Nos gustaría reconocer Gundula Hertl por su apoyo.

Todos los procedimientos de este protocolo han sido aprobados por normas y ley de Bienestar Animal de alemán. Considere el uso de ratones desnudos de 10 a 12 semanas de edad NMRI y ratones C57Bl/6 (donante: mujer vieja; destinatario: masculino) a lo largo de los experimentos. Utilizar ratones desnudos NMRI para aislamiento de islotes pancreáticos. Mantener los ratones bajo condiciones definidas según las regulaciones locales de Animalario.
1. inducción de la Diabetes por Streptozotocin
<ol><li>Día -4, medir el peso corporal de 10 a 12 semanas de edad NMRI desnudas ratones y ratones C57Bl/6 con una máquina de pesaje.</li>
	<li>Según el peso del cuerpo medido, preparar una dosis de 180 mg/kg de streptozotocin en 0,1 mL de solución salina por ratón. Nota: Streptozotocin debe ser recién preparada antes de su uso y cubierto con papel de aluminio, ya que es sensible a la luz.</li>
	<li>Inyectar a los ratones syngeneic y alogénicos cada uno con una dosis única de 0,1 mL del streptozotocin (180 mg/kg) por vía intraperitoneal utilizando una aguja de 26 G.</li>
	<li>Día -3, -2 y -1 recogen 2-4 μL de sangre por punción de las venas de la cola de los ratones no ayunó.</li>
	<li>Usar 2-4 μL de la muestra de sangre por tira reactiva para medir la glucosa en sangre en ratones desnudos NMRI y ratones C57Bl/6 Nota: En este punto, el 80% de los ratones debe llegar a ser diabético (20 mmol/L).<ol>
<li>Utilizar ratones para el trasplante de islote cuando sus niveles de glucosa en sangre 20 mmol/L.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. aislamiento de islotes pancreáticos de ratones
<ol><li>Anestesiar los ratones con ketamina (100 mg/kg de peso corporal) y xilacina (20 mg/kg de peso corporal) por inyección intraperitoneal con una aguja de 26 G. Nota: Los volúmenes de ketamina y xilacina se determinaron según el peso corporal de los animales (0,10 mL/10 g).</li>
	<li>Mantener los ratones en posición supina y desinfectar con solución de povidona-yodo. Confirmar la correcta eutanasia activando el reflejo pedal. Nota: En caso de C57Bl/6 afeite la región abdominal.</li>
	<li>Mantener la piel con unas pinzas finas y hacer una incisión de línea media con unas tijeras para exponer la cavidad abdominal. Coloque el situs del intestino a la izquierda y fuera de la cavidad abdominal sobre una compresa de gasa estéril.</li>
	<li>Ajustar el estómago en otra dirección para localizar el páncreas y otros asociados los tejidos.</li>
	<li>Llegar a la aorta y hacer una pequeña incisión para drenar la sangre. Usar gasa estéril para la absorción de la sangre.</li>
	<li>Retire con cuidado el intestino. Separar el páncreas del estómago y el bazo.</li>
	<li>Suprimir el páncreas y colocar en una placa Petri fresca. Retire todos los materiales no deseados, tales como grasa, con unas pinzas.</li>
	<li>Llene una jeringa de 5 mL con 4 mL de colagenasa e inyecte en el páncreas con una aguja de 26 G (solución de stock: 30 mg de colagenasa en 12 mL de solución de Hank).</li>
	<li>Pique el páncreas con tijeras para aumentar el área superficial para una mejor digestión y transfiéralo a un tubo de tapa roja de 12 mL. Nota: Hank equilibrada solución de sal: HBSS 10 x (100 mL), penicilina-estreptomicina (10 mL), gentamicina (1 mL), ciprofloxacino (10 mL), HEPES (35 mL), agua destilada H2O (900 mL)</li>
	<li>Realizar una digestión durante 10 min a 37 ° C en un baño. Vórtice la muestra tres veces a intervalos regulares de 15 s.</li>
	<li>Mezcla el páncreas digerido vigorosamente a mano durante 3 minutos y coloque en hielo por 10 s.</li>
	<li>Añadir 6 mL de solución de Hank fría para detener la reacción de digestión y centrifugar a 560 x g durante 3 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Quite el sobrenadante y disolver el precipitado en 10 mL de medio de suero (P/FCS) becerro fetal Parker a temperatura ambiente. Nota: Medio P/FCS: TCM-199 10 x (100 mL), FCS (50 mL), penicilina-estreptomicina (10 mL), HEPES (20 mL), agua destilada H2O (900 mL)</li>
	<li>Identificar los islotes basados en su morfología (esferoide, color dorado) bajo un microscopio de luz. Evite los islotes con centros oscuros. Comprobar la pureza y viabilidad realizando ditizona tinción bajo un microscopio de luz. Nota: Ditizona se une al ion zinc y proporciona color rojo colorante a los islotes.</li>
	<li>Usar una pipeta de 1 mL para contar y dedazo islotes bajo un microscopio y transferirlas a un fresco plato de Petri (60 x 15 mm) que contiene 4 mL de medio P/FCS. Nota: El volumen de P /medio de FCS en el plato de Petri no debe exceder 4 mL para asegurar la disponibilidad de oxígeno.</li>
	<li>Mantener los islotes aislados en 4 mL de medio P/FCS durante la noche a 37 ° C en una incubadora.</li>
</ol>3. preparación de animales para el trasplante de islotes pancreáticos
<ol><li>Quitar los islotes aislados de la incubadora de 37 ° C y colocarlos en un banco del flujo. Centro de los islotes con un movimiento circular de la placa de Petri.</li>
	<li>Llene una jeringa de 1 mL (aguja de 23 G azul) con 0,1 mL de medio P/FCS. Luego, agregar 350 islotes en 0,3 mL de solución de Hank. Mantenga la jeringa en posición vertical para permitir que los islotes resolver.</li>
	<li>Disminuir el volumen de 0.05 mL y reemplazar la aguja 23 G azul con una aguja 26-G marrón. En la misma jeringa, agregar 0,15 mL de Ficoll (medio de gradiente de densidad) en la parte superior para llegar a un volumen final de 0.2 mL en la jeringa. Evitar las burbujas de aire.</li>
	<li>Mantener la jeringa en posición vertical y gire ligeramente para evitar la aglutinación de islotes. Los islotes se asentarán en el cono de la jeringa dentro de 2-3 minutos.</li>
	<li>Medir el cuerpo peso y sangre glucosa niveles de los ratones receptores; los niveles de glucosa en sangre deben ser alrededor de 20 mmol/L.</li>
	<li>Anestesiar los ratones con ketamina (100 mg/kg de peso corporal) y xilacina (20 mg/kg de peso corporal) por inyección intraperitoneal con aguja 26-G.</li>
	<li>Coloque el ratón en posición supina en una placa térmica caliente (37 ° C). Verificar la profundidad de la anestesia pellizcando el dedo del pie.</li>
	<li>Limpiar la región abdominal con solución de povidona yodada (desinfectante de la piel). Para evitar que los ojos de secado, mantenerlos húmedos con ungüento oftálmico. Nota: En caso de C57Bl/6 afeite la región abdominal.</li>
</ol>4. islote trasplante vía Intraportal
<ol><li>En el día 0, empezar con una laparotomía por sostener la piel con pinzas y hacer un 2-3 cm-incisión de línea media larga con una tijera. Coloque una gasa húmeda estéril comprimir alrededor de los bordes de la herida para mantenerlo húmedo.</li>
	<li>Coloque el situs del intestino a la izquierda y fuera de la cavidad abdominal sobre la compresa de gasa estéril. Nota: Mantenga el intestino húmedo durante todo el procedimiento con solución de NaCl al 0.9% precalentada o gasa estéril humedecido en solución salina normal.</li>
	<li>Mueva el duodeno y localizar el páncreas. Localizar la vena portal situada en el sitio ventral empujando hacia arriba el páncreas. Utilizar un dedo y el pulgar para exponer la vena porta y, una vez expuesto, la puntura cerca del hígado.</li>
	<li>Dentro de 1 minuto, lenta y constantemente inyectar los islotes (0.2 mL del paso 3.4) en la vena porta bajo la inspección de la lupa para evitar cualquier fuga de islotes. Nota: Después de la inyección, compruebe siempre para islotes restantes en la jeringa. Tomar 1 mL de media P/FCS en una jeringa, al ras en un fresco plato de Petri y conteo al microscopio.</li>
	<li>Coloque un calibrador de estéril en el sitio de punción y aplicar presión con el dedo índice (profundidad de la penetración: 0.5-1 cm) durante 6 minutos detener el sangrado. Nota: El volumen inyectado no debe exceder 0,2 mL. Presión y un volumen excesivo pueden dañar los islotes debido a tensión de esquileo.</li>
	<li>Con cuidado coloque el situs del intestino, peritoneo, capa muscular abdominal y faja en su lugar.</li>
	<li>Con unas pinzas, levantar la piel, cerca de la incisión del músculo con sutura absorbible de seda y capa superior de la piel con pinzas de 2-3.</li>
	<li>Limpie la superficie con desinfectante de la piel, aplicar un curador de la herida y colocar los ratones en jaulas individuales. Sanador de la herida proporciona una capa de acrilato resistente al agua y proteger de la maceración y la infección secundaria. Nota: Observar los ratones hasta que ha recuperado la conciencia suficiente, proporcionar tramadol (0,2 mg por ratón) junto con líquidos. En este protocolo, ratones rápidamente se recuperaron de la anestesia y la administración de tramadol redujo el dolor. Después de 7 días, la herida debe sanar.</li>
	<li>Alimentar los ratones con agua y comida regular. Aumentará la excreción alimentos y agua de consumo y de la orina después de la inyección del streptozotocin.</li>
	<li>Medir los niveles de glucosa en sangre todos los días durante la primera semana y luego una vez a la semana en ratones syngeneic. En los ratones alogénicos, medir los niveles de glucosa en sangre tres veces a la semana durante un máximo de 15 días.</li>
</ol>

<ol><li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22762022">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823(2012).</li>
<li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li>
<li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li>
<li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+%28ENDO-STI%29%3A+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li>
<li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li>
<li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li>
<li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+gelatinase+B+%28matrix+metalloprotease-9%29+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition%3A+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li>
<li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li>
<li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374(2014).</li>
<li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li>
<li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li>
<li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li>
<li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus%3A+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+International%22%5BJournal%5D)">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22(2016).</li>
</ol>

Todos los autores declaran que no tienen ningún conflicto de intereses.

En este estudio se explora la vía intraportal de trasplante de islotes pancreáticos. Este protocolo es muy eficaz en el alivio de estrés diabético y ofrece una profunda oportunidad de explorar estudios de trasplante de islotes pancreáticos. Este protocolo confirma que cerca de 350 islotes murinos son capaces de revertir el estado hiperglucémico. Por otra parte, ninguno de los ratones murió durante el procedimiento y control de la glucemia fue alcanzado en todos los destinatarios. Niveles de glucosa en sangre y el peso corporal se registraron regularmente para reflejar la competencia, estándar y funcionalidad de los islotes trasplantados en la reversión de la hiperglucemia. En ratones trasplantados syngeneically, niveles de glucosa en sangre se midieron diariamente durante la primera semana y una vez por semana después de eso. Después de trasplante de islotes, condición hipóxica y otros factores activan las células endoteliales secretan factores pro-angiogénicos como VEGF después de 14 días y así aumentar el injerto vascular en el hígado, como se muestra en la figura 3. En los ratones alogénicos, niveles de glucosa en sangre se midieron tres veces a la semana durante un máximo de 15 días. Después de 15 días, islotes trasplantados fueron rechazados en el modelo de trasplante allogeneic debido a un ataque inmune, a menos que se administran fármacos inmunosupresores
Hay varios protocolos de aislamiento de islotes publicados en la literatura10,11. La más sencilla es escoger islotes manualmente sobre la base de su morfología y tamaño después de la digestión de la colagenasa. Este es uno de los pasos más importantes para seleccionar sólo islotes y debe mantenerse evitar que las células exocrinas, escombros, etc. seleccionadas islotes a 37 ° C durante la noche en una incubadora para que puedan recuperarse de los esfuerzos mecánicos durante la digestión procedimiento. La selección de la dosis del streptozotocin y el trasplante de islote intraportal son también clave en el presente Protocolo. La temperatura corporal debe ser regulada y mantenido usando una placa térmica durante todo el procedimiento quirúrgico. Gasa estéril se debe aplicar con presión mínima de 6 minutos en el sitio de punción para evitar sangrado. Ratones se deben mantenerse bajo observación hasta que recupere la conciencia suficiente.
Ciertos pasos en el presente Protocolo pueden ser modificados. Por ejemplo, la optimización del tiempo de digestión y el volumen de la colagenasa pueden aumentar el rendimiento de islotes en cepas de ratones diferentes. En vez de la rápida inducción de la diabetes (streptozotocin de 180 mg/kg), poco a poco aumentar la hiperglucemia puede ser inducida con una dosis más baja durante un período prolongado de tiempo (por ejemplo, 40 mg/kg/streptozotocin día por 5 días consecutivos). Esto podría proporcionar mejor engraftment de islotes trasplantados. Otros sitios, como la médula ósea, bolsa omental, intramuscular región, superficie de la mucosa gástrica, bazo y riñón pueden explorarse como alternativas a la vena intraportal.
Pobre engraftment de islotes trasplantados sigue siendo una preocupación importante en los ensayos clínicos. Otros incluyen una escasez de donantes, la incoherencias en el mantenimiento de niveles de glucosa en sangre después de trasplante, la inmunosupresión y la reacciones mediadas por la sangre12,13. Falta de métodos para evaluar el engraftment adecuado es otro obstáculo. Seguimiento de trasplantados islotes por resonancia magnética o la proyección de imagen de bioluminiscencia posiblemente podría reemplazar métodos clásicos como la prueba de tolerancia a la glucosa o el c-peptide. En el futuro, las células madre trasplantadas junto con islotes podría proporcionar nutricional e inmunomodulador apoyo14.

Trasplante de islotes pancreáticos es un enfoque prometedor para tratar tipo 1 diabetes mellitus1. El primer intento de transferencia de un fragmento de páncreas de oveja en un paciente diabético fue realizado por Watson Williams en 1893. Sin embargo, se logró un importante avance en el trasplante clínico de islotes pancreáticos con el protocolo de Edmonton, y después de eso, una serie de programas nacionales fueron desarrollados2. En el pasado, varios sitios, como la médula ósea, bolsa omental, intramuscular región, superficie de la mucosa gástrica, bazo y la cápsula renal, fueron explorados en modelos preclínicos, pero el sistema venoso portal se considera como uno de los sitio conveniente y eficaz para los programas clínicos3,4,5,6.
La administración exógena de insulina puede ser sustituida por infusión de islotes en la vena porta. Esto se considera un sitio preferido porque el suministro de oxígeno es comparable a la del páncreas nativo debido a la ubicación aguas abajo de la confluencia de la arteria porta y la vena. Además, hay una gran superficie, por lo que la estructura tridimensional de los islotes puede ser preservada y vascularización puede ser facilitado5. En un ratón diabético destinatario, 2.000 equivalentes del islote humano o porcino o ratón 350 islotes son suficientes para revertir el estado hiperglucémico7,8. Hiperinsulinémico niveles registraron durante 15 días en el modelo de receptor de ratón de islotes xenogeneicos y en el modelo de ratón a ratón alogénico y para más de 120 días del trasplante syngeneic de ratón a ratón.
Factores pertinentes a la eficacia del trasplante de islotes pancreáticos a través de la vena porta son anestesia adecuada, método de puntura y hemostasia9. La anestesia puede ser inducida por inhalación (5% isoflurano) o inyección (ketamina xilacina y pentobarbital), y a menudo se combinan las sustancias. Para el control de la profundidad y tiempo de anestesia, debe prestarse atención al estado del ratón, como el color de la mucosa, párpado, reflejo corneal, la frecuencia respiratoria y temperatura corporal. Es importante asegurarse de que el animal no está luchando y que sobrevive a la operación. La temperatura se puede mantener por aparatos de calefacción diferentes, tales como cojines de calefacción, focos de luz roja, etc. A la placa termal caliente se ha utilizado para mantener una temperatura de 25-30 ° C entre el ratón y la tabla de la operación, que previene la aparición de hipotermia. Las dosis de los anestésicos son importantes, ya que todos ellos son metabolizados por el hígado, y función hepática puede ser transitoriamente desordenada por la infusión de la suspensión del islote. El punto ideal de punción de la vena porta es la posición entre la primera y la segunda vena tributaria.
El número de islotes y el volumen de inyección previsto también influir en el resultado del trasplante, como un volumen excesivo puede aumentar la tensión de esquileo. Un volumen de 0.2 mL se considera apropiado para el trasplante de islotes en la vena porta. La herida pinchar (aguja de calibre 26) induce sangrado de la vena porta, que necesita ser detenido de manera oportuna y eficaz. Gasa estéril o un dedo se puede aplicar con una mínima presión en el sitio de la punción durante unos 6 min a detener el sangrado. Tomado junto, portal islote inyección es eficaz y ofrece regulación de niveles de glucosa en sangre en modelos de ratón diabético químicamente inducida.

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

Trasplante de islotes pancreáticos para reducir la hiperglucemia es exitoso en roedores con diabetes inducida químicamente. El sitio más común de trasplante en el trasplante de islote experimental es la cápsula del riñón. Sin embargo, como se sabe menos acerca de la interacción de islotes pancreáticos con los componentes de la sangre, también tiene sentido utilizar el enfoque de la vena porta en el trasplante de islote experimental.
Este protocolo muestra una técnica de trasplante intraportal islotes en ratones desnudos NMRI. Streptozotocin (180 mg/kg) se inyecta por vía intraperitoneal para inducir hiperglucemia en ratones receptores. Se consideran como diabético a un nivel de glucosa en sangre no ayuno mayores que 20 mmol/L. Un día antes del trasplante, islotes pancreáticos de ratón son aislados de páncreas de donante por digestión de colagenasa; un mínimo de 350 islotes son utilizados por beneficiario diabético. Según el rendimiento de aislamiento de islotes pancreáticos, ratones de donantes de dos o más son utilizados por destinatario. Después de la cultura durante la noche a 37 ° C, islotes son administrados en el destinatario hígado vía la vena porta. Después de la cirugía, los ratones son protegidos en casas de Makrolon rojo y observados hasta despierto. Este protocolo mantiene control de la glucemia durante 120 días en ratones syngeneic y 15 días en ratones alogénicos.

La competencia de los islotes trasplantados fue estudiada en ratones diabéticos inducidos químicamente. Los islotes fueron trasplantados a través del sistema venoso portal en modelo de ratones diabéticos. La relación de donantes y receptores fue 2:1. En el modelo de syngeneic de ratón, dos ratones donantes fueron utilizados para obtener 350 islotes. Las islas entonces fueron transplantadas en ratones diabéticos. Se observó una reducción en el nivel de glucosa en sangre el día 1 después del trasplante, sugiriendo un papel de islotes pancreáticos transplantados en reducir el nivel de glucosa en sangre. Streptozotocin aumentó el nivel de glucosa en sangre hasta cerca de 22 mmol/L. Una caída en el nivel de glucosa en sangre a 4,6 mmol/L (día 1) se observó después del trasplante de islotes pancreáticos (figura 1A). Normoglycemia se mantuvo durante 121 días, como se muestra en la figura 1A. El nivel de glucosa de sangre y el peso de cuerpo más o menos había seguido el mismo patrón. Después de la cirugía y la inyección streptozotocin, disminución de peso corporal. Desde el día 2 hacia adelante, tendió a elevarse hacia la normal, de 25,3 g (día 4) a 29,7 g (día 121), como se muestra en la figura 1B.
En el caso de histocompatibilidad (MHC) ratones no coincidentes, 350 islotes de ratones C57Bl/6 (H2d) dos fueron transplantadas en ratones BALB/c (H2b) diabéticos. Después de la inyección del streptozotocin, la glucosa en la sangre aumenta hasta 26,6 mmol/L. Después del trasplante de islotes pancreáticos, el nivel de glucosa en sangre disminuyó a 4.4 mmol/L (día 1; Figura 2A). Normoglycemia (4,44 a 7,2 mmol/L) se observó un máximo de 10 días, pero no después de 15 días (20,1 mmol/L). El peso corporal de ratones diabéticos se redujo de 26 g (día -3) 23 g (día 0) y a 21,5 g (día 1). Después del trasplante, el peso del cuerpo poco a poco se recuperó de 23 g (día 2) a 25 g (día 10). Debido a la incompatibilidad de MHC, el nivel de glucosa en sangre aumenta y el peso corporal disminuyó 10 días después del trasplante de islotes pancreáticos (figura 2B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> Figura 1 : Efecto del trasplante de islotes pancreáticos syngeneic. (A) el nivel de glucosa en sangre se midió en diferentes puntos temporales en ratones diabéticos inducida (n = 3). Se inyectó una dosis única de streptozotocin (180 mg/kg) antes del trasplante de 350 islotes para cada destinatario (día 0). Se midió el nivel de glucosa en sangre (mmol/L) hasta 121 días (día -3: 17 ± 2.3; día 0: 22,6 ± 1, día 1: 4.6 ± 0.3; día 5: 7.5 ± 0.4; y día 121: 5.3 ± 0,09). (B) aumento de peso después del trasplante del islote. Los datos anteriores representan la media ± la desviación estándar. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> Figura 2 : Efecto del trasplante alogénico de islotes pancreáticos. (A) el nivel de glucosa en sangre se midió en diferentes puntos temporales en ratones diabéticos inducida (n = 2). Se inyectó una dosis única de streptozotocin (180 mg/kg) antes del trasplante de islotes pancreáticos 350 (día 0). Se midió el nivel de glucosa en sangre (mmol/L) hasta 15 días (día -1: 25,5 ± 5.3; día 0: 26,6 ± 1.4; día 2:8 ± 0.9; día 10: 6.2 ± 0.08; y día 15: 20,1 ± 1.6). Normoglucémicos estado se mantuvo durante 10 días y posteriormente, aumentaron de las concentraciones de glucosa de la sangre. (B) seguimiento de peso corporal antes y después del trasplante del islote. Los datos representan la media ± la desviación estándar. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> Figura 3 : Cuadro representante immunostaining de islotes pancreáticos transplantados en hígado: la sección de hígado (5 μm) de lavado con PBS, bloque con el suero de burro 10% seguido de incubación durante la noche a 4 ° C con anticuerpo primario de insulina (1: 500) y de la plaqueta células endoteliales adherencia molécula PECAM-1 anticuerpo primario (1: 100). Al día siguiente, tinción con anticuerpos secundarios para 1 h, lavar con PBS, mancha de contador con Hoechst y capturar las imágenes con el microscopio de fluorescencia Leica. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Trasplante de islotes pancreáticos es una manera de lograr normoglycemia en diabetes tipo 1. Este artículo se centra en la técnica de trasplante vía intraportal para mantener niveles normales de glucosa en ratones diabéticos.

Intraportal trasplante de islotes pancreáticos en modelo murino

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.5K vistas.  Clinical Research Lab. Trasplante de islotes pancreáticos es una manera de lograr normoglycemia en diabetes tipo 1. Este artículo se centra en la técnica de trasplante vía intraportal para mantener niveles normales de glucosa en ratones diabéticos.

Video: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Un método para el aislamiento de los islotes murinos y Trasplante Renal subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Investigación

Medicina

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

El trasplante de islotes pancreáticos en la cápsula renal de ratones diabéticos

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biología

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

Transplante de islotes en el cojín de grasa epididimal de ratones diabéticos

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

Bioingeniería

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Modelo murino de trasplante de páncreas mediante una técnica modificada del pun ¢ o

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

Modelo de trasplante de tejido adiposo blanco subcutáneo inguinal (ISWAT) de islotes murinos

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Minimizar el sangrado de la vena porta posterior a la infusión durante el trasplante intrahepático de islotes en ratones

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

Visualización longitudinal estabilizada a nivel celular in vivo del páncreas en un modelo murino con una ventana de imágenes intravitales pancreáticas

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

Un protocolo simple de alta eficiencia para el aislamiento de islotes pancreáticos de ratones

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

Un método para el trasplante de islotes pancreáticos para el epiplón en ratón

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

Injerto de islotes pancreáticos: un método para implantar islotes pancreáticos en la cámara anterior del ojo de ratón para obtener imágenes in vivo

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...