Wir würden gerne Gundula Hertl für ihre Unterstützung zu erkennen.

Alle Verfahren in diesem Protokoll wurden von deutschen Tierschutzgesetz und Richtlinien genehmigt. Verwenden Sie 10 bis 12 Wochen alten NMRI nackte Mäuse und C57Bl/6 Mäusen (Spender: alte weiblich; Empfänger: männliche) während der Experimente. Verwenden Sie nackt NMRI Mäuse für Insel isoliert. Halten Sie die Mäuse unter definierten Bedingungen gemäß den Vorschriften der örtlichen Tierhaus.
1. Induktion von Diabetes durch die Streptozocin
<ol><li>Am Tag-4 Messen Sie das Körpergewicht von 10 bis 12 Wochen alten NMRI nackten Mäusen und C57Bl/6 Mäusen mit einer Waage.</li>
	<li>Bereiten Sie nach dem die gemessenen Körpergewicht eine 180 mg/kg-Dosis von Streptozocin in 0,1 mL Kochsalzlösung per Mausklick. Hinweis: Streptozocin sollten werden frisch zubereitet vor Gebrauch und abgedeckt mit Alufolie, da sie lichtempfindlich ist.</li>
	<li>Phänomen und allogene Mäuse zu injizieren, jeweils mit einer einzigen Dosis von 0,1 mL Streptozocin (180 mg/kg) intraperitoneal mit einer 26-G-Nadel.</li>
	<li>Am Tag-3 sammeln-2 und-1 2-4 µL Blut durch Punktion die Rute Venen von Mäusen nicht gefastet.</li>
	<li>Verwenden Sie 2-4 µL Blutprobe pro Teststreifen, um den Blutzucker bei NMRI nackte Mäuse und C57Bl/6 Mäusen Messen Hinweis: An diesem Punkt, 80 % der Mäuse sollte werden Diabetiker (20 Mmol/L).<ol>
<li>Verwenden Sie Mäuse für inselversetzung, wenn ihre Blutzuckerwerte 20 Mmol/L erreichen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Isolierung des Pankreas Inselchen von Mäusen
<ol><li>Die Mäuse mit Ketamin (100 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (20 mg/kg Körpergewicht) durch intraperitoneale Injektion mit einer 26-G-Nadel zu betäuben. Hinweis: Die Mengen an Ketamin und Xylazin wurden entsprechend dem Körpergewicht der Tiere (0,10 mL/10 g) ermittelt.</li>
	<li>Halten Sie die Mäuse in Rückenlage und desinfizieren mit Povidon-Jod-Lösung. Bestätigen Sie richtige Euthanasie durch Überprüfung des Pedalen Reflexes. Hinweis: Bei C57Bl/6 rasieren der Bauchregion.</li>
	<li>Halten Sie die Haut mit feinen Zangen und machen Sie einen Mittellinie Schnitt mit der Schere, die Bauchhöhle verfügbar zu machen. Legen Sie den Darm Situs auf der linken Seite und außerhalb der Bauchhöhle auf eine sterile Gaze-Kompresse.</li>
	<li>Passen Sie den Magen in eine andere Richtung Auffinden der Bauchspeicheldrüse und anderen verbundenen Geweben.</li>
	<li>Erreichen Sie die Aorta zu und machen Sie einen kleinen Schnitt das Blut abfließen. Verwenden Sie sterilen Gaze für Blut-Absorption.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig den Darm. Trennen Sie die Bauchspeicheldrüse aus dem Magen und Milz.</li>
	<li>Verbrauchsteuern Sie die Bauchspeicheldrüse und legen Sie sie in eine frische Petrischale. Entfernen Sie die unerwünschten Materialien, wie Fett, mit Pinzette.</li>
	<li>Füllen Sie eine 5 mL Spritze mit 4 mL der Kollagenbildung und injizieren in die Bauchspeicheldrüse mit einer 26-G-Nadel (Lösung auf Lager: 30 mg Kollagenase in 12 mL Hank Lösung).</li>
	<li>Blatt vor den Mund die Bauchspeicheldrüse mit einer Schere, die Fläche für eine verbesserte Verdauung und Übertragung auf eine rote Kappe Tube 12 mL erhöhen. Hinweis: Hank es ausgewogen Salzlösung: HBSS 10 x (100 mL), Penicillin-Streptomycin (10 mL), Gentamycin (1 mL), Ciprofloxacin (10 mL), HEPES (35 mL), destilliert H2O (900 mL)</li>
	<li>Führen Sie eine Verdauung für 10 min bei 37 ° C im Wasserbad schütteln. Wirbel der Probe dreimal in regelmäßigen Abständen für 15 s.</li>
	<li>Mischen Sie die verdaute Bauchspeicheldrüse kräftig von Hand für 3 min und legen Sie es auf dem Eis für 10 s.</li>
	<li>Fügen Sie 6 mL kalte Hank-Lösung, die Verdauung Reaktion und Zentrifuge bei 560 X g für 3 min bei Raumtemperatur zu stoppen.</li>
	<li>Den überstand zu entfernen und das Pellet in 10 mL Parker/fetale Kalb Serum (P/FCS) Medium bei Raumtemperatur auflösen. Hinweis: P/FCS-Medium: TCM-199 10 x (100 mL), FCS (50 mL), Penicillin-Streptomycin (10 mL), HEPES (20 mL), destilliert H2O (900 mL)</li>
	<li>Identifizieren Sie die Inseln anhand ihrer Morphologie (Sphäroid, goldbraune Farbe) unter einem Lichtmikroskop. Vermeiden Sie Inselchen mit dunklen Zentren. Prüfung auf Reinheit und Lebensfähigkeit durch Ausführen Dithizone Färbung unter einem Lichtmikroskop. Hinweis: Dithizone bindet an Zink-Ionen und Rote Fleck zu den kleinen Inseln bietet.</li>
	<li>Verwenden Sie eine 1-mL-Pipette zu zählen und Inseln unter einem Lichtmikroskop aussuchen und dazu eine frische Petrischale (60 mm x 15 mm) mit 4 mL P/FCS-Medium zu übertragen. Hinweis: Die Lautstärke des P /FCS-Medium in der Petrischale sollte nicht mehr als 4 mL um sauerstoffverfügbarkeit zu gewährleisten.</li>
	<li>Halten Sie die isolierte Inseln in 4 mL P/FCS-Medium über Nacht bei 37 ° C im Brutschrank.</li>
</ol>3. Vorbereitung der Tiere auf Inselversetzung
<ol><li>Entfernen der isolierten Inseln aus dem Inkubator 37 ° C und unter der Sitzbank an einem Fluss. Zentrieren Sie die Inseln mit einer schwingenden Kreisbewegung der Petrischale.</li>
	<li>Füllen Sie eine 1-mL-Spritze (blaue 23-G-Nadel) mit 0,1 mL P/FCS-Medium. Fügen Sie 350 Inseln in 0,3 mL Hank es Lösung. Halten Sie die Spritze in eine vertikale Position erlauben die Inselchen zu begleichen.</li>
	<li>Verringern Sie die Lautstärke bis 0,05 mL und ersetzen Sie die blauen 23-G-Nadel mit einer braunen 26 G-Nadel. Die gleiche Spritze fügen Sie 0,15 mL Ficoll (Dichte Gradienten Medium hinzu) an die Spitze zu einem Endvolumen von 0,2 mL in der Spritze zu erreichen. Vermeiden Sie Luftblasen.</li>
	<li>Halten Sie die Spritze in einer vertikalen Position und drehen Sie ihn leicht, um zu vermeiden, die Verklumpung von Inselchen. Die kleinen Inseln werden auf der Konus der Spritze innerhalb von 2 – 3 min. zu begleichen.</li>
	<li>Messen Sie den Körper Gewicht und Blut Blutzuckerspiegel der Empfänger Mäuse; der Blutzuckerspiegel sollte rund 20 Mmol/L.</li>
	<li>Die Mäuse mit Ketamin (100 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (20 mg/kg Körpergewicht) durch intraperitoneale Injektion mit 26 G-Nadel zu betäuben.</li>
	<li>Legen Sie die Mäuse in Rückenlage auf eine warme Thermoplatte (37 ° C). Prüfen Sie die Tiefe der Narkose durch Kneifen der Zehs.</li>
	<li>Reinigen Sie die Bauchregion mit Povidon-Jod-Lösung (Haut-Desinfektionsmittel). Um die Augen vor dem Austrocknen zu verhindern, halten sie feucht mit Augensalbe. Hinweis: Bei C57Bl/6 rasieren der Bauchregion.</li>
</ol>4. Inselversetzung über die Intraportal Route
<ol><li>Am Tag 0, beginnen Sie mit einer Laparotomie hält die Haut mit einer Pinzette und eine 2-3 cm-langen Mittellinie Schnitt mit einer Schere. Statt ein steriler feuchter Gaze zu komprimieren, um die Wundränder um es feucht zu halten.</li>
	<li>Legen Sie den Darm Situs auf der linken Seite und außerhalb der Bauchhöhle auf die sterile Gaze-Kompresse. Hinweis: Halten Sie den Darm feucht während des Verfahrens mit vorgewärmten 0,9 % NaCl-Lösung oder steriler Gaze in normalen Kochsalzlösung getaucht.</li>
	<li>Bewegen Sie den Zwölffingerdarm und lokalisieren der Bauchspeicheldrüsenkrebs. Suchen Sie die Pfortader befindet sich auf der ventralen Seite Empordringen der Bauchspeicheldrüsenkrebs. Verwenden Sie einen Finger und Daumen, um die Pfortader verfügbar zu machen und einmal ausgesetzt, Punktion es in der Nähe der Leber.</li>
	<li>Innerhalb von 1 min injizieren Sie langsam und stetig die Inselchen (0,2 mL ab Schritt 3.4) in die Pfortader unter die Kontrolle der Lupe, um Undichtigkeiten Inselchen zu vermeiden. Hinweis: Nach der Injektion, überprüfen Sie immer für die restlichen Inseln in der Spritze. Nehmen Sie 1 mL P/FCS-Medien in einer Spritze, bündig in eine frische Petrischale und Graf unter dem Mikroskop.</li>
	<li>Legen Sie eine sterile Manometer an der Einstichstelle und Druck mit dem Zeigefinger (Eindringtiefe: 0,5-1 cm) für 6 min um die Blutung zu stoppen. Hinweis: Das Volumen injiziert sollte 0,2 mL nicht überschreiten. Übermäßiger Lautstärke und Druck können die Inseln durch Scherbeanspruchung beschädigen.</li>
	<li>Legen Sie vorsichtig den Darm Situs, Peritoneum, Abdominal-Muskelschicht und Faszien wieder in Position.</li>
	<li>Mit Pinzette, heben Sie die Haut, in der Nähe der Muskel-Schnitt mit resorbierbarem Nahtmaterial Seide und obere Hautschicht mit 2-3 Clips.</li>
	<li>Reinigen Sie die Oberfläche mit einem Haut-Desinfektionsmittel, wenden Sie einen Wunde Heiler an und platzieren Sie die Mäuse in einzelnen Käfigen zu. Wunde Heiler bietet eine wasserabweisende Acrylat-Schicht und schützen vor Mazeration und Sekundärinfektion. Hinweis: Beobachten Sie die Mäuse zu, bis sie ausreichend Bewusstsein wiedererlangt haben, bieten Sie Tramadol (0,2 mg / Maus) zusammen mit Flüssigkeiten. In diesem Protokoll Mäuse erholten sich schnell von Anästhesie und Tramadol Verwaltung reduziert den Schmerz. Nach 7 Tagen sollte die Wunde heilen.</li>
	<li>Die Mäuse mit regelmäßigen Nahrung und Wasser zu ernähren. Nahrung und Wasser Verbrauch und Urin-Ausscheidung erhöht sich nach der Streptozotocin-Injektion.</li>
	<li>Messung der Blutzuckerwerte jeden Tag für die erste Woche und dann einmal pro Woche in Phänomen Mäuse. Bei allogenen Mäusen Messen des Blutzuckerspiegels dreimal pro Woche für bis zu 15 Tage.</li>
</ol>

<ol><li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22762022">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823(2012).</li>
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</ol>

Alle Autoren erklären, dass sie keinen Interessenskonflikt.

In dieser Studie wird die intraportal Route der inselversetzung untersucht. Dieses Protokoll ist hocheffizient in diabetischen Stress abbauen und bietet eine ausführliche Gelegenheit Islet Transplantation Studien zu erkunden. Dieses Protokoll bestätigt, dass ca. 350 murine Inselchen hyperglykämischen Zustand umkehren können. Darüber hinaus keine der Mäuse starben während des Verfahrens und glykämische Kontrolle wurde in alle Empfänger erreicht. Körper-Gewicht und Blut-Glukosespiegel verzeichneten regelmäßig um die Kompetenz, Standard und Funktionalität der verpflanzten kleinen Inseln bei der Umkehr Hyperglykämie widerzuspiegeln. Bei syngeneically transplantierten Mäusen wurden den Blutzuckerspiegel jeden Tag für die erste Woche und einmal in der Woche danach gemessen. Nach Inselchen Transplantationen, hypoxische Zustand und andere auslösen Faktoren der Endothelzellen zu sezernieren Pro-angiogenen Faktoren wie VEGF nach 14 Tagen und damit zu einer Erhöhung der vaskulären Engraftment in der Leber wie in Abbildung 3dargestellt. Bei allogenen Mäuse wurden den Blutzuckerspiegel dreimal pro Woche für bis zu 15 Tage gemessen. Nach 15 Tagen wurden verpflanzten kleinen Inseln im allogenen Modell durch eine immun-Angriff, abgelehnt, es sei denn, immunsuppressive Medikamente verabreicht werden
Es gibt mehrere Inselchen Isolierung Protokolle in Literatur10,11veröffentlicht. Das einfachste ist, Inselchen manuell aufgrund ihrer Größe und Morphologie nach Kollagenase Verdauung auszuwählen. Dies ist einer der wichtigsten Schritte nur Inseln auswählen und zur Vermeidung von exokrinen Zellen, Schutt, etc. ausgewählte Inselchen sollte bei 37 ° C über Nacht im Brutschrank wieder aus mechanischer Belastung, die bei der Verdauung auftreten können beibehalten werden Verfahren. Die Auswahl der die Streptozocin Dosis und die intraportal inselversetzung sind auch für dieses Protokoll. Die Körpertemperatur geregelt werden und über eine Thermoplatte während des chirurgischen Verfahrens gepflegt. Steriler Gaze sollte mit minimalem Druck für 6 min auf dem Gelände der Punktion zu Blutungen angewendet werden. Mäuse sollten unter Beobachtung gehalten werden, bis sie ausreichend Bewusstsein wiedererlangen.
Bestimmte Schritte in diesem Protokoll können geändert werden. Beispielsweise können die Optimierung der Verdauung Zeit und das Volumen der Kollagenase den Ertrag der Inseln in verschiedene Mäuse Belastungen erhöhen. Statt die schnelle Induktion von Diabetes (180 mg/kg Streptozocin), langsam ansteigende Hyperglykämie induziert werden kann mit einer niedrigeren Dosis über einen längeren Zeitraum hinweg (z. B. 40 mg/kg/Tag Streptozocin an 5 aufeinanderfolgenden Tagen). Dies könnte besser Engraftment des verpflanzten kleinen Inseln bieten. Andere Websites, wie Knochenmark, omentalis Beutel, intramuskuläre Region, Magen-Schleimhautoberfläche, Milz und Niere können als Alternative zu der intraportal Vene erkundet werden.
Armen Engraftment des verpflanzten kleinen Inseln ist nach wie vor ein wichtiges Anliegen in klinischen Studien. Andere schließen einen Mangel an Spendern, Inkonsistenzen bei der Aufrechterhaltung des Blutzuckerspiegels nach Transplantation, Immunsuppression und Blut-vermittelten Reaktionen12,13. Mangel an Methoden zur richtigen Engraftment ist ein weiteres Hindernis. Tracking der verpflanzten kleinen Inseln durch Magnetresonanz oder Biolumineszenz Bildgebung könnte eventuell klassische Methoden wie die Glukose-Toleranz-Test oder c-Peptid austauschen. In der Zukunft Stammzellen transplantiert zusammen mit Inselchen könnte Ernährung liefern und immunmodulierenden unterstützen14.

Inselversetzung ist ein vielversprechender Ansatz zur Behandlung von Typ 1 Diabetes Mellitus1. Der erste Versuch, ein Schaf Pankreas Fragment eines Diabetikers überweisen wurde 1893 von Watson Williams durchgeführt. Jedoch ein wichtiger Durchbruch in klinischen inselversetzung gelang mit dem Edmonton-Protokoll, und danach, waren eine Reihe von nationalen Programmen entwickelt2. In der Vergangenheit mehrere Standorte, wie Knochenmark, omentalis Beutel, intramuskuläre Region, Magen-Schleimhautoberfläche, Milz und Niere Kapsel wurden in präklinischen Modellen erforscht, aber das Portal Venensystem gilt als eines der angemessenen und wirksamen Website für klinische Programme3,4,5,6.
Exogene Verabreichung von Insulin kann durch kleine Insel Infusion in die Pfortader ersetzt werden. Dies gilt eine bevorzugte Seite, weil die Sauerstoffversorgung vergleichbar mit dem in der nativen Bauchspeicheldrüse aufgrund der Lage unterhalb des Zusammenflusses der Portal Arterie und Vene ist. Darüber hinaus könnte gibt es eine große Fläche, so dass die dreidimensionale Struktur der Inseln erhalten werden kann, und Vaskularisierung erleichterten5. In einer Empfänger Diabetische Maus, 2.000 Menschen oder Schweinen Inselchen Äquivalente oder 350 Maus genügen Inselchen hyperglykämischen Zustand7,8rückgängig zu machen. Euglycemic Ebenen wurden für 15 Tage in dem Empfänger Mausmodell xenogene Inseln und in der allogenen Maus-Maus-Modell und für mehr als 120 Tage in das Phänomen Maus-Maus-Transplantation gemeldet.
Für die Wirksamkeit der inselversetzung über Pfortader relevanten Faktoren sind geeignete Anästhesie, Methode der Punktion und Blutstillung9. Betäubung durch Inhalation (5 % Isofluran) oder Injektion (Ketamin, Xylazin oder Pentobarbital) induziert werden kann, und die Stoffe werden häufig kombiniert. Zur Steuerung der Tiefe und Zeit der Narkose sollte den Zustand der Maus, wie die Farbe der Schleimhaut, Auge Deckel, Hornhaut Reflex, Atemfrequenz und Temperatur des Körpers geachtet. Es ist darauf zu achten, dass das Tier nicht zu kämpfen hat und dass er die Operation überlebt. Die Temperatur kann durch verschiedene Heizgeräte wie Heizkissen, Rotlicht-Lampen erhalten, etc. A warm Thermoplatte verwendet wurde, um eine Temperatur von 25-30 ° C zwischen der Maus und dem OP-Tisch, der verhindert das Auftreten von Hypothermie. Die Dosierungen der Anästhetika sind wichtig, da alle von ihnen von der Leber metabolisiert werden und Leberfunktion vorübergehend werden, durch die Infusion der Insel Suspension. gestört kann Die ideale Einstichstelle für die Pfortader ist die Position zwischen der ersten und zweiten Nebenfluss Ader.
Die Anzahl der Inseln und der beabsichtigten Injektionsvolumen auch Einfluss auf den Ausgang des Transplantats, da übermäßiger Lautstärke die Scherspannung verstärken kann. 0,2 mL Volumen gilt für inselversetzung in die Pfortader geeignet. Die Punktion Wunde (26-Gauge-Nadel) induziert, Blutungen aus der Pfortader, die zeitnah und effektiv gestoppt werden muss. Steriler Gaze oder einem Finger einsetzbar mit minimalem Druck auf dem Gelände der Punktion für ca. 6 min., die Blutung zu stoppen. Genommen zusammen, Portal Inselchen Injektion ist effektiv und bietet Verordnung über den Blutzuckerspiegel bei chemisch induzierten Diabetische Mausmodellen.

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

Pankreatischen inselversetzung Hyperglykämie zu reduzieren ist sehr erfolgreich bei Nagetieren mit chemisch induzierte Diabetes. Die häufigste Lokalisation der Transplantation in experimentellen inselversetzung ist die Niere-Kapsel. Jedoch da weniger über das Zusammenspiel von pankreatischen kleinen Inseln mit Blut Bestandteile bekannt ist, ist es auch sinnvoll, die Pfortader Ansatz in experimentellen inselversetzung nutzen.
Dieses Protokoll zeigt eine intraportal Islet Transplantation Technik in NMRI nackte Mäuse. Streptozocin (180 mg/kg) ist intraperitoneal injiziert, um Hyperglykämie bei Empfänger Mäusen zu induzieren. Sie als Diabetiker auf ein nicht-Fasten Blutzuckerspiegel größer als 20 Mmol/l gelten als Einen Tag vor der Transplantation, sind Maus pankreatischen kleinen Inseln isoliert aus der Bauchspeicheldrüse Spender von Kollagenase Verdauung; mindestens 350 Inseln werden pro Diabetiker Empfänger eingesetzt. Abhängig von der kleinen Insel isoliert Ertrag, sind zwei oder mehrere Spender Mäuse pro Empfänger genutzt. Nach Übernachtung Kultur bei 37 ° C sind Inseln in den Empfänger Leber über die Pfortader verabreicht. Nach der Operation, die Mäuse in roter Makrolon Häuser geschützt und bis sind wach. Dieses Protokoll unterhält glykämische Kontrolle für 120 Tage in Phänomen Mäuse und 15 Tage bei allogenen Mäusen.

Die Kompetenz der verpflanzten kleinen Inseln wurde in chemisch induzierten diabetischen Mäusen untersucht. Die Inseln wurden über das Portal Venensystem in diabetischen Mäusen Modell transplantiert. Der Geber-nehmer-Anteil betrug 2:1. In dem Phänomen Mausmodell wurden zwei Spender Mäuse eingesetzt, um 350 Inseln zu erhalten. Die Inseln wurden dann in diabetischen Mäusen verpflanzt. Ein Rückgang der Blutzuckerspiegel war am 1. Tag nach der Transplantation, was eine Rolle des transplantierten Bauchspeicheldrüse inselchen senken den Blutzuckerspiegel beobachten. Streptozocin erhöht den Blutzuckerspiegel bis zu ca. 22 Mmol/L. Ein Tropfen auf den Blutzuckerspiegel auf 4,6 Mmol/L (Tag 1) wurde nach inselversetzung (Abbildung 1A) beobachtet. Normoglycemia blieb bis zu 121 Tage, wie in Figur 1Adargestellt. Die Körper-Gewicht und Blut-Glukose-Ebene folgten ungefähr das gleiche Muster. Nach der Streptozotocin-Injektion und Chirurgie verringerte sich das Körpergewicht. Ab Tag 2 eher in Richtung Normal, 25,3 g (Tag 4) bis 29,7 g (Tag 121), steigen, wie in Abbildung 1 bgezeigt.
Im Falle einer großen Histocompatibility (MHC) wurden nicht übereinstimmende Mäuse, 350 Inseln von zwei Mäusen C57Bl/6 (H2d) in diabetischen Mäusen BALB/c (H2-b) transplantiert. Nach der Streptozotocin-Injektion erhöht der Blutzucker bis zu 26,6 Mmol/L. Nach inselversetzung sank der Blutzuckerspiegel auf 4,4 Mmol/L (Tag 1; Abbildung 2A). Normoglycemia (4,44 bis 7,2 Mmol/L) wurde für bis zu 10 Tage, aber nicht nach 15 Tagen (20.1 Mmol/L) beobachtet. Das Körpergewicht des diabetischen Mäusen sank von 26 g (Tag-3) bis 23 g (Tag 0) und weiter nach 21,5 g (Tag 1). Nach der Transplantation erholte sich das Körpergewicht allmählich von 23 g (2.Tag) bis 25 g (Tag 10). Aufgrund der MHC-stimmen nicht überein der Blutzuckerspiegel erhöht und das Körpergewicht verringert 10 Tage nach inselversetzung (Abb. 2 b).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> Abbildung 1 : Wirkung der Phänomen inselversetzung. (A) den Blutzuckerspiegel gemessen wurde, zu verschiedenen Zeitpunkten in Streptozotocin-verursachten zuckerkranken Mäuse (n = 3). Eine Einzeldosis von Streptozocin (180 mg/kg) wurde vor der Verpflanzung von 350 Inseln an jeden einzelnen Empfänger (Tag 0) injiziert. Die Blut-Glukose (Mmol/L) für bis zu 121 Tage gemessen wurde (Tag-3: 17 ± 2,3; Tag 0: 22,6 ± 1, Tag 1: 4,6 ± 0,3; Tag 5: 7,5 ± 0,4; und Tag 121: 5,3 ± 0,09). (B) Zunahme des Körpergewichts nach inselversetzung. Die obigen Daten repräsentiert den Mittelwert ± Standardabweichung. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> Abbildung 2 : Wirkung der allogenen inselversetzung. (A) den Blutzuckerspiegel gemessen wurde, zu verschiedenen Zeitpunkten in Streptozotocin-verursachten zuckerkranken Mäuse (n = 2). Eine Einzeldosis von Streptozocin (180 mg/kg) wurde vor der Verpflanzung von 350 Pankreas Inseln (Tag 0) injiziert. Die Blut-Glukose (Mmol/L) für bis zu 15 Tage gemessen wurde (Tag-1: 25,5 ± 5,3; Tag 0: 26,6 ± 1,4; Tag 2:8 ± 0,9; Tag 10: 6,2 ± 0,08; und Tag 15: 20,1 ± 1.6). Normoglycemic Zustand war für bis zu 10 Tage und anschließend gepflegt Glukose Konzentrationen im Blut erhöht. (B) Follow-up des Körpergewichts vor und nach inselversetzung. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> Abbildung 3 : Vertreter Immunostaining Bild von transplantierten Bauchspeicheldrüse Inselchen in Leber: Waschen Sie die Leber Abschnitt (5 µm) mit PBS, Block mit 10 % Esel Serum gefolgt von Übernachtung Inkubation bei 4 ° C mit Insulin Primärantikörper (1: 500) und Thrombozyten Endothelial Zelle Adhäsion Molekül PECAM-1 primäre Antikörper (1: 100). Fleck mit Sekundärantikörper für 1 h am nächsten Tag waschen mit PBS, Zähler Fleck mit Hoechst und Aufnahmen mit Leica Fluoreszenz-Mikroskop. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pankreatischen inselversetzung ist eine Möglichkeit, Normoglycemia bei Diabetes Typ 1 zu erreichen. Dieser Artikel konzentriert sich auf die Transplantation-Technik durch die intraportal Route weiterhin normale Blutzuckerwerte bei diabetischen Mäusen.

Intraportal Transplantation der Bauchspeicheldrüse Inselchen im Mausmodell

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.5K Aufrufe.  Clinical Research Lab. Pankreatischen inselversetzung ist eine Möglichkeit, Normoglycemia bei Diabetes Typ 1 zu erreichen. Dieser Artikel konzentriert sich auf die Transplantation-Technik durch die intraportal Route weiterhin normale Blutzuckerwerte bei diabetischen Mäusen.

Serie: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Eine Methode zur Murine Islet Isolation und subkapsulären Nierentransplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Forschung

Medizin

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

Transplantation von Pankreas-Inseln in die Niere Capsule von diabetischen Mäusen

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biologie

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

Gerüstgestützte Transplantation von Inseln in der epididymalen Fettauflage von diabetischen Mäusen

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

Biotechnik

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Maus-Modell für die Bauchspeicheldrüse Transplantation mit einer modifizierten Manschette-Technik

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

Leisten-Subkutanes weißes Adiposeengewebe (ISWAT) Transplantationsmodell von Murine-Inseln

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Minimierung der Venenblutung nach der Infusion während der intrahepatischen Inseltransplantation bei Mäusen

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

Stabilisierte longitudinale In Vivo Visualisierung der Bauchspeicheldrüse auf zellulärer Ebene in einem Murinenmodell mit einem Pankreas-Intravital-Bildgebungsfenster

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

Ein einfaches Hocheffizienzprotokoll für die Isolierung von Pankreas-Isleten von Mäusen

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

Eine Methode zur Inselversetzung, Omentum in Maus

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

Transplantation von Pankreasinseln: Eine Methode zur Implantation von Pankreasinseln in die vordere Kammer des Mausauges für die In-vivo-Bildgebung

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...