Amélioration de la préparation et la conservation de l'hippocampe Tranches de souris pour un enregistrement très stable et reproductible de potentialisation à long terme

Cet article présente une méthodologie complète pour préparer et conserver In vitro Coupes d'hippocampe aiguë de souris adultes. Ce protocole permet l'enregistrement de potentialisation à long terme durable très stable (LTP) pendant plus de 8 heures avec un taux de réussite de 95%.

Potentialisation à long terme (LTP) est un type de plasticité synaptique caractérisée par une augmentation de la force synaptique et censé être impliqué dans l'encodage de la mémoire. LTP a suscité dans la région CA1 de tranches d'hippocampe aiguë a été largement étudiée. Cependant, les mécanismes moléculaires qui sous-tendent la phase d'entretien de ce phénomène sont encore mal compris. Cela pourrait être dû en partie aux différentes conditions expérimentales utilisées par les différents laboratoires. En effet, la phase de maintien de la LTP est fortement dépendant de paramètres extérieurs tels que l'oxygénation, la température et l'humidité. Il dépend aussi de paramètres internes tels que l'orientation du plan de tranchage et la viabilité de la tranche après dissection.

L'optimisation de tous ces paramètres permet l'induction d'une potentialisation très reproductible et très stable à long terme. Cette méthode offre la possibilité d'explorer plus avant les mécanismes moléculaires impliqués dans l'augmentation stablela force synaptique dans des coupes d'hippocampe. Il souligne également l'importance des conditions expérimentales dans l'investigation in vitro de phénomènes neurophysiologiques.

Aujourd'hui, il ya une compréhension limitée de la façon dont les souvenirs complexes sont mémorisés et rappelés au niveau du circuit neuronal. Cependant, une hypothèse unificatrice de stockage de mémoire est disponible et largement acceptée: les souvenirs sont stockés comme des changements dans la force des connexions synaptiques entre les neurones dans le système nerveux central. À elle seule, la recherche sur la plasticité synaptique a largement bénéficié de deux découvertes révolutionnaires. (1) Dans un essai séminal, Bliss et Lomo ^1, en ​​utilisant le lapin anesthésié intact, a constaté que la livraison d'une brève haute fréquence (1 sec, 100 Hz) stimulation de la voie perforante de l'hippocampe a provoqué une longue durée (plusieurs heures) augmenter dans les connexions synaptiques liés. Ce phénomène fascinant s'appelait «potentialisation à long terme» ou LTP par Douglas et Goddard en 1975 ^2. (2) Par la suite, il a été constaté qu'un phénomène similaire pourrait être déclenché dans des tranches de cerveau (0,4 mm) maintenu artificiellement en vie in vitro . La LTP plus étudié a été observée in vitro en fournissant un ou plusieurs tetani à un faisceau d'axones (les soi-disant collatérales de Schaffer) tout en enregistrant le champ excitateur potentiel synaptique résultant évoqué dans les neurones pyramidaux de la région dite CA1. Les mécanismes de LTP induction ont été largement mis en évidence. Fondamentalement, un influx de ^{Ca2 +} à travers les récepteurs NMDA active les enzymes avec deux conséquences: une phosphorylation des récepteurs AMPA (ce qui augmente leur efficacité) et une incorporation de récepteurs AMPA supplémentaires dans la membrane post-synaptique ^3. En revanche, les mécanismes de la phase de maintien de la LTP sont largement inconnues, notamment parce qu'elle est expérimentalement beaucoup plus difficile de maintenir une tranche santé pendant de nombreuses heures que pendant 30 à 60 min.

Beaucoup d'études ont été consacrées à la compréhension des mécanismes LTP et des théories intéressantes ont été élaborés au cours des années ^4-11. Mais l'ONUjusqu'à présent, les mécanismes moléculaires précis qui sous-tendent l'augmentation stable de la force synaptique n'ont pas été élucidées. Cela pourrait être dû en partie à la difficulté de reproduire les résultats précédents dans différents laboratoires utilisant des techniques différentes pour la préparation et l'entretien des coupes d'hippocampe. Dans leur document de méthodologie, le ¹² Sajikumar et al. Souligné l'importance des conditions expérimentales pour la préparation de coupes d'hippocampe de rat et l'enregistrement de LTP stable. Dans cette vidéo, nous vous présentons l'ensemble des étapes d'optimisation développés dans notre laboratoire au cours des années pour être en mesure d'enregistrer une LTP très stable dans les tranches d'hippocampe de souris.

Cette optimisation a été faite à partir des protocoles développés et utilisés avec succès par d'autres laboratoires qui étudient les mécanismes LTP chez les souris et les rats ^{13 11.} Il permet aux chercheurs expérimentés pour induire et enregistrent une très longue durée LTP chez des souris adultes avec un taux de réussite élevé. Le physiological base de la LTP induite a été soigneusement vérifié et démontré ^14. Dans ce document de méthodologie, nous montrons que les modifications des conditions expérimentales, telles que la température ou l'oxygénation peuvent avoir un impact profond sur l'entretien LTP alors que la procédure de dissection peut profondément modifier tranches excitabilité. Il faut également souligner que le contrôle précis de tous ces paramètres nécessite une formation de plusieurs mois pour les étudiants débutants.

Toutes les procédures d'animaux ont été effectuées en conformité avec les Instituts de réglementation de la Santé nationale pour le soin et l'utilisation des animaux en recherche et avec l'accord du comité d'éthique local.

1. Préparation de Artificial liquide céphalo-rachidien

Les mêmes médias sont utilisés pour disséquer, couper et perfuser tranches (1 ml / min) pendant la période de repos et les enregistrements électrophysiologiques. Ce support est composée de NaCl 124 mM, 4,4 mM de KCl, 26 mM _NaHCO3, 1 mM de NaH ₂ PO _4, 2,5 mM de _CaCl2, 1,3 mM _MgSO4 et 10 mM D-glucose.

1. Peser les différentes composantes de 2 L de ACSF sauf MgSO _4, qui est déjà en solution (1 M). En utilisant une solution standard permet d'être sûr de la concentration exacte de Mg ^{2 +,} car _MgSO4 en poudre est fortement hygroscopique. Ca ^{2 +:} Mg ^{2 +} rapport influe grandement sur ​​l'induction et l'entretien LTP¹⁴ et donc leurs proportions doivent toujours être respectés.
2. Mettez tous les composants à l'exception de _CaCl2 dans un verre graduée et porter à 2 L d'eau distillée H ₂ O.
3. Remuer vigoureusement. Quand tout est dissous, ajouter carbogène par un bulleur d'aquarium et de tubes attachés à la cuve (95% O _2, 5% de CO _2). Attendez quelques minutes et ajouter du chlorure de calcium lorsque le pH est fixé à 7,4 par l'action de tampon bicarbonate.
4. Gardez 600 ml dans un plat rectangulaire en verre réfrigéré et refroidir à 4 ° C avec de la glace autour de l'assiette. Ce support sera utilisé pour la dissection de l'hippocampe.
5. Filtrer l'1,400 ml restants et conserver dans une fiole Erlenmeyer.

2. Préparation du Rig électrophysiologique et le cerveau Slice chambre d'enregistrement

Le circuit de perfusion est composé de 2 pompes péristaltiques, un pompage de fluide frais à partir d'un réservoir de réserve et l'autre de pompage de fluide utilisé de tchambre, il vous enregistrez sur une poubelle. Liquide frais est ajouté à un système de perfusion artisanale où elle est ré-oxygéné et chauffé avant d'atteindre la chambre d'enregistrement d'interface par gravité (figure 1A). La chambre d'enregistrement de l'interface été conçu par FST (Outils Fine Science, Vancouver, Canada, figure 1B). des tranches de tissu sont placés sur le filtre net tissés attachés à un anneau de puits amovible et peut être maintenue en permanence dans des conditions d'interface en réglant la hauteur du puits d'aspiration d'aiguille. Un tube en matière plastique fait maison est bloqué à son extrémité et perforé latéralement (0,5 mm) est fixé à l'aiguille d'aspiration pour augmenter la stabilité de ce niveau dans la chambre. La tête d'enregistrement est montée sur un bain d'eau contenant une pierre de dispersion de gaz qui contribue à maintenir un environnement humide en faisant passer de l'air humide à travers des orifices de déviation dans la tête d'enregistrement (pour diminuer la formation de gouttelettes d'eau). Bain et de la température du fluide sont contrôlées en faisant varier en continu le niveau de courant continu èmerugueux un caoutchouc de silicone incorporée élément de chauffage dans le bain d'eau. Thermistances dans le bain d'eau et les puits d'enregistrement de la température permettent de la chambre pour être réglée et contrôlée précisément à ces sites.

Le système de chauffage de la chambre est complétée par un système de chauffage global commander la température de l'ensemble du gréement. Le logiciel développé par des chercheurs de l'Université d'Edimbourg ( www.etcsystem.com ) surveille et égalise la température de l'air oxygéné, la tranche de cerveau, les électrodes et le gréement restant fournir un environnement stable pour les enregistrements à long terme (figure 1C) . La température utilisée pour des coupes d'hippocampe de souris est de 28 ° C.

1. Rincez tout le circuit de perfusion à l'eau distillée H ₂ O pour un minimum de 20 min et démarrer les systèmes de chauffage.
2. Commencez le bouillonnement carbogène dans le circuit. Carbogen arrive dans les faits maison tubes de perfusion à travers fbougies ILTER et dans le bain d'eau au-dessous de la chambre d'enregistrement. Le débit dans le bain d'eau est contrôlé par un débitmètre. Si le débit est trop lent, le tissu pourrait devenir hypoxique. Inversement, si le débit est trop élevé, le gaz pourrait ne pas être suffisamment réchauffé et humidifié menant au séchage du tissu. Débit de gaz élevé peut aussi augmenter les chances de pulvérisation d'eau sur le tissu du bain d'eau au-dessous menant à un choc osmotique. Ceci peut être évité en ajoutant des bits de nylon de maille (100 um) à la sortie des orifices de déviation.
3. Purger le circuit et remplir avec ACSF filtré.
4. Mettez l'anneau qui soutiendra la tranche dans la chambre de retenue. Un filtre filet tissé avec des ouvertures de mailles allant de 500 à 750 um est étiré et fixé sur le noyau avec deux parties de la colle époxy à base de résine. Le filtre net tissé est composé de 87% polyamide et 13% élasthanne (culotte 15 den). Colle doit être appliquée avec soin pour éviter la formation de reliefs à la surface de la ring.
5. Retirez soigneusement toutes les bulles d'air du circuit.
6. Ajuster le niveau de ACSF dans la chambre d'enregistrement par la vis de l'aiguille d'aspiration. La vitesse des pompes péristaltiques est ajusté à 1 ml / min pour la pompe d'entrée et de 5 ml / min pour la pompe de sortie.

Le système de perfusion est placée sur une table rigide résistant aux vibrations et entouré d'une cage de Faraday.

3. Préparation de la zone de dissection

Instruments chirurgicaux: un scalpel avec une lame # 11, petits ciseaux standards de dissection, ciseaux, pinces à ressort courbes, deux Heidemann spatules et une cuillère.

Les données supplémentaires: une guillotine, une alèse, un hacheur de tissu McIlwain avec une lame de rasoir, un papier filtre, une pipette Pasteur en verre avec une tétine en caoutchouc, deux plastique Pasteur pipettes dont l'une avec une large ouverture, une boîte de Pétri, un cylindre métallique de 7 mm de diamètre (figure 2A).

1. dans le plat rempli de dissection froide ACSF (préparé à l'étape 1), plonge un couvercle en verre réfrigéré d'un plat de coloration, enveloppé dans du papier filtre. Retirez délicatement les bulles d'air et oxygéner l'ACSF à travers un barboteur aquarium (figure 2A).
2. Disposez les instruments dans l'ordre d'utilisation. Ajouter trois couches de papier filtre sur la plaque de découpage de tissu et d'une nouvelle lame de rasoir nettoyé avec de l'eau distillée et de l'éther (figure 2B). Lame de rasoir doit être horizontale lorsque la pile de papier. la force de la lame est ajustée à la moitié de la valeur maximale et la vitesse à environ un tiers de la valeur maximale.
3. Vérifiez attentivement si tout est prêt (instruments, température ...) parce que vous n'aurez pas le temps par la suite.
4. Demandez à quelqu'un de pulvériser la dissection avec une pipette Pasteur rempli avec ACSF froid.
5. Anesthésier la souris avec IP Nembutal (100 mg / kg) avant la décapitation. anesthésie à l'halothane peut également être utilisé. Nous avons comparé les deux méthodes et bénéficier du droitminé mêmes résultats. Décapitation doit être réalisée sous anesthésie mais dislocation cervicale peut également être utilisé. Cependant dislocation cervicale a besoin d'une très bonne pratique pour éviter la souffrance animale.
6. Disséquer le underpad aussi rapidement que possible sous ACSF douche froide continue.

4. Retrait du cerveau

1. Tout en maintenant toujours la tête avec l'index et le pouce d'une main sur la bouche, faire une incision avec des ciseaux de dissection le long du milieu de la partie supérieure de la tête à partir du bord de la coupe guillotine et le fonctionnement rostralement à l'os frontal .
2. Couper à travers le muscle cutané de chaque côté de la tête pour exposer pleinement les plaques de crâne et de supprimer les muscles sur le côté extrême de la tête.
3. Avec des ciseaux de dissection, couper le muscle temporal de chaque côté, le long de la plaque temporal, puis couper les plaques frontales dans le milieu, transversalement. Ensuite, faire une petite coupure sur l'os occipital, entre les deux plAtes.
4. Pour chaque face, coupée à la base caudale des plaques occipitaux.
5. Coupez le long de la suture sagittale avec des ciseaux à ressort.
6. Avec des pinces, retirer les moitiés de crâne en les étalant les uns des autres.
7. Avec le scalpel, couper transversalement juste après le bulbe olfactif et juste avant le cervelet puis plonger le cerveau extrait dans le plat de dissection avec ACSF froid.

5. Dissection hippocampique

1. Une fois que le cerveau est immergé dans le plat de dissection, séparer les deux demi-sphères de l'autre avec un scalpel insérée dans le milieu.
2. La dissection de l'hippocampe est réalisée avec spatules sous contrôle visuel à travers un microscope opératoire binoculaire (X25, figure 2A). D'un hémisphère, écartez avec précaution les structures pour voir le ventricule latéral. Enlevez le tronc cérébral et le diencéphale. Cela se fait en appliquant le spatules sur le cortex frontal sur un côté et sur le diencéphale sur leautre côté. Prenez soin de ne pas toucher l'hippocampe avec les spatules et de ne pas l'étirer pendant la coupe du tissu.
3. Sever le cul de sac puis poussez doucement l'hippocampe sur le cortex (rouler), en insérant une spatule dans le ventricule.
4. Lorsque l'hippocampe est extraite, enlever les tissus de cortex excès et les vaisseaux sanguins restants.

6. Couper des tranches

1. Avec un plastique bouche grande pipette Pasteur, transférer l'hippocampe dans une cuillère avec ses hausse de surface Alvear (côté convexe).
2. Retirer l'excès de liquide avec une pipette Pasteur en plastique standard.
3. Astuce jusqu'à la cuillère verticalement près de toucher le papier filtre du hacheur (figure 2B) et déposer l'hippocampe de la cuillère, en touchant rapidement le papier filtre puis reculer la cuillère.
4. Orienter l'hippocampe et le découper transversalement à 400 um avec le hachoir (voir figure 2C pour l'orientation de l'hippocampepus par rapport à la lame de rasoir). Agir aussi rapidement que possible.
5. Retirez le papier filtre avec l'hippocampe en tranches et l'enrouler autour du cylindre métallique de répartir les tranches un peu. Puis, libérez les tranches avec des pulvérisations de ACSF utilisant un standard en plastique pipette Pasteur et à leur rassemblement dans une boîte de Pétri remplie avec ACSF froid.

7. L'incubation des tranches d'interface

1. Sélectionner tranches avec une pipette Pasteur plastique standard et placer rapidement dans la chambre d'enregistrement. Tranches remettre des traumatismes de dissection directement dans la chambre d'enregistrement, dans l'interface à 28 ° C.
2. La tranche sera très probablement évier. Abaisser le niveau de liquide d'atteindre le niveau de tranche, puis porter à le faire flotter.
3. Tourner la tranche dans la position correcte pendant l'abaissement du niveau. Les tranches sont toujours orientés de la même manière afin de faciliter le positionnement des électrodes (2 stimulant et une des électrodes d'enregistrement) dans la région CA1.
4. Arrêtez-vous lorsquele fluide est en interface. Un "ménisque" du support autour de la tranche est indicatif d'un niveau suffisant de médias. Le filtre net doit être saturé de médias, mais pas complètement immergée.
5. Gardez la chambre couverte de papiers filtre placé sur le couvercle perforé.
6. Laisser reposer la tranche pendant au moins 1,5 heures à 28 ° C.

8. Enregistrement des réponses synaptiques

1. Enregistrement d'électrode: capillaires en verre sont tirés d'obtenir une résistance à la pointe de 2-5 MQ lorsqu'il est rempli avec ACSF. Un petit morceau de papier filtre est placée autour de la pointe de l'électrode et de la cire d'os est appliquée à l'extrémité pour réduire la condensation. Électrodes de stimulation: platine-iridium électrodes de munitions bipolaires avec un diamètre de 12,5 um sont achetés auprès de FHC (USA). Avec des soins appropriés, chaque électrode peut être utilisé au moins 30 fois (figure 1B).
2. Positionner les électrodes dans le stratum radiatum de la région CA1, toutes les électrodes alignéesvers le haut (figure 3A). Les électrodes sont abaissés de 75 à 150 um sous la surface de la tranche avec micromanipulateurs Narishige. Les deux électrodes de stimulation sont placées pour stimuler deux faisceaux distincts de Schaffer collatéraux. Lorsque les électrodes sont abaissées sur la tranche, papiers filtres sont soigneusement placées tout autour pour fermer la chambre.
3. La stimulation biphasique (0,08 msec durée d'impulsion par demi-onde) est effectuée à une tension constante avec un stimulateur Grass connecté à des unités d'isolement UES-V. Réponse maximale est effectuée par augmentation de l'intensité de stimulation à partir de 2 V à 12 V. maximale EPSP de champ sont amplifiés 1000 fois avec un amplificateur WPI ISO-80 et filtrés à 10 Hz et 10 kHz. Le signal est ensuite envoyé à un PC via un convertisseur A / D Instrument National. Stimulation, l'acquisition et l'analyse des données sont effectuées en utilisant le programme WinLTP ( www.winltp.com ). EPSP de champ sont enregistrés à 40% de l'amplitude maximale obtenue à une entrée de départmettre courbe. Pour chaque tranche, les pentes fEPSP sont normalisées contre la pente moyenne sur les 30 min précédant LTP induction.
4. LTP est déclenchée par l'application d'un seul train de stimulation (100 Hz) à la force d'essai sur une voie tandis que la seconde voie sert de témoin.

9. Le nettoyage de l'installation

1. Rincer tout le circuit avec une solution à 3% de peroxyde d'hydrogène (H ₂ O ₂₎ pendant au moins 10 min, puis égoutter. Le circuit sera soigneusement rincé à l'eau distillée avant de commencer toute expérience. L'utilisation de H ₂ O ₂ n'est pas absolument nécessaire que d'autres laboratoires utilisent uniquement de l'eau distillée pour le nettoyage, mais nous avons remarqué le dépôt de résidus noirs dans le système de tuyauterie en utilisant uniquement de l'eau.
2. Remplacer l'eau dans le bain d'eau au-dessous de la chambre d'enregistrement.
3. Bain stimulant les conseils des électrodes dans l'alcool pendant 5 min.

Cette méthodologie a été utilisée pour analyser les propriétés de potentialisation à long durable à long terme induite dans des coupes d'hippocampe aiguë de souris C57BL/6J adultes (JANVIER SAS, France) ^14. Étonnamment, l'amélioration des conditions expérimentales a conduit à une nouvelle façon de regarder LTP. Nous avons montré que augmentation durable de la force synaptique n'exigeait pas la synthèse de nouvelles protéines.

Ici, nous montrons que l'induction de LTP dépend de tranches de viabilité et de l'excitabilité. Lorsque la dissection de l'hippocampe était trop lent ou trop dangereux, tranches excitabilité accrue et réponses polysynaptiques pu être observée après LTP induction (figure 3B). Dans ce cas, LTP induction était beaucoup moins efficace et la potentialisation n'a pas été maintenue.

Nous tenons à insister sur le fait que, même en tranches, les conditions techniques apparemment en bonne santé ont une grande influence sur la durée de la LTP induite par un seulle train de stimulation. Dans les publications antérieures, notre groupe a montré qu'une LTP de courte durée peut être transformé en une longue durée un en modifiant les conditions de reprise de la tranche ^15. Au cours des années de pratique quotidienne, nous avons observé que des améliorations successives de notre technique ont conduit à une augmentation progressive de la durée de la LTP induite par un seul train dans des conditions normales. En effet, les enregistrements réalisés en 2005 ont montré une LTP de courte durée revenir à l'état initial à moins de 3 heures (figure 3C, cercles pleins). Des modifications dans la procédure de dissection réduction du tissu étirement ont permis d'obtenir une LTP soutenue pendant 6 h ¹⁶ (figure 3C, carrés pleins). Et enfin, l'amélioration de l'oxygénation de l'interface et le contrôle de la température, combinée avec la normalisation de l'électrode ont conduit à une LTP stable pendant plus de 8 heures (figure 3C, cercles ouverts). La différence entre les trois groupes est significative (un-way ANOVA, F (2,20) = 49,5, P <0,001).

De plus, toute modification de la température ou l'oxygénation induit une augmentation ou une diminution de la réponse synaptique (Figure 4). Le contrôle de ces paramètres a été vérifiée en utilisant toujours deux électrodes de stimulation. LTP est induite sur un faisceau de Schaffer collatéraux tandis qu'un autre paquet a été utilisé comme contrôle interne de la stabilité de la force synaptique.

Figure 1. Plate-forme électrophysiologique et le cerveau chambre d'enregistrement de la tranche. (A) le circuit de perfusion à-mesure domicile système de perfusion par gravité alimented par une pompe péristaltique, les unités de stimulation isolé (deux par électrode), microscope chirurgical et de la chambre d'enregistrement. (B) chambre d'enregistrement de l'interface avec la stimulation etdes électrodes d'enregistrement. Les papiers filtres ont été retirés du couvercle de voir la bague de support de la tranche. (C) Unité de commande avec 2 stimulateurs, oscilloscope, un convertisseur A / D, logiciels de contrôle de la température et des logiciels de WinLTP.

Figure 2. Outils et matériels utilisés pour l'hippocampe trancher. (A) plat de dissection contenant ACSF réfrigérée et d'un microscope chirurgical. Scalpel monté avec une lame # 11, petits ciseaux standards disséquer, ciseaux à ressort, pinces courbes, deux Heidemann spatules, cuillères, 2 Pipettes Pasteur en plastique dont une avec une grande bouche, boîte de Pétri, cylindre métallique d'un diamètre de 7 mm et la bague qui soutient la tranche dans la chambre d'enregistrement. (B) broyeur de tissu McIlwain. (C) Dessin et photographie of l'hippocampe gauche en position de coupe. L'orientation de la lame de rasoir est indiqué par la ligne en tirets rouge. Échelle du réticule:. 1 mm Cliquez ici pour agrandir la figure .

Figure 3. L'induction de la LTP dans des coupes d'hippocampe. (A) Croquis montrant les deux entrées synaptiques indépendants S1 et S2 de la même population neuronale. Dans chaque tranche, deux électrodes de stimulation (S1 et S2) ont été mises en place. Voie S1 a été utilisé pour induire la LTP, tandis que la voie S2 a agi comme témoin. (B) des traces de fEPSP d'exemples d'expériences individuelles dans une tranche parfaitement sain (à gauche) et dans une tranche présentant un haut niveau d'excitabilité (à droite). Ils ont été enregistrés juste bef le minerai à induction LTP (traces rouges) et une heure après l'induction LTP (traces bleues). Quand les tranches sont pas en parfaite santé (à droite), les réponses polysynaptiques sont observés et la pente potentialisation fEPSP est réduite. (C) Comparaison des cours à temps partiel de la pente fEPSP après LTP induite par un seul train de stimulation à haute fréquence (100 Hz, 1 sec) enregistrées en 2005, 2010 et 2011 dans notre laboratoire. Les premières expériences ont été enregistrées en 2005 (cercles remplis, n = 11). Enregistrements ultérieurs (Villers, et al. 2010) ont bénéficié d'une procédure de dissection améliorée (carrés pleins, n = 6). Les résultats actuels proviennent de l'optimisation de l'oxygénation de l'interface et de contrôle de température le long de la normalisation de l'électrode (cercles ouverts, n = 6). Cliquez ici pour agrandir la figure .

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Figure 4. La variation de la pente fEPSP en fonction de la température et du débit d'oxygène. (A) l'augmentation du débit d'oxygène dans un bain d'eau sous la chambre d'enregistrement de 0,15 à 0,25 L / min (courbe bleue) induit une diminution de la pente fEPSP de 20% (courbe rose). (B) L'augmentation de la température de 28 à 29 ° C (courbe verte) induit une augmentation de plus de 50% en fEPSP pente (courbe rose). Cliquez ici pour agrandir la figure .

Nous avons développé dans notre laboratoire un protocole résultant de la combinaison des méthodes développées et utilisées par d'autres laboratoires ayant une grande expertise dans la LTP enregistrements ^11,17. Ce protocole est adapté à l'hippocampe de souris adulte et peut être utilisé chez les animaux de tout âge et de tout génotype de fond. Il permet également l'analyse de LTP dans des souris transgéniques développement des maladies neurodégénératives comme la maladie d'Alzheimer ^18,19.

L'utilisation de ce protocole pour des coupes d'hippocampe de rat pourrait nécessiter quelques adaptations. Par exemple, la plupart des études réalisées sur des rats utilisent une température de 32 ° C au lieu de 28 ° C. Mathis et al. ²⁰ a proposé une autre méthode pour la préparation de coupes d'hippocampe de souris ou de rats vieillissants.

Matériel et méthodes

C57BL/6J proviennent JANVIER SAS (France), mais mêmes résultats sont obtenus avec des souris C57BL/6J de Charl es rivière France.

L'hippocampe est rapidement isolée tandis que le tissu est immergé dans ACSF froid pour réduire les dommages cellulaires. Cela permet une réduction excitotoxicity mais il est connu pour induire la prolifération ^21,22 synapse qui peut masquer plus plasticité synaptique structurelle.

Ensuite, nous utilisons un broyeur de tissu pour trancher au lieu de vibratome. Un hélicoptère de tissu est particulièrement bien adapté à la sectionnement de petits morceaux de tissu comme l'hippocampe de souris. Sur le broyeur de tissus, de l'hippocampe est toujours orienté de la même façon selon le mode opératoire de Alger et al. ^23. Ils ont placé les stries sur la surface alvear, visible avec un éclairage oblique, parallèle à la lame de rasoir. Cette méthode fournit des coupes d'hippocampe de la partie dorsale coupée avec un angle de 15 ° par rapport à l'axe transversal (voir figure 2C). Par la suite, les tranches sont manipulées avec un minimum de contact direct.

Les paramètres externes sont soigneusement contrôlés pour obtenir des résultats reproductibles. Bipolaire munitions électrodes de stimulation (FTC) sont utilisés au lieu des électrodes faits maison afin d'augmenter la reproductibilité à induction, voyant que l'amplitude de la LTP induction dépend vraiment de la qualité des électrodes.

système de télépéage de l'Université d'Edimbourg ¹¹ maintient une température constante et uniforme à l'intérieur de l'ensemble du montage expérimental et la consommation de carbogène est stabilisé avec un débitmètre. niveau de l'interface est contrôlée visuellement à l'aide d'un microscope binoculaire chirurgicale et est maintenu très stable avec un système d'aspiration de la pompe péristaltique.

Résultats

Ce protocole toutows l'induction d'une LTP très stable qui reste tributaire des conditions extérieures telles que la température et l'oxygénation. Nous avons déjà démontré que la LTP induite dans ces conditions était dépendante de récepteurs NMDA, α-CaMKII autophosphorylation et l'activation de la PI3-kinase qui sont les voies moléculaires classiques impliqués dans la LTP ^14. En revanche, nous avons été incapables de reproduire la dépendance de la phase de maintien de la LTP sur la synthèse de nouvelles protéines. La capacité des inhibiteurs de la synthèse des protéines, et de anisomycine en particulier, pour empêcher le développement de la phase tardive de la L-LTP lorsqu'elles ont été appliquées autour de l'induction a été signalé à plusieurs reprises ^4,25. Cela a conduit à l'hypothèse communément admise que la stabilisation de la plasticité synaptique pendant plus d'environ 2-3 heures nécessaire au déclenchement du stimulus LTP-inductive d'une synthèse transitoire de nouvelles protéines ^26. Cependant, les expériences récentes ont suggéré que les choses étaient plus compliquées ^{27 -}32. LTP induite dans nos conditions expérimentales a été maintenue, même en présence d'inhibiteurs de la synthèse des protéines suggérant que d'autres mécanismes que nouvelle synthèse des protéines pourraient être impliqués dans la phase durable de LTP.

Néanmoins, une expérimentation in vitro soulève toujours la question de la pertinence physiologique du phénomène observé. Tranchage induit des modifications dans l'état de phosphorylation des protéines impliquées dans les formes dépendants de l'activité de la plasticité synaptique ³³ et l'altération de l'état métabolique du tissu ^34. Le taux de la synthèse protéique est réduite à 10 à 15% de celle observée in vivo ³⁵ et de l'équilibre entre l'ARNm et des protéines est perturbé ^36. Pour toutes ces raisons, nous devons être prudents dans l'interprétation des résultats.

Par définition LTP est une longue durée (jours, semaines) l'amélioration rapide induite d'une synapse excitatrice, ce qui a probablementjoue un rôle important dans la mémoire à long terme. LTP, in vivo, peut durer plusieurs semaines et des changements similaires dans la force synaptique se produire lors de l'apprentissage ^37,38. En outre, la plupart du temps, lorsque LTP à long terme est empêché par des mutations, de la mémoire à long terme est compromise ^39.

Plus problématique est le parallèle entre la mémoire à court terme et la potentialisation de courte durée à long terme. Le premier problème, c'est que la durée de chaque phénomène est inconnue. La mémoire à court terme a été étudié 1 heure 1 jour après la procédure d'apprentissage alors que les LTP à court terme est censé durer moins de 5 heures. La deuxième question est de savoir si la mémoire à court terme (ou de courte durée LTP) est simplement un pas en avant de la mémoire à long terme (LTP ou de longue durée) ou une entité distincte avec des mécanismes moléculaires distincts ^40. Troisièmement, nous ne savons pas si LTP à court terme est induite par un stimulus faible qui tombe à court de provoquer des LTP de longue durée ou si elle est induite par le même stimulus, mais unppears seulement lorsque les mécanismes qui sous-tendent LTP de longue durée sûr.

La stabilité de longue durée de LTP dans nos conditions expérimentales pourrait être considéré comme une LTP à court terme équivalente à la mémoire à court terme durable entre 10 h et 24 h. Dans cette forme de plasticité synaptique, la synthèse des protéines, ce qui est fortement réduit en tranches, n'est pas nécessaire et LTP peut être induite par un seul train de stimulation. Cette augmentation durable de la force synaptique pourrait être due à une augmentation stable du nombre de récepteurs AMPA dans la membrane post-synaptique sans remodelage de la colonne vertébrale.

Selon cette hypothèse, la synthèse des protéines pourrait être nécessaire pour l'élargissement de la colonne vertébrale et les modifications structurelles des synapses menant à la mémoire à long terme de plusieurs semaines. Dans ce cas, la phase décrémentielle de LTP ne pouvait être observé 24 heures après l'induction. Malheureusement, jusqu'à présent, des tranches aiguës ne peuvent être maintenues en vie pendant environ 16 heures.

Cette hypothèse pourrait être vérifiée en utilisant Tc1 modèle murin de syndrome de Down. Morice et al. ⁴¹ ont montré que, chez ces souris, LTP à court terme en mémoire vivo et à court terme sont dépréciés alors que la plasticité synaptique à long terme et la mémoire sont conservés.

Les écarts entre les différentes études effectuées dans différents laboratoires pourraient être dus à la durée de LTP de courte durée en raison des variations de l'activité enzymatique, dans l'état métabolique des tranches ou du taux de dégradation des protéines ^42. La synthèse des protéines peut être considérée comme un processus de reconstitution permissif impliquant repositionner des enzymes qui ont été utilisés par le processus d'apprentissage, ou d'autres éléments constitutifs de la cellule ^43.

Ces résultats soulignent l'importance des conditions expérimentales sur la stabilité LTP. A indépendant de LTP stable de la synthèse des protéines pourrait aider à étudier le rôle de longue durée post-Traducmodifications internationales de protéines synaptiques et les mécanismes qui sous-tendent augmentation stable du nombre de récepteurs AMPA dans la membrane post-synaptique, en dépit du chiffre d'affaires des récepteurs.

Cette vidéo montre un protocole détaillé qui devrait, espérons aider à obtenir des résultats reproductibles dans différents laboratoires.

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Nous remercions Bernard Foucart pour l'assistance technique. Ce travail a été financé par le Fonds belge de la recherche scientifique (FRS-FNRS) et par le Fonds Reine Elisabeth pour la recherche médicale. Agnès Villers est chercheur au Fonds de la Recherche Scientifique.