farima Dalaei; Jens  A. Sørensen

doi:10.3791/60578

Summary

מודל זה חיה מאפשר לחוקרים לגרום מימפתית משני משמעותי מבחינה סטטיסטית בתוך האיבר הארוך של עכברים, שנמשך לפחות 8 שבועות. המודל יכול לשמש כדי ללמוד את הפתופסולוגיה של ימפתית ולחקור אפשרויות טיפול הרומן.

Abstract

דגמי בעלי חיים הם בעלי חשיבות עליונה במחקר של ימפתית על מנת להבין את הפתופסולוגיה של המחלה, אלא גם כדי לחקור אפשרויות טיפול פוטנציאליות. מודל זה של העכבר מאפשר לחוקרים לגרום ימפתית משמעותי מתמשך לפחות 8 שבועות. ימפתית הוא המושרה באמצעות שילוב של הקרנות שבירה ואבלציה כירורגית של lymphatics. מודל זה דורש כי העכברים לקבל מנה של 10 אפור (Gy) קרינה לפני ואחרי הניתוח. החלק הכירורגי של המודל כולל הארכה של שלושה כלי הלימפה החילוץ של שני בלוטות הלימפה מתוך הגוף החוצה העכבר. לאחר גישה לכלי מיקרו כירורגי מיקרוסקופ חיוני, בשל מבנים אנטומיים קטנים של עכברים. היתרון של מודל זה הוא שהוא יוצר ימפתית משמעותיים סטטיסטית, אשר מספק בסיס טוב להערכת אפשרויות טיפול שונות. זוהי גם אפשרות גדולה וזמינה בקלות עבור הכשרה מיקרוכירורגית. המגבלה של מודל זה היא כי ההליך יכול להיות ארוך זמן, במיוחד אם לא לתרגל מראש. המודל מביא לימפתית באופן אובייקטיבי בעכברים, מבלי לגרום לתחלואה קשה ונבדק בשלושה פרויקטים נפרדים.

Introduction

ימפתית מאופיין על ידי הצטברות של נוזל הלימפה המובילה נפיחות רקמות מקומי, אשר מתרחשת בעיקר בשל לקויי או זרימה של נוזל הלימפה בכלי הלימפה¹. זרימת הלימפה יכול להיות לקוי או מופרת על ידי זיהום, חסימה, פציעה או פגמים מולדים במערכת הלימפה². אלה התוצאה הסופית של הצטברות של נוזל הלימפה, אשר מוביל למצב כרוני של דלקת, וכתוצאה מכך פיברוזיס הבאים, כמו גם התצהיר של רקמת האדיפוז³. ניתן לסווג את ימפתית כימפתית ראשי או משני. ראשי ימפתית נגרמת על ידי חריגות התפתחותיות או מוטציה גנטית²^,⁴. ימפתית משנית מתרחשת בשל מחלה מערכתית הבסיסית, ניתוח או טראומה²^,⁴. ימפתית משנית היא הצורה הנפוצה ביותר של ימפתית בעולם². במדינות מפותחות, הגורם השכיח ביותר של ימפתית משנית הוא טיפול אונלוגי כגון הקרנות שדון ובלוטות הלימפה לנתיחה⁵. ימפתית הוא הנפוץ ביותר בקרב חולי סרטן השד, אבל יכול גם לפתח בחולים עם גניקולוגיות, מלנומה, שמין או סרטן צוואר^שישה. זה הציע כי מתוך כל הנשים שאובחנו עם סרטן השד, 21% יפתחו ימפתית⁷.

ימפתית יכול להיות מלחיץ את המטופל הן פיזית ופסיכולוגית. חולים עם ימפתית יש סיכון מוגבר של זיהום⁵^,⁸^,⁹, איכות ירודה של החיים והוא יכול לפתח חרדה חברתית ותסמינים של דיכאון¹⁰. הסיבוכים של ימפתית כרונית להוביל לעלות גבוהה של טיפול ונטל מחלות מוגברת⁹^,¹¹. ממצאים הציעו גם כי ימפתית עשוי להיות משויך לסיכון מוגבר למוות לאחר טיפול בסרטן השד¹². ניהול שמרני כגון דחיסה של האזור המושפע, ניקוז לימפה ידני וטיפוח כללי להישאר הגישה הקו הראשון. כרגע אין טיפול מרפא⁶. למרות שההתקדמות נעשתה בתחום הטיפול הכירורגי והרפואי, עדיין יש מקום לשיפור. מחקר נוסף, מתן תובנה הפתופסולוגיה והתקדמות של המחלה, יש צורך לאפשר לרופאים כדי לספק אפשרויות טיפול טוב יותר עבור חולים⁵.

מודלים בעלי חיים נמצאים בשימוש במחקרים פרה-קליניים כדי להבין את הפתופסיולוגיה של מחלות ולפתח אפשרויות טיפול פוטנציאליות. מספר מודלים ימפתית בעלי חיים שונים הוקמו כלבים¹³^,¹⁴, ארנבים¹⁵, כבשים¹⁶, חזירים¹⁷^,¹⁸ ומכרסמים¹⁹^,²⁰^, ^{. 21}^,²²^,²³^,²⁴ המודל מכרסם נראה המודל החסכוני ביותר, כאשר בחקירת שחזור של תפקוד הלימפה, בשל מכרסמים נגיש בקלות יחסית נמוכה במחיר²⁵. רוב המודלים עכברים התמקדו גרימת ימפתית בזנב של עכברים²¹^,²²^,²³. מודל הזנב הוא מאוד אמין, אבל את הטכניקה כירורגית מדויקת לגרימת ימפתית משתנה באופן משמעותי בחומר שפורסם קודם לכן. התוצאה היא תנודות במשך ובחוסן של הימפתית המפותחות שהוצגו בשנת הארגז הידוע²⁵. טכניקות שונות משמשות גם לגרימת ימפתית במודל הגוף החדש והם גם להניב תוצאות משתנות, אבל המודל החדש עשוי להיות קל יותר להבין מנקודת מבט טרנסלבית. הדגמים הקודמים ימפתית כבר ה על ידי החלטה ספונטנית ימפתית ולכן מודל ימפתית להיות לאחר וקבע צריך²⁵. החוקרים ניסו בעבר להגדיל את מינון הקרינה, כדי למנוע את הרזולוציה ימפתית ספונטנית, אבל זה הוביל לעתים קרובות לתחלואה חמורה הבאים²⁵.

מודל זה מביא לימפתית משמעותיים מבחינה סטטיסטית, מבלי לגרום לתחלואה חמורה, על ידי שילוב מיקרו-ניתוחים עם קרינה. המודל תוקן ממודל כירורגי קודם על ידי הוספת מנה של הקרנה הגורמת ימפתית, מבלי לגרום לתחלואה קשה²⁶. הוא גם מציע הזדמנות מצוינת להכשרה מיקרוכירורגית. לאחר גישה לציוד מיקרו כירורגי מיקרוסקופ הוא הכרחי, בשל מבנים אנטומיים קטנים של העכברים. הליך כירורגי ניתן לבצע כאשר המשתמש כבר לימד טכניקות מיקרו כירורגי בסיסיות, כגון תפירה עם כלי מיקרו כירורגי. המפעילים כי ביצעו את ההליך הזה כל קטעי וידאו הדרכה שנצפו על ידי acland על תנאי מראש של מיומנויות יקרוכירורגית (1981) וטכניקה מיקרותפר בסיסי (1985). אנו ממליצים לתרגל את ההליך הכירורגי 8-10 פעמים לפני השימוש בו במחקר. תרגול ההליך מבטיח כי בוצעו פחות טעויות ושהתהליך יכול להתבצע ביתר יעילות. כאשר שולט, ההליך הכירורגי ניתן לבצע בתוך 45 דקות.

Protocol

בעלי חיים היו שוכנו באוניברסיטת דרום דנמרק מתקן טיפול בעלי חיים לפי הנחיות מוסדי. כל ההליכים הכרוכים בנושאי בעלי חיים אושרו על ידי ניסויים בבעלי חיים Inspectorate, משרד הסביבה והמזון של דנמרק.

1. הקרנה טרום-ניתוח

הערה: הקרנה טרום ניתוח מתקיימת 7 ימים לפני הניתוח.

. לגרום להרדמה
1. מניחים את העכבר בתוך תיבת אינדוקציה ולהגדיר את האידוי ל 3% isof, עם שיעור זרימת החמצן של 0.8 ליטר L/min כדי לגרום שאיפת הרדמה.
  הערה: לחילופין ניתן להשתמש בהרדמה, אך במשך הזמן הקצר של ההקרנה גורם להרדמה מספקת. לקבלת התוצאות המוצגות במאמר זה, השתמשו בעכברים C57BL6 נקביים בת 9 שבועות.
2. ודא שהעכבר מורדם לגמרי על-ידי זנב או בדיקת צביטה.
הצב את העכבר להקרנה.
1. אם מסומם לחלוטין, להזיז את העכבר מהתיבה אינדוקציה ולמקם אותו תחת המקור של קרינה במיקום פרקדן ולקבוע בעדינות את הגפיים האחוריות עם קלטת.
  הערה: העכבר יישאר מסומם למשך זמן קצר של הקרינה.
2. במקום משטח עופרת עבה 1.5 מ"מ כדי להבטיח שרק האזור שעובר ניתוח (כלומר, האזור המעגלי עם קוטר של 25 מ"מ סביב הברך) מקבל הקרינה.
ניהול מנה של 10 הקרינה Gy בשיעור מינון של 5.11 Gy/מינימום (100 kVp, 10 mA).
התראה: יש לנקוט אמצעי זהירות בטיחות בעת עבודה עם קרינה. במהלך ניסוי זה, כל הקרנה בוצעה בחדר מבודד קרינה, ומקור הקרינה הופעל רק כאשר כל אנשי הצוות עזבו ואטמו את החדר.
מניחים את העכבר חזרה בכלוב שלו.

2. התקנת ציוד

הערה: יש לבצע את הניתוח בחדר המוקדש להליכים כירורגיים. . המשטח הפעיל חייב להיות עקר

נקי ביסודיות כל משטחי האופרטיביים עם 70% אתנול. . תלבש רשת שיער וסרבל השתמש בכלי ניתוח סטריליים וכפפות סטרילי.
. הכן הרדמה
1. לצייר 1 מ ל של פנטניל (0.315 mg/mL), 1 מ ל של midazolam (5 מ"ג/mL), ו 2 מ ל של מים סטריליים. השתמש מזרקים ומחטים שונים עבור הרכיבים השונים.
2. מערבבים פנטניל ומים סטרילי על ידי ריקון איטי של מזרקים לתוך צינור זכוכית סטרילי. כאשר מעורב, להוסיף midazolam כדי להשלים את פתרון העבודה.
. הכן משככי כאבים
1. לצייר את 0.2 mL של בופרנורפין (0.3 mg/ml) ו 2 מ ל של תמיסת מלח.
2. ערבב את אמצעי האחסון על ידי ריקון איטי של מזרקים לתוך צינור זכוכית סטרילי כדי להשלים את פתרון העבודה.
הפעל את המיקרוסקופ וודא שהדלקת מספיקה, ושהמיקרוסקופ מותאם היטב לעיני המפעיל.
הערה: יש לבצע את כל ההליכים הכירופלסטיים במיקרוסקופ הפעלה. טווח הגדלה של 4 x-25x מספיק.

3. הכנה

שקול את העכבר לפני הניתוח על ידי הצבת העכבר במיכל ריק בקנה מידה נקי.
. מנהל הרדמה
1. לצייר את 0.1 mL של הרדמה לכל 10 גרם של משקל גוף העכבר. הכנס את מתת-עורי ההרדמה. כזריקת בולוס
2. תן לעכבר לנוח בכלוב עם הרבה מצעים ומחסה במשך כ 10 דקות עד הרגעה מלאה. לבחון את עומק ההרדמה על ידי הערכת הרפיה שרירים ולבצע כפה או הזנב צביטה בדיקה.
כאשר הרגעה מלאה, לגלח את הגפיים האחוריות שנבחרו להליך באמצעות קוצץ חשמלי. הקפידו לנגב את השיער העודף.
הפעל את מכשיר החימום, כגון משטח חימום ומכסים אותו במטלית כירורגית.
הגדר את זרימת החמצן ל-0.8 L/min וחבר אותה באמצעות nosecone. . השתמש ב-100% חמצן
הערה: nosecone הוא רק עבור משלוח חמצן ולא הרדמה.
החל משחה אופטלמולוגית ולהזריק 0.5 mL של תת-עורי מלוחים, רצוי בתוך הבית של העכבר, כדי למנוע hypovolemia במהלך הניתוח.
למקם את העכבר לניתוח.
1. מניחים את העכבר על הבד כירורגי במצב פרקדן. . הניחו את הנוס1 מעל החוטם
2. מתואם את סוף הגפיים בעדינות עם הקלטת כדי למנוע העכבר מתזוזה במהלך הניתוח.
3. לחטא את העור באמצעות אלכוהול/כלורהקאיצין או אלכוהול/povidone יוד.

4. כירורגיה

הערה: בדוגמה זו, האיבר האחוריות השמאלי (כאשר העכבר מוצג במצב פרקדן), נבחר עבור ההליך.

. תעשו חתך עגול
1. הרם את העור באמצעות מלקחיים חלקים והצמד לפתח קטן כ-5 מ"מ הקרוב ביותר לפוסות הפוכטיל.
2. שקופית חדה מספריים לתוך הפתיחה ולהצמיד לעבר הברך כך החתך מסתיים ממש מעל הברך. הקפידו לא לנקב את כלי הקיבול על ידי הרמת העור בעזרת מלקחיים תוך כדי חיתוך.
3. להזיז את העכבר לתנוחה נוטה ולהמשיך קליפ מן הברך לכיוון פוסות popliteal עד החתך ההיקפי הושלמה.
. מנתח את העור מתחת לברך
1. בעדינות לנתח את האזור מתחת לברך עד כמה מילימטרים מעל הקרסול, על ידי פתיחה איטית וסגירה של מיקרו מספריים תוך הרמת העור עם מלקחיים.
2. גזור בזהירות את הדבקויות הגלויות שנותרו באמצעות מיקרו-מספריים. השתמש מלוחים סטרילי באופן קבוע כדי לשמור על הרקמה לחות במהלך ההליך כולו.
לנתח את העור בשפה האבובית של החתך ההיקפי, כך שניתן לפרק אותו עם מפסק אלסטי.
הערה: המפסק מאפשר למפעיל לראות טוב יותר את כלי הלימפה האבובית ומונע את השפה האבובית מן הסטה במהלך הניתוח.
בעוד שהוא עדיין במצב נוטה, לסובב את האיבר החוצה בעדינות ולקבוע אותו עם הקלטת, כך וריד ischiatic מוצג מן הנקודה ההכי הרבה ביותר של האזור חשוף לנקודה המרוחק ביותר.
הכנס כ 0.01 mL של פטנט כחול V תת-עורי בין הבוהן השנייה והשלישית באמצעות מזרק 0.5 mL עם מחט של 30 G. לחץ בעדינות על כף היד כמה פעמים כדי להפיץ את הפטנט הכחול V. המחש את כלי הלימפה ואת הצומת לימפה דרך המיקרוסקופ כמו הפטנט כחול V ממלא את כלי הלימפה.
הערה: אם הצבע הכחול של כלי הלימפה דוהה במהלך ההליך, בעדינות לעסות את הכף כדי לקדם את ספיגת, במקום להזריק יותר כחול פטנטים V. שימוש עודף של פטנט כחול V עלול להוביל דליפה וצביעה של הרקמה סביב כלי הלימפה אשר עשוי סכן את ההליך.
אתר את המבנים החשובים: הצומת הלימפה popliteal (PLN), שני כלי הלימפה המרוחק לצומת לימפה (DLV1 ו DLV2), ואת כלי הלימפה אחד האבותיים לצומת לימפה (PLV).
הערה: כל כלי הלימפה ניתן למצוא בסמוך לווריד ischiatic. כלי הלימפה האבודיים נמצא בדרך כלל המדילי לווריד, שני כלי הלימפה המרוחק נמצאים המדילי ולרוחב לווריד. הקיצורים של המבנים משמשים בווידאו הנלווה.
הגדלה בבהירות להמחיש את PLV ו לישער אותו עם תפר ניילון 10-0 באמצעות מיקרו מחט מחזיק מיקרומלקחיים. לחץ על כף היד כמה פעמים כדי להבטיח כי אין פטנט כחול V עובר האבובית לתפר.
הערה: זמירה את השומן המקיף את כלי הלימפה עשוי להיות הכרחי.
חזור על שלב 4.7 לשער. את שני כלי הלימפה האלה לחץ על כפה מספר פעמים כדי להבטיח כי אין פטנט כחול V עובר האבופה לקשירה. אם כלי הלימפה לשקר קרוב וריד ischiatic נסה לבתר עוד יותר distally.
הערה: בדוגמה זו, ניתן לראות שאחד מכלי הלימפה מתפוצץ עקב הקשירה המתמנת את זרימת הלימפה. כלי הלימפה לעתים קרובות לפצל מן הווריד יותר למטה.
הסר את הצומת לימפה popliteal.
1. לאתר את הצומת לימפה popliteal ולחתוך חור קטן עם מיקרו מספריים כדי לגשת אליו ולהסיר אותו עם מיקרולקחיים מיקרו מספריים.
  הערה: הצומת לימפה יש פנינה חלקה כמו משטח בניגוד לרקמת השומן שמסביב.
2. כדי לבדוק אם הרקמה הוסרה היא צומת לימפה, למקם אותו במבחנה מלאה במים.
  הערה: אם הרקמה מורכבת משומן, הרקמה תצוף. , אם הרקמה היא צומת לימפה. הוא ישקע לתחתית
להסיר את משטח שומן אינרירינאלה ואת הלימפה.
1. לפני הסרת משטח שומן מעוקר, להשתמש מקריש דו קוטבית כדי לצרוב את כלי ריצה דרך השומן.
2. לכרות את משטח השומן באמצעות מיקרולקחיים ומיקרומספריים. מהדק בעדינות את כלי הקיבול הקאולים הזורמים דרך השומן. לאחר מכן לכרות בעדינות את רקמת השומן באזור האינרירינרית.
  הערה: הצומת לימפה הממוקם בשומן הוא לעתים נדירות בצבע על ידי פטנט כחול V והוא יכול להיות קשה להבדיל מן השומן. הסרת משטח השומן בחתיכה אחת היא הדרך הטובה ביותר להבטיח את הצומת לימפה הוסר.
לשטוף את הרגל ביסודיות עם תמיסת מלח סטרילי ולאשר דרך המיקרוסקופ כי כל שערות קטנות וחלקיקים הוסרו ביסודיות מהאזור כירורגי כדי למנוע זיהום וזיהום הפצע. . תוודא שאין דימום פעיל
תפר את הקצוות העור למטה facia שריר עם תפרים ניילון 6-0 באמצעות מלקחיים ומחזיק מחט, עוזב פער של 2-3 מ"מ כדי להגביל את זרימת הלימפה שטחית.
הערה: הווידאו הנלווה מציג דוגמה לתפרים גמורים.
. לנהל משככי כאבים לצייר עד 0.1 mL של כאבים לכל 30 גרם של משקל גוף העכבר. הכנס את התת-עורי כאבים. בתור זריקת בולוס
שוקלים את העכבר לאחר ניתוח להשוואה.
מניחים את העכבר בכלוב בארון מחומם להחלמה.

5. טיפול פוסט-פעיל

תן את העכברים בודדים בכלובים כדי להתאושש לאחר הניתוח עם מים ומזון libitum.
לנהל את המינון תת עורית של 0.02 mL של בופרנורפין 3x מדי יום עבור 3 ימים עבור כאבים.
עקוב אחר החיה מדי יום לריפוי הפצע המתאים, סימנים של כאב וזיהום. אם סימנים של זיהום נוכחים, להשתמש משחה אנטיביוטית.

6. הקרנה לאחר הניתוח

שלושה ימים לאחר הניתוח, חזרו על ההליך להקרנה טרום ניתוח (שלבים 1.1-1.4).

תוצאות

הליך זה שימש בעבר בשלושה ניסויים נפרדים. כל הניסויים נעשו על ידי חוקרים מובילים שונים אשר כולם מחברים שותפים של מאמר זה. בכל שלושת הניסויים, הטיפול הגדול נלקח לדבוק באותו תהליך כפי שמתואר בפרוטוקול זה. בכל שלושת הניסויים, ימפתית משנית המושרה באחד הגפיים האחרון בעוד האיבר הקודם השני שימש שליטה. אמצעי האחסון של הגפיים היו התוצאה העיקרית בכל שלושת הניסויים. איור 1 ממחיש את עיצוב המחקר.

כל העכברים עברו מיקרו מחושב טומוגרפיה (μCT) סריקות בשבועות שלאחר הניתוח כדי למדוד את הנפח של הגפיים הרגליים. הסריקות μCT בוצעו על סורק מרובה טרום-קליני (טבלת חומרים) ואת נפח הגפיים הקודם נמדדה באמצעות הפונקציה של אזור הריבית (ROI) בתוכנה המשויכת כפי שתוארה בעבר²⁶. מפרק המפרקים המרוחק ממוקם בתמונות סיבי תלת ממדיות (3d) בשיטה שתוארה קודם לכן²⁷. וכללה את כל הרקמה. הזאת באותה נקודה טווח האונספילד לניתוח הוגדר ל-500 עד 4000.

כל הנתונים נותחו באמצעות תוכנה סטטיסטית (טבלת חומרים). מבחן השוואה מרובה של sidak שימש כדי להשוות את עוצמת הקול של ימפתית המושרה הגפה, עם הגוף החוצה השליטה. הבדל משמעותי בין הימפתית השליטה החוצה האיבר הינו מוגדר כערך P < 0.05.

figure-results-1390
איור 1: עיצוב מחקר ונקודות זמן למדידות התוצאה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

ניסוי 1²⁶ כללה 32 עכברים מופצים לקבוצות של ארבעה. אחת המטרות היתה ללמוד מינונים שונים של קרינה ולמצוא את המינון העדיף ביותר, על גרימת ימפתית מתמשך בלי לגרום לתחלואה קשה. הקבוצה שניתנה לה שתי מנות של 10 הקרנה Gy כללה ארבעה עכברים. איור 2 מראה כי הושגה מצב עקבי של ימפתית בכל 8 השבועות. טבלה 1 מראה כי היה הבדל משמעותי באמצעי האחסון בין האיבר הימפתית החוצה ושליטה מחודש בשבועות 1, 7, ו-8. בעוד שמצב עקבי של ימפתית המושרה הושג, לא היה הבדל משמעותי מבחינה סטטיסטית בין הגפיים במשך כל 8 השבועות. תוצאה זו שונה משני ניסויים אחרים יכול להיות מוסבר בשל גודל המדגם קטן יחסית של ארבעה עכברים. הגדלת מספר המידות תגדיל את כוחה של המחקר ובזאת ההסתברות לזהות הבדל אם ההבדל קיים²⁸.

figure-results-2566
איור 2: ממוצע אמצעי האחסון המשוקף: ניסוי 1. מדידות של 4 עכברים מהקבוצה אשר ניתנה שתי מנות של 10 הקרנה Gy כלולים באיור זה. גרף זה מראה את אמצעי האחסון המורחבים הממוצע ב-mm³ ב 8 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. קווי השגיאה מייצגים את סטיית התקן (SD). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

שבוע	ימפתית נפח ב-mm³ (n = 4)	שליטה בנפח ב-mm³ (n = 4)	ערך פי	95% מרווח ביטחון
1	218.53 ± 9.3	136.78 ± 2.48	0.002	53.77 ל109.73
2	202.25 ± 10.24	141.88 ± 8.02	0.066	(-6.53) ל127.28
3	193.28 ± 10.80	141.20 ± 6.80	0.060	(-3.7)-107.85
4	194.95 ± 21.05	141.50 ± 8.03	0.224	(-41.85) ל148.75
מיכל 5	193.75 ± 7.07	141.70 ± 8.60	0.051	(-0.27) ל104.37
6	193.23 ± 3.42	141.78 ± 10.29	0.054	(-1.56) ל104.46
7	194.95 ± 7.26	143.23 ± 8.90	0.050	0.17 ל103.28
8	195.8 ± 9.65	152.18 ± 5.81	0.009	19.88 ל67.38

טבלה 1: מבחן השוואות מרובות של Sidak: ניסוי 1. הטבלה הזאת מציגה את ההשוואה הסטטיסטית בין כרכים הממוצע של ימפתית המושרה הגפיים ושליטה הגפיים במהלך 8 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. ערכים מוצגים כמו: ממוצע ± SD ב mm³. P-ערך < 0.05 הוא נחשב הבדל משמעותי בין האיבר הימפתית השליטה הגוף החוצה. (מספר התצפיות) = 4.

ניסוי 2 כללה 45 עכברים. 15 עכברים שימשו כפקדים ניתנו זריקות מלוחים. הפקדים משמשים כתוצאות מייצגות כפי שאנו מניחים כי זריקות מלוחים לא היתה השפעה על הנפח של ימפתית המושרה. איור 3 מראה כי הימפתית היה פחות יציב מאשר בניסוי 1. בנוסף, נפח השליטה המחודש גדל במהלך 8 השבועות. פעולה זו מקטינה את ההפרש היחסי המוצג בטבלה 2. זה כבר העריך כי העכברים משתמשים שלהם הגפיים שאינם מופעלים יותר, בשבועות שלאחר הניתוח, וזה מוביל היפרפרס ולהגדיל את הנפח הגפיים של הגפיים הבלתי מופעלים. והכי חשוב, שולחן 3 מראה כי יש הבדל משמעותי סטטיסטית בין האיבר ימפתית הצוואר ואת השליטה החוצה במהלך כל 8 שבועות לאחר הניתוח. מספר גבוה יותר של עכברים מוכיח כי הליך זה יכול לגרום ימפתית משמעותי מבחינה סטטיסטית לפחות 8 שבועות.

figure-results-5675
איור 3: פירושו נפח המשך הגוף: ניסוי 2. מדידות של 15 עכברים מקבוצת הביקורת נכללות באיור זה. גרף זה מראה את אמצעי האחסון המורחבים הממוצע ב-mm³ ב 8 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. קווי השגיאה מייצגים את SD. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

	ניסוי 1		הניסוי השני		ניסוי 3		ניסוי 1, 2 ו -3 משולבים
שבוע	ההבדל המוחלט (mm³)	הפרש יחסי (%)	ההבדל המוחלט (mm³)	הפרש יחסי (%)	ההבדל המוחלט (mm³)	הפרש יחסי (%)	ההבדל המוחלט (mm³)	הפרש יחסי (%)
1	81.75 ± 7.20	0.60 ± 0.04	104.34 ± 25.96	0.76 ± 0.23	85.20 ± 35.05	0.64 ± 0.27	94.02 ± 29.57	0.69 ± 0.24
2	60.38 ± 17.21	0.43 ± 0.14	107.12 ± 44.33	0.79 ± 0.33	85.63 ± 37.94	0.63 ± 0.29	92.77 ± 41.68	0.68 ± 0.31
3	52.08 ± 14.35	0.37 ± 0.11	78.77 ± 39.45	0.57 ± 0.28	74.67 ± 49.57	0.54 ± 0.38	73.74 ± 41.51	0.53 ± 0.31
4	53.45 ± 24.51	0.38 ± 0.19	50.67 ± 29.94	0.36 ± 0.21	50.62 ± 16.35	0.37 ± 0.11	51.01 ± 24.03	0.37 ± 0.17
מיכל 5	52.05 ± 13.46	0.37 ± 0.11	32.74 ± 24.66	0.22 ± 0.17	42.67 ± 11.81	0.31 ± 0.07	39.08 ± 20.02	0.27 ± 0.14
6	51.45 ± 13.63	0.36 ± 0.11	26.80 ± 22.35	0.18 ± 0.14	32.86 ± 10.90	0.22 ± 0.08	32.32 ± 18.96	0.21 ± 0.13
7	51.73 ± 13.26	0.36 ± 0.11	19.04 ± 17.22	0.12 ± 0.11	-	-	25.92 ± 21.15	0.17 ± 0.15
8	43.63 ± 6.11	0.29 ± 0.04	15.15 ± 11.70	0.10 ± 0.08	-	-	21.15 ± 15.96	0.14 ± 0.10

טבלה 2: הפרש מוחלט ויחסי. הטבלה הזאת מציגה את ההבדל המוחלט באמצעי האחסון בין ימפתית-ושליטה החלרגליים ± SD ב-mm³ ואת ההבדל היחסי ± sd באחוזים.

שבוע	נפח ימפתית ב-mm³ (n = 15)	בקרת נפח ב mm³ (n = 15)	ערך פי	95% מרווח ביטחון
1	241.82 ± 35.69	137.48 ± 21.54	< 0.001	82.21 ל126.47
2	242.41 ± 45.13	135.29 ± 5.81	< 0.001	69.33 ל144.89
3	216.85 ± 41.47	138.08 ± 5.31	< 0.001	45.15 ל112.39
4	193.10 ± 31.27	142.43 ± 5.29	< 0.001	25.15 ל76.18
מיכל 5	180.03 ± 26.03	147.29 ± 6.45	0.002	11.72 ל53.76
6	179.89 ± 25.00	153.09 ± 6.56	0.004	7.74 ל45.85
7	176.45 ± 19.77	157.41 ± 7.49	0.008	4.35 ל33.71
8	166.97 ± 11.8	151.82 ± 10.07	0.002	5.18 ל25.12

שולחן 3: מבחן השוואות מרובות של Sidak: ניסוי 2. הטבלה הזאת מציגה את ההשוואה הסטטיסטית בין הכרכים הממוצע של ימפתית המושרה והשליטה האיברים האחרונים ב 8 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. ערכים מוצגים כמו: ממוצע ± SD ב mm³. P-ערך < 0.05 הוא נחשב הבדל משמעותי בין האיבר הימפתית השליטה הגוף החוצה. (מספר התצפיות) = 15.

ניסוי 3 כללה 36 עכברים. 12 עכברים שימשו כפקדים וניתנו זריקות מלוחים. הפקדים משמשים כתוצאה מייצגת כפי שאנו מניחים כי זריקות מלוחים לא היתה השפעה על הנפח של ימפתית המושרה. בניסוי זה את נפח הגפיים האחרונים של העכברים נמדדו עבור 6 שבועות במקום 8. הניסוי נמשך רק 6 שבועות עקב קשיים לוגיסטיים כאשר הניסוי בוצע. איור 4 מראה ימפתית עקבית יותר מאשר ניסוי 2. טבלה 4 מראה כי יש ימפתית משמעותיים מבחינה סטטיסטית ב 6 שבועות לאחר הניתוח.

figure-results-11030
איור 4: ממוצע נפח הגוף המשוקף: ניסוי 3. מדידות של 12 עכברים מקבוצת הביקורת נכללות באיור זה. גרף זה מציג את אמצעי האחסון ממוצע של הגפיים האחרונים ב-mm³ ב 6 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. קווי השגיאה מייצגים את SD. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

שבוע	נפח ימפתית ב-mm³ (n = 12)	שליטה בנפח ב-mm³ (n = 12)	ערך פי	95% מרווח ביטחון
1	219.06 ± 35.00	133.86 ± 10.02	< 0.001	51.66 ל118.74
2	220.90 ± 36.98	135.27 ± 5.89	< 0.001	49.33 ל121.94
3	211.74 ± 47.30	137.07 ± 7.56	0.002	27.24 ל122.11
4	186.09 ± 20.36	135.47 ± 5.70	< 0.001	34.98 ל66.27
מיכל 5	182.35 ± 18.25	139.68 ± 7.45	< 0.001	31.37 ל53.98
6	183.44 ± 12.11	150.58 ± 8.37	< 0.001	22.42 ל43.29

שולחן 4: מבחן השוואות מרובות של Sidak: ניסוי 3. הטבלה הזאת מציגה את ההשוואה הסטטיסטית בין הכרכים הממוצע של ימפתית המושרה ושליטה הגפיים במשך 6 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. ערכים מוצגים כמו: ממוצע ± SD ב mm³. P-ערך < 0.05 הוא נחשב הבדל משמעותי בין האיבר הימפתית השליטה הגוף החוצה. (מספר התצפיות) = 12.

איור 5 ושולחן 5 מראה את הנפח ממוצע הגפיים של כל שלושת הניסויים בשילוב. טבלה 5 מראה כי השימוש בהליך זה תוצאות ימפתית משמעותי מבחינה סטטיסטית מתמשך לפחות 8 שבועות. נתונים מתוך 6 השבועות הראשונים, הם המדידות המשולבות של 31 עכברים מניסויים 1, 2 ו-3. בשבוע 7 עד 8 קיבלנו רק נתונים מניסויים 1 ו -2 וכתוצאה מכך מדידות משולבות מ 19 עכברים.

figure-results-13508
איור 5: אמצעי אחסון משולב אכזרי: ניסוי 1, 2 ו-3. שלושים ואחת עכברים כלולים בששת השבועות הראשונים לאחר ניתוח ו 19 עכברים כלולים בשבועיים הבאים. גרף זה מראה את אמצעי האחסון המורחבים הממוצע ב-mm³ ב 8 שבועות לאחר הניתוח. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. קווי השגיאה מייצגים את SD. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

שבוע	ימפתית נפח ב mm³ (שבוע 1-6 n = 31) (שבוע 7-8 n = 19)	שליטה בעוצמת הקול ב-mm³ (שבוע 1-6 n = 31) (שבוע 7-8 n = 19)	ערך פי	95% מרווח ביטחון
1	230.00 ± 34.46	135.99 ± 16.03	< 0.001	78.19 ל109.84
2	228.90 ± 40.91	136.13 ± 6.32	< 0.001	70.47 ל115.07
3	211.83 ± 41.15	138.09 ± 6.36	< 0.001	51.53 ל95.95
4	190.63 ± 25.81	139.62 ± 6.54	< 0.001	38.15 ל63.87
מיכל 5	182.70 ± 21.52	143.62 ± 7.79	< 0.001	28.36 ל49.79
6	182.98 ± 19.11	150.66 ± 8.36	< 0.001	22.18 ל42.47
7	180.34 ± 19.31	154.43 ± 9.60	< 0.001	11.61 ל40.22
8	173.04 ± 16.42	151.89 ± 9.19	< 0.001	10.35 ל31.94

טבלה 5: מבחן השוואות מרובות של Sidak: ניסוי 1, 2 ו-3 משולב. הטבלה הזאת מציגה את ההשוואה הסטטיסטית בין הכרכים הממוצע של המושרה ימפתית האיברים האחרונים ובקרת הגפיים של 31 עכברים ב 6 השבועות הראשונים לאחר הניתוח 19 עכברים בשבועיים הבאים. כל העכברים קיבלו מנה של 10 Gy הקרנה טרום ניתוח. ערכים מוצגים כמו: ממוצע ± SD ב mm³. P-ערך < 0.05 הוא נחשב הבדל משמעותי בין האיבר הימפתית השליטה הגוף החוצה. (מספר התצפיות) = 31.

Discussion

קיימים מספר שלבים קריטיים בפרוטוקול זה. ראשית, חשוב כי החוקרים לנקוט אמצעי זהירות בטיחות כאשר עובדים עם רדיואקטיביות. שנית, במהלך הניתוח של פרוטוקול זה, חשוב להתחיל את ההליך ברגע שהעכבר מורדם ולסיים אותו ללא הפסקות מיותרות. זה חשוב להימנע מתקופה כירורגית ארוכה מדי עבור בעל החיים כדי למנוע את ההרדמה מאבדים אפקט במהלך הניתוח. מומלץ לנהל רק הזרקת בולוס אחת של הרדמה ולהשלים את ההליך הכירורגי בישיבה אחת. זהו גם צעד קריטי, לא לנהל יותר מדי פטנטים כחול V, כמו עודף פטנט כחול V יהיה לטשטש את הרקמה המקיפה את כלי הלימפה. אם הרקמה שמסביב מקבל דהוי זה יכול להיות כמעט בלתי אפשרי לדמיין את כלי הלימפה וזה פשרות ההליך. גם אם אדם מצליח להמחיש את כלי הלימפה, רקמת דהוי יעשה את זה קשה כדי להעריך אם הפטנט כחול הפטנטים עובר האבויה או לא. הדבר בעייתי משום שהמפעיל חייב להיות בטוח שהליגטורות ממוקמות מכווץ את זרימת הלימפה, כדי להבטיח שהתהליך יצליח. חשוב גם להשאיר פער של 2 עד 3 מ"מ בעת סגירת הפצע. כמו פער העור הזמני נדרש לעתים קרובות כדי לחקות את הפצע האנושי הריפוי תהליך²⁹.

המגבלות של שיטה זו הן שזהו תהליך רב פעמי הדורש גישה למיקרוסקופ והכשרה מיקרוכירורגית קודמת. בעת ביצוע החלק הכירורגי של פרוטוקול זה, חשוב לתכנן את הזמן בין ההליכים המנתחים. הרבה זמן הולך לחכות שהחיה תהיה מורדם, לגלח את האיבר החוזר ובדרך כלל להתכונן לכל הליך כירורגי. לכן, מומלץ להכין את הדיור ואת ההרדמה מראש. חשוב לציין כי כדי להיות בטוח כי ימפתית כרונית המושרה, histopathology יש לנתח. לא כללנו היפואתולוגיה במאמר זה, שהיא הגבלה. ללא histopathology לתמוך בעובדה כי השינויים היסטולוגיים קרה לכלי הלימפה את השינויים בנפח הגפיים התחתונות ניתן לתאר רק בצקת. מאמר זה כולל את כל הנתונים על ארבעת העכברים מניסוי 1²⁶ כולל histopathology ומראה כי היו שינויים משמעותיים הhistopathology באמצעות טכניקה זו. המאמר כולל גם הדמיה לימפתית. באותו הנוהל שימש על העכברים בניסוי 2 ו 3, אבל histopathology הראה לא הבדל משמעותי בין ימפתית האיבר החוצה ושליטה הגפיים בניסויים אלה. מחקרים נוספים כולל histopathology נחוצים עבור מודל זה כדי להבהיר אם ימפתית הוא המושרה ברמה היסטולוגית. ניסויים 2 ו -3 טרם פורסמו ולכן איננו יכולים להפנות אליהם.

בעוד שימוש בסריקות μCT כדי למדוד את עוצמת הקול ההאיבר ניתן לטעון כדי להיות אובייקטיבי יותר מאשר באמצעות שיטת העקירה מים או מדידות היקף, זה עדיין יש מגבלות שלה. טכניקת המדידה יקרה, גוזלת זמן ודורשת גישה לסורק μCT ולניתוח תוכנה.

אחד האתגרים הגדולים ביותר עם מודלים ימפתית מכרסם בכלל, כבר החלטה ספונטנית ימפתית, אלא אם קרינה מוגזמת בוצעה²⁵. בעת פיתוח מודל זה, בדקנו מנות שונות של הקרינה כדי למצוא מנה שתגרום לימפתית מתמשך מבלי לגרום לתחלואה קשה²⁶. בעבר, מודלים ימפתית לא היו סטנדרטיים בשיטות של ימפתית אינדוקציה או הערכות תוצאה. Oashi ואח '²⁰ השתמשו במנה אחת של 30 Gy הקרנה, וליגלו כל כלי הלימפה בשלוש נקודות נפרדות. במחקר זה, ההליך הכירורגי לקח 90 דקות לבצע. למרות שהשיטה שהוצגה במאמר זה יכולה להיחשב כצורכת זמן, החלק הכירורגי של ההליך עדיין ניתן לבצע בערך פי שניים מהיר כמו השיטה שהוצגה על ידי Oashi ואח '²⁰. הייתה להם גם תקופת המשך של 6 חודשים, שהיא הרבה יותר ארוכה מכל המחקרים שהוצגו במאמר זה. עם זאת, הם כללו רק עכבר אחד והם מדדו באופן ידני היקף האיבר כדי להעריך את הנפיחות, בעוד את אמצעי האחסון שהוצגו במאמר זה נמדד על 31 עכברים באמצעות סריקות μCT ו-3D ניתוח תוכנה. קוממאצא ואח '³⁰ הסירו את בלוטות הלימפה הלפרירית ואת כלי הלימפה הקשורים רקמת שומן באמצעות סכין חשמלית. השימוש בסכין חשמלי עשוי להיות גישה פשוטה יותר שאינה דורשת הכשרה מיקרוכירורגית, אך הבצקת הנגרמת נפתרה לאחר יום 4 בעוד שהשיטה המוצגת במאמר זה מציעה ימפתית עקבית שנמשכת לפחות 8 שבועות.

פרוטוקול זה בתקווה לאפשר לחוקרים לשקול את המגבלות ואת היתרונות של המודל המתוקן ימפתית. הפרוטוקול צריך גם לסייע לחוקרים לשכפל בהצלחה את המודל. השיטה יכולה לשמש התצפית בעתיד מחקרים התערבותית כדי להבין את הפתופסולוגיה של ימפתית ומחקר אפשרויות טיפול הרומן. במחקרים עתידיים, זה יהיה גם מעניין לקבל מעקב ארוך יותר מ 8 שבועות כדי להתבונן רק כמה זמן ימפתית המושרה נמשך. זה יהיה גם מעניין להתבונן באפקט של ביצוע הקרנה ממוקדת יותר של עכברים לפני ואחרי ניתוח. ניתן לעשות זאת על-ידי ביצוע סריקת CT ותכנון נפח יעד. במחקרים עתידיים, מודל זה יכול גם להיות נתמך על ידי הדמיה הלימפה מונחה קרינה, פרומטריה או bioimpedance לימודים. שיטה זו מציעה ימפתית משמעותיים מבחינה סטטיסטית מתמשך לפחות 8 שבועות, אשר נמדד ישירות באמצעות הנפחי CT בשלושה ניסויים נפרדים על ידי חוקרים מובילים שונים.

Disclosures

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgements

המחברים מודים פיטר בוללן, ראש המעבדה ביו-רפואי להלוואות את הציוד הדרוש כדי להקליט את המדה לראות דרך מיקרוסקופים.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
10-0 Nylon suture	S&T	12051-10
6-0 Nylon suture - Dafilon	B Braun	C0933112
Coagulator - ICC 50	ERBE
Cotton tipped applicators	Yibon medical co
Dissecting forceps	Lawton	09-0190
Elastic retractors	Odense University Hospital
Electrical clipper	Aesculap	GT420
Fentanyl 0,315 mg/ml	Matrix
Heating pad - PhysioSuite	Kent Scientific Corp.
Isoflurane 1000mg Attane	Scan Vet
Isoflurane vaporizer - PPV	Penlon
Micro jewler forceps	Lawton	1405-05
Micro Needle holder	Lawton	25679-14
Micro scissors	Lawton	10128-15
Micro tying forceps	Lawton	43953-10
Microfine U-40 syringe 0,5ml	BD	328821
Microlance syringe 25g	BD
Microlance syringe 27g	BD
Midazolam 5 mg/ml (hameln)	Matrix
Needle holder - Circle wood	Lawton	08-0065
Non woven swabs	Selefa
Opmi pico microscope F170	Zeiss
Patent blue V - 25 mg/ml	Guerbet
Scissors - Joseph	BD	RH1630
Siemens INVEON multimodality pre-clinical scanner	Siemens pre-clinical solutions
Source of radiation - D3100	Gulmay
Stata Statistical Software: Release 15	StataCorp LLC
Temgesic - 0,2 mg	Indivior
Vet eye ointment - viscotears	Bausch & Lomb

References

Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).
Greene, A. K. Epidemiology and morbidity of lymphedema. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. , Springer International Publishing. New York, NY. 33-44 (2015).
Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. J. Pathophysiology of lymphedema-Is there a chance for medication treatment? Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 96-98 (2017).
Grada, A. A., Phillips, T. J. Lymphedema: Pathophysiology and clinical manifestations. Journal of the American Academy of Dermatology. 77 (6), 1009-1020 (2017).
Chang, D. W., Masia, J., Garza, R. 3rd, Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 209S-218S (2016).
Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
DiSipio, T., Rye, S., Newman, B., Hayes, S. Incidence of unilateral arm lymphoedema after breast cancer: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Oncology. 14 (6), 500-515 (2013).
Douglass, J., Graves, P., Gordon, S. Self-Care for Management of Secondary Lymphedema: A Systematic Review. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004740(2016).
Shih, Y. C. T., et al. Incidence, treatment costs, and complications of lymphedema after breast cancer among women of working age: a 2-year follow-up study. Journal of Clinical Oncology. 27 (12), 2007-2014 (2009).
Ridner, S. H. The psycho-social impact of lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 7 (2), 109-112 (2009).
Gutknecht, M., et al. Cost-of-illness of patients with lymphoedema. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (11), 1930-1935 (2017).
Hayes, S., et al. Prevalence and prognostic significance of secondary lymphedema following breast cancer. Lymphatic Research and Biology. 9 (3), 135-141 (2011).
Danese, C. A., Georgalas-Bertakis, M., Morales, L. E. A model of chronic postsurgical lymphedema in dogs' limbs. Surgery. 64 (4), 814-820 (1968).
Das, S. K., Franklin, J. D., O'Brien, B. M., Morrison, W. A. A practical model of secondary lymphedema in dogs. Plastic and Reconstructive Surgery. 68 (3), 422-428 (1981).
Huang, G. K., Hsin, Y. P. An experimental model for lymphedema in rabbit ear. Microsurgery. 4 (4), 236-242 (1983).
Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
Lahteenvuo, M., et al. Growth factor therapy and autologous lymph node transfer in lymphedema. Circulation. 123 (6), 613-620 (2011).
Honkonen, K. M., et al. Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema. Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).
Wang, G. Y., Zhong, S. Z. A model of experimental lymphedema in rats' limbs. Microsurgery. 6 (4), 204-210 (1985).
Oashi, K., et al. A new model of acquired lymphedema in the mouse hind limb: a preliminary report. Annals of Plastic Surgery. 69 (5), 565-568 (2012).
Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
Cheung, L., et al. An experimental model for the study of lymphedema and its response to therapeutic lymphangiogenesis. BioDrugs : Clinical Immunotherapeutics, Biopharmaceuticals and Gene Therapy. 20 (6), 363-370 (2006).
Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
Tammela, T., et al. Therapeutic differentiation and maturation of lymphatic vessels after lymph node dissection and transplantation. Nature Medicine. 13 (12), 1458-1466 (2007).
Frueh, F. S., et al. Animal models in surgical lymphedema research--a systematic review. Journal of Surgical Research. 200 (1), 208-220 (2016).
Jorgensen, M. G., et al. Quantification of Chronic Lymphedema in a Revised Mouse Model. Annals of Plastic Surgery. 81 (5), 594-603 (2018).
Frueh, F. S., et al. High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb. Scientific Reports. 6, 34673(2016).
Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).
Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage. Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).
Komatsu, E., et al. Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model. Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

153

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: