Ein wirtschaftliches und vielseitiges Hochdurchsatz-Proteinreinigungssystem mit einem Mehrsäulenplattenadapter

Ein Mehrsäulenplattenadapter ermöglicht die Schnittstelle von Chromatographiesäulen mit Multi-Well-Sammelplatten für die parallele Affinitäts- oder Ionenaustauschreinigung, was eine wirtschaftliche Proteinreinigungsmethode mit hohem Durchsatz bietet. Es kann unter Schwerkraft oder Vakuum verwendet werden, wodurch Milligrammmengen an Protein über erschwingliche Instrumente erhalten werden.

Die Proteinreinigung ist für die Untersuchung der Proteinstruktur und -funktion unerlässlich und wird normalerweise in Kombination mit biophysikalischen Techniken verwendet. Es ist auch eine Schlüsselkomponente bei der Entwicklung neuer Therapeutika. Die sich entwickelnde Ära der funktionellen Proteomik befeuert die Nachfrage nach Hochdurchsatz-Proteinreinigung und verbesserten Techniken, um dies zu erleichtern. Es wurde die Hypothese aufgestellt, dass ein Mehrsäulenplattenadapter (MCPA) mehrere Chromatographiesäulen verschiedener Harze mit Multi-Well-Platten zur parallelen Reinigung verbinden kann. Diese Methode bietet eine wirtschaftliche und vielseitige Methode der Proteinreinigung, die unter Schwerkraft oder Vakuum eingesetzt werden kann und mit der Geschwindigkeit eines automatisierten Systems mithalten kann. Das MCPA kann verwendet werden, um Milligramm-Ausbeute an Protein durch eine erschwingliche und zeiteffiziente Methode für die nachfolgende Charakterisierung und Analyse wiederherzustellen. Der MCPA wurde für die Hochdurchsatz-Affinitätsreinigung von SH3-Domänen verwendet. Der Ionenaustausch wurde auch über das MCPA demonstriert, um Proteine nach der Ni-NTA-Affinitätschromatographie zu reinigen, was darauf hinweist, wie dieses System an andere Reinigungstypen angepasst werden kann. Aufgrund des Aufbaus mit mehreren Spalten kann die individuelle Anpassung der Parameter in der gleichen Reinigung vorgenommen werden, was mit den aktuellen plattenbasierten Methoden nicht erreichbar ist.

Proteinreinigungstechniken, um Milligrammmengen an gereinigten Proteinen zu erreichen, sind für ihre Charakterisierung und Analyse unerlässlich, insbesondere für biophysikalische Methoden wie NMR. Die Proteinreinigung ist auch in anderen Studienbereichen wie Arzneimittelentdeckungsprozessen und Protein-Protein-Interaktionsstudien von zentraler Bedeutung. Das Erreichen solcher Mengen an reinem Protein kann jedoch zu^einemEngpass für diese Techniken werden 1^,2,3. Die Hauptmethode zur Proteinreinigung ist die Chromatographie, die eine Vielzahl von Methoden umfasst, die auf den individuellen Eigenschaften von Proteinen und ihren Tags basieren. In der Affinitätschromatographie haben Proteine ein zusätzliches Protein- oder Peptidmotiv, das als Tag fungiert, das eine Affinität für ein bestimmtes Substrat auf dem Chromatographieharz^{4 aufsät.} Die gebräuchlichste Affinitätsmethode ist die immobilisierte Metallaffinitätschromatographie (IMAC) mit His-markierten Proteinen, während eine andere beliebte Methode die Ionenaustauschchromatographie ist, die Proteine basierend auf ihrer Ladung trennt. Für höchste Reinheit wird häufig eine Kombination aus Affinitätschromatographie und Ionenaustausch zusammen verwendet, was in der Regel teure Laborgeräte für einen hohen Durchsatz erfordert.

Die sich entwickelnde Ära der funktionellen Proteomik befeuert die Nachfrage nach Hochdurchsatztechniken, um nicht einzelne Proteine für spezifische Analysen, sondern eine große Anzahl von Proteinen gleichzeitig für umfassende Analysen und genomweite Studien zu reinigen⁵. Die immobilisierte Metallaffinitätschromatographie (IMAC) ist eine der am weitesten verbreiteten Methoden zur Hochdurchsatzproteinreinigung^6,7, aber ihre automatisierten Systeme sind teuer und für kleinere Labore unerschwinglich⁸. Die erschwinglicheren plattenbasierten Alternativen, die derzeit verfügbar sind, verwenden zugängliche Laborgeräte wie ein Vakuum. Obwohl diese Methoden die Reinigungsgeschwindigkeit erfolgreich verbessern, kann sie nur in kleinerem Maßstab eine Hochdurchsatzreinigung erreichen und nur Protein im Mikrogrammbereich liefern. Diese Einschränkungen bedeuten, dass die vorverpackten 96-Well-Filterplatten (z. B. von GE Healthcare, die jetzt im Besitz von Cytiva sind) nicht vor biophysikalischen Techniken verwendet werden können⁹. Die Schwerkraftchromatographie ist die kostengünstigste Reinigungsmethode. Das Einrichten mehrerer Spalten ist jedoch umständlich und kann für mehrere Proteine fehleranfällig sein.

Ein Mehrsäulenplattenadapter (MCPA) wurde entwickelt und bewährt, um parallele Affinitätschromatographiesäulen gleichzeitig erfolgreich und bequem auszuführen, um his-markierte Hefe-SH3-Domänen zu reinigen¹⁰. Der MCPA bietet eine kosteneffiziente Hochdurchsatz-Reinigungsmethode, die nicht auf kostspielige Instrumentierung angewiesen ist. Sein flexibles Design kann Milligramm Protein durch mehrere Affinitätschromatographiesäulen unter Schwerkraft oder Vakuumverteiler effektiv reinigen. Darüber hinaus können Harztyp, Volumen und andere Parameter für jede einzelne Säule angepasst werden, um eine schnellere Optimierung zu erreichen. Diese Studie zeigt, dass die Ionenaustauschchromatographie durch das MCPA in Verbindung mit der Affinitätschromatographie durch das MCPA verwendet werden kann, um die Aufreinigung der Abp1 SH3-Domäne zu verbessern. Zusätzlich können mit diesen Methoden bis zu 24 verschiedene Proteine parallel getrennt werden.

1. Denaturierung der Ni-NTA-Chromatographie

1. Vorbereiten von Puffern
   HINWEIS: Einzelheiten zu allen Puffern finden Sie in Tabelle 1.
   1. Machen Sie 500 ml 0,5 M NaOH, achten Sie darauf, zuerst das Milli-Q-Wasser hinzuzufügen und dann das NaOH langsam hinzuzufügen, während sich das Becherglas auf einem Rührer befindet. Filtern Sie mit einem 0,22 μm Filter.
   2. 100 ml 0,1 M Nickelsulfat vorbereiten und mit einem 0,22 μm Filter filtern.
   3. 50 ml 2 M Imidazol vorbereiten und mit einem 0,22 μm Filter filtern.
   4. 1,5 l Denaturierungspuffer bei pH 8,0, bestehend aus 5,3 mM Tris-HCl, 4,7 mM Tris-Base (Tris(hydroxymethyl)methylamin), 13,7 mM_NaH2PO4,86,3 mM Na2 HPO4 und 6 M Guanidinhydrochlorid, bereit und 0,22 μm filtern und 0,2 mM denaturierungspuffer vorbereiten und filtern.
   5. 500 ml Lysepufferlösung von 10 mM Imidazol, gelöst in Denaturierungspuffer (siehe 1.1.4) unter Verwendung des 2 M Imidazol-Stamms, werden vorbereitet und 0,22 μm filtriert.
   6. 500 ml Waschpufferlösung von 10 mM Imidazol, gelöst in Denaturierungspuffer (siehe 1.1.4), unter Verwendung des 2 M Imidazol-Stamms vorzubereiten und mit 0,22 μm zu filtern.
   7. Vorbereiten und 0,22 μm Filter 500 mL 100 mM EDTA-Puffer, pH-Wert auf 8 mit 1 M NaOH einstellen.
   8. Vorbereiten und 0,22 μm Filter 500 ml Elutionspuffer aus 7 mL 99% Eisessigsäure in 6 M Guanidinhydrochlorid.
      HINWEIS: Wenn Sie native Puffer verwenden, passen Sie sie gemäß Tabelle 1an.
2. Lysing-Zellen (Denaturierungsmethode)
   1. Fügen Sie 2 ml Lysepuffer zu jedem 1 g geernteten E. coli-Zellpellets hinzu, die das überexprimierte His-markierte Protein enthalten. Wirbel für mehrere Minuten, bis die Zellen wieder suspendiert sind. Lassen Sie die Proben 30 Minuten bei 4 °C auf einer Wippe.
   2. Zentrifuge lysierte Pellets bei 18.000 x g für 30 Minuten. Halten Sie 50 μL im Gefrierschrank mit -20 °C beiseite, um später ein SDS-PAGE-Gel zu analysieren.
   3. Gießen Sie die Überstände vorsichtig ab, um sicherzustellen, dass das Pellet nicht gestört wird. Lysate sollten eine klare, hellgelbe Farbe haben. Wenn Lysate trüb sind, zentrifugieren Sie erneut Probe; Erwägen Sie eine Beschallung, wenn verfügbar, um Nukleinsäure abzubauen.
   4. Filtern Sie die Überstände durch eine leere Säule (ohne Harz, aber mit Filter) und sammeln Sie sie in einer offenen Auffangwanne. Dann in ein Rohr zur Verwendung in Schritt 1.3 überführen.
      HINWEIS: Wenn Sie die nativen Puffer verwenden, behandeln Sie die Proben nach Schritt 1.2.1 in 3 Zyklen des Einfrierens/Auftauens bei -80 °C oder verarbeiten Sie sie durch Beschallung oder French Press, um Zellen zu lysieren.
3. Vorbereitung des Vakuumreinigungsaufbaus und der Ausgleichssäulen
   HINWEIS: Siehe Abbildung 1 für einen eingerichteten MCPA mit 24 Spalten.
   1. Bestimmen Sie, wie viele Säulen benötigt werden, sowie den gewünschten Harztyp und das gewünschte Harzvolumen. Als Faustregel für 100 ml Autoinduktionskultur (~ 2 g Pellet), die His-markierte SH3-Domänen mit T7-basierten Plasmiden exprimieren, verwenden Sie 0,6 ml Ni-NTA-Harz pro Säule, um etwa 3 mg Protein aus etwa 6 ml Lysat zu erhalten.
   2. Setzen Sie die gewünschte Anzahl von 12 mL Säulen (ohne Harz, aber mit Filter) in eine vormontierte MCPA (Langtropfplatte mit punktiertem Dichtmatten) ein. Die Säulen sollten eng in die Löcher der Dichtmatte passen, die durchstochen wurden.
   3. Wenn weniger als 24 Spalten verwendet werden, schließen Sie leere Löcher mit einer leeren geschlossenen Spalte.
   4. Nehmen Sie eine offene Auffangplatte und legen Sie diese Platte in die Basis des Vakuumverteilers und schließen Sie mit der Oberseite des Verteilers.
   5. Legen Sie das montierte MCPA mit Säulen auf den Vakuumverteiler.
   6. Befestigen Sie Schläuche aus einem Vakuumpumpensystem am Einlass/an der Düse am Boden des Vakuumverteilers.
   7. Stellen Sie sicher, dass die Ni-NTA-Perlen in einer 50% igen Lösung mit 20% Ethanol vorliegen. Bevor Sie etwas mit den Perlen tun, schütteln / mischen Sie die Perlen - Ethanollösung vorsichtig, um sie gleichmäßig wieder aufzuführen. Dann pipetten Sie mit einer 5-ml-Pipette 1,2 ml der 50%igen Lösung in die Säulen. Achten Sie beim Pipettieren darauf, dass die Perlen vollständig vermischt bleiben.
   8. Nach dem Pipettieren in alle 24 Säulen schalten Sie die Vakuumpumpe ein und führen das 20% Ethanol durch die Säule und in die darunter stehende Auffangplatte.
   9. Schalten Sie die Pumpe aus, sobald das gesamte 20% ige Ethanol durch alle Säulen gelaufen ist (Ni-NTA-Harz kann eine kurze Trocknung tolerieren, wenn das Vakuum noch angewendet wird, nachdem der Puffer durch die Säule gegangen ist). Entsorgen Sie das, was sich auf der offenen Sammelplatte befindet, in einen Abfallkasten.
      ACHTUNG: Alle Abfallprodukte aus den Ni-NTA-Perlen sind gefährlich, wenn Sie mit den Perlen umgehen oder den Abfall entsorgen, Handschuhe, Schutzbrillen und andere PSA tragen. Darüber hinaus entsorgen Sie alle Nickelsulfatabfälle in einem separaten Behälter zur späteren individuellen Entsorgung.
      HINWEIS: Wenn Harz neu oder kürzlich regeneriert ist, können die restlichen Schritte ignoriert werden, fahren Sie mit dem nächsten Abschnitt fort.
   10. Fügen Sie 3 Harzvolumina (1,8 ml) mit 100 mM EDTA-Puffer mit einer 20-ml-Spritze oder einer Repeater-Spritze mit einer 50-ml-Spritze hinzu. Schalten Sie dann die Vakuumpumpe ein, um den EDTA-Puffer durchwaschen zu lassen, und schalten Sie die Pumpe aus, sobald sie durchgewaschen ist.
       HINWEIS: Diese Wäsche sollte die nickelblaue Farbe entfernen, aber wenn dies nicht der Fall ist, wiederholen Sie diesen Schritt, bis alle Säulen ihre blaue Farbe verloren haben. Schalten Sie die Pumpe aus und gießen Sie den Inhalt der offenen Sammelplatte in den Abfallkasten.
   11. Fügen Sie 3 Harzvolumina (1,8 ml) mit 0,5 M NaOH-Puffer in jede Säule hinzu, bevor Sie die Pumpe einschalten und durch jede Säule laufen lassen. Leere Sammelplatte.
   12. Fügen Sie 4 Harzvolumina (2,4 ml) von 100 mM Nickelsulfat in jede Säule hinzu. Schalten Sie die Vakuumpumpe ein und lassen Sie diese noch einmal durch die Säule laufen.
   13. Fügen Sie 10 Harzvolumina (~ 6000 μL) Milli-Q-Wasser hinzu und führen Sie dieses durch die Säulen. Schalten Sie die Pumpe aus und gießen Sie den Inhalt der Sammelplatte in die Abfallbox.
   14. Waschen Sie die Säulen zweimal mit 4 Harzvolumina (2,4 ml) von 10 mM Imidazol im Waschpuffer (denaturierend oder nativ), um überschüssiges Nickel zu entfernen und auszugleichen. Leere Sammelplatte.
       HINWEIS: Wenn Säulen deutlich langsamer laufen, kann die Säulen- und Kontrollluft mit einer großen Spritze durch den MCPA gedrückt werden. Wenn die Blockierung aufgehoben ist, verwenden Sie eine andere Spalte mit einem neuen Filter.
   15. Wenn mehrere verschiedene Proben / Proteine auf dem MCPA gereinigt werden sollen, ersetzen Sie die offene Auffangplatte durch eine 48 x (5 ml / Well) Sammelplatte. Wenn jedoch nur die gleichen Proteinproben auf jeder Säule ausgeführt werden, ist es in Ordnung, weiterhin eine offene Auffangplatte zu verwenden.
4. Beladen, Waschen und Eluieren
   1. Bei ausgeschaltetm Vakuum Lysate in Säulen laden (die Menge an Lysat variiert typischerweise von 1 bis 12 ml oder mehr und kann erforderlich sein, um in mehreren Chargen zu laden). Verwenden Sie einen dünnen Kunststoffrührer, um die Perlen und das Lysat in der Säule vorsichtig zu mischen, um die Bindung zu maximieren.
   2. Nachdem Sie jede Säule einige Minuten lang vorsichtig gemischt haben, schalten Sie die Vakuumpumpe ein und führen Sie die Lysate durch die Säulen. Wenn mehrere Proteinproben ausgeführt werden, verwenden Sie eine 48-Well-Entnahmeplatte und stellen Sie sicher, dass Sie die Auffangplatte gegen eine weitere 48-Well-Platte austauschen, nachdem 4 ml durchgegangen sind, da die Vertiefungen in diesen Platten nur 4 ml Lösung aufnehmen können. Führen Sie Lysat weiter aus, bis alle Lysate durch eine Spalte geführt wurden. Fixieren von Sammelplatten, die den Durchfluss enthalten.
      HINWEIS: Spalten können "blockiert" werden, wodurch das Lysat viel langsamer durch die Spalte fließt, als es sollte. Dies ist leicht zu erkennen, da die benachbarten Säulen mit normaler Geschwindigkeit fließen. In diesem Fall wird empfohlen, das Lysat/Harz-Gemisch in eine Säule mit einem frischen Filter zu überführt.
   3. Ersetzen Sie die Auffangplatte durch eine leere offene Auffangplatte und fügen Sie dann 9 Harzvolumina (5,4 ml) von 10 mM Imidazol-Waschpuffer zu jeder Säule hinzu und schalten Sie das Vakuum ein und führen Sie die Wäsche durch. Wiederholen Sie dies 4-5 mal. Um ein Überlaufen zu vermeiden, leeren Sie regelmäßig die Abfallplatte.
      1. Ersetzen Sie dann die Auffangplatte durch eine saubere geeignete Platte (offene Platte für nur ein Protein und 96 gut, wenn mehrere Proteine vorhanden sind, um sicherzustellen, dass sich A1 in der oberen linken Ecke befindet).
   4. Mit einer Repeater-Spritze mit einer 12,5-ml-Spritze werden ~ 1 Harzvolumen (0,75 ml) denaturierender Elutionspuffer in jede Säule pipetten.
   5. Um ein Aufschäumen von Protein zu vermeiden, schalten Sie die Vakuumpumpe bei der niedrigsten Einstellung ein. Heben Sie den MCPA vorsichtig an, um sich zu stellen, ob nichts mehr in die Auffangplatte tropft.
      HINWEIS: Eine Alternative zum Eluieren mit dem Vakuum oder der Schwerkraft besteht darin, einen 10-ml-Spritzenkolben in die Oberseite der Säule zu drücken, um den Elutionspuffer sanft durch die Säule zu drücken. Tun Sie dies für jede Säule und achten Sie beim Entfernen des Spritzenkolbens darauf, die Perlen an der Unterseite der Säule nicht zu stören. Sobald der Elutionspuffer durchgedrückt wurde, entfernen Sie vorsichtig den Spritzenkolben aus der letzten Säule, in der er verwendet wurde, und schalten Sie kurz die Vakuumpumpe ein, um die letzten Tropfen aus den Säulen zu entfernen.
      1. Wenn eine 96-Well-Sammelplatte verwendet wurde, überprüfen Sie die Auffangplatte, um sicherzustellen, dass das, was von jeder Säule durch die lange Tropfplatte fließt, nur in einen Brunnen fließt und nichts in benachbarte Brunnen auf der Sammelplatte eluiert.
   6. Für die nächste Elution wiederholen Sie die obigen 2 Schritte und sammeln Sie in einer frischen Multi-Well (verschiedene Proben) oder offenen Auffangplatte (gleiche Proben).
   7. Optionaler Schritt, nehmen Sie ein 50 μL Aliquot jeder Elution für die Reinheits- und Konzentrationsanalyse.
   8. Fügen Sie 2 ml 20% Ethanol zu jeder Säule hinzu und führen Sie diese mit der Vakuumpumpe durch. Dann fügen Sie weitere 2 ml 20% Ethanol zu den Säulen hinzu und verwenden Sie einen frischen dünnen Kunststoffrührer, um das 20% Ethanol und die Perlen zu mischen, bevor Sie in ein 50-ml-Röhrchen zur Lagerung bei 4 ° C übergehen. Reinigen Sie die Säulen und überprüfen Sie, ob Wasser frei durch jede Säule fließt, und reinigen Sie dann alles und legen Sie es für den späteren Gebrauch weg.
      HINWEIS: Bei einigen Spalten werden die Filter blockiert und sie werden zu langsam ausgeführt, diese Spalten sollten ersetzt oder Filter bereinigt werden. Daher wird empfohlen, Filter regelmäßig zu testen, indem Harz entfernt und die Säule mit Wasser gefüllt wird, um zu sehen, ob es schnell durchfließt. Filter können gereinigt werden, indem eine geschlossene Säule mit denaturierendem Elutionspuffer gefüllt bleibt und über Nacht geschüttelt wird.

2. Ionenaustausch - Einzelproteinreinigung

1. Vorbereiten der Puffer
   HINWEIS: Siehe Tabelle 1 für Details zu allen Puffern
   1. Bereiten Sie einen 2 L salzarmen Puffer vor: 10 mM Tris pH 8,1 (5 mM Tris Acid, 5 mM Tris Base). Filterlösung mit einem 0,22 μm Filter.
   2. Bereiten Sie einen 0,5 L hohen Salzpuffer vor: 10 mM Tris pH 8,1, 4 M NaCl. Messen Sie 116,9 g NaCl und machen Sie bis zu 0,5 L mit dem 10 mM Tris pH 8,1 von oben. Filterlösung mit einem 0,22 μm Filter.
2. Herstellungssalzkonzentrationsreihe: 0-1 M NaCl.
   HINWEIS: Der Bereich der Salzkonzentrationen kann für jedes Protein angepasst werden.
   1. Aufbau von 24 x 50 ml beschrifteten Zentrifugenröhrchen in einem Rack
   2. Bereiten Sie mit den oben hergestellten Puffern 24 x 14 mL NaCl-Verdünnungen im Bereich von 0-1000 μM vor. Beginnen Sie mit der Zugabe der erforderlichen Volumina von 4 M NaCl 10 mM Tris. Dies könnte in Schritten von 25 mM oder 50 mM je nach Protein erfolgen.
   3. Dann fügen Sie die erforderlichen Volumina von 10 mM Tris zu jeder Röhre hinzu. Kehren Sie jede Tube mehrmals um, um sie zu mischen.
3. Probenvorbereitung
   1. Erhalten Sie die zu entreinden Proben durch Ionenaustausch. Optional nehmen Sie ein 50 μL Aliquot zur späteren Analyse.
      HINWEIS: Proben sollten immer kalt gehalten werden; Dies können Lysate oder vielleicht Post-Ni-NTA sein. Proben von Ni-NTA in Denaturierungspuffern erfordern eine Dialyse oder einen Pufferaustausch in 10 mM Tris-Puffer. Proben aus Ni-NTA in nativen Puffern könnten mit 10 mM Tris-Puffer verdünnt werden, um die Salzkonzentration zu reduzieren, so dass das Protein an IEX-Harz binden kann.
   2. Spinnen Sie Proben bei 18.000 x g für 10 Minuten.
   3. Gießen Sie den Überstand vorsichtig in ein Wiegeboot. Vermeiden Sie es, das Pellet zu stören.
   4. Nehmen Sie den Überstand vorsichtig in eine 20-ml-Spritze auf und befestigen Sie einen 0,22 μm-Filter.
   5. Den Überstand langsam durch den Filter in ein frisches 50-ml-Rohr auswerfen.
   6. Wenn eine Verdünnung erforderlich ist, verdünnen Sie den Überstand mit 10 mM Tris-Puffer aus dem obigen (In diesem Experiment wurde der Überstand 1 zu 2 verdünnt). In der Zwischenzeit bei 4 °C lagern.
4. Vorbereitung des Vakuumreinigungsaufbaus und des Gleichgewichtsaufbaus
   HINWEIS: In diesem Protokoll wird nur eine Spalte für die IEX-Reinigung einer Probe verwendet. Informationen zu mehreren Reinigungen finden Sie im nächsten Abschnitt.
   1. Bestimmen Sie den gewünschten Harztyp und das gewünschte Harzvolumen. Als Faustregel gilt für bis zu 20 mg teilweise reine His-markierte SH3-Domänen 0,4 ml Q-Sepharose-Schnellflussharz pro Säule (siehe Schritt 2.4.8).
   2. Legen Sie 24 offene leere Spalten (leer ohne Filter unten) in einen vormontierten MCPA ein. Die Säulen sollten eng in die Löcher der Dichtmatte passen, die durchstochen wurden.
   3. Legen Sie einen 10-ml-Spritzenkolben in jede leere Säule mit Ausnahme der ersten Position, an der die Reinigung beginnt.
   4. Drücken Sie den Boden einer offenen Säule (mit Filter) durch eine 5-ml-Spritzenkolben-Gummidichtung (die durchbohrt wurde), um am Ende der Säule einen Gummiring zu bilden. Dieser Gummiring sorgt für eine gute Abdichtung, wenn diese Säule in jede leere Säule darüber eingeführt wird. Fügen Sie diese Spalte vorerst in die erste leere Spalte auf dem MCPA ein.
   5. Nehmen Sie eine offene Auffangplatte und legen Sie diese Platte in die Basis des Vakuumverteilers und schließen Sie mit der Oberseite des Verteilers.
   6. Legen Sie das montierte MCPA (mit Säulen) auf den Vakuumverteiler.
   7. Befestigen Sie Schläuche aus einem Vakuumpumpensystem am Einlass/Düse am Boden des Vakuums.
   8. Schneiden Sie eine blaue Pipettenspitze ~ 2 cm von der Unterseite ab und nehmen Sie 800 μL Q-Sepharose-Perlen (oder ein anderes Ionenaustauscherharz) auf, um sicherzustellen, dass die 50/50-Perlen-Ethanol-Lösung gemischt wird, um eine Schichtung zu vermeiden. 800 μL in die eine offene Säule (mit Filter) in der ersten Position pipetten und sobald sich die Perlen am Boden der Säulen absetzen, schalten Sie das Vakuum so ein, dass es durch das 20% Ethanol läuft.
   9. Waschen Sie die Säule mit Sepharose-Perlen mit 2 x 2 ml 10 mM Tris. Schalten Sie das Vakuum aus, kurz bevor der Tris-Puffer durchläuft, um ein Austrocknen des Harzes zu verhindern. Run off kann verworfen werden.
      HINWEIS: Wenn zuvor Harz verwendet wurde, regenerieren Sie sich durch Waschen in 5 Harzvolumina von 4 M NaCl und dann 5 Harzvolumina von 10 mM Tris vor Schritt 2.4.9.
5. Beladen, Waschen und Eluieren
   1. Alle zu entfernenden Proben (siehe Abschnitt 3) in die Q-Sepharose-Säule in der ersten Position geben, verwenden Sie eine kleine Kunststoffschleife, um Die Probe und die Perlen für etwa ~ 2 Minuten zu rühren, bevor Sie die Vakuumpumpe einschalten.
      HINWEIS: Bei übermäßigem Überstand (>12 ml) ist darauf zu achten, dass die Säule überfüllt wird. Lassen Sie das Sample durchgehen und fügen Sie dann weitere hinzu, mischen Sie es, bevor Sie es wieder durchgehen lassen.
   2. Speichern/Fixieren des Flowthroughs für eine spätere Analyse.
   3. Legen Sie eine weitere offene Auffangplatte in den Vakuumverteiler und waschen Sie dann jede Sepharosesäule mit 2 x 2 mL 10 mM Tris und lagern Sie sie.
   4. Setzen Sie eine 96-Well-Sammelplatte ein und stellen Sie sicher, dass sich A1 in der oberen linken Ecke befindet.
   5. Um die erste Elutionsfraktion zu sammeln, entfernen Sie den Spritzenkolben aus der nächsten Säule, bewegen Sie die Q-Sepharosesäule in diese Position und setzen Sie den Spritzenkolben in die vorherige Position. Dann pipette 1 ml der ersten Salzkonzentration in die Q-Sepharosesäule. Schalten Sie die Pumpe ein und sammeln Sie die Elution. Schalten Sie die Pumpe aus, so wie die Flüssigkeit in der Nähe der Perlen ist, um ein Austrocknen der Perlen zu vermeiden.
   6. Um die nächste Elutionsfraktion zu sammeln, entfernen Sie den Spritzenkolben aus der nächsten Säule, bewegen Sie die Q-Sepharosesäule in diese Position und setzen Sie den Spritzenkolben in die vorherige Position.
   7. Fügen Sie 1 ml der nächsten Salzkonzentration in die Säule hinzu und wiederholen Sie den Vorgang, bis alle Konzentrationen verwendet wurden und 24 Elutionen in 24 separaten Vertiefungen gesammelt wurden. Überprüfen Sie, ob keine Flüssigkeit in benachbarte Brunnen gelangt ist.
   8. Waschen Sie die Säule mit 2 mL 4 M NaCl 10 mM Tris. Lassen Sie das durchgehen.
   9. Mit 2 ml 20% Ethanol waschen. Ethanol laufen lassen, bis es sich direkt über den Perlen befindet, und versiegeln Sie die Säule zur Lagerung.
   10. Lagern Sie 96 Well-Sammelplatte und analysieren Sie sie mittels UV-Spektroskopie und SDS PAGE.

3. Ionenaustausch - Gleichzeitige Aufreinigung von 24 verschiedenen Proteinen

HINWEIS: Einzelheiten zur Herstellung von Puffern, einer Reihe von Salzkonzentrationen und zum Vorbereiten von Proben finden Sie in den Schritten 2.1-2.3

1. Vorbereiten des Reinigungs-Setups
   HINWEIS: Wie das Reinigungssystem aufgebaut ist, hängt sehr stark davon ab, wie viele Proteine gereinigt werden und wie viele Salzbedingungen verwendet werden. Um 12 Proben bis maximal 24 Proben gleichzeitig zu reinigen, ist eine Auffangplatte für jede salzhaltige Salzkonzentration erforderlich, die zum Eluieren verwendet wird. Für weniger als 12 Proben ist es möglich, die Chromatographiesäulen um einige Positionen innerhalb desselben MCPA zu verschieben, bevor die Sammelplatten gewechselt werden. In diesem Fall müssen die Säulen nicht in leere Säulen gelegt werden und sie können direkt an der MCPA-Dichtmatte befestigt werden. Das folgende Protokoll gilt für 24 gleichzeitige Ionenaustauschreinigungen.
   1. Legen Sie das montierte MCPA direkt an 24 leeren Säulen mit Filtern auf den Vakuumverteiler, der eine offene Auffangplatte enthält, und bereiten Sie 24 Ionenaustauschsäulen vor und waschen Sie sie wie bei der einzeln reinigungsmethode oben. Für diese Reinigung ist es praktisch, einen Eppendorf-Repeater oder eine Spritze zu verwenden, um schnell in Säulen zu pipetten.
2. Beladen, Waschen und Eluieren
   1. Legen Sie eine 48-Well-Auffangplatte in den Boden des Vakuumverteilers, bevor Sie den MCPA (mit den gewaschenen Reinigungssäulen) montieren. Stellen Sie sicher, dass sich A1 in der oberen linken Ecke befindet.
   2. Pipetette jede Proteinprobe (bis zu 5 ml gleichzeitig) in die entsprechende Säule. Rühren Sie jede Säule mit einer dünnen Kunststoffschlaufe (eine Schlaufe für jede Säule, um eine Kontamination zu vermeiden) für ca. 2 Minuten. Schalten Sie dann die Vakuumpumpe ein und lassen Sie den Überstand durchströmen.
      HINWEIS: Bei übermäßigem Überstand ist vorsicht vor überfüllten Spalten zu achten. Lassen Sie das Sample durch seine Spalte laufen, fügen Sie dann weitere hinzu, mischen Sie es, bevor Sie es wieder durchgehen lassen.
   3. Lagern/frieren Sie die 48-Well-Auffangplatte für die spätere Analyse ein, da diese den Durchfluss für jedes Protein enthält.
   4. Legen Sie eine weitere 48-Well-Auffangplatte in den Vakuumverteiler und waschen Sie dann jede Sepharosesäule mit 2 x 2 mL 10 mM Tris.
   5. Setzen Sie die erste 96-Well-Auffangplatte in den Verteiler ein, stellen Sie sicher, dass sich A1 in der oberen linken Ecke befindet, und pipetieren Sie dann 1 ml der ersten Salzkonzentration in jede Säule und schalten Sie dann die Vakuumpumpe ein, um diese durch die Säulen zu führen. Die Auffangplatte entfernen, mit Parafolie abdecken und zur Analyse bei 4 °C aufbewahren.
   6. Wiederholen Sie den Schritt für jede nachfolgende Salzkonzentration, die zum Eluierten verwendet wird. Stellen Sie sicher, dass für jede Elution eine neue Sammelplatte verwendet wird und dass jede Sammelplatte beschriftet und gelagert wird.
   7. Waschen Sie jede Säule mit 2 mL von 10 mM Tris, 4 M NaCl.
   8. Waschen Sie jede Säule mit 2 ml 20% Ethanol. Ethanol laufen lassen, bis es sich direkt über den Perlen befindet, und versiegeln Sie säulen für die Lagerung.
   9. Lagern Sie 96 Well-Sammelplatten und analysieren Sie sie mittels UV-Spektroskopie und SDS-PAGE.

So hat das MCPA beispielsweise 14 AbpSH3-Mutanten unter Denaturierungsbedingungen erfolgreich über Ni-NTA gereinigt (Abbildung 2A). Eine kleine Verunreinigung ~ 25 kDa ist zu sehen, jedoch ist das Protein immer noch weitgehend rein. Es wird angenommen, dass es sich bei dieser Verunreinigung um YodA handelt, ein häufiges co-gereinigtes Protein, das in E. coli¹¹gefundenwird. Abbildung 2B zeigt die Reinigung von 11 verschiedenen SH3-Domänen unter nativen Bedingungen. Die kleine Verunreinigung, die bei denaturierungsbedingungen beobachtet wird, wird unter nativen Bedingungen entfernt. Dies zeigt, dass der MCPA für den Vergleich von Reinigungen verwendet werden kann, die aus nativen oder denaturierenden Puffern bestehen, wie in Tabelle 1 aufgeführt. 

Repräsentative Daten zur Reinigung eines Lysats mittels IEX MCPA sind in Abbildung 3 dargestellt. Dies deutet darauf hin, dass AbpSH3 von der Mehrheit der Verunreinigungen getrennt werden kann, da es später zwischen 425 mM und 700 mM eluiert. Die Salzkonzentration, die benötigt wird, um das Protein aus der Säule zu eluieren, hängt von der Stärke der elektrostatischen Wechselwirkung zwischen dem Protein und dem Harz ab. Die Mehrheit der bakteriellen Proteine hat niedrige pIs; Das interessierende Protein ist jedoch sehr negativ und scheint einen niedrigeren pI zu haben. Gute Ausbeuten von beträchtlich reinem AbpSH3-Protein wurden mit einigen verschiedenen höhermolekularen Verunreinigungen AbpSH3 als Banden bei ~ 5 kDa gewonnen. IEX via MCPA kann daher als erster Schritt in einem Reinigungsprotokoll eingesetzt werden, da es ausreichende Mengen an Protein aus den vorhandenen Verunreinigungen in einem Lysat isolieren kann.

Die weitere Aufreinigung durch IEX mit dem MCPA wurde erfolgreich an Fraktionen demonstriert, die aus einem Ni-NTA MCPA-Lauf eluiert wurden (Abbildung 4). Bemerkenswerterweise wurden zwei Hauptpeaks mit Maxima bei 400 und 700 mM Salz aufgelöst, was der Trennung einer N-terminalen verkürzten Version dieses Proteins entsprechen könnte. Durch weitere DSF-Datenanalysen wurde deutlich, dass Peak 1 etwas weniger stabil war und im Vergleich zu Peak 2 ein etwas niedrigeres T_m aufwies. Im Vergleich zum IEX-Lauf des Lysats sind die Fraktionen insgesamt viel sauberer und zeigen den Vorteil, einen Ni-NTA-Schritt vor IEX auszuführen. Obwohl es eine leichte Kontamination mit Proteinen mit höherem Molekulargewicht gibt, sind die Fraktionen immer noch weitgehend rein und haben mit NMR und thermischen/chemischen Denaturierungsassays gute biophysikalische Daten ergeben.

Abbildung 1: Eine Frontansicht des MCPA-Instruments. (A) Vorderansicht des MCPA-Instruments mit 24 angebrachten Säulen. Die Säulen sind gleichmäßig innerhalb der 96-Brunnen-Dichtmatte verteilt, um die Elutionen in eine 96,48- oder offene Auffangplatte zu führen. (B) Draufansicht der Dichtmatte. (C) Unteransicht derselben Dichtmatte. (D) Vorderansicht des MCPA mit angebrachten Säulen und Spritzenkolben. Diese Zahl wurde von Dominguez et al.¹⁰modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Ein Beispiel für eine 1 x 24-Säulenkonfiguration, die Reinigung verschiedener SH3-Mutanten unter Denaturierungs- und nativen Bedingungen. (A) Denaturierung der Reinigung verschiedener AbpSH3-Mutanten. Eine leichte Kontamination von ~ 25 kDa auf jeder Spur kann entdeckt werden. (B) Native Reinigung von 11 verschiedenen Hefe-SH3-Domänen. Die Verunreinigungen wurden von jeder Spur entfernt und sind auf dem Gel nicht mehr sichtbar. Diese Zahl wurde modifiziert Dominguez et al.¹⁰. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Reinigung von Lysat mittels IEX über MCPA. (A) Die Absorptionswerte aller Elutionen aus dem Ionenaustausch (IEX) wurden mit einer LVis-Platte (BMG) gemessen. Die Messwerte werden gegen die entsprechende NaCl-Konzentration der Elution aufgezeichnet. Der Peak mit der höchsten Proteinkonzentration wird bei 700 mM NaCl gesehen. (B) SDS-PAGE-Analyse der IEX-Salzelutionen gemäßA. Der Molekulargewichtsmarker ist links neben dem Gel dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Reinigung des VJM2-Pools (nach Ni-NTA) mittels IEX über MCPA-System.

(A) Die Absorptionswerte der gesammelten Elutionen aus dem Ionenaustausch (IEX) wurden mit einem NanoDrop gemessen. Die Messwerte werden gegen die entsprechende NaCl-Konzentration der Elution aufgezeichnet. (B) SDS-PAGE-Analyse der IEX-Salzelutionen gemäßA. Der Molekulargewichtsmarker ist links neben dem Gel dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Zusammensetzung der Puffer, Ni-NTA-Denaturierung und native Reinigungen und Ionenaustausch Puffer mit niedrigem und hohem Salzgehalt.

Die Methode ist robust und für relativ unerfahrene Proteinbiochemiker einfach zu bedienen, es gibt jedoch einige Überlegungen zu beachten.

Vorsicht bei Überfüllung von Sammelplatten

Die 48-Well-Auffangplatte selbst fasst nur 5 ml pro Vertiefung, während jede 96-Well nur 2 ml fasst. Dies muss beim Hinzufügen von Puffer und beim Durchlaufen der Probe durch die Säule berücksichtigt werden, da die Gefahr einer Überfüllung der Vertiefungen besteht. Insbesondere ist Vorsicht geboten, wenn die größeren Proben zur Reinigung in die Chromatographiesäule überführt werden. In Fällen, in denen überschüssiger Überstand vorhanden ist, in Teile teilen, die ausreichen, um die Säule zu füllen, die vor dem Hinzufügen des nächsten Teils durchlaufen werden sollte, um eine Überfüllung und einen Verlust der Probe zu vermeiden. Nach jeder Zugabe von Überstand sollte die Säule mit einer kleinen Kunststoffschleife gemischt werden, um die Wahrscheinlichkeit einer Proteinbindung an die Perlen zu erhöhen, bevor die Pumpe eingeschaltet wird. Um die Ausrichtung der Platte und damit den Inhalt der Vertiefungen zu verfolgen, stellen Sie sicher, dass sich die beschriftete Ecke "A1" immer in der oberen linken Ecke der Platte befindet, bevor Sie mit der Reinigung beginnen.

Eluierendes Protein

Beim Eluieren im IEX- und Affinitätsschritt wird das Vakuum auf der niedrigsten Stufe verwendet, um den Elutionspuffer durch die Säule zu ziehen. Dies beschleunigt die Durchflussrate im Vergleich zur Schwerkraft, obwohl es bei hoher Proteinkonzentration dazu führen kann, dass die Proteinlösung aufschäumt und möglicherweise denaturiert. Wenn dies der Fall ist, besteht eine Alternative darin, einen Spritzenkolben auf der Oberseite der offenen Säule zu verwenden, um den Puffer durch die Säule zu drücken. In diesem Fall sollte der Spritzenkolben vorsichtig (nicht gewaltsam) in die Säule gedrückt werden, um die Flüssigkeit durch und in die darunter liegende Auffangplatte zu drücken. Beim Entfernen der Auffangplatte sollte darauf geachtet werden, dass auf dem MCPA verbleibende Elutionstropfen nicht in benachbarte Brunnen verschüttet werden, was zu verunreinigungen führt.

Wartung von Harz und Säulen

Ein kritischer Schritt in diesem Protokoll ist die Regeneration der Ni-Harze und -Säulen. Die Säulen sollten entweder zu Beginn oder am Ende des Reinigungsprotokolls regeneriert werden. Erfolgt am Ende eine Regeneration, sollte das Harz in 20% Ethanol bei 4 °C gelagert werden. Die Chromatographiesäulenfilter können "blockiert" werden, wodurch die Probe viel langsamer durch die Säule fließt, als sie sollte. Ist dies der Fall, müssen Säulen ausgetauscht oder Filter entfernt und gereinigt werden, indem über Nacht im Denaturierungspuffer eingeweicht und mit Wasser gespült wird.

Wie in Schritt 3 gezeigt, kann die Vielfalt des MCPA-Instruments für die Reinigung mehrerer Proteine so effektiv wie eine einzige Probe genutzt werden. Das Ionenaustauschprotokoll kann an die Bedürfnisse des Experiments angepasst werden und sich an die Anzahl der verschiedenen Proben und die Anzahl der verwendeten Salzkonzentrationen anpassen. Wenn beispielsweise weniger als 12 Proben gleichzeitig gereinigt werden, würde dies eine beliebige Kombination aus dem Bewegen der Säulen nach jeder Elution innerhalb derselben Platte und / oder dem Austausch von Sammelplatten für jede Elution beinhalten. Wenn beispielsweise nur 4 Proteine parallel gereinigt wurden, können die Säulen über eine Sammelplatte bewegt werden, um Elutionen von bis zu 4 Salzkonzentrationen zu sammeln, bevor die Platten gewechselt werden. MCPA ist in der Lage, mit verschiedenen Harzen zu reinigen - Affinität und Ionenaustausch wurden bereits diskutiert, aber auch hydrophobe Interaktionschromatographie ist möglich und es gibt weiteres Potenzial für Immunaffinitätschromatographie¹². Obwohl sich diese Methode auf mehrere kleine Aufreinigungen konzentriert hat, kann die MCPA nur für eine einzige große Chromatographiesäule zur Reinigung aus mehreren Litern Bakterienkultur verwendet werden, ohne dass eine Probenpumpe oder ein teurer FPLC erforderlich ist.

Die Verwendung des MCPA für den Ionenaustausch mit hohem Durchsatz, wie besprochen, würde mehrere, bis zu 24 separate Sammelplatten erfordern. Dies könnte unpraktisch sein und viel Platz auf einer Standard-Laborbank und ein erhöhtes Risiko für menschliches Versagen erfordern. Darüber hinaus kann die Messung der Proteinabsorption von Elutionen aus 24 verschiedenen Proben eine Herausforderung darstellen. In dieser Situation wäre eine Mehrkanalpipette von Vorteil und würde den Transfer mehrerer Proben schneller und einfacher machen. Für kleine Volumina sollten Sie die Verwendung einer LVis-Platte (BMG) mit 16 Mikrotropfen in Betracht ziehen, da sie die Messung der Konzentrationen direkt ermöglicht, ohne dass andere Reagenzien wie das Bradford-Assay-Reagenz verwendet werden müssen.

Während die Verwendung einer Vakuumpumpe eine 3x schnellere Reinigungsgeschwindigkeit ermöglicht als das, was mit nur Schwerkraft¹⁰erreicht wird, ohne die Integrität des Harzes zu beeinträchtigen, führt dies zu einigen anderen Problemen. Um die Festigkeit des Vakuums während der Reinigung aufrechtzuerhalten, müssen beispielsweise alle Säulen mit einem 10-ml-Spritzenkolben blockiert werden, der vor dem Einsetzen der mit Harz verpackten Säule herausgenommen werden muss. Das Herausnehmen der Kolben nacheinander ist ebenfalls ein rechtzeitiger Prozess und der Widerstand des Vakuums kann es schwierig machen, sie aus der Säule zu entfernen.

Details zu einer IEX-Aufreinigung mit mehreren Proteinen unter Verwendung des MCPA sind im Protokoll angegeben. Diese Methode mit höherem Durchsatz ist zeiteffizient und kontrollierbar, alle Parameter für jede Reinigung können vom Benutzer manipuliert werden. In den meisten Labors der Proteinbiochemie, einschließlich der Industrie, ist die schnelle Proteinflüssigkeitschromatographie jedoch die bevorzugte Methode der Proteinreinigung, die in Bezug auf Durchsatz, Reproduzierbarkeit und Methodentransfer und Robustheit überlegen ist. Diese Systeme wie der Protein Maker von Protein Biosolutions und das AktA FPLC Biomolekülreinigungssystem können das Reinigungsengpassproblem mit großem Erfolg lindern. Obwohl diese Systeme überlegene Ergebnisse erzielen, ist die Trennung, die wir mit dem MCPA-System sehen, immer noch gut genug, um hochreines Protein zu erhalten. Interessanterweise verwendet unser Labor auch den AKTA Start FPLC, um Ionenaustauschchromatographie durchzuführen, und obwohl die Auflösung bei einem linearen Gradienten, der mit dieser Maschine kompatibel ist, höher sein kann, ist es deutlich zeitaufwendiger, mehrere Proben auszuführen, und es ist viel schwieriger, unerfahrene Studenten auf diesem System zu trainieren.

Es gibt weitere deutlich günstigere plattenbasierte Reinigungsalternativen. Zum Beispiel verkaufen GE Healthcare Life Sciences (jetzt Cytiva) und Sigma Aldrich vorverpackte 96-Well-Filterplatten und -Kartuschen mit spezifischen Reinigungsharzen. Diese Filterplatten bieten eine kleine Hochdurchsatzreinigung, aber nur eine Reinigung im Mikrogramm-Ausbeutebereich. Darüber hinaus verwendet der QIAvac 24 Plus von QIAGEN Spinsäulen unter Vakuum, ist jedoch nicht praktikabel, um Durchfluss durch oder Waschen zu sammeln.

Das flexible Design des MCPA ermöglicht eine parallele Proteinreinigung, obwohl das manuelle Bewegen von Säulen und Platten mit der MCPA-Methode im Vergleich zu Standard-FPLC-Systemen möglicherweise menschliche Fehler erhöht. Das manuelle Laden der Proben auf Säulen ist jedoch für unerfahrene Benutzer zuverlässiger als das Laden von Proben auf Säulen mit Standard-FPLCs, wo Fehler leichter gemacht werden können, da Ventile und Pumpen gewechselt werden müssen, die eine umfangreichere Schulung erfordern. Es ist klar, dass vollautomatische Systeme zur Proteinreinigung besser geeignet sind als das MCPA für Reinigungsgruppen in Industrie und akademischen Labors, die routinemäßig an der Reinigung arbeiten. Für kleine Labore, die sich die teure Ausstattung und Instandhaltung nicht leisten können und auf umfangreiche Schulungen verzichten oder nur gelegentlich an der Proteinreinigung arbeiten wollen, bietet das MCPA jedoch ein effektives Alternativsystem, das dennoch eine gute Trennung erzielt und kostengünstig und einfach einzurichten ist.

Das MCPA besteht aus einer einfachen und kostengünstigen Instrumentierung, die es ermöglicht, mehrere Säulen für die gleichzeitige parallele Reinigung zu grenzflächen, um Milligrammmengen an Proteinen zu produzieren. Darüber hinaus ermöglicht diese Technik eine Modularität der einzelnen Säulen, die den Durchsatz erhöht. Dies ist einzigartig bei dieser Methode und kann mit aktuellen plattenbasierten Reinigungskits nicht erreicht werden.

Die Proteinreinigung wird für die Untersuchung und Charakterisierung von Proteinen und die Entwicklung von Therapeutika unerlässlich bleiben. Biophysikalische Techniken wie NMR und Proteinkristallographie basieren auf Milligrammmengen an reinem Protein, daher müssen die aktuellen Expressions- und Reinigungssysteme weiterentwickelt werden, um die Kosten und die Zeit für das Erreichen dieser^2,13,14zu verbessern. Wie bereits erwähnt, haben automatisierte Reinigungssysteme viele Vorteile gegenüber unautomatisierten Methoden, bleiben jedoch für kleinere Labore, die teure Instrumentierung und Schulung erfordern, zu teuer. Der MCPA ist mit Startkosten von 45¹⁰US$Dollar erheblich billiger. Darüber hinaus benötigt dieses MCPA keine umfangreiche Schulung oder kontinuierliche Wartung und sollten Probleme auftreten, können diese leicht gelöst werden. Korrosive Puffer wie die für die Ni-NTA verwendeten Denaturierungspuffer können Reinigungssysteme korrodieren, wenn sie nicht ordnungsgemäß gereinigt werden. Das flexible Design des MCPA ermöglicht jedoch eine schnelle Reinigung, Reparatur und bei Bedarf den Wechsel der Fächer. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das MCPA eine effektive Proteinreinigung mit höherem Durchsatz für kleinere Labore ermöglichen wird, bis erschwinglichere automatisierte Systeme etabliert sind¹⁰.

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die in dieser Publikation berichtete Forschung wurde durch einen Institutional Development Award (IDeA) des National Institute of General Medical Sciences der National Institutes of Health unter der Fördernummer P20GM103451 und einen internen Forschungsstipendium der University of Liverpool unterstützt.