Organoides como Modelo para Enfermedades Infecciosas: Cultura de Derechos Humanos y organoides estomacales murinos y microinyección de Helicobacter Pylori

Stem cell derived cultures harbor tremendous potential to model infectious diseases. Here, the culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described. The organoids are microinjected with the gastric pathogen Helicobacter pylori.

Recently infection biologists have employed stem cell derived cultures to answer the need for new and better models to study host-pathogen interactions. Three cellular sources have been used: Embryonic stem cells (ESC), induced pluripotent stem cells (iPSC) or adult stem cells. Here, culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described and used for infection with the gastric pathogen Helicobacter pylori. Human gastric glands are isolated from resection material, seeded in a basement matrix and embedded in medium containing growth factors epidermal growth factor (EGF), R-spondin, Noggin, Wnt, fibroblast growth factor (FGF) 10, gastrin and transforming growth factor (TGF) beta inhibitor. In these conditions, gastric glands grow into 3-dimensional organoids containing 4 lineages of the stomach. The organoids expand indefinitely and can be frozen and thawed similarly as cell lines. For infection studies, bacteria are microinjected into the lumen of the organoids. Infected organoids are processed for imaging. The described methods can be adapted to other organoids and infections with other bacteria, viruses or parasites. This allows the study of infection-induced changes in primary cells.

El estudio de los patógenos se basa en sistemas de modelos adecuados para imitar la infección in vivo. Para algunos agentes infecciosos, sistemas de modelos adecuados faltan mientras que algunos de los sistemas que se utilizan están lejos de ser óptima. Un ejemplo es la bacteria gástrica por Helicobacter pylori (H. pylori), que está causalmente relacionada con el desarrollo de cáncer gástrico. Sin embargo, en ausencia de un sistema de cultivo celular más adecuado, muchos estudios que tienen como objetivo analizar los mecanismos moleculares subyacentes de desarrollo del cáncer de líneas celulares de cáncer de utilización, lo que representa el punto final de la cascada canceroso. Las células primarias, no transformadas sería un mejor modelo para estos estudios. Sin embargo, las células primarias sólo están disponibles a partir de un pequeño número de donantes y no pueden ser cultivadas durante largos períodos de tiempo más largos. En los últimos años, la investigación de células madre ha hecho progresos significativos para proporcionar nuevas fuentes para cultivos de células primarias para el estudio de la biología de la infección.

Culturas detres fuentes de células madre se han utilizado: las células madre embrionarias (ESC), células madre pluripotentes inducidas (IPSC) o células madre adultas. Se han utilizado para modelar las infecciones con virus, tales como el citomegalovirus ^1,2 o Virus de Hepatitis C ^{3 - 7,} parásitos, tales como Plasmodium falciparum ⁸ o ⁹ Toxoplasma gondii, y las bacterias, tales como Bacterioides thetaiotaomicron ¹⁰ o ¹¹ Salmonella enterica. Más recientemente, varios enfoques han sido publicados para modelar la infección con H. pylori con organoides derivadas de CES o iPS ^células 12, las células madre adultas de ratón ^21,22 humanos o células madre adultas ^{13 - 15.}

El desarrollo de las culturas organoides a partir de células madre adultas originó a partir de un estudio, en el que las células madre individuales aislados a partir de epitelio intestinal murino fueron sembradas en una matriz de 3-dimensional yincrustado en un medio que imitaba el entorno de las células madre intestinales que contienen EGF como mitógeno, R-espondina para mejorar Wnt de señalización y Noggin para inhibir la proteína morfogenética ósea (BMP) de señalización ^16. Cabe destacar que estos cultivos no requieren co-cultivo con células mesenquimales. En estas condiciones, las células madre proliferan y forman estructuras pequeñas con dominios que alberga las células de las criptas intestinales, y dominios que contienen las células de la vellosidad intestinal. Los organoides tanto auto-organizan para imitar la situación in vivo. Hoy en día, las células madre adultas de muchos tejidos murinos y humanos se puede cultivar in vitro y la auto-organizarse en organoides que se asemejan a su contraparte en vivo, como el intestino delgado y colon ^17, estómago ^{13,18, 19,20} hígado, páncreas y ²¹ de próstata ^22.

Aquí le ofrecemos un protocolo de vídeo a la cultura del ratón o organoides gástricos humanos de cel madre adultasls y los microinyectar con H. pylori. Este protocolo se basa en informes anteriores ^13,18. Este método puede ser adaptado para el cultivo y la infección de otras culturas organoides como organoides intestinales.

1. Establecimiento de Gástrico organoides Cultura

Nota: Este protocolo se puede utilizar para el aislamiento de las glándulas gástricas de ratón o el tejido humano. Se aconseja el uso de tejido de aproximadamente 1 cm ². El tejido humano se puede obtener de resecciones o biopsias gástricas.

1. Preparación del material
   Nota: La matriz sótano utilizado es Matrigel. Mantener la matriz de sótano en hielo en todo momento. Almacene la matriz sótano a -20 ° C y descongelar en hielo antes de su uso. El medio basal se refiere a Advanced DMEM / F12 suplementado con HEPES; una fuente de glutamina apropiado tal como Glutamax y antibióticos apropiados tales como 1x Primocin. La incubadora utilizado es una incubadora de cultivo celular estándar (37 ° C, atmósfera humidificada, 5% de CO ₂₎
   1. Esterilizar los utensilios de preparación en autoclave o utilizando el 100% de alcohol isopropílico: pinzas cortantes, tijeras, un bisturí y un portaobjetos de microscopía de vidrio.
   2. El día antes del aislamiento, coloque un 24 welplaca de cultivo de células L en la incubadora.
   3. Preparar la matriz sótano de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. Preparar alícuotas de 1 ml para evitar los ciclos de congelación y descongelación repetidas.
   4. Preparar 500 ml quelantes búfer y enfriar en hielo. Preparar tampón 1x a partir de agua destilada estéril con 5,6 mM Na ₂ HPO _4, 8,0 mM KH ₂ PO _4, NaCl 96,2 mM, 1,6 mM KCl, sacarosa mM 43,4, 54,9 mM D-sorbitol, 0,5 mM DL-ditiotreitol (ATENCIÓN), pH 7. Si la planificación de varios aislamientos, preparar una solución concentrada 5x sin el DL-ditiotreitol. Filtro estéril la memoria intermedia. Antes de aislamiento, diluir el tampón 5x con agua estéril a 1x y añadir DL-ditiotreitol justo antes de aislamiento.
   5. Preparar y diluir todos los factores de crecimiento de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Utilice de pequeño tamaño alícuotas y evitar los ciclos de congelación-descongelación. Factores de crecimiento funcionales son cruciales para los resultados.
   6. Medio basal Dejar enfriar en hielo y enfriar la centrífuga a 46; C.
   7. Calentar otra alícuota de medio basal a 37 ° C.
2. Aislamiento de las glándulas
   1. Recoger aproximadamente 1 cm² de tejido en el hielo medio basal frío. Mantenga en hielo hasta su preparación. Si bien es preferible procesar el tejido lo más pronto posible, el tejido tienda en medio en el hielo si es necesario.
   2. Coloque el tejido en una placa de Petri de 10 cm y se cubre con tampón de quelación 1x frío. Lave moviendo suavemente hacia atrás y hacia adelante.
   3. Coloque el tejido en un lugar seco 10 cm placa de Petri. Con unas pinzas, retire con cuidado el moco, así como la capa muscular debajo de un microscopio estereoscópico. Lave el tejido en tampón quelante 1x fría moviendo suavemente hacia atrás y hacia adelante.
   4. Coloca 1 cm ² de tejido en un nuevo seco placa de 10 cm, Petri. Con una tijera cortan en 20-50 pedazos pequeños de aproximadamente 2/5 del tamaño mm².
   5. Con unas pinzas, colocar todas las piezas en un tubo de 50 ml.
   6. Tome un 10 ml pipeta de plástico estéril. Humedezca la pipeta en tampón 1x quelante. Guardarel uso de esta misma pipeta durante todo el procedimiento.
   7. Añadir 10 ml de tampón quelante 1x frío al tubo de 50 ml. Lave las piezas pipeteando enérgicamente arriba y hacia abajo 10 veces. Deje que las piezas se asientan. Eliminar el sobrenadante.
   8. Repita el lavado (paso 1.2.7) hasta que el sobrenadante es claro. Esto tarda aproximadamente 50-100 ml de tampón 1x para el quelante 1 cm² de tejido humano.
   9. Incubar las piezas de tejido en 20 ml de tampón 1x quelante suplementadas con EDTA 10 mM a temperatura ambiente durante 10 min con suave invirtiendo cada 2 min.
      NOTA: El tiempo y la temperatura de esta incubación pueden optimizarse para cualquier velocidad y / o preservación de la arquitectura glandular. Ellos pueden ir de varias horas de incubación a 4 ° C en una plataforma de balanceo para 5 min a 37 ° C en un agitador con 200 rpm. Los buenos puntos de partida para el estómago de ratón son 30 min a 4 ° C en una plataforma de rodadura y para el estómago humano, 10 min a TA.
   10. Pipeta una vez suavemente hacia arriba y hacia abajo con la pipeta 10 ml. Permitir la pieces se asienten. Eliminar el sobrenadante.
   11. El uso de la pipeta, transferir las piezas para una limpieza 10 cm placa de Petri. Retire el líquido.
   12. Coloque un portaobjetos de microscopía de vidrio en la parte superior de las piezas de tejido. Observe el tejido intacto bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X.
   13. Aplique presión sobre la lámina de vidrio y placa de Petri. Mantenga tanto en la mano (con guantes estériles) y presionando el cristal con el dedo pulgar. El borde del tejido aparecerá nublado que indica que las glándulas son liberados fuera del tejido.
   14. Tenga en cuenta las glándulas liberados bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X.
   15. Recoger las glándulas y tejidos en 30 ml de medio basal frío. Deje que los fragmentos de tejido grandes asientan.
   16. Recoger el sobrenadante que contiene glándulas en dos tubos de 15 ml.
   17. Centrifugar 5 min a 200 xg y 4 ° C. Sobrenadante Descartar. El sedimento contiene glándulas aisladas. Manténgalos en hielo.
3. Siembra de las glándulas
   1. Para la siembra, mantener matriz sótano en todo momento en frío de hielo, por lo que permanecerá líquida.
   2. Alternativa 1: Semilla de 6 pocillos de una fila de dilución.
      1. Suspender el precipitado en 60 l de matriz sótano.
      2. Preparar 5 estériles tubos de 1,5 ml en hielo con conteniendo cada uno 50 l de matriz de sótano. Transferencia de 10 l de suspensión de matriz glándulas / sótano en el primer tubo de 1,5 ml. Suspender las glándulas y la transferencia de 10 l de esta solución a la siguiente tubo de 1,5 ml. Repita el procedimiento para los próximos tubos.
   3. Alternativa 2: Semilla una cantidad calculada de glándulas por pocillo. Comience con 100 glándulas por matriz, sótano 50 l en un pocillo de una placa de 24 pocillos.
      1. Suspender cuidadosamente las glándulas sedimentadas en 10 ml de medio basal. Ponga 50 l en una limpia 10 ml placa de Petri. Contar el número de glándulas bajo un microscopio invertido para el cultivo celular con aumento 10X.
      2. Calcular la concentración de glándulas en la solución. Transferir el volumen que contains 400 glándulas a un nuevo tubo de 15 ml.
      3. Centrifugar 5 min a 200 xg y 4 ° C. Desechar el sobrenadante y mantener el tubo en hielo. Añadir 200 l matriz sótano y volver a suspender cuidadosamente. Mantenga en hielo.
   4. Tome la C 24 y placa caliente 37 ° (consulte el paso 1.1.2) de la incubadora. Coloque una gota de 50 glándulas mu l en la matriz sótano en el centro del pozo. La gota se forma una cúpula.
   5. Transferir con cuidado la placa posterior a la incubadora de cultivo de células. Deje que la matriz sótano solidificar 10 min.
   6. Preparar medio caliente con todos los factores de crecimiento.
      1. Para glándulas humanos: Suplemento el medio basal con los siguientes factores de crecimiento para organoides gástricas humanas: 50 ng / ml de EGF, 10% de medio noggin acondicionado, 10% de medio acondicionado-R-spondin1, 50% de medio Wnt acondicionado, 200 ng / ml de factor de crecimiento de fibroblastos (FGF) 10, 1 nM gastrina, y 2 mM inhibidor de TGFbeta y 10 mM rho asociada bobina en espiral formando proteína serina / treonina quinasa inhibidor (RHOKi).
      2. Para glándulas murinos: Suplemento el medio basal con los siguientes factores de crecimiento para organoides gástricos ratón: 50 ng / ml de EGF, 10% de medio noggin acondicionado, 10% de medio R-spondin1 acondicionado, 50% de medio Wnt acondicionado, 100 ng / FGF10 ml, 10 nM gastrina, 0,5 mM inhibidor de TGFbeta y 10 mM RHOKi.
   7. Tome la placa de la incubadora. Añadir cuidadosamente 500 l medio con todos los factores de crecimiento (1.3.6) a cada pocillo sin alterar la matriz sótano. Coloque de nuevo a la incubadora.
   8. Actualizar el medio 3 veces por semana (cada 2-3 días). Por medio refrescante, eliminar el medio de edad con salir de la caída de la matriz basal intacta. Añadir con cuidado medio fresco, cálido, con todos los factores de crecimiento. No agregue RHOKi. Sólo añadir RHOKi directamente después de la siembra de las glándulas o después de la separación de los organoides (paso 2).

2. La aprobación de Gástrico organoides Cultura Antes de microinyección.

1. Preparación del material
   1. Pipetas Pasteur autoclave.
   2. El día antes de la aprobación, coloque una placa de cultivo celular 4 bien en la incubadora a 37 ° C. Los 4 pocillos tienen bordes bajos y permiten micromanipulación.
   3. Preparar la matriz sótano de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. En el día de passaging, descongelar matriz sótano en el hielo.
   4. Preparar y diluir todos los factores de crecimiento de acuerdo con las recomendaciones del fabricante.
   5. Medio basal Dejar enfriar en hielo y enfriar la centrífuga a 4 ° C.
2. Pasaje de las Culturas organoides
   1. Tome la placa con los organoides de la incubadora. Retire medio de un pozo.
   2. Añadir 1 ml de medio basal frío a la matriz sótano en el pozo. Usando una micropipeta 1 ml, pipetear enérgicamente arriba y hacia abajo hasta que la matriz sótano se divide. Transferir a un tubo de 15 ml. Coloque sobre hielo.
   3. Tome una pipeta Pasteur de vidrio y una fuente de fuego como un mechero Bunsen.
      1. Mantenga la punta de la pipeta en el fuego hasta que la abertura de la punta se ha reducido de 1,5 mm a 0,5 mm (Figura 1). Deje que la pipeta se enfría hasta TA.
      2. Humedezca la pipeta en medio basal. Una pipeta de manera óptima estrechado ocupará el medio visiblemente más lento que una pipeta un-reducido, pero aún así lo hará todoujo pipetear también.
   4. Recoger organoides en la pipeta y pipetear enérgicamente 10 veces arriba y abajo. La ruptura de los organoides se puede observar a simple vista.
   5. Añadir 9 ml de medio basal frío y centrifugar durante 5 min a 200 xg y 4 ° C.
   6. Deseche cuidadosamente todo el sobrenadante. Suspender el sedimento en 250 matriz sótano l. Mantenga en hielo.
   7. Tome la cálida placa de cultivo de 4 y 37 ° C y colocar una gota de matriz de 50 l organoides / sótano en cada pocillo.
   8. Transfiera la placa cuidadosamente de nuevo a la incubadora. Deje que la matriz sótano solidificar a 37 ° C durante 10 minutos.
   9. Preparar medio apropiado, ya sea para el ratón o humanos organoides como se indica en el paso 1.3.6.
   10. Tome la placa de la incubadora y superponer cada gota matriz sótano con 500 l de medio.
   11. La transferencia de la placa a la incubadora.
   12. Actualizar el medio 3 veces por semana cada 2-3 días (véase 1.3.8.).
   13. Para la congelación de los organoides, mechancamente perturbar organoides como se describe para la división en este protocolo (Pasos 2.2.1-2.2.5.). Suspender los fragmentos organoides en 500 ml de medio de congelación y congelar a -80 ° C utilizando criotubos y un recipiente de congelación. Para el almacenamiento a largo plazo, la transferencia de los tubos para nitrógeno líquido.
   14. Para descongelar organoides, preparar la placa de la cultura, la matriz de sótano, factores de crecimiento, medio frío y caliente como se indica en los pasos 1.1.2, 1.1.3., 1.1.5., 1.1.6., 1.1.7. Calentar el vial congelado usando un baño de agua, y las células de transferencia inmediatamente después de la descongelación a un tubo de 15 ml con 10 ml de medio basal frío. Centrífuga y la placa de las células como se indica en 2.2.5 a 2.2.12.
       Nota: La microinyección de organoides es laborioso, pero permite la posibilidad única de estudiar la interacción en 3D.
   15. Si no se necesitan estudios 3D, sembrar organoides en dos dimensiones. Para ello, interrumpir los organoides como se establece en los pasos 2.2.1 al 2.2.6. Añadir medio 2.250 l fría con todos los factores de crecimiento de 250 l de ma sótanotrix con fragmentos organoides.
       1. De semillas en 5 pocillos de una placa de 24 pocillos con 500 l por pocillo. Cambie medio 3 veces por semana, con el reemplazo cuidadosamente los 400 l superiores solamente, para mantener la matriz de sótano en la parte inferior de la placa sin ser molestados.
          Nota: organoides adjuntará a la placa de cultivo celular y expandirse en 2D. La microscopía electrónica ha demostrado que el lado apical de las células se enfrenta el medio en el pocillo (datos no mostrados).
       2. Antes de la infección, intercambiar todo medio que incluye la matriz sótano, para permitir que las bacterias se adhieran a las células. Un protocolo similar se ha descrito también para la infección con H. ¹⁴ pylori. Capas de células 2D pueden no contener todos los tipos de células que están presentes en organoides 3D.

3. La microinyección de organoides Cultura.

Nota: Este protocolo se puede utilizar para microinyectar bacterias en organoides. Puede ser útil para iniciar la inyección con organoidesque son más permisivas para la microinyección. Por ejemplo, organoides gástricos ratón pueden convertirse en grandes organoides quísticas que son fáciles de atacar.

1. Preparación del material
   1. Tire de un capilar de vidrio en dos agujas de inyección utilizando un extractor de micropipeta, de acuerdo a la recomendación de los fabricantes. El extractor de micropipeta calentará el capilar de vidrio en el medio y se tire del capilar en dos partes, generando de este modo dos agujas de vidrio. Es práctico para tirar varias agujas y almacenarlos en una placa de Petri limpia.
   2. Para permitir que la infección bacteriana, quitar los antibióticos de todos los medios de comunicación por lo menos 3 cambios de medio (= una semana). Esto diluirá antibióticos de matriz sótano. Si se utiliza una cepa bacteriana que es resistente a un antibiótico específico, añadir este antibiótico específico para reducir al mínimo las posibilidades de contaminación.
   3. Preparar la mesa de trabajo para microinyecciones. Para el trabajo a diferentes niveles de bioseguridad puede ser necesario colocar un estéreomicroscopio dentro de un banco estéril. En este protocolo, inyecte H. pylori bajo nivel de bioseguridad 2 condiciones bajo un microscopio estereoscópico dentro de un banco estéril.
   4. Cultura las bacterias de acuerdo con protocolos estándar ^13,23.
   5. Para estimar la multiplicidad de infección (MOI), estimar dos parámetros: el número de bacterias y el número de células por organoide como se indica a continuación. El MOI puede correlacionar con resultados, por ejemplo, con anfitriones IL-8 mRNA expresión ^13.
      1. Para calcular la densidad bacteriana en la solución de la infección, primero establecer la curva estándar de unidades de densidad y formación de colonias ópticos (CFU) de acuerdo con protocolos estándar ^24. Una densidad óptica de 0,1 a 550 nm debe producir aproximadamente 10 ⁷ UFC / ml.
      2. Para estimar el número de células por organoid, cuente el número de organoides en 1 también. Interrumpir organoides como se indica en los pasos 2.2.1-2.2.4. Después de la centrifugación 5 min a 200 xg y 4 ° C,Añadir 1 ml de solución de disociación enzimática y resuspender.
         1. Incubar a 37 ° C con agitación durante repetida 5-10 min. Determinar si las células han disociado en células individuales bajo el microscopio (microscopio invertido Leica DMIL tales como un aumento de 10x). Si es necesario prolongar la incubación.
         2. Recuento de células por organoide utilizando un hemocitómetro y calcular el número de células por organoide. Organoides gástricas humanas con un diámetro de alrededor de 200 micras tienen aproximadamente 4.000 células. La inyección de 0,2 l de una solución bacteriana con 1 x 10 ⁹ bacterias por ml resultados en una MOI aproximada de 50.
2. La inyección de organoides.
   Nota: Para la microinyección, la aguja de vidrio se estabiliza en un soporte, que puede ser maniobrado en 3 dimensiones por un micromanipulador. Organoides permanecen dentro de la matriz sótano dentro del pozo. Debido al tamaño y la colocación en el pozo, no todos los organoides son igualmente unamenable de la inyección. Por lo general, los 30 organoides más grandes de un pozo pueden ser dirigidos en 5 min.
   1. Bacterias de la cosecha y se lavan en medio basal de acuerdo con los protocolos estándar ^24.
   2. Calcular el número de bacterias por ml de acuerdo con la densidad óptica (véase el paso 3.1.5.1). Diluir las bacterias a 1 x 10 ⁹ bacterias por ml en medio basal.
   3. Tome una aguja de vidrio. Uso de fórceps romper la punta de manera que la apertura será de aproximadamente 10 m de ancho.
   4. Inserte la aguja en el soporte de inyección y fijarlo a la micromanipulador.
   5. Toma aproximadamente 10 l solución bacteriana en la aguja.
   6. Coloque una placa de 4 bien con bordes bajos que contienen cultivos organoides bajo el microscopio estereoscópico.
   7. Navegación con el micromanipulador, apuntar una sola organoides con la aguja. Coloque la aguja cerca de la organoid y luego insertar la aguja en el organoid con un movimiento rápido. Inyectar approximately 0,2 l solución bacteriana en cada uno de organoides usando el microinyector.
3. Organoides cosecha para cualquier análisis.
   1. Como ejemplo, fijar organoides después de 4 horas. Eliminar el sobrenadante y añadir 1 ml de formaldehído al 2% e incubar 20 minutos a temperatura ambiente o O / N a 4 ° C. Organoides pueden ser procesadas para inmunohistoquímica acuerdo con procedimientos estándar ^25.

Este protocolo permite el aislamiento de las glándulas gástricas (Figura 2). Las glándulas se siembran en la matriz sótano, que se solidifica como gota dentro de un pozo, proporcionando un marco dimensional 3 rica en laminina y colágeno para permitir que las glándulas crecen en organoides (Figura 3). Organoides típicamente comienzan como pequeños quistes y dentro de 12-16 días, se expanden en esferas con un diámetro de 50-300 micras de (Figura 4). Algunos organoides permanecerán quística, algunos desarrollarán pequeños injertos. Este último es generalmente un signo de una creciente cultura saludable. En este protocolo un pocillo de una placa de 24 pocillos se utiliza para 100 glándulas, 50 l de matriz de sótano y 500 l de medio. Sin embargo, esto puede ser ascendente o escala reducida.

El éxito de la microinyección puede ser fácilmente observado bajo el microscopio estereoscópico como la solución turbia, llena el organoide bacteriana (Figura 5). Después de un tiempo de incubación adecuado, organoides puedeser procesados ​​por cualquier método de análisis deseado. Por ejemplo, organoides se pueden incrustar en parafina, secciones pueden ser cortadas y teñidas utilizando técnicas de inmunohistoquímica estándar. El análisis microscópico de organoides inmunoteñidas demostrar la inyección con éxito de las bacterias (Figura 6).

Figura 1. Imagen de la pipeta Pasteur utilizado para el paso de organoides. En cada panel, la pipeta superior es antes, la pipeta de baja después de estrechamiento por el fuego. Escala en paneles superior e izquierdo es cm y mm. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2. Imagen Representante de las glándulas gástricas humanas aisladas. Barra de escala 100 micras. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3. Esquema de pozos y la imagen representativa de organoides gástricos humanos. Glándulas gástricas humanas aisladas se dispensan en la matriz del sótano y se colocan en forma de gotas en pocillos de una placa de 24 pocillos. Abajo a la izquierda: Descripción de un bien representativa de 11 días después de la siembra. Abajo a la derecha: La ampliación de la zona indicada. Barra de escala 100 micras. Organoides ratón gástricos se expanden más rápido ^18. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4. Crecimiento típico de organoides gástricos humanos. Glándulas fueron sembradas en la matriz del sótano y las imágenes de la misma organoid fueron tomadas durante un período de 12 días. Bar 100 m Escala Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5. La microinyección de organoides gástricos. Estereoscopio imágenes de un organoide gástrica antes (izquierda) y durante (a la derecha) microinyección de bacterias en el lumen. Las bacterias son visibles como nubes en el interior del organoid. Barra de escala 200 micras. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6. inmunotiñeron organoides. Organoides gástricos Humanos se microinyectaron con H. pylori. Después de 4 horas, organoides se fijaron en paraformaldehído y embebidos en parafina. Las secciones fueron teñidas usando anticuerpos dirigidos a la citotoxicidad proteína bacteriana gen asociado A (CagA) de acuerdo con métodos estándar de histología ^25. Parte superior izquierda: Imagen de un organoide representativo. Panel inferior: Mayor aumento del área de caja. Arriba a la derecha:. Mayor aumento del área de caja con una sola bacteria cerca de las células epiteliales Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

This protocol describes the use of ever-expanding, untransformed primary organoids from adult stem cells for infection biology. Critical steps are i) the isolation of viable glands, ii) expansion of organoids and iii) the microinjection. Below are some suggestions for modifications, troubleshooting and technical considerations.

Compared to other isolation methods, which use vigorous shaking or pipetting to release glands and can be equally successful, the technique presented here has the advantage, that the release of the glands from the tissue can directly be observed under the microscope (step 1.2.14.). If glands are not released, incubation in EDTA can be varied (see step 1.2.9.). If preferred, try to isolate glands using vigorous shaking and control the presence of glands in the supernatant under the microscope as described for mouse intestinal crypts²⁶. It is not critical, if isolated glands disintegrate during the washing steps. Organoids will still initiate from fragments or even single stem cells, as demonstrated previously^{13,18, 27}.

When glands have been isolated and seeded, but organoids are not expanding as expected, troubleshooting should start with testing activity of Wnt and R-spondin. These factors are crucial for expansion of the organoids and it is advised to test the functionality of these two factors by an in vitro assay, for example the TOP flash reporter construct using Luciferase²⁸. It is important that all growth factors are diluted and handled following manufacturers’ recommendation and kept in small aliquots to avoid freeze-thaw cycles.

The microinjection into organoids is comparable to injection of fish eggs or murine oocytes. Needles are pulled from glass capillaries and can be broken using tweezers directly before use to result in a tip end of about 10 µm. Smaller tips penetrate the organoids more easily but they also bear the risk that bacterial accumulations may clog the needle. For micromanipulation, different systems have specific advantages and limitations. It is practical to use a 3- dimensional manipulator instead of a 2 dimensional manipulator to allow maximal flexibility to reach into the wells. Oil-based microinjectors (such as Celltram, or IM-5B) provide a finer and slower manual control compared to air-based microinjectors (such as FemtoJet¹¹, or Nanojet microinjector¹⁰). In turn, the latter have the important advantage that a precise injection volume can be programmed. If microinjection is initially difficult, it may be helpful practice with large mouse gastric organoids and a dye. With practice, also smaller organoids such as mouse intestinal organoids are amenable to microinjection.

Microinjection of organoids is technically limited to a small experimental size because every organoid has to be targeted manually. Positioning or size may not render all organoids equally amenable to injection, thus the technique is limited to applications that can tolerate some heterogeneity in a well. Reflux from the injection hole is minimal^10,11, but should also be considered.

Comparing the different sources for new gastric stem cell derived cell cultures, it is evident that each of the systems has its own advantages. iPSC have been used to generate antral gastric organoids and allow following of the developmental steps towards the antral gastric lineages¹². The cultures described here can be derived from antrum or corpus. While long-term corpus cultures as described here do not contain parietal cells¹³, very early passages as well as co-cultures with mesenchymal cells have been reported to contain parietal cells^15,29.

The protocol described here has been developed for optimal long-term culture and allows unlimited maintenance of organoids (1 year tested). The organoids have typical advantages of cell lines: They can be expanded to allow larger experiments (split 1:5 every 2 weeks for human, every week for mouse organoids). They can be frozen and thawed. Human gastric organoids contain stem cells next to differentiated cells that express markers of mucous pit cells, mucous neck cells, chief cells and enteroendocrine cells. Differentiation to the lineages can be directed using Wnt and Nicotinamide. It is also possible to generate organoids from biopsies of cancers and thus organoids from healthy and cancerous tissue can be compared^13,21,33. Generally, organoids are also amenable to genetic modification and intestinal or gastric organoids have been genetically modified using bacterial artificial chromosomes (BAC) transgenes³⁰, retrovirus^26,31, lentivirus¹⁴ and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9³². Organoids have been used for various imaging techniques^13,14,29, RNA analysis¹³, Western Blot³³, Immunoprecipitation³⁴ and drug screening³³.

In summary, organoids grown from adult stem cells provide a valuable new tool for infection biology. The here provided protocol for gastric organoids may serve as basis to establish other new infection models.

Hans Clevers is an inventor on several patents for organoid culture. Otherwise the authors have nothing to disclose.

This work was supported by EU Marie Curie Fellowship (EU/300686-InfO) to S.B. and a Research Prize from the United European Gastroenterology Foundation to H.C. We would like to thank Harry Begthel, Jeroen Korving and the Hubrecht Imaging Center for technical assistance, Meritxell Huch for help with initial organoid culture and Yana Zavros for discussion.