نود أن نعترف جاندالا Hertl لتقديم الدعم لها.

كافة الإجراءات في هذا البروتوكول أقرها قانون رعاية "الحيوان الألمانية" والمبادئ التوجيهية. النظر في استخدام 10-12 أسبوع الرنين عارية الفئران والفئران C57Bl/6 (المانحة: أنثى القديمة؛ والمتلقي: الذكور) في جميع أنحاء هذه التجارب. استخدام الفئران عارية الرنين لعزله جزيرة ليلى. الحفاظ على الفئران تحت شروط محددة وفقا للوائح مرفق الحيوانات المحلية.
1-تنظيم دورات تعريفية لمرض السكري من بالستريبتوزوتوسين
<ol><li>في يوم-4، قياس أوزان الجسم من 10 إلى 12 أسبوع من العمر الرنين عارية الفئران والفئران C57Bl/6 استخدام آلة وزنها.</li>
	<li>استناداً إلى وزن الجسم المقاسة، إعداد جرعة 180 مغ/كغ من بالستريبتوزوتوسين في 0.1 مل من المحلول الملحي للماوس. ملاحظة: بالستريبتوزوتوسين ينبغي طازجة أعد قبل الاستخدام ومغطاة برقائق الألومنيوم، كما أنها حساسة للضوء.</li>
	<li>حقن الفئران سينجينيك ومتمكنة كل إينترابيريتونيلي باستخدام إبرة 26-ز بجرعة وحيدة من 0.1 مل بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ).</li>
	<li>اليوم-3، جمع-2 و-1 2-4 ميليلتر من الدم من خلال ثقب الأوردة ذيل الفئران غير صامت.</li>
	<li>استخدام 2-4 ميليلتر من عينة الدم كل شريط الاختبار لقياس نسبة الجلوكوز في الدم في الفئران عارية الرنين والفئران C57Bl/6 ملاحظة: عند هذه النقطة، 80% الفئران ينبغي أن يصبح السكري (20 ملمول/لتر).<ol>
<li>استخدام الفئران لزرع جزيرة ليلى عندما تصل مستويات جلوكوز الدم إلى 20 ملمول/لتر.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2-عزل جزيرات البنكرياس من الفئران
<ol><li>تخدير الفئران مع الكيتامين (100 مغ/كغ من وزن الجسم) وإكسيلازيني (20 مغ/كغ من وزن الجسم) عن طريق الحقن داخل مع إبرة 26-ز. ملاحظة: تم تحديد وحدات التخزين من الكيتامين وإكسيلازيني وفقا لاوزان الجسم من الحيوانات (0.10 مل/10 غرام).</li>
	<li>تبقى الفئران في موقف ضعيف وتعقيمها بمحلول بوفيدون. تأكيد القتل الرحيم السليم عن طريق فحص دواسة المعاكسة. ملاحظة: في حالة C57Bl/6 حلق منطقة البطن.</li>
	<li>عقد الجلد مع الملقط الجميلة وجعل شق خط الوسط مع مقص لفضح تجويف البطن. ضع مكان الأمعاء إلى اليسار وخارج تجويف البطن في ضغط شاش معقم.</li>
	<li>ضبط المعدة في اتجاه آخر لتحديد موقع البنكرياس وغيرها المرتبطة الأنسجة.</li>
	<li>الوصول إلى الشريان الاورطي وجعل قطع صغيرة نزيف الدم. استخدام شاش معقم لامتصاص الدم.</li>
	<li>بعناية إزالة الأمعاء. فصل البنكرياس من المعدة والطحال.</li>
	<li>المكوس البنكرياس ووضعه في طبق بتري طازجة. قم بإزالة جميع المواد غير المرغوب فيها، مثل الدهون، واستخدام الملقط.</li>
	<li>ملء حقنه 5 مل مع 4 مل كولاجيناز والبنكرياس بحقن بإبرة 26-ز (الأسهم الحل: 30 ملغ كولاجيناز في 12 مل من محلول هانك في).</li>
	<li>فرم البنكرياس مع مقص لزيادة المساحة السطحية لتحسين الهضم ونقل إلى أنبوب كاب أحمر 12 مل. ملاحظة: هانك متوازنة الحل الملح: حبس 10 × (100 مل)، المقطر البنسلين-ستربتوميسين (10 مل)، مع الجنتامايسين (1 مل)، سيبروفلوكساسين (10 مل)، حبيس (35 مل)، ح2س (900 مل)</li>
	<li>أداء هضم لمدة 10 دقيقة عند 37 درجة مئوية في حمام مائي تهتز. دوامة العينة ثلاث مرات على فترات منتظمة لمدة 15 ثانية.</li>
	<li>مزيج البنكرياس هضمها بقوة باليد لمدة 3 دقائق ووضعه على الجليد لمدة 10 ق.</li>
	<li>إضافة 6 مل من محلول الباردة هانك التوقف عن رد فعل الهضم وأجهزة الطرد المركزي في 560 x ز لمدة 3 دقائق في درجة حرارة الغرفة.</li>
	<li>إزالة المادة طافية وحل بيليه في 10 مل من العجل باركر/الجنين المصل (P/FCS) المتوسطة في درجة حرارة الغرفة. ملاحظة: P/FCS المتوسطة: الطب الصيني التقليدي-199 10 × (100 مل)، المقطر FCS (50 مل)، البنسلين-ستربتوميسين (10 مل)، حبيس (20 مل)، ح2س (900 مل)</li>
	<li>تحديد الجزر استناداً على مورفولوجيا (كروي، اللون الذهبي والبنى) تحت مجهر خفيفة. تجنب الجزر الصغيرة مع مراكز الظلام. البحث عن النقاء والبقاء بأداء ديثيزوني تلطيخ تحت مجهر خفيفة. ملاحظة: ديثيزوني بربط أيون الزنك ويوفر حمراء اللون وصمة عار للجزر.</li>
	<li>استخدام ماصة 1 مل لعد و handpick الجزر تحت مجهر خفيفة ونقلها إلى طبق بتري طازجة (60 ملم × 15 ملم) التي تحتوي على 4 مل ف/FCS متوسطة. ملاحظة: الحجم ف/FCS المتوسطة في طبق بتري لا ينبغي أن تتجاوز 4 مل من أجل ضمان توافر الأكسجين.</li>
	<li>الحفاظ الجزر الصغيرة المعزولة في 4 مل ف/FCS متوسطة بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية في حاضنة.</li>
</ol>3-إعداد الحيوانات لزرع جزيرة ليلى
<ol><li>إزالة الجزر المنعزلة من حاضنة 37 درجة مئوية ووضعها تحت مقعد في تدفق. مركز الجزر بحركة دائرية يتأرجح طبق بيتري.</li>
	<li>ملء 1 مل حقنه (إبرة 23-ز الأزرق) مع 0.1 مل متوسطة ف/FCS. ثم أضف الجزر 350 في 0.3 مل من محلول هانك. الاحتفاظ حقنه في وضع عمودي للسماح للجزر الصغيرة تسوية.</li>
	<li>إنقاص حجم الصوت إلى 0.05 مل واستبدال الإبرة 23-ز الأزرق بإبرة 26-ز بني. لنفس المحاقن، إضافة 0.15 مل فيكل (الكثافة المتوسطة الانحدار) إلى أعلى للوصول إلى وحدة تخزين نهائي لمل 0.2 في المحاقن. تجنب فقاعات الهواء.</li>
	<li>الاحتفاظ حقنه في وضع عمودي وتناوب عليه قليلاً لتجنب التثاقل من الجزر الصغيرة. سوف تستقر الجزر الصغيرة في المخروط لحقنه داخل 2-3 دقيقة.</li>
	<li>قياس الجسم الوزن والدم مستويات الجلوكوز الفئران المستفيدة؛ يجب أن تكون مستويات السكر في الدم حوالي 20 ملمول/لتر.</li>
	<li>تخدير الفئران مع الكيتامين (100 مغ/كغ من وزن الجسم) وإكسيلازيني (20 مغ/كغ من وزن الجسم) عن طريق الحقن داخل مع إبرة 26-ز.</li>
	<li>وضع الفئران في موقف ضعيف على لوحة حرارية حارة (37 درجة مئوية). تحقق من عمق التخدير معسر إصبع القدم.</li>
	<li>تنظيف منطقة البطن بمحلول بوفيدون (مطهر الجلد). لمنع العيون من التجفيف، الاحتفاظ بها رطبة مع مرهم العين. ملاحظة: في حالة C57Bl/6 حلق منطقة البطن.</li>
</ol>4-جزيرة زرع طريق إينترابورتال
<ol><li>في اليوم 0، تبدأ فتح البطن بعقد الجلد بالملقط وصنع سم 2-3-شق خط الوسط طويلة مع مقص. ضغط المكان شاش رطب عقيمة حول حواف الجرح للحفاظ على رطوبة.</li>
	<li>ضع مكان الأمعاء إلى اليسار وخارج تجويف البطن في ضغط شاش معقم. ملاحظة: إبقاء الأمعاء رطبة طوال فترة الإجراءات مع محلول كلوريد الصوديوم 0.9% المعالجون مسبقاً أو شاش معقم انخفض في المحلول الملحي العادي.</li>
	<li>نقل العفج وتحديد موقع البنكرياس. قم بتحديد موقع الوريد البابي موجودة في موقع البطني عن طريق دفع البنكرياس إلى الأعلى. استخدام الإصبع والإبهام لفضح الوريد البابي، وعندما يتعرض، ثقب قرب الكبد.</li>
	<li>داخل 1 دقيقة، حقن ببطء واطراد الجزيرات (0.2 مل من الخطوة 3، 4) في الوريد البابي تحت تفتيش مكبرة لتجنب أي تسرب للجزر الصغيرة. ملاحظة: بعد الحقن، دائماً التحقق من الجزر الصغيرة المتبقية في المحاقن. أخذ 1 مل ف/FCS وسائط الإعلام في حقنه، تدفق إلى طبق بتري الطازجة والعد تحت مجهر.</li>
	<li>وضع مقياس عقيمة في موقع الثقب والضغط بالسبابة (عمق الاختراق: 0.5-1 سم) لمدة 6 دقائق وقف النزيف. ملاحظة: يجب أن لا يتجاوز حجم حقن 0.2 مل. الصوت والضغط المفرط يمكن أن تلحق الضرر الجزر بسبب إجهاد القص.</li>
	<li>بعناية بوضع مكان الأمعاء، والصفاق والعضلات البطن طبقة اللفافة إلى موقف.</li>
	<li>استخدام الملقط، رفع الجلد، وإغلاق شق العضلات مع خياطة الحرير قابلة للامتصاص، وطبقة الجلد العليا مع مقاطع 2-3.</li>
	<li>تنظيف السطح مع مطهر الجلد وتطبيق المداوي جرح ووضع الفئران في أقفاص فردية. الجرح المداوي يوفر طبقة أكريلاتي للماء وحماية من تعطن والعدوى الثانوية. ملاحظة: مراقبة الفئران حتى قد وعيه كافية، وتوفير ترامادول (0.2 ملغ في الماوس) جنبا إلى جنب مع السوائل. في هذا البروتوكول، الفئران المستردة من التخدير بسرعة وتخفيض الإدارة ترامادول الألم. بعد 7 أيام، وينبغي أن التئام الجرح.</li>
	<li>تغذية الفئران بالماء والطعام العادية. سيتم زيادة إفراز البول واستهلاك الأغذية والمياه بعد حقن بالستريبتوزوتوسين.</li>
	<li>قياس مستويات السكر في الدم كل يوم الأسبوع الأول وبعد ذلك مرة واحدة في الأسبوع في الفئران سينجينيك. في الفئران متمكنة، قياس مستويات الجلوكوز في الدم ثلاث مرات في أسبوع لمدة تصل إلى 15 يوما.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+islet+transplantation.">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823 (2012).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation.">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li><li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+(ENDO-STI):+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs.">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li><li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation.">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li><li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+gelatinase+B+(matrix+metalloprotease-9)+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets.">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li><li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition:+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability.">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li><li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model.">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li><li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination.">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation.">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus.">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li><li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model.">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li><li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus:+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells.">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22 (2016).</li></ol>

أن تعلن جميع المؤلفين أن لديهم لا تضارب في المصالح.

في هذه الدراسة هو استكشاف الطريق إينترابورتال من زرع جزيرة ليلى. هذا البروتوكول هو ذات كفاءة عالية في تخفيف التوتر السكري ويوفر فرصة متعمقة لاستكشاف جزيرة زرع الدراسات. هذا البروتوكول يؤكد أن حوالي 350 من الجزيرات مورين قادرون على عكس الدولة هايبرجليسيميك. وعلاوة على ذلك، أي من الفئران توفي أثناء الإجراء، ومراقبة نسبة السكر في الدم وقد تحقق في كافة المستلمين. وسجلت مستويات السكر في الدم والوزن الجسم بانتظام ليعكس الكفاءة ومعيار، ووظيفة من الجزيرات المزروعة في عكس اتجاه ارتفاع السكر في الدم. تم قياس مستويات الجلوكوز في الدم في الفئران زرع سينجينيكالي، كل يوم في الأسبوع الأول وبعد ذلك مرة واحدة في أسبوع. بعد زرع الجزيرات وشرط التاكسج تؤدي العوامل خلايا بطانية إفراز العوامل برو-الأوعية مثل VEGF بعد 14 يوما ومن ثم زيادة انجرافتمينت الأوعية الدموية في الكبد كما هو مبين في الشكل 3. تم قياس مستويات الجلوكوز في الدم في الفئران متمكنة، ثلاث مرات في أسبوع لمدة تصل إلى 15 يوما. بعد 15 يوما، رفضت الجزيرات المزروعة في النموذج متمكنة بسبب هجوم المناعة، ما لم تتم إدارتها العقاقير المثبطة للمناعة
وهناك العديد من البروتوكولات عزلة الجزيرة نشرت في الأدب10،11. الأكثر مباشرة لاختيار الجزيرات يدوياً على أساس حجمها ومورفولوجيا بعد الهضم كولاجيناز. هذا واحد من أهم الخطوات لتحديد فقط من الجزر وتجنب إفرازات الخلايا، الحطام، والجزر الصغيرة المحددة إلخ ينبغي أن تبقى عند 37 درجة مئوية بين عشية وضحاها في حاضنة للسماح لهم بالتعافي من الإجهاد الميكانيكي أثناء الهضم الإجراء. اختيار الجرعة بالستريبتوزوتوسين وزرع جزيرة إينترابورتال أيضا عنصر أساسي في هذا البروتوكول. وينبغي تنظيم درجة حرارة الجسم والحفاظ على استخدام لوحة حرارية طوال العملية الجراحية. وينبغي تطبيق شاش معقم مع ضغط الحد الأدنى لمدة 6 دقيقة في الموقع من ثقب لتجنب النزيف. وينبغي إبقاء الفئران تحت الملاحظة حتى أنهم يستعيد وعيه كافية.
يمكن تعديل بعض الخطوات في هذا البروتوكول. على سبيل المثال، قد يزيد الاستفادة المثلى الوقت الهضم، وحجم كولاجيناز العائد من الجزر الصغيرة في سلالات مختلفة من الفئران. بدلاً من الاستقراء السريع لمرض السكري (بالستريبتوزوتوسين 180 مغ/كغ)، ببطء زيادة ارتفاع السكر في الدم يمكن أن يتسبب استخدام أقل جرعة على مدى فترة ممتدة من الزمن (مثلاً، 40 مغ/كغ/يوم بالستريبتوزوتوسين لمدة 5 أيام على التوالي). ويمكن أن يوفر انجرافتمينت أفضل من الجزيرات المزروعة. ويمكن استكشاف مواقع أخرى، مثل نخاع العظام، والحقيبة أومينتال، المنطقة العضلي، سطح المخاطية المعدة، والطحال، والكلى كبدائل لهذا السياق إينترابورتال.
انجرافتمينت الفقيرة من الجزيرات المزروعة لا تزال مصدر قلق كبير في التجارب السريرية. وتشمل الآخرين نقصا من الجهات المانحة، وعدم الاتساق في الحفاظ على مستويات الجلوكوز في الدم بعد الزرع، والكبت المناعي، وردود الفعل بوساطة الدم12،13. عدم وجود أساليب لتقييم engraftment السليم عقبة أخرى. يمكن أن تتبع الجزيرات المزروعة بالرنين المغناطيسي أو التصوير بالإضاءة الحيوية ربما تحل محل الأساليب الكلاسيكية مثل اختبار تحمل الجلوكوز أو ج-الببتيد. في المستقبل، قد توفر الخلايا الجذعية زرع جنبا إلى جنب مع الجزر الصغيرة الغذائية والأدوية دعم14.

زرع جزيرة ليلى نهج واعدة لعلاج النوع 1 السكري1. وكان يؤديها أول محاولة لتحويل جزء من البنكرياس الأغنام إلى مريض السكري "ويليامز واتسون" في عام 1893. ومع ذلك، تحقق إنجازا كبيرا في زرع جزيرة السريرية لبروتوكول إدمنتون، وبعد ذلك، كانت سلسلة من البرامج الوطنية للبلدان المتقدمة النمو2. في الماضي، تم استكشاف العديد من المواقع، مثل نخاع العظام والحقيبة أومينتال، المنطقة العضلي، وسطح المخاطية المعدة، الطحال، وكبسولة الكلي، في نماذج الإكلينيكية، ولكن النظام الوريدي المدخل يعتبر واحداً من موقع مناسب وفعال للبرامج السريرية3،4،،من56.
يمكن أن يكون محل الإدارة الخارجية للأنسولين بضخ جزيرة صغيرة في الوريد البابي. يعتبر هذا موقع مفضل لأن الإمداد بالأكسجين مماثلة لتلك في البنكرياس الأصلية نظراً لموقع مجرى النهر من التقاء مدخل الشريان والوريد. وعلاوة على ذلك، هناك مساحة كبيرة، حتى يمكن الحفاظ على هيكل ثلاثي الأبعاد للجزر، والأوعية الدموية يمكن أن تكون ميسرة5. ماوس السكري المتلقية أو شبه جزيرة الإنسان أو الخنزير 2,000 الماوس 350 الجزر الصغيرة كافية لعكس اتجاه7،الدولة هايبرجليسيميك8. كما أبلغ عن مستويات يوجليسيميك لمدة 15 يوما في طراز الماوس المستفيدة من الجزر إكسينوجينيك وفي طراز الماوس إلى ماوس متمكنة، وأكثر من 120 يوما في سينجينيك الماوس لزرع الأعضاء.
العوامل ذات الصلة بفعالية زرع الجزيرة عن طريق الوريد البابي هي مناسبة التخدير، أسلوب الثقب، والارقاء9. التخدير يمكن أن يكون الناجم عن استنشاق (5% إيسوفلوراني) أو حقن (الكيتامين أو إكسيلازيني أو بينتوباربيتال)، وغالباً ما يتم الجمع بين هذه المواد. للتحكم عمق ووقت التخدير، ينبغي إيلاء اهتمام دولة الماوس، مثل لون الغشاء المخاطي وغطاء العين، ومنعكس القرنية، ومعدل التنفس، ودرجة حرارة الجسم. من المهم التأكد من أن الحيوان لا تكافح وبقائها في العملية. يمكن الحفاظ درجة الحرارة بأجهزة التدفئة المختلفة، مثل منصات التدفئة، المصابيح الحمراء، وقد تم استخدام لوحة الحرارية الحارة إلخ A للحفاظ على درجة حرارة 25-30 درجة مئوية بين الماوس والجدول العملية، مما يمنع حدوث انخفاض درجة حرارة الجسم. جرعات المسكنات هامة، كما كل منهم يستقلبان في الكبد، وقد تكون وظيفة الكبد اضطرابه عابر بضخ تعليق جزيرة ليلى. النقطة ثقب مثالية الوريد البابي هو الموقف بين الوريد رافد الأولى والثانية.
العدد من الجزر الصغيرة، وحجم الحقن المقصود أيضا التأثير على نتيجة عملية الزرع، كوحدة تخزين مفرطة قد تزيد من إجهاد القص. وحدة تخزين 0.2 مل يعتبر مناسباً للزرع جزيرة صغيرة في الوريد البابي. •اجراء الجرح (26-قياس الإبرة) الحث على النزف من الوريد البابي، الذي يحتاج إلى وقفه بطريقة فعالة وفي الوقت المناسب. ويمكن تطبيق شاش معقم أو إصبع مع الحد الأدنى من الضغط في موقع البزل لحوالي 6 دقائق لوقف النزيف. الحقن المتخذة من جزيرة ليلى معا، المدخل الفعال وتنص اللائحة على مستويات الجلوكوز في الدم في نماذج الماوس السكري المستحث كيميائيا.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="600">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td>C57Bl/6 mice&#160;</td>
			<td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td>
			<td></td>
			<td>(10-12 weeks)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td>BALB/c mice</td>
			<td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td>
			<td></td>
			<td>(10-12 weeks)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td>NMRI nude mice</td>
			<td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td>
			<td></td>
			<td>(10-12 weeks)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ketamine</td>
			<td>Bela-pharm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Xylazine</td>
			<td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Syringe, 23G and 26G needle</td>
			<td>BD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Petri Dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>303800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">NaCl</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>351007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sterile Gauze</td>
			<td>Fuhrmann</td>
			<td>7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Shaking Water bath</td>
			<td>Kotterman</td>
			<td>1501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scissors</td>
			<td>Braun</td>
			<td>1501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glucose Meter&#160;</td>
			<td>One Touch</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Warm Thermal Plate</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Braunol (povidone-iodide solution)</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG</td>
			<td>3864154</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td>
			<td colspan="2">Dr. G Mann Chem.-Pharm.&#160; GmbH</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Incubator</td>
			<td>Fa. Roth</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Flow Bench</td>
			<td>Herdus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ficoll</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>10771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">5-0 Silk Suture Vicryl</td>
			<td>Braun</td>
			<td></td>
			<td>(7.5 *1.75mm)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Michel Clamps (clips)</td>
			<td>Aesculap&#160;</td>
			<td>BN507R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">P/FCS Solution</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21180-021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">TCM-199 (10x)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21180-021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">FCS</td>
			<td>Biowest</td>
			<td>S1810-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Penicillin-streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HEPES (1 M)</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>L 1613</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gentamycin</td>
			<td>Ratiopharm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ciprofloxacin</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hank&#39;s Solution</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14060-040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Collagenase</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11213865001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Streptozotocin</td>
			<td>Calbiochem</td>
			<td>572204</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">OPSITE-spray (wound healer)</td>
			<td>Smith and nephew</td>
			<td>66004978</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Reugular food</td>
			<td>Altromin</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Head light LED 16042 (magnifying glass)</td>
			<td>Eschenbach</td>
			<td>16042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td>
			<td>Millipore, Chemicon</td>
			<td>CBL1337</td>
			<td>Dilution (1:100)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Donkey anti-rat secondary antibody</td>
			<td>Dianova</td>
			<td>712095153</td>
			<td>Dilution (1:400)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td>
			<td>Dako</td>
			<td>A0564</td>
			<td>Dilution (1:500)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td>
			<td>Dianova</td>
			<td>706-259-148</td>
			<td>Dilution (1:400)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

زرع البنكرياس جزيرة ليلى للحد من ارتفاع السكر في الدم ناجحة للغاية في القوارض بالسكري المستحث كيميائيا. هو موقع الزرع الأكثر شيوعاً في جزيرة تجريبي زرع كبسولة الكلي. ومع ذلك، كما هو معروف أقل حول تفاعل جزيرات البنكرياس مع مكونات الدم، أيضا يجعل الشعور باستخدام نهج الوريد البابي في زرع جزيرة التجريبية.
هذا البروتوكول يوضح أسلوب زرع جزيرة إينترابورتال في الفئران عارية الرنين. يتم حقن بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) إينترابيريتونيلي للحث على ارتفاع السكر في الدم في الفئران المستفيدة. أنها تعتبر كمرضى السكري على مستوى جلوكوز دم غير صيام أكبر من 20 ملمول/لتر. يوم واحد قبل الزرع، جزيرات البنكرياس الماوس يتم عزل من البنكرياس المانحين بالهضم كولاجيناز؛ وتستخدم كحد أدنى الجزر 350 كل مستلم السكري. اعتماداً على محصول عزلة جزيرة ليلى، تستخدم اثنين أو أكثر من الفئران المانحة كل مستلم. بعد الحصول على الثقافة بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية، تدار الجزر الصغيرة في الكبد المستفيدة عن طريق الوريد البابي. بعد الجراحة، ومحمية في الحمراء Makrolon منازل الفئران ولاحظ حتى مستيقظا. يحتفظ هذا البروتوكول مراقبة نسبة السكر في الدم لمدة 120 يوما في الفئران سينجينيك و 15 يوما في الفئران متمكنة.

ودرس الكفاءات الجزيرات المزروعة في الفئران السكري المستحث كيميائيا. تم زرع الجزر عبر نظام وريدي المدخل في نموذج الفئران السكري. كانت بين المانح والمتلقي نسبة 2:1. في طراز الماوس سينجينيك، استخدمت اثنين من الفئران الجهات المانحة للحصول على 350 من الجزر الصغيرة. ثم تم زرعها في الجزر الصغيرة في الفئران السكري. لوحظ انخفاض في مستوى السكر في الدم في يوم 1 بعد الزرع، مما يشير إلى دور لزرع جزيرات البنكرياس في تخفيض مستوى السكر في الدم. بالستريبتوزوتوسين زيادة مستوى السكر في الدم تصل إلى حوالي 22 ملمول/لتر. لوحظ انخفاض في مستوى السكر في الدم إلى 4.6 mmol/لتر (اليوم الأول) بعد زرع جزيرة ليلى (الشكل 1A). وأبقى نورموجليسيميا ليصل إلى 121 يوما، كما هو مبين في الشكل 1 ألف. مستوى الجلوكوز الوزن والدم في الجسم تقريبا يتبع نفس النمط. وبعد حقن بالستريبتوزوتوسين والجراحة، انخفض وزن الجسم. من اليوم فصاعدا 2، أنها تميل إلى الارتفاع نحو عادي، من 25.3 ز (يوم 4) إلى 29.7 ز (121 يوم)، كما هو مبين في الشكل 1 باء.
في حالة هيستوكومباتيبيليتي الرئيسية (MHC) غير متطابقة الفئران، الجزر 350 من اثنين من الفئران C57Bl/6 (H2د) تم زرعها في السكري بالب/c (H2ب) الفئران. بعد الحقن بالستريبتوزوتوسين، زيادة جلوكوز الدم يصل إلى 26.6 mmol/l. بعد زرع جزيرة ليلى، انخفض مستوى السكر في الدم إلى 4.4 mmol/لتر (اليوم 1؛ الشكل 2 (أ)). ولوحظ نورموجليسيميا (4.44 إلى 7.2 مليمول/لتر) لمدة تصل إلى 10 أيام، ولكن ليس بعد 15 يوما (20.1 ملمول/لتر). وزن الجسم السكري الفئران انخفضت من 26 ز (اليوم-3) إلى 23 ز (يوم 0) وإلحاقا 21.5 ز (اليوم الأول). بعد زرع الأعضاء، استعادة وزن الجسم تدريجيا من ز 23 (اليوم 2) إلى 25 جرام (يوم 10). سبب MHC-عدم تطابق، زيادة مستوى السكر في الدم وانخفاض وزن الجسم 10 أيام بعد زرع جزيرة ليلى (الشكل 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> الشكل 1 : تأثير زرع جزيرة سينجينيك- (أ) مستوى الجلوكوز في الدم وتم قياس في نقاط زمنية مختلفة في الفئران السكري الناجم عن بالستريبتوزوتوسين (n = 3). تم حقن جرعة واحدة من بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) قبل زرع الجزيرات 350 لكل مستلم (يوم 0). وتم قياس مستوى الجلوكوز في الدم (مليمول/لتر) لتصل إلى 121 يوما (يوم-3: 17 ± 2.3؛ واليوم 0: 22.6 ± 1؛ ويوم 1: 4.6 ± 0.3؛ واليوم 5: 7.5 ± 0.4؛ واليوم 121: 5.3 ± 0.09). (ب) زيادة في وزن الجسم بعد زرع جزيرة ليلى. البيانات الواردة أعلاه تمثل ± متوسط الانحراف المعياري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> الشكل 2 : تأثير زرع جزيرة متمكنة. (أ) مستوى الجلوكوز في الدم وتم قياس في نقاط زمنية مختلفة في الفئران السكري الناجم عن بالستريبتوزوتوسين (n = 2). تم حقن جرعة واحدة من بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) قبل زرع جزيرات البنكرياس 350 (يوم 0). وتم قياس مستوى الجلوكوز في الدم (مليمول/لتر) لمدة تصل إلى 15 يوما (يوم-1: 25.5 ± 5.3؛ واليوم 0: 26.6 ± 1.4؛ ويوم 2:8 ± 0.9؛ واليوم 10: 6.2 ± 0.08؛ ويوم 15: 20.1 ± 1.6). وأبقى نورموجليسيميك الدولة لمدة تصل إلى 10 أيام، وبعد ذلك، زادت تركيزات الجلوكوز في الدم. (ب) متابعة وزن الجسم قبل وبعد زرع جزيرة ليلى. وتمثل البيانات ± متوسط الانحراف المعياري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> الشكل 3 : صورة إيمونوستينينج الممثل لزرع جزيرات البنكرياس في الكبد: يغسل المقطع الكبد (5 ميكرون) مع برنامج تلفزيوني، كتلة مع المصل حمار 10% تليها الحضانة بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية مع أضداد الأنسولين الأساسي (1: 500) والصفائح الدموية خلايا بطانية التصاق جزيء بيكم-1 الابتدائي جسم (1: 100). يغسل مع برنامج تلفزيوني، وصمة عار في مواجهة مع هويشت وصمة عار مع الأجسام المضادة الثانوية ح 1، وفي اليوم التالي والتقاط الصور مع إيكا مجهر فلوري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

زرع البنكرياس جزيرة ليلى وسيلة لتحقيق نورموجليسيميا في مرض السكري من النوع 1. تركز هذه المقالة على تقنية زرع الأعضاء من خلال توجيه إينترابورتال للحفاظ على مستويات السكر العادي في الفئران السكري.

إينترابورتال زرع جزيرات البنكرياس في طراز الماوس

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Views.  Clinical Research Lab. زرع البنكرياس جزيرة ليلى وسيلة لتحقيق نورموجليسيميا في مرض السكري من النوع 1. تركز هذه المقالة على تقنية زرع الأعضاء من خلال توجيه إينترابورتال للحفاظ على مستويات السكر العادي في الفئران السكري.

Video: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

نموذج الفأر من في الرحم زراعة

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Mouse Model of Surgically-induced Endometriosis by Auto-transplantation of Uterine Tissue

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of lesions, and/or chronic pharmaceutical management of pain and infertility symptoms. The cost associated with endometriosis has been estimated at 22 billion dollars per year in the United States1. To further our understanding of mechanisms underlying this enigmatic disease, animal models have been employed. Primates spontaneously develop endometriosis and therefore primate models most closely resemble the disease in women. Rodent models, however, are more cost effective and readily available2. The model that we describe here involves an autologous transfer of uterine tissue to the intestinal mesentery (Figure 1) and was first developed in the rat3 and later transferred to the mouse4. The goal of the autologous rodent model of surgically-induced endometriosis is to mimic the disease in women. We and others have previously shown that the altered gene expression pattern observed in endometriotic lesions from mice or rats mirrors that observed in women with the disease5,6. One advantage of performing the surgery in the mouse is that the abundance of transgenic mouse strains available can aid researchers in determining the role of specific components important in the establishment and growth of endometriosis. An alternative model in which excised human endometrial fragments are introduced to the peritoneum of immunocompromised mice is also widely used but is limited by the lack of a normal immune system which is thought to be important in endometriosis2,7. Importantly, the mouse model of surgically induced endometriosis is a versatile model that has been used to study how the immune system8, hormones9,10 and environmental factors11,12 affect endometriosis as well as the effects of endometriosis on fertility13 and pain14.

A description of the surgical induction of endometriosis in mice and rats by auto-transplantation of uterine tissue to the arterial cascade of the intestinal mesentery.

نموذج الفأر من بطانة الرحم جراحيا ، الناجمة عن زرع الذاتية لأنسجة الرحم

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of ...

Staining Protocols for Human Pancreatic Islets

Estimates of islet area and numbers and endocrine cell composition in the adult human pancreas vary from several hundred thousand to several million and beta mass ranges from 500 to 1500 mg 1-3. With this known heterogeneity, a standard processing and staining procedure was developed so that pancreatic regions were clearly defined and islets characterized using rigorous histopathology and immunolocalization examinations. 
Standardized procedures for processing human pancreas recovered from organ donors are described in part 1 of this series. The pancreas is processed into 3 main regions (head, body, tail) followed by transverse sections. Transverse sections from the pancreas head are further divided, as indicated based on size, and numbered alphabetically to denote subsections. This standardization allows for a complete cross sectional analysis of the head region including the uncinate region which contains islets composed primarily of pancreatic polypeptide cells to the tail region.
The current report comprises part 2 of this series and describes the procedures used for serial sectioning and histopathological characterization of the pancreatic paraffin sections with an emphasis on islet endocrine cells, replication, and T-cell infiltrates. Pathology of pancreatic sections is intended to characterize both exocrine, ductular, and endocrine components. The exocrine compartment is evaluated for the presence of pancreatitis (active or chronic), atrophy, fibrosis, and fat, as well as the duct system, particularly in relationship to the presence of pancreatic intraductal neoplasia4. Islets are evaluated for morphology, size, and density, endocrine cells, inflammation, fibrosis, amyloid, and the presence of replicating or apoptotic cells using H&amp;E and IHC stains. 
The final component described in part 2 is the provision of the stained slides as digitized whole slide images. The digitized slides are organized by case and pancreas region in an online pathology database creating a virtual biobank. Access to this online collection is currently provided to over 200 clinicians and scientists involved in type 1 diabetes research. The online database provides a means for rapid and complete data sharing and for investigators to select blocks for paraffin or frozen serial sections.

This video demonstrates procedures for characterization of human pancreatic islets using hematoxylin and eosin (H&E) and immunohistochemistry (IHC). Pancreatic sections from head, body, and tail regions are stained by both H&amp;E and IHC to determine islet endocrine composition (insulin, glucagon, and pancreatic polypeptide), cell replication (Ki67), and inflammatory infiltrates (H&E, CD3). The uncinate region is localized using IHC for pancreatic polypeptide.

تلطيخ بروتوكولات لجزر البنكرياس الإنسان

Estimates of islet area and numbers and endocrine cell composition in the adult human pancreas vary from several hundred thousand to several million and ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as studies on graft preservation and ischemia-reperfusion injury 1,2, immunological responses 3,4, hemodynamics 5,6, and small-for-size syndrome 7. The rat OLT is among the most difficult animal models in experimental surgery and demands advanced microsurgical skills that take a long time to learn. Consequently, the use of this model has been limited. Since the reliability and reproducibility of results are key components of the experiments in which such complex animal models are used, it is essential for surgeons who are involved in rat OLT to be trained in well-standardized and sophisticated procedures for this model.
While various techniques and modifications of OLT in rats have been reported 8 since the first model was described by Lee et al. 9 in 1973, the elimination of the hepatic arterial reconstruction 10 and the introduction of the cuff anastomosis technique by Kamada et al. 11 were a major advancement in this model, because they simplified the reconstruction procedures to a great degree. In the model by Kamada et al., the hepatic rearterialization was also eliminated. Since rats could survive without hepatic arterial flow after liver transplantation, there was considerable controversy over the value of hepatic arterialization. However, the physiological superiority of the arterialized model has been increasingly acknowledged, especially in terms of preserving the bile duct system 8,12 and the liver integrity 8,13,14.
In this article, we present detailed surgical procedures for a rat model of OLT with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft after ex vivo liver resection. The reconstruction procedures for each vessel and the bile duct are performed by the following methods: a 7-0 polypropylene continuous suture for the supra- and infrahepatic vena cava; a cuff technique for the portal vein; and a stent technique for the hepatic artery and the bile duct.

Orthotopic liver transplantation in rats is an indispensable experimental model for biomedical research. Here we present our surgical procedures for orthotopic rat liver transplantation with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft.

العمليات الجراحية لنموذج الفئران من الجزئي زرع الكبد orthotopic مع إعادة الإعمار الكبدي الشرياني

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

Improved Protocol For Laser Microdissection Of Human Pancreatic Islets From Surgical Specimens

Laser microdissection (LMD) is a technique that allows the recovery of selected cells and tissues from minute amounts of parenchyma 1,2. The dissected cells can be used for a variety of investigations, such as transcriptomic or proteomic studies, DNA assessment or chromosomal analysis 2,3. An especially challenging application of LMD is transcriptome analysis, which, due to the lability of RNA 4, can be particularly prominent when cells are dissected from tissues that are rich of RNases, such as the pancreas. A microdissection protocol that enables fast identification and collection of target cells is essential in this setting in order to shorten the tissue handling time and, consequently, to ensure RNA preservation. 
Here we describe a protocol for acquiring human pancreatic beta cells from surgical specimens to be used for transcriptomic studies 5. Small pieces of pancreas of about 0.5-1 cm3 were cut from the healthy appearing margins of resected pancreas specimens, embedded in Tissue-Tek O.C.T. Compound, immediately frozen in chilled 2-Methylbutane, and stored at -80 &deg;C until sectioning. Forty serial sections of 10 &mu;m thickness were cut on a cryostat under a -20 &deg;C setting, transferred individually to glass slides, dried inside the cryostat for 1-2 min, and stored at -80 &deg;C. 
Immediately before the laser microdissection procedure, sections were fixed in ice cold, freshly prepared 70% ethanol for 30 sec, washed by 5-6 dips in ice cold DEPC-treated water, and dehydrated by two one-minute incubations in ice cold 100% ethanol followed by xylene (which is used for tissue dehydration) for 4 min; tissue sections were then air-dried afterwards for 3-5 min. Importantly, all steps, except the incubation in xylene, were performed using ice-cold reagents - a modification over a previously described protocol 6. utilization of ice cold reagents resulted in a pronounced increase of the intrinsic autofluorescence of beta cells, and facilitated their recognition. For microdissection, four sections were dehydrated each time: two were placed into a foil-wrapped 50 ml tube, to protect the tissue from moisture and bleaching; the remaining two were immediately microdissected. This procedure was performed using a PALM MicroBeam instrument (Zeiss) employing the Auto Laser Pressure Catapulting (AutoLPC) mode. The completion of beta cell/islet dissection from four cryosections required no longer than 40-60 min. Cells were collected into one AdhesiveCap and lysed with 10 &mu;l lysis buffer. Each single RNA specimen for transcriptomic analysis was obtained by combining 10 cell microdissected samples, followed by RNA extraction using the Pico Pure RNA Isolation Kit (Arcturus). This protocol improves the intrinsic autofluorescence of human beta cells, thus facilitating their rapid and accurate recognition and collection. Further improvement of this procedure could enable the dissection of phenotypically different beta cells, with possible implications for better understanding the changes associated with type 2 diabetes.

Laser microdissection is a technique that allows the recovery of selected cells from minute amounts of parenchyma. Here we describe a protocol for acquiring human pancreatic islets from surgical specimens to be used for transcriptomic studies. Our protocol improves the intrinsic autofluorescence of human beta cells, thus facilitating their collection.

تحسين بروتوكول للتسليخ مجهري ليزر من الجزر البنكرياسية الإنسان من عينات جراحية

Laser microdissection (LMD) is a technique that allows the recovery of selected cells and tissues from minute amounts of parenchyma 1,2. The dissected ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

زرع صمام الرئوي عن طريق نموذج الفأر من غيري مكاني القلب زرع

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Leprdb Mouse Model of Type 2 Diabetes: Pancreatic Islet Isolation and Live-cell 2-Photon Imaging Of Intact Islets

Type 2 diabetes is a chronic disease affecting 382 million people in 2013, and is expected to rise to 592 million by 2035 1. During the past 2 decades, the role of beta-cell dysfunction in type 2 diabetes has been clearly established 2. Research progress has required methods for the isolation of pancreatic islets. The protocol of the islet isolation presented here shares many common steps with protocols from other groups, with some modifications to improve the yield and quality of isolated islets from both the wild type and diabetic Leprdb (db/db) mice. A live-cell 2-photon imaging method is then presented that can be used to investigate the control of insulin secretion within islets.

Leprdb Mouse Model of Type 2 Diabetes: Pancreatic Islet Isolation and Live-cell 2-Photon Imaging Of Intact Islets

We present here a protocol for the isolation of islets from the mouse model of type 2 diabetes, Leprdb and details of a live-cell assay for measurement of insulin secretion from intact islets that utilizes 2 photon microscopy.

Lepr<sup&gt; ديسيبل</sup&gt; نموذج الفأر من النوع 2 من مرض السكري: البنكرياس عزل جزيرة وتعيش خلية 2 فوتون التصوير من الجزر سليمة

Type 2 diabetes is a chronic disease affecting 382 million people in 2013, and is expected to rise to 592 million by 2035 1. During the past 2 decades, ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

مثلي هند الاطراف زرع في ماوس

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

باستخدام هذه التقنية الأكمام في نموذج ماوس لزرع الابهري-فيديو التعليمية

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.