Quantitative Bestimmung der de novo Fettsäuresynthese im braunen Fettgewebe mittels Deuteriumoxid

In dieser Arbeit stellen wir eine kostengünstige quantitative Methode vor, die Deuteriumoxid- und Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GCMS) zur Analyse der Gesamtfettsäure-De-novo-Lipogenese in braunem Fettgewebe in vivo verwendet.

Die Fettsäuresynthese ist ein komplexer und sehr energieintensiver Stoffwechselweg mit wichtigen funktionellen Rollen bei der Steuerung der metabolischen Homöostase des gesamten Körpers und anderer physiologischer und pathologischer Prozesse. Im Gegensatz zu anderen wichtigen Stoffwechselwegen, wie z. B. der Glukoseentsorgung, wird die Fettsäuresynthese nicht routinemäßig funktionell bewertet, was zu unvollständigen Interpretationen des Stoffwechselstatus führt. Darüber hinaus fehlt es an öffentlich zugänglichen detaillierten Protokollen, die für Neulinge auf diesem Gebiet geeignet sind. In dieser Arbeit beschreiben wir eine kostengünstige quantitative Methode, die Deuteriumoxid- und Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GCMS) zur Analyse der Gesamtfettsäuresynthese in braunem Fettgewebe in vivo verwendet. Diese Methode misst die Synthese der Produkte der Fettsäuresynthase unabhängig von einer Kohlenstoffquelle und ist potenziell für praktisch jedes Gewebe, in jedem Mausmodell und unter jeder externen Störung nützlich. Details zur Probenvorbereitung für GCMS und nachgelagerte Berechnungen werden bereitgestellt. Wir konzentrieren uns auf die Analyse von braunem Fett aufgrund seiner hohen De-novo-Fettsäuresynthese und seiner kritischen Rolle bei der Aufrechterhaltung der metabolischen Homöostase.

Adipositas und damit verbundene Stoffwechselerkrankungen sind eine Pandemie, die gegenwärtige und zukünftige Generationen gefährdet ^1,2. Die mit Fettleibigkeit verbundene metabolische Dysregulation, die gemeinhin als Folge des Ungleichgewichts zwischen Energieaufnahme und -verbrauch vereinfacht wird, betrifft eine große Anzahl von Stoffwechselwegen, die durch Umwelt- und endogene Faktoren gesteuert werden³. Allerdings werden nur wenige Signalwege routinemäßig in Tiermodellen der metabolischen Dysregulation getestet.

Beispielsweise wird die Glukoseentsorgung routinemäßig durch Glukose- und Insulintoleranztests gemessen, was wahrscheinlich auf die Einfachheit der Verwendung tragbarer Glukosemessgeräte zurückzuführen^{ist 4}. Die relativen Raten der Ganzkörperglukose und der Lipidoxidation werden ebenfalls routinemäßig auf der Grundlage des respiratorischen Austauschverhältnisses aus indirekten Kalorimetrie-Assays geschätzt ^5,6. Die meisten anderen Aspekte des Stoffwechsels werden jedoch nicht routinemäßig funktionell erfasst. Dies führt zu unvollständigen Interpretationen des Stoffwechselstatus und verpassten Therapieoptionen. Einer der wichtigsten dieser Wege ist die de novo Lipogenese.

Die De-novo-Lipogenese (DNL) ist der Prozess, bei dem aus Vorläufern neue Fettsäuren gebildet werden. Glukose wird als der Hauptvorläufer angesehen, der zum Ganzkörper-DNL⁷ beiträgt, jedoch haben sich andere Vorläufer wie Acetat, Fruktose, Laktat und verzweigtkettige Aminosäuren als relevante Kohlenstoffquellen in räumlicher und zustandsabhängiger Weise erwiesen 8,9,10,11,12. DNL leistet einen wichtigen Beitrag zur metabolischen Homöostase und ist für die normale Entwicklung unerlässlich¹³. Darüber hinaus wurden Veränderungen des DNL mit Krebs 14,15 und metabolischen 16,17,18 und Herz-Kreislauf-Erkrankungen ^19,20 in Verbindung gebracht.

Der DNL-Signalweg besteht aus den enzymatischen Kernkomponenten ATP-Citrat-Lyase (ACLY), Acetyl-CoA-Carboxylase (ACC1/2) und Fettsäuresynthase (FAS), die hauptsächlich Palmitat, eine gesättigte Fettsäure mit 16 Kohlenstoffatomen, produzieren. Ungerade und verzweigtkettige Fettsäuren können jedoch auch mit geringeren Raten produziert werden⁹. Elongasen und Desaturasen modifizieren diese Fettsäuren weiter, wodurch eine Vielzahl von Fettsäurespezies entsteht, die für eine Vielzahl von Funktionen nützlich sind (z. B. langfristige Energiespeicherung und Manipulation der Membranfluidität).

Die Expression der DNL-Enzymmaschinerie wird durch eine kurze Anzahl von Transkriptionsfaktoren gesteuert. Zu den bisher am besten beschriebenen gehören die Familie der sterolregulatorischen Elementbindungsproteine (SREBP), des Kohlenhydratreaktionselement-bindenden Proteins (ChREBP) und des Leber-X-Rezeptors (LXR)^{21,22,23,24,25,26}. Trotz einer offensichtlichen Überlappung ihrer Funktionen wurden individuelle Regulationen beschrieben, die auf der Dominanz des Zelltyps und physiologischen oder pathologischen Bedingungen basieren^21,22,27,28.

Bemerkenswert ist, dass eine Reihe von Inhibitoren für ausgewählte Schritte des DNL-Signalwegs für eine Reihe von Krankheiten, darunter Fettleibigkeit, nichtalkoholische Fettlebererkrankung/nichtalkoholische Steatohepatitis (NAFLD/NASH) und Herz-Kreislauf-Erkrankungen, für den klinischen Einsatz zugelassen wurden oder sich in der präklinischen oder klinischen Entwicklungsphase befinden²⁹. Diese Bemühungen unterstreichen die Bedeutung von DNL für Gesundheit und Krankheit.

In den letzten Jahren hat der Einsatz von Methoden zur quantitativen Bewertung der De-novo-Fettsäuresynthese zugenommen³⁰. Die gebräuchlichste Methode zur Beurteilung ist die Verwendung von schwer markiertem Wasser (_D2O), bei dem der schwer markierte Wasserstoff während der Synthese sowohl direkt als auch indirekt über den Deuteriumaustausch mit den Wasserstoffen der DNL-Substrate NAPDH, Acetyl-CoA und Malonyl-CoA in Acylketten eingebaut wird. Obwohl dieser Ansatz immer beliebter wird, fehlt es an öffentlich zugänglichen detaillierten Protokollen, die für Neulinge auf diesem Gebiet geeignet sind. Hier skizzieren wir eine Methode zur quantitativen Bewertung der de novo Synthese von FAS-Produkten mittels_D2Ound Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GCMS), mit Berechnungen, die zuvor von Lee et al.31 entwickelt wurden. Diese Methode misst die De-novo-Fettsäuresynthese unabhängig von einer Kohlenstoffquelle und ist potenziell für praktisch jedes Gewebe, in jedem Mausmodell und unter jeder externen Störung nützlich. Hier konzentrieren wir uns auf die Analyse von braunem Fettgewebe (BAT) aufgrund seines hohen DNL-Gehalts und seiner entscheidenden Rolle bei der Aufrechterhaltung der metabolischen Homöostase.

Alle Versuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee des Cincinnati Children's Hospital Medical Center genehmigt.

1. Herstellung von D₂O

HINWEIS: Um experimentelle Abweichungen zu vermeiden, bereiten Sie für die Dauer des Versuchs ausreichend Lösung/Trinkwasser für alle Mäuse vor.

1. Für die intraperitoneale Injektion: Erzeugen Sie 0,9 Gew.-% Kochsalzlösung_D2Odurch Auflösen von 9 g NaCl pro Liter_D2O. Filtrieren Sie durch einen pyrogenfreien 0,2-μm-Filter zum Sterilisieren.
2. Zum Trinken von D2 O-Wasser: 8 % v/v D₂O-angereichertes Wasser erzeugen, das als Trinkwasser verwendet werden kann, indem 80 ml_D2O pro 920ml normales Trinkwasser gemischt werden. Reguläres Trinkwasser kann aus der Mäuseanlage bezogen werden. Zum Sterilisieren durch einen pyrogenfreien 0,2-μm-Filter filtern.

2. Modulation der BAT-Aktivität durch Temperaturakklimatisierung

1. Trennen Sie die Mäuse so, dass sich 2 Wochen vor Beginn der Temperaturakklimatisierung zwei Mäuse pro Käfig befinden. Stellen Sie die Wasserversorgung auf Wasserflaschen um, damit sich die Mäuse an alle Käfige bei 22 °C gewöhnen und diese halten können.
2. Bereiten Sie die Umweltkammern der Maus 1 Woche vor Beginn der Temperaturakklimatisierung vor, indem Sie die entsprechenden Temperaturen einstellen: 30 °C für Thermoneutralität, 22 °C für Raumtemperatur und 18 °C für Kälteexposition.
3. Ersetzen Sie zu Beginn der Temperaturakklimatisierung die Käfige durch neue ohne Umweltanreicherung (um Nester zu vermeiden). Bringen Sie die Käfige auf ihre jeweilige Temperatur.
   HINWEIS: Käfige, die der Thermoneutralität zugewiesen sind, bleiben 4 Wochen lang bei 30 °C. Käfige, die Raumtemperatur zugewiesen sind, bleiben 4 Wochen lang bei 22 °C. Käfige, die der Kälteexposition zugewiesen sind, werden wöchentlich kälter: 18 °C in der ersten Woche, 14 °C in der zweiten Woche, 10 °C in der dritten Woche und 6 °C in der vierten Woche.
4. Wechseln Sie die verschmutzten Käfige wöchentlich für alle Bedingungen. Ersetzen Sie außerdem Lebensmittel- und Wasserflaschen durch neue, die mindestens 24 Stunden lang auf die entsprechende Temperatur eingestellt sind.
   HINWEIS: Achten Sie auf die Futtermengen, die jede Woche hinzugefügt werden, insbesondere bei Mäusen in der Kälte, da sie im Vergleich zu normalen Bedingungen eine deutlich größere Menge an Futter zu sich nehmen. Verpflegung ad libitum.

3. Verabreichung von D₂O

1. Jedem Tier werden 12 h-3 Tage vor der Gewebeentnahme 0,9 Gew.-% Kochsalzlösung-D2O bei 35 μl/g Körpergewicht mittels intraperitonealer Injektion mit einer 1-ml-Spritze und einer 26-g-Nadel injiziert.
   HINWEIS: Weitere Informationen zur Auswahl eines geeigneten Beschriftungszeitpunkts finden Sie im Abschnitt Diskussion.
2. Tauschen Sie die Wasserflaschen gegen Flaschen aus, die 8 % v/v D₂O-angereichertes Trinkwasser enthalten.

4. Plasma- und Gewebegewinnung, -verarbeitung und -lagerung

1. Am Ende des Experiments werden die Mäuse mit zugelassenen Methoden getötet (z. B. Kohlendioxid-Überdosierung, gefolgt von einer Gebärmutterhalsverrenkung).
   1. Verwenden Sie Heiz-/Kühlpads oder andere Methoden, um plötzliche Temperaturschwankungen vor der Euthanasie zu vermeiden, die die Ergebnisse beeinflussen können. Euthanasieren Sie die Mäuse nach anerkannten Methoden. Fahren Sie sofort mit der Blut- und Gewebeentnahme fort.
2. Blut durch Herzpunktion mit einer 26-G-Nadel entnehmen und in einem Ethylendiamintetraessigsäure-Blutentnahmeröhrchen aufbewahren. Bewahren Sie das Blut bis zur weiteren Verarbeitung auf Eis auf.
3. Schneiden Sie die Haut entlang der Mittellinie des Rückens der Maus vom unteren Bereich der Brusthöhle bis zum oberen Bereich des Halses auf, während Sie die Haut nach oben ziehen, um Gewebe unter der Haut nicht zu beeinträchtigen. Der interscapuläre BAT befindet sich zwischen den Schulterblättern unter einer dünnen Schicht aus weißem Fettgewebe und besteht aus zwei pyramidenförmigen Lappen.
   1. Reinigen Sie das Gewebe, indem Sie es in eiskalter phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) waschen. Tupfen Sie es auf ein Papiertuch, um überschüssige Flüssigkeit zu entfernen, wiegen Sie es auf einer Analysewaage und sammeln Sie es in einem Mikroröhrchen.
   2. Das Gewebe sofort mit flüssigem Stickstoff schockgefrieren. Auch andere BVT-Depots können abgeholt werden.
4. Die Blutproben werden bei 10.000 x g für 10 min bei 4 °C zentrifugiert. Nach der Zentrifugation wird das Plasma vorsichtig gesammelt, ohne das Pellet der roten Blutkörperchen zu stören. In ein neues eiskaltes Mikroröhrchen umfüllen und in flüssigem Stickstoff schockgefrieren.
5. Lagern Sie braune Fett- und Plasmaproben bis zur Verwendung bei -80 °C.

5. Lipidextraktion aus Fettgewebe

1. Vor Beginn der Extraktion
   1. Bereiten Sie eine 1 mM Lösung von Hexadecensäure-d_31-Säure in Methanol in einer Durchstechflasche aus Glas vor. Dies dient als interner Fettsäurestandard.
   2. Die erforderliche Menge an Chloroform (_CHCl 3) und Methanol (CH₃OH) in einem Gefrierschrank bei -80 °C oder auf Trockeneis vorkühlen.
      HINWEIS: Das Antioxidans Di-tert-Butyl-4-methylphenol (BHT) kann dem CHCl₃ in einer Konzentration von 0,01 % w/v (2,5 mg/25 ml) zugesetzt werden, um die Oxidation der Doppelbindungen in ungesättigten Fettsäuren zu verhindern.
   3. Beschriften Sie Mikrozentrifugenröhrchen für jede Gewebeprobe und ein zusätzliches Röhrchen, das für eine Blindextraktion verwendet wird.
      ACHTUNG:_CH3OH und CHCl₃ sind leicht flüchtig und giftig, wenn sie eingeatmet werden. Nur in Abzügen verwenden.
      HINWEIS: Verschiedene Marken von Mikrozentrifugenröhrchen haben unterschiedliche Mengen an Hintergrundpalmitat und Fähigkeiten in Bezug auf die Verhinderung des Auslaufens von Lösungsmitteln. Wir empfehlen, zuerst eine Vielzahl von Röhrchen zu testen, um sicherzustellen, dass ein Austreten von Lösungsmitteln verhindert wird und dass die Röhrchen nur minimale Mengen an kontaminierendem Palmitat aufweisen. Siehe Yao et ^al.32 für weitere Diskussionen.
2. Nehmen Sie die Proben aus dem Gefrierschrank und legen Sie sie auf Trockeneis.
3. Stellen Sie das voretikettierte Mikrozentrifugenröhrchen auf eine Analysenwaage und tarieren Sie die Waage. Eine Pinzette und ein Skalpell/eine Rasierklinge aus Stahl zum Abkühlen 10-20 s auf Trockeneis legen.
   1. Nehmen Sie die gefrorene Gewebeprobe mit der Pinzette aus dem Röhrchen und legen Sie sie auf eine Kunststoffwaage. Das Wägeschiffchen kann auf einen flachen Trockeneisblock oder eine andere vorgekühlte Oberfläche gestellt werden.
   2. Mit dem Skalpell oder der Rasierklinge aus Stahl wird ein kleiner Teil des Gewebes präpariert, was einem Gewicht von 5-15 mg entspricht. In das Mikrozentrifugenröhrchen geben und das genaue Gewicht notieren. Wiederholen Sie den Vorgang für jede Probe. Die Proben können zu diesem Zeitpunkt im Gefrierschrank aufbewahrt oder zur Lipidextraktion zu den folgenden Schritten weitergeleitet werden.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Skalpell zwischen den Proben ordnungsgemäß mit 70 % Ethanol gereinigt wird und zwischen jeder Probe ein frisches Wägeschiffchen verwendet wird.
4. Zu jeder Probe wird 10 μl/mg 10 mM Hexadecensäure-d 31(C16:0-d₃₁) gegeben.
   ACHTUNG: Die folgenden Schritte (5.4 bis 5.8) sollten aufgrund der Inhalationsgefahr der Lösungsmittel unter einem Abzug durchgeführt werden.
5. Zu jeder Probe mit drei 5 mm Edelstahlperlen werden 250 μl_CH3OH, 250 μl_H2Ound 500 μl CHCl₃ gegeben. Legen Sie die Röhrchen in einen vorgekühlten Block einer Mahlmühle und mischen Sie die Proben bei einer Vibrationsfrequenz von 25 Hz für 5 Minuten oder verwenden Sie die vom Hersteller empfohlenen Richtlinien für Gewebeproben. Entfernen Sie die Perlen mit einem Magneten.
6. Die Proben werden bei 12.000 x g für 10 min bei 4 °C zentrifugiert.
   HINWEIS: Nach der Zentrifugation sollte eine klare zweiphasige Trennung beobachtet werden, wobei die obere wässrige Phase polare Metaboliten und die untere organische Phase Lipide und Fettsäuren enthält. Wenn keine Trennung zu sehen ist, fügen Sie 250 μl_H2Ohinzu und wiederholen Sie die Wirbel- und Zentrifugationsschritte.
7. Entnehmen Sie mit einer Mikropipette ein festes Volumen aus der unteren Phase jeder Probe in entsprechend beschriftete Mikrozentrifugenröhrchen.
8. Geben Sie 500 μl CHCl₃ in die verbleibende Probe und wiederholen Sie die Schritte 5.6-5.7.
9. Die Proben werden unter Stickstoffgas oder in ein_{CHCl 3-beständiges} gekühltes Zentrifugalvakuum bei 4 °C gegeben, bis sie vollständig getrocknet sind. Getrocknete Proben können bei -20 °C gelagert werden, bis sie für die Derivatisierung bereit sind.
   HINWEIS: An dieser Stelle kann auch die oberste Schicht jeder Probe entnommen und wie in Schritt 5.9 getrocknet werden, um polare Metaboliten zu analysieren.

6. Herstellung von Fettsäuremethylestern (FAMEs) und GCMS-Analyse

1. Säurekatalysierte Veresterung und Umesterung zur Herstellung von FAMEs
   ACHTUNG: Die folgenden Schritte sollten aufgrund der Inhalationsgefahr der Lösungsmittel unter einem Abzug durchgeführt werden.
   1. Wenn die Proben im Gefrierschrank gelagert wurden, trocknen Sie sie 5 Minuten lang unter Stickstoff, um sicherzustellen, dass kein Wasser vorhanden ist.
   2. Mit Lösungsmitteln in MS-Qualität 98 ml wasserfreies_CH3OH in eine Glasmedienflasche pipettieren. Langsam 2 ml wasserfreie Schwefelsäure in den Abzug geben, um 2 %_H2SO4 in_CH3OHzu erhalten. Mischen Sie, indem Sie die geschlossene Flasche schwenken.
   3. Zu jeder Probe werden 500 μl 2%ige_{H2SO4-Lösung} in_{CH3OH-Lösung}gegeben und kurz vorgewirbelt.
   4. Die Proben werden auf einem Wärmeblock bei 50 °C für 2 h inkubiert.
   5. Nehmen Sie die Proben aus dem Heizblock und geben Sie 100 μl gesättigte NaCl-Lösung und 500 μl Hexan zu jeder Probe.
   6. Die Proben werden bei Raumtemperatur 1 min lang kräftig vorgewirbelt. Lassen Sie die Proben 1 Minute lang einwirken; Danach sollten zwei Phasen erkennbar sein.
   7. Die obere Phase wird in ein frisches Mikrozentrifugenröhrchen aufgefangen (siehe Hinweis in Abschnitt 5.1.3 zur geeigneten Auswahl des Mikrozentrifugenröhrchens).
   8. Um die Ausbeute zu maximieren, wiederholen Sie die Schritte 6.1.5-6.1.7 und sammeln Sie die zweite Probe in denselben markierten Röhrchen.
   9. Trocknen Sie die Proben bei Raumtemperatur unter Stickstoffgas.
   10. Resuspendieren Sie die Proben in 20 μl/mg Hexan, bezogen auf das ursprüngliche Gewebegewicht, und geben Sie sie sofort in ein GC-Glasfläschchen mit einem Glaseinsatz um.
       HINWEIS: Arbeiten Sie beim Übertragen von Proben schnell, um die Verdunstung zu minimieren.
2. GCMS-Analyse
   1. Um die Häufigkeit von FAME-Isotopologen zu bestimmen, injizieren Sie die Proben auf einem einzelnen Quadrupol-Gaschromatographie-Massenspektrometer (GCMS).
      HINWEIS: Während viele Säulentypen zum Nachweis von Palmitat verwendet werden können, wurde das folgende Temperaturprogramm für eine GCMS-Säule festgelegt, die für die Trennung von Fettsäure-cis/trans-Isomeren entwickelt wurde, wie in der Materialtabelle beschrieben. Diese Säule hat eine Länge von 50 m bei einem Innendurchmesser von 0,25 mm.
   2. Injizieren Sie 1 μl der Probe in einen geteilten/splitlosen Einlass bei einer Eintrittstemperatur von 270 °C unter Verwendung von Helium als Trägergas, das mit 1 ml/min fließt. Verwenden Sie eine splitlose Injektion für wenig reichlich vorhandene Fettsäuren mit einem Gesamtfluss von 19 ml/min, einer Septumspülung von 3 ml/min und einem Spülfluss zur Trennung der Entlüftung von 15 ml/min bei 0,75 min. Verwenden Sie ein Aufteilungsverhältnis von 10:1-40:1 für reichlich vorhandene Fettsäuren wie Palmitat und Oleat.
   3. Verwenden Sie die folgenden Ofenparameter: eine Ausgangstemperatur von 80 °C; Erhöhung in Schritten von 20 °C/min auf 170 °C; in Schritten von 1 °C/min auf 204 °C erhöhen; Erhöhung um 20 °C/min auf 250 °C; und dann 10 min bei 250 °C halten.
   4. Verwenden Sie die folgenden Parameter des massenselektiven Detektors (MSD): einen Elektronenstoßionisationsmodus von 70 eV und einen Scan im Bereich von 50-400 m/z mit einer Scangeschwindigkeit von 1.562 (u/s) und einer Frequenz von 4,1 Scans/s. Verwenden Sie eine Transferleitung bei 280 °C, eine Ionenquelle bei 230 °C und einen Quadrupol bei 150 °C.
      HINWEIS: Es können auch andere Säulen verwendet werden, aber das Temperaturprogramm kann variieren.
   5. Probensequenz: Randomisieren Sie die Probenreihenfolge der Injektion und injizieren Sie mindestens zwei oder drei Hexan-Leerproben zu Beginn der Sequenz, nach jeder fünften Probe innerhalb der Sequenz und zwei oder drei am Ende der Sequenz.
   6. Verwenden Sie gerätespezifische Software oder kostenlose Open-Access-Software wie Metabolite-Detector³³, um die Ionen in Tabelle 1 für jeden Fettsäuremethylester zu integrieren.
      HINWEIS: Wir haben in Tabelle 1 Ionen beschrieben, die M1-M5-Isotopologe abdecken, von denen wir festgestellt haben, dass sie die Menge des Deuteriumeinbaus mit diesem Markierungsfenster abdecken. Dies muss jedoch möglicherweise erweitert werden, wenn das De-novo-Flussmittel deutlich höher ist und/oder eine längere Markierungszeit verwendet wird.
   7. Verwenden Sie die Häufigkeit jedes integrierten Ions, um eine Massenisotopomerenverteilung zu erzeugen, bei der die Ionenintensitäten in eine fraktionelle Häufigkeit umgerechnet werden können, so dass die Summe der Massenisotopomerverteilung gleich eins ist. Bitte sehen Sie sich die Beispieltabelle in der Ergänzungsdatei an.
      ANMERKUNG: Um den Deuteriumeinbau genau zu bestimmen, muss dann eine Korrektur der natürlichen Isotopenhäufigkeit vorgenommen werden, um das Vorhandensein von natürlich vorkommenden Isotopen wie ¹³C, ¹⁵N und ²H zu berücksichtigen. Dies wird durch die Anwendung einer Korrekturmatrix durchgeführt, wie sie von Fernandez et al.34,35 beschrieben wird, und kann nicht durchgeführt werden^, indem die MID eines unmarkierten gemessenen Metaboliten von einem markierten Metaboliten subtrahiert wird. In der Praxis empfehlen wir die Verwendung frei verfügbarer Software wie fluxfix 36, polyMID³⁷ oder IsoCor³⁸, um Rohdaten in fraktionierte MIDs umzuwandeln, und wir haben die Formel für die Isotopenkorrektur für die Methylesterprodukte von FAS in Tabelle 1 bereitgestellt.
   8. Um die Menge des vorhandenen Palmitats zu bestimmen, verwenden Sie die folgende Formel:
       
      wobei sich die Ionenzahl auf die Summe aller in Tabelle 1 integrierten Palmitatisotopologen bezieht und C16:0-d 31 sich auf den internen Standard hexadecenoic-d₃₁ bezieht. Der innere Standard bildet einen anderen Peak als der endogenen Palmitat. Die relative Häufigkeit anderer Fettsäuren kann ebenfalls bestimmt werden, aber für die vollständige Quantifizierung müssen möglicherweise fettsäurespezifische isotopeninterne Standards (mit Massenverschiebungen, die größer sind als die, die bei der Eingliederung von_D2Obeobachtet wurden) oder externe Standardkurven verwendet werden. Verwenden Sie die extrahierte Leerprobe, um die Menge an Hintergrundpalmitat zu bestimmen, und subtrahieren Sie diese vom endgültigen Gewebewert.
   9. Berechnen Sie die molare Anreicherung (ME) von Palmitat mit der folgenden Gleichung:
      
      wobei M_i die normalisierte, fraktionierte Häufigkeit eines Palmitat-Isotopologen und n die Anzahl der möglichen Palmitat-Isotopologen ist. Zum Beispiel ist der ME eines Palmitatmoleküls mit der folgenden Bruchverteilung, M1 = 0,25, M2 = 0,08, M3 = 0,02, (0,025*1) + (0,08*2) + (0,02*3) = 0,245 (siehe ergänzende Datei).

7. Deuteriumacetonaustausch von Plasmaproben zur Bestimmung der Körperwasseranreicherung

1. Reaktion
   1. Bereiten Sie 10 Standards von Deuterium in Wasser im Bereich von 0-9% v/v vor.
   2. Es wird eine 5%ige Aceton/Acetonitril-Lösung mit 4 μl pro Probe hergestellt, einschließlich der Standards aus Schritt 5.1.1.
   3. In etikettierten, sicher verschlossenen Mikrozentrifugenröhrchen werden 10 μl jeder Plasmaprobe oder jedes Standards, 4 μl 10 M NaOH und 4 μl 5 % Aceton/Acetonitril gemischt. Führen Sie dies für jede Probe in dreifacher Ausführung durch.
   4. Mischen Sie die Proben vorsichtig durch Pipettieren. Lassen Sie die Proben über Nacht bei Raumtemperatur inkubieren.
2. Extraktion
   1. Nach der Inkubation werden 450-550 mg_Na2SO4 zu jeder Probe gegeben.
   2. Im Abzug 600 μl CHCl₃ in jedes Röhrchen geben und 15 s kräftig wirbeln.
   3. Die Proben werden bei 300 x g für 2 min zentrifugiert.
   4. Unter einem Abzug dreifache 80-μl-Aliquots des Überstandes von jeder Probe in markierte GCMS-Glasfläschchen mit Glaseinsätzen und dichtem Deckel überführen.
3. GCMS-Analyse
   1. Trennen Sie die Proben auf einer Säule (30 m, 0,25 mm Innendurchmesser, Agilent DB-35MS) und analysieren Sie sie auf dem angeschlossenen Massenspektrometer.
      1. Injizieren Sie 1 μl Probe in einen geteilten/spaltlosen Einlass mit einem Split-Verhältnis von 40:1, einem Heliumfluss von 1 ml/min und einer Eintrittstemperatur von 270 °C.
      2. Verwenden Sie die folgenden Ofenparameter: eine Anfangstemperatur von 60 °C, eine Erhöhung um 20 °C/min-Schritte auf 100 °C, eine Erhöhung um 50 °C/min-Schritte auf 220 °C und dann eine Pause von 220 °C für 1 Minute.
      3. Verwenden Sie die folgenden massenselektiven Detektorparameter (MSD): Elektronenstoß-Ionisationsmodus bei 70 eV mit ausgewählter Ionenüberwachung von 58 und 59 m/z. Verwenden Sie eine Transferleitung bei 280 °C, eine Ionenquelle bei 230 °C und einen Quadrupol bei 150 °C.
         HINWEIS: Es können auch andere blutarme, gebundene, vernetzte Säulen mit mittlerer Polarität verwendet werden, aber das Temperaturprogramm kann variieren.
   2. Stellen Sie die Flüssigprobenahmemethode so ein, dass sie mit einer CHCl 3-Wäsche und dann einer zufälligen Sequenz der Proben beginnt, einschließlich zusätzlicher_{CHCl 3-Waschschritte} alle sechs Proben.
      HINWEIS: Wenn Aceton als Nadelwäsche für den Autosampler verwendet wird, ersetzen Sie es durch CHCl 3 oder Hexan und injizieren Sie mehrere_CHCl 3-Leerproben, bis kein kontaminierender Acetonpeak mehr im Chromatogramm erkennbar ist.
   3. Bei dieser Methode eluiert ein Aceton-Peak nach etwa 1,25 min. Integrieren Sie die Daten und berechnen Sie die fraktionelle Häufigkeit der Acetonanreicherung gemäß den Schritten 6.2.6-6.2.7, mit einer Anpassung, um Peaks mit einem m/z-Verhältnis von 58-60 zu analysieren, wie in Tabelle 1 angegeben.
   4. Verwenden Sie die Standards, um eine Standardkurve zu erstellen, um den Prozentsatz der Körperwasseranreicherung (p) der Testproben basierend auf der fraktionellen Anreicherung von Aceton zu bestimmen.

8. In-vivo-De-novo-Lipogenese-Berechnungen

1. Berechnen Sie den Anteil der neu synthetisierten Fettsäuren (FNS), die direkte Produkte von FAS sind (d. h. Palmitat, ungera-kettige Fettsäuren und mmBCFAs) in jeder Probe mit der folgenden Gleichung:
   
   wobei ME die durchschnittliche molare Anreicherung eines Palmitatmoleküls (Schritt 6.2.9), p die Deuteriumanreicherung in Wasser aus der entsprechenden Plasmaprobe (Schritt 7.3.4) und N die Anzahl der austauschbaren Wasserstoffatome auf Palmitat ist, in die ein Deuterium eingebaut werden kann.
2. Bestimmen Sie N mit der folgenden Gleichung, die von Lee et ^al.31 aufgestellt wurde:
   
3. Bestimmen Sie die molare Menge an neu synthetisierten Fettsäuren (MNS) durch:
   MNS = FNS x Gesamtfettsäuremenge (nmol/mg Gewebe).
   ANMERKUNG: Wenn beispielsweise eine Palmitat-Molarenanreicherung (ME) von 0,245, eine Deuteriumanreicherung in Körperwasser (p) von 0,045 und eine berechnete N-Zahl von 22 erhalten wird, beträgt die fraktionierte Synthese von Palmitat 0,247. Wenn die Menge des im Gewebe vorhandenen Palmitats 2 mmol/mg beträgt, beträgt das mmol des neu synthetisierten Palmitats 0,494 mmol/mg (siehe Zusatzdatei).

Basierend auf der in Schritt 1 beschriebenen_{D2O-Dosierung}stellen wir typischerweise fest, dass das Körperwasser im Bereich von 2,5 % bis 6 % angereichert ist und dass ein Ausgangsniveau der Deuteriumanreicherung im Körperwasser schnell in 1 h erreicht und für die Dauer der Studie über 8 % angereichertes Trinkwasser aufrechterhalten wird (Abbildung 1). Die kontinuierliche stationäre Körperwasseranreicherung ist eine Annahme der in Schritt 6 verwendeten Berechnungen, und daher empfehlen wir eine experimentelle Validierung der Kinetik der Körperwasseranreicherung in neuen experimentellen Modellen.

Wir haben festgestellt, dass die Menge an de novo synthetisierten Fettsäuren bei Raumtemperatur im Vergleich zu der Menge an thermoneutralen Fettsäuren in BVT erhöht ist (Abbildung 2). Die Massenisotopologieverteilung von Palmitat in BAT von Mäusen bei Thermoneutralität und Raumtemperatur nach 3-tägiger D2O-Verabreichung zeigt eine höhere M1- und M2-Deuteriumanreicherung bei Raumtemperatur (Abbildung 2A). Diese kältere Temperaturanreicherung findet nicht nur in Palmitat statt, sondern auch in einem breiten Spektrum von Fettsäuren in BAT (Abbildung 2B). Die Gesamtpalmitat-Häufigkeit ist auch in BAT von Mäusen bei Raumtemperatur erhöht, und wenn wir die fraktionierte Syntheserate mit den Gesamtpalmitat-Gehalten kombinieren, fanden wir heraus, dass die Gesamtpalmitatsynthese bei Mäusen bei Raumtemperatur erhöht war (Abbildung 2C,D). Bemerkenswert ist, dass die Gesamtfettsäureanreicherung im Plasma nicht dem gleichen Trend folgt wie die BVT, sondern die Fettsäureanreicherung mit Thermoneutralität erhöht wird (Abbildung 2E). Die Dekonvolutierung der potentiellen Aufnahme aus der endogenen Synthese ist mit einem_D2O-Ansatzmit einem einzigen Zeitpunkt, wie hier beschrieben, nicht möglich, aber diese gegensätzlichen Trends deuten darauf hin, dass das Fettsäureanreicherungsmuster in BAT nicht durch die Fettsäureaufnahme gesteuert wird.

Abbildung 1: Prozentualer Anteil der D2O-Anreicherung im Plasma von Mäusen über mehrere Zeitpunkte nach Injektion mit 0,035 ml/g Körpergewicht 0,9 % NaCl_D2Ound Ersatz von Trinkwasser durch 8 %_{D2O-angereichertes}Wasser. Balkendiagramme stellen den Mittelwert ± SD dar. n = 9. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Repräsentative Ergebnisse bei Mäusen mit braunem Fettgewebe nach 3 Tagen D2O-Verabreichung. (A) Massenisotopologe Verteilung von Palmitat in BVT nach 3 Tagen_{D2O-Verabreichung}bei Raumtemperatur (RT) und Thermoneutralität (TN). (B) BVT molare Anreicherung einer Reihe von Fettsäuren nach 3-tägiger Verabreichung von_D2Obei Raumtemperatur und Thermoneutralität. (C) Gesamthäufigkeit und das (D) de novo synthetisierte Palmitat im braunen Fettgewebe nach 3 Tagen_{D2O-Verabreichung}bei Raumtemperatur und Thermoneutralität. (E) Plasmamolare Anreicherung einer Reihe von Fettsäuren nach 3-tägiger D2O-Verabreichung bei Raumtemperatur und Thermoneutralität. Balkendiagramme stellen den Mittelwert ± SD dar. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001. n = 6. Die statistische Analyse wurde durch den zweiseitigen Students-t-Test ermittelt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Zu integrierende GCMS-Verbindungsfragmentionen. Diese Tabelle deckt eine Reihe von Fettsäuren ab, die von der Fettsäuresynthase von Säugetieren produziert werden, aber C16:0 ist das Hauptprodukt. Alle Retentionszeiten gelten für die GCMS-Methode, die in Schritt 6 beschrieben wird, mit Ausnahme von Aceton, das in Schritt 7 beschrieben wird.

Ergänzende Datei: Beispiel für eine Tabellenkalkulation. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Das Verständnis des Gleichgewichts und der Wechselwirkung zwischen komplexen Stoffwechselwegen ist ein unverzichtbarer Schritt, um die biologischen Grundlagen von Stoffwechselerkrankungen zu verstehen. Hier zeigen wir eine nicht-invasive und kostengünstige Methodik, um Veränderungen in der de novo Fettsäuresynthese zu bestimmen. Diese Methode ist von früher veröffentlichten Methoden adaptiert, die Berechnungen zur Schätzung des De-novo-Syntheseflusses aus der Fettsäure-Deuterium-Anreicherung³¹ und zur Verwendung des Deuterium-Aceton-Austauschs zur Bestimmung des relativen Prozentsatzes von_D2Oim Körperwasser³⁹ entwickelt haben. In den letzten Jahren haben wir die hier beschriebene Methode aufgegriffen und angewendet, um Veränderungen in der Synthese verschiedener Fettsäuren in Fettdepots, im Gehirn, in der Leber und in Tumoren aufzudecken ^9,22,40. Es gibt eine Reihe kritischer Schritte und veränderbarer Aspekte dieses Protokolls. Diese beziehen sich sowohl auf das gesamte Versuchsdesign als auch auf den analytischen Ansatz und die Berechnungen, die in dieser Methode verwendet werden. Alternative Ansätze zur Berechnung der De-novo-Fettsäuresynthese aus stabilen Isotopen-Tracern werden ebenfalls häufig verwendet. Dazu gehören der von Hellerstein et al. entwickelte Ansatz der alternativen Massenisotopomerverteilungsanalyse (MIDA)41,42, die Isotopomeren-Spektralanalyse (ISA) von Kelleher et al.43,44 und neuere Ansätze, die entwickelt wurden, um die Synthese längerkettiger Fettsäuren zu modellieren^, wie z. B. die Fettsäurequellenanalyse (FASA⁾⁴⁵. Der Vorteil der Methode liegt hier darin, dass sie mit frei verfügbarer Software und der Verwendung einer Tabellenkalkulation einfach umsetzbar ist. Sie ist jedoch begrenzt durch die Notwendigkeit, dass sich die Körperwasseranreicherung (BWE) in einem stabilen Zustand befindet, Vorbehalte im Zusammenhang mit der Verwendung des N-Parameters (siehe unten) und dass sie nur auf direkte Produkte von FAS anwendbar ist, die hauptsächlich aus Palmitat bestehen.

Braunes Fett DNL und Temperaturakklimatisierung
DNL hat sich als Hauptknoten der Ganzkörper-Stoffwechselregulation entwickelt und ist für die normale Entwicklung unerlässlich^13,29. Die gezielte Deletion von Gewebe und die metabolomische Analyse haben mehrere wichtige enzymatische und transkriptionelle Akteure identifiziert, die DNL im Fettgewebe kontrollieren, und wie es die Ansammlung von Ganzkörperfett und die normale metabolische Homöostase steuert 21,28,46,47,48,49. Obwohl weniger geschätzt, ist BAT ein hochaktives Gewebe in DNL, mit einer höheren Expression der DNL-Enzymmaschinerie des Kernkörpers (Acly, Acaca, Fasn) als die meisten anderen Gewebe und höheren lipogenen Aktivitäten 22,50,51,52,53,54,55. BVT ist jedoch insofern einzigartig, als die Akklimatisierung an subthermoneutrale Temperaturen gleichzeitig DNL- und Fettsäureoxidationsaktivität in BVT 22,54,56 induziert. Obwohl die damit verbundenen Mechanismen nicht vollständig geklärt sind, wird anerkannt, dass BVT eine Stoffwechselsenke für Nährstoffe ist, einschließlich solcher, die für die Lipidsynthese DNL bestimmt sind, die für eine normale BAT-Aktivität unerlässlich sind^53,55. Daher ist es wichtig, alle metabolischen Einkommen und Ergebnisse der BVT berücksichtigen zu können, um das Aktivitätsniveau zu bewerten. Die DNL wird jedoch in der Regel nur anhand der Genexpression gemessen und bei gezählten Gelegenheiten funktionell bewertet. Das hier vorgeschlagene Protokoll ermöglicht die funktionelle Bewertung von DNL, was eine vollständigere Interpretation des Stoffwechselstatus ermöglicht.

D₂O Messung der Dosis, des Zeitpunkts und der Körperwasseranreicherung
Einer der wichtigsten kritischen Schritte im Design ist die Dosis und der Zeitpunkt der D2O-Verabreichung. In diesem Protokoll verwenden wir einen Dosis- und Verabreichungsansatz (Bolusinjektion gefolgt von Trinkwasseranreicherung), von dem wir festgestellt haben, dass er zu einem schnellen Erreichen und Aufrechterhalten von BWE im stationären Zustand führt. Die Berechnungen, die zur Bestimmung der Fettsäuresynthese verwendet werden, basieren auf der Annahme einer stationären BWE; Daher ist es von entscheidender Bedeutung, dass dies in neuen experimentellen Modellen validiert wird. Ist eine stationäre Anreicherung aufgrund von Problemen bei der Verwendung dieses kombinierten Dosierungsansatzes nicht möglich, wird der Leser auf andere Veröffentlichungen verwiesen, in denen Änderungen der Berechnungen dies zulassen³⁹. Der Grad der Abweichung vom stationären Zustand, der toleriert werden kann, wenn ein Dosierungsansatz verwendet wird, der darauf abzielt, dies schnell zu erreichen, hängt von vielen Faktoren ab. Wenn BWE in anhaltenden Spitzen über den für die Berechnung verwendeten Wert hinaus erhöht wird, wird DNL mit dem hier verwendeten Ansatz überschätzt. Wenn BWE signifikant niedriger ist als der Wert, der für die Berechnung über einen längeren Zeitraum verwendet wird, wird DNL unterschätzt. Während einige geringfügige Abweichungen um den Durchschnitt herum erwartet werden, ist der kritischste Faktor, dass BWE in einer Versuchsgruppe nicht stärker variiert als in der anderen, was zu Unterschieden in der berechneten DNL führen könnte, die durch Schwankungen in der BWE verursacht werden. Wenn beide Versuchsgruppen im Laufe der Zeit eine leichte, aber ähnliche Abweichung aufweisen, hängt die Toleranz davon ab, mit welcher Genauigkeit und Präzision der Untersucher die Messung durchführen muss, sowie von den erwarteten Unterschieden zwischen den Versuchsgruppen. Im Falle von braunem Fettgewebe, das der Thermoneutralität gegenüber der Raumtemperatur ausgesetzt war, was hier als Beispiel angegeben wurde, beträgt der Unterschied in der Menge der vorhandenen de novo synthetisierten Fettsäure mehr als 50%; Daher ist es unwahrscheinlich, dass kleine Schwankungen der BWE die Ergebnisse verschleiern.

Neben der Berücksichtigung des stationären Zustands ist ein weiterer modifizierbarer Aspekt dieses Protokolls der BWE-Pegel. Ein erhöhter BWE ermöglicht möglicherweise eine erhöhte Markierungsübertragung auf Fettsäuren, so dass Fettsäurepools mit geringerem Umsatz in kürzerer Zeit leichter zu erkennen sind. Dies könnte in Situationen, in denen der Forscher an akuten Reaktionen bei DNL interessiert ist, von Vorteil sein. Erhöhte_D2O-Spiegelim Körperwasser können jedoch unerwünschte physiologische Wirkungen hervorrufen, so dass Vorsicht geboten ist⁵⁷. Die Verabreichung niedrigerer Konzentrationen von_D2Ozur Erreichung von BWE-Spiegeln, typischerweise um 0,5 %, wird in Humanstudien aufgrund der mit der Verabreichung von D₂O verbundenen Kosten häufig eingesetzt. In diesem Fall können Methoden mit erhöhter Sensitivität erforderlich sein, um BWE und Fettsäureanreicherung zu quantifizieren. Für BWE kann dies über die Ionenverhältnis-Massenspektrometrie⁵⁸ oder ein modifiziertes Acetonaustauschprotokoll⁵⁹ erreicht werden. Für die Fettsäureanalyse hat sich kürzlich gezeigt, dass die Verwendung eines hochauflösenden GCMS-Instruments die Empfindlichkeit der Messung von Deuterium in Fettsäuren erhöht und somit die Quantifizierung von DNL nach sehr kurzen Zeiträumen und/oder niedrigem BWE⁶⁰ ermöglicht. Alternative Methoden können auch verwendet werden, um den Durchsatz zu erhöhen, mit dem BWE gemessen wird, indem Headspace-Analysen des in Schritt 7.1.5 erzeugten Acetons verwendet werden, anstatt es mit CHCl3 zu extrahieren und eine Flüssigkeitsinjektion durchzuführen. Dies verkürzt die Methodenlaufzeit und vermeidet mehrere Transferschritte, wodurch die Probenvorbereitungszeit verkürzt wird. Wenn der Zugang zu einem Headspace-Injektor verfügbar ist, wird diese Methode dringend empfohlen⁶¹.

Wahl des zu quantifizierenden Fettsäurepools und analytischer Ansatz
In diesem Protokoll ist die Methode darauf ausgelegt, den gesamten Fettsäurepool im Gewebe oder Plasma zu messen, unabhängig von der Lipidklasse. Lipidklassen können jedoch vor der FAME-Generierung durch Methoden wie Dünnschichtchromatographie oder Flüssigkeitschromatographie getrennt werden. Darüber hinaus können bei der Analyse von Serum oder Plasma Lipide aus spezifischen Lipoproteinfraktionen, wie z. B. Lipoprotein sehr niedriger Dichte (VLDL), durch Ultrazentrifugation⁵⁸ isoliert werden. Diese Methode wird häufig in Studien am Menschen eingesetzt, um die DNL in der Leber zu bestimmen, die wahrscheinlich die Hauptquelle für de novo hergestellte Fettsäuren in VLDL ist. Das Lipidextraktions- und Derivatisierungsprotokoll kann auch modifiziert werden, um die Isolierung spezifischer Klassen⁶² zu verbessern. Schließlich kann die Deuteriumanreicherung von Lipidwasserstoffen auch mit ^der2-H-NMR-Spektroskopie anstelle der Massenspektrometrie gemessen werden. Obwohl diese Methode weniger empfindlich ist als MS und daher mehr Material benötigt, besteht ihr Vorteil darin, dass sie Informationen über die Positionsanreicherung liefert, die zur besseren Abschätzung von Dehnungs- und Entsättigungsraten verwendet werden können⁶³.

Berechnung
Die Berechnungen in diesem Protokoll basieren auf früheren Berechnungen, die Steady-State-BWE, Fettsäureanreicherung und die Anzahl der austauschbaren Wasserstoffe auf den Fettsäuren³¹ berücksichtigen. Wie bei allen Berechnungen gibt es eine Reihe von Einschränkungen und Annahmen, die bei der Anwendung und Interpretation der Ergebnisse dieses Ansatzes berücksichtigt werden sollten. Eine der Hauptüberlegungen ist der Wert, der für N in Abschnitt 8 der Methode verwendet wird. Während der Fettsäuresynthese wird ²H aus_D2Oin die Acylkette eingebaut, sowie indirekt über den Austausch mit Wasserstoff an NADPH, Acetyl-CoA und Malonyl-CoA^64,65. Frühere Studien haben gezeigt, dass dieser Austausch unvollständig ist ^31,66; Daher wird in die Berechnung ein Korrekturfaktor (N) einbezogen, um diesen^{Wert von 65} zu berücksichtigen. Ein N von 22 wird üblicherweise für viele Studien verwendet, da zuvor festgestellt wurde, dass dies für eine Reihe von Geweben unter Verwendung der in Schritt 6^31,66 beschriebenen Gleichung angemessen ist. Dies kann jedoch je nach experimenteller Störung und Tiermodell⁶⁵ variieren; Daher fordern wir die Ermittler auf, dies zu berücksichtigen. Ein niedrigerer N-Wert erhöht den Gesamtsynthesefluss, und der für diesen Parameter verwendete Wert sollte beim Vergleich von Messungen in Studien oder Labors berücksichtigt werden. Eine Einschränkung des hier verwendeten Ansatzes besteht darin, dass er nur für die Analyse von direkten Produkten der FAS relevant ist, bei denen es sich hauptsächlich um Palmitat handelt, mit viel geringeren Mengen an ungeraden kettigen Fettsäuren und monomethylverzweigtkettigen Fettsäuren⁹. Obwohl eine Deuteriumanreicherung aller Fettsäuren nachgewiesen werden kann, ist die hier verwendete Formel nicht geeignet, um die Synthese von längerkettigen Fettsäuren, wie z.B. C18:0, zu bestimmen, da sie die Aufnahme von unmarkierten Fettsäuren und die Verlängerung dieser⁶⁷ nicht zulässt. In ähnlicher Weise können auch die Entsättigungsraten unterschätzt werden.

Allgemeine Einschränkungen
Obwohl die Verwendung von_D2Ozur Messung von Fettsäuren entscheidende Erkenntnisse über die Bedeutung von DNL in der physiologischen Homöostase gewonnen hat, gibt es eine Reihe von Einschränkungen, die mit dieser Methodik verbunden sind. Erstens ist es aufgrund des hier skizzierten Zeitpunkts nicht möglich, sich vollständig auf das Ursprungsgewebe der neu synthetisierten Fettsäuren zu verlassen. Es ist leicht vorstellbar, dass ein bestimmtes Gewebe Fettsäuren aus DNL erzeugt und diese dann in andere Gewebe transportiert werden. Feine Zeitverlaufsexperimente nach_{D2O-Behandlung}könnten die Auflösung des Ursprungsgewebes für neu synthetisierte Fettsäuren erhöhen und so die Kontamination quer durch das Gewebe verringern. Der 3-Tage-Zeitpunkt, der für die repräsentativen Ergebnisse verwendet wurde, wurde entwickelt, um die Deuteriumanreicherung in einer Reihe von Fettsäuren sowohl bei Thermoneutralität (wenn der Fluss niedriger ist) als auch bei Raumtemperatur nachzuweisen. Kürzere Zeitpunkte nach der D2O-Verabreichung, bei der Palmitat das primäre Ziel ist, minimieren den gewebeübergreifenden Fettsäuretransport und können daher vorteilhaft sein. Viel kürzere Zeitpunkte (z.B. 12 h) wären ideal, wenn Mäuse unter kalten Bedingungen betrachtet werden und wenn Thermoneutralität nicht in das Versuchsdesign einbezogen wird. Zweitens liefert diese Methode keine Informationen über das Ursprungssubstrat der neuen Fettsäuren. Die Identifizierung der spezifischen Substrate, die unter bestimmten Umständen verwendet werden, kann eine zusätzliche Informationsebene sein, die für ein vollständiges Verständnis der regulatorischen Landkarte von DNL erforderlich ist. Dies kann mit Substraten geschehen, die mit stabilen Isotopen markiert sind.

Nützt
Ein besonderer Vorteil dieser Methode besteht darin, dass die Tiere während des Eingriffs nicht gefesselt sind (mit Ausnahme der anfänglichen Injektion von_D2O) und bei Bewusstsein sind, was eine stressarme Umgebung fördert, in der sich die Tiere natürlich verhalten, einschließlich des gewünschten Gehens und eines Fütterungsmusters und einer Fütterungsmenge, die bei Bedarf eine spezifische Diätbehandlung ermöglichen. D₂O ist zudem bemerkenswert einfach zu verabreichen. Im Gegensatz zu flüssigen Lösungen anderer Tracer (z. B. ¹³C-U-Glukose) weist_D2Okeine ausgeprägten schmackhaften Eigenschaften auf, die sich auf den Wasserverbrauch auswirken könnten. Neben den Tracern stabiler Isotope sind Radioisotope die andere am häufigsten verwendete Methode. Der potentielle Vorteil von Radioisotopen ist die Wahl der Detektionsgeräte. Für stabile Isotope ist ein Massenspektrometer erforderlich, während Radioisotope mit einem Szintillationszähler nachgewiesen werden können, der möglicherweise leichter zugänglich ist. Es gibt jedoch eine Reihe von Nachteilen, die mit Radioisotopen aufgrund von Sicherheits- und ethischen Fragen verbunden sind. Darüber hinaus befindet sich das Radioisotop im Allgemeinen auf Glukose und spiegelt daher nicht nur Änderungen der DNL, sondern auch Änderungen der aus Glukose abgeleiteten DNL wider. Darüber hinaus ist eine Bestimmung der Synthese einzelner Fettsäuren nicht möglich. _D2Ogleicht sich über alle Gewebe schneller aus als über spezifische Substrate mit Isotopenmarkierungen⁶⁸.

DNL ist eine Schlüsselkomponente der metabolischen Homöostase, die von einer Reihe von Enzymen und Transkriptionsfaktoren gesteuert wird, die jeweils unabhängig voneinander die Entwicklung, den Stoffwechsel und den Krankheitszustand beeinflussen. Daher ist DNL ein wichtiger Stoffwechselweg, der in der Forschung und Therapieentwicklung breiter untersucht werden muss. Dieses Protokoll kann als erster Schritt zur routinemäßigen Einbeziehung der DNL-Analyse in die metabolische Phänotypisierung verwendet werden.

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Wir danken den Sanchez-Gurmaches und den Mitgliedern des Wallace-Labors für wertvolle Gespräche. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der American Heart Association (18CDA34080527 an JSG und 19POST34380545 an RM), der NIH (R21OD031907 an JSG), einen CCHMC Trustee Award, einen CCHMC Center for Pediatric Genomics Award und einen CCHMC Center for Mendelian Genomics & Therapeutics Award unterstützt. Diese Arbeit wurde teilweise von NIH P30 DK078392 des Digestive Diseases Research Core Center in Cincinnati unterstützt. Der Inhalt liegt in der alleinigen Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health dar. RT und MW wurden durch ein UCD Ad Astra Fellowship unterstützt.