Bu eser Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı Çin tarafından (Grant No 31400936, 31460260) destek verdi ve doğal Bilim Vakfı, Jiangxi eyaletinin Çin (20171BAB215020). Biz de Nanchang üniversite ve Queen Mary University of London arasındaki ortak program bu eser destek için teşekkür ederiz.

Tüm yöntem tanımlamak burada hayvan bakım ve kullanım Komitesi Nanchang Üniversitesi tarafından onaylanmıştır.
1. montaj malzemeleri ve Microtome bağlanmak
<ol><li>Parametre (ek Şekil 1) gereksinimleri başına tasarım.</li>
	<li>Akrilik panoları üretimi için yerel bir fabrika için parametre gönderin.</li>
	<li>Tüm parçaları sırayla birleştirin: kloroform 7 ticari akrilik panoları bir tanka bir bölüm kanal ve su ile banyo (Şekil 1) birleştirmek için kullanın. Dikkat: ışık ve oksijen karşılaştığında kloroform toksik maddeler üretir. Cihaz bir duman başlıklı bir araya getirin.</li>
	<li>Borulu elektrikli ısıtma elemanı delikten akrilik Kurulu #1 (Şekil 2A, ok ucu) yükleyin.</li>
	<li>Sıcaklık denetleyicisi yüklemek için küçük bir delik bir elektrikli matkap kullanarak #2 akrilik tahtada oluşturmak ve sıcaklık dedektörü (Şekil 2A, ok) yükleyin. Bir dijital termostat tank (Şekil 2A) yükleyin. Not: Sıcaklık dedektörü su yüzeyinin altında 1 cm olmalıdır.</li>
	<li>Güç erişim sağlamak için gerilim altında 24 V ekipman açmadan önce ayarlayın.</li>
	<li>Microtome bölümü atık tepsisini çıkarın.</li>
	<li>Bölümleri kanal tarafsız silikon dolgu macunu (Şekil 2B) ile microtome bıçak sahibi ile bağlantı. Not: eski bıçak kolayca değiştirilir, böylece herhangi bir nötr silikon dolgu macunu bıçağın üstündeki yukarıda smear değil.</li>
	<li>Kloroform ve tarafsız silikon dolgu macunu zaman kuvvetlendirmek için izin vermek için bir gecede kuru.</li>
	<li>Bıçak bıçak sahibine yükleyin. Su su banyosu (Şekil 2C) dökün. Su yüzeyinin sadece bıçak (Şekil 2B, ok başı) üstündeki dokunmatik gerekir.</li>
</ol>2. parafin kesit
Not: Enkaz kez üst veya alt kenarlarını mum blok ve su yüzeyi üzerinde birikir. Bu enkaz düzenli olarak temizlenmiş olmalıdır.
<ol><li>
Geleneksel parafin10kesit gerçekleştirin.
	<ol>
<li>Parafin gömülü numune üzerinde döner microtome kelepçe ve bıçak bıçak tutucu içinde yerleştirin.</li>
		<li>Çark açmak ve örnek bölüm.</li>
		<li>Parafin kesitli şerit 38,5 ° C sıcak su banyosu için transfer.</li>
		<li>Bölümler mikroskop üzerine su yüzeyinden unfolding sonra slayt alın.</li>
		<li>Slayt 42 ° c fırında gecede kuru.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Geliştirilmiş parafin (Şekil 3) kesit
	<ol>
<li>Ekipman açın.</li>
		<li>Kalorifer sıcaklık algılama anahtarı ile açın ve hedef sıcaklık 40.0 ° c önceden sıcak su 1 h için 38,0 ° C arasında ayarlayın.</li>
		<li>Parafin katıştırma tarafından alınan parafin blok değiştirmek; sonra parafin blok microtome'nın kaset kelepçe üzerinde yerleştirin ve kilitle. Not: Parafin blok üst ve AST sınırları bir ark şekillendirme ve dar bölümleri kanalı ile akış yapamaz hale bölüm şerit önlemek için yatay olarak değiştirilmesi gerekir.</li>
		<li>Hızlı bir şekilde örnek kesme kalın bölümler tarafından yaklaşım.</li>
		<li>Uygun bölümü kalınlığı (10 µm yetişkin fare beyni, Yetişkin fare böbrekler ve embriyo fare beyni, zebra balığı gözler için 4 µm) için ayarlayın. Çark açmak ve bölümleri kanal ve banyo bölümleri otomatik olarak girer.</li>
		<li>Numune yavaş ve düzgün kesme Darbedeki (Şekil 3A) bölüm. Not: çark birkaç dakika durdu sonra değiştirilmiş ilk bölümünün Thethickness. Bölümleri üst üste çizik olduğunda tek kullanımlık bıçaklar değiştirilmelidir.</li>
		<li>Bölümleri bir satırda (Şekil 3B, 3 C) yüzmek için banyo odası deliklere. Not: baş kısmındaki odası duvara yapışır, yüzen tutmak için bir fırça kılavuzu kullanın.</li>
		<li>Bölümler mikroskop slayta uygun. Bölümlerden sonra tamamen su banyosunda ayrı birkaç bölüm cımbız ile açılmak. O zaman Seç onları--dan mikroskop slayta (şekil 3D) su banyosu. Not: Bu bölüm kanal ve su banyosu ön henüz tam olarak gelişeceğini olmayacak gibi bölümler su banyosu, arka çekilmesi gereken.</li>
		<li>Slaytları gecede 42 ° C fırında yerleştirerek kuru. Slaytları sonra oda sıcaklığında süresiz olarak depolanabilir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Hematoksilen-eozin (HE) geliştirilmiş Yöntem8değerlendirilmesi uğruna boyama kullanın.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLARITY+for+mapping+the+nervous+system.">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).</li><li>Fujita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+neuron+differentiation+in+the+central+nervous+system+by+tritiated+thymidine+autoradiography.">Analysis of neuron differentiation in the central nervous system by tritiated thymidine autoradiography.</a> Journal of Comparative Neurology. 122 (3), 311-327 (1964).</li><li>Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+printing:+Computer-aided+jet-based+3D+tissue+engineering.">Organ printing: Computer-aided jet-based 3D tissue engineering.</a> Trends in Biotechnology. 21 (4), 157-161 (2003).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryosectioning+tissues.">Cryosectioning tissues.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 3 (8), (2008).</li><li>Viebahn, C., Luttenberg, H. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+anti-roll+plate+as+a+remedy+for+the+ill-effects+of+electrical+charge+during+cryosectioning.">A modified anti-roll plate as a remedy for the ill-effects of electrical charge during cryosectioning.</a> Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 37 (7), 1157-1160 (1989).</li><li>Onozato, M. L., Hammond, S., Merren, M., Yagi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+completely+automated+tissue-sectioning+machine+for+paraffin+blocks.">Evaluation of a completely automated tissue-sectioning machine for paraffin blocks.</a> Journal of Clinical Pathology. 66 (2), 151-154 (2013).</li><li>Sabaliauskas, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+zebrafish+histology.">High-throughput zebrafish histology.</a> Methods. 39 (3), 246-254 (2006).</li><li>Chen, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid-Cut:+An+Improved+Sectioning+Method+for+Recalcitrant+Plant+Tissue+Samples.">Hybrid-Cut: An Improved Sectioning Method for Recalcitrant Plant Tissue Samples.</a> Journal of Visualized Experiments. (117), e54754 (2016).</li><li>Kucherenko, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraffin-Embedded+and+Frozen+Sections+of+Drosophila+Adult+Muscles.">Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles.</a> Journal of Visualized Experiments. (46), e2438 (2010).</li><li>Cornell, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraffin+Embedding+and+Thin+Sectioning+of+Microbial+Colony+Biofilms+for+Microscopic+Analysis.">Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis.</a> Journal of Visualized Experiments. (133), e57196 (2018).</li><li>Whiteland, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistochemical+detection+of+T-cell+subsets+and+other+leukocytes+in+paraffin-embedded+rat+and+mouse+tissues+with+monoclonal+antibodies.">Immunohistochemical detection of T-cell subsets and other leukocytes in paraffin-embedded rat and mouse tissues with monoclonal antibodies.</a> Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 43 (3), 313-320 (1995).</li><li>Tucker, D. K., Foley, J. F., Bouknight, S. A., Fenton, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sectioning+Mammary+Gland+Whole+Mounts+for+Lesion+Identification.">Sectioning Mammary Gland Whole Mounts for Lesion Identification.</a> Journal of Visualized Experiments. (125), e55796 (2017).</li><li>Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Analysis+and+Characterization+of+Atherosclerotic+Lesions+in+the+Murine+Aortic+Sinus.">Quantitative Analysis and Characterization of Atherosclerotic Lesions in the Murine Aortic Sinus.</a> Journal of Visualized Experiments. (82), e50933 (2013).</li><li>Lau, S. K., Chu, P. G., Weiss, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD163:+A+specific+marker+of+macrophages+in+paraffin-embedded+tissue+samples.">CD163: A specific marker of macrophages in paraffin-embedded tissue samples.</a> American Journal of Clinical Pathology. 122 (5), 794-801 (2004).</li><li>Campbell-Thompson, M. L., Heiple, T., Montgomery, E., Zhang, L., Schneider, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Staining+Protocols+for+Human+Pancreatic+Islets.">Staining Protocols for Human Pancreatic Islets.</a> Journal of Visualized Experiments. (63), e4068 (2012).</li></ol>

Yazarlar bu aygıt üzerinde bir patente sahip ve hiçbir rakip ilgi bildirin.

Parafin bölüm morfoloji artırmak ve geleneksel parafin kesit sırasında harcanan zaman sorunu çözmek için biz bir geliştirilmiş parafin kesme ve unfolding birleştirir yöntemi kesit oluşturdu. Bu geliştirilmiş Yöntem bir bölüm kanal, bir su banyosu ve sıcaklık algılama anahtarı ile bir ısıtıcı oluşmaktadır basit ekipman kullanır. Bölüm şerit bölüm kanal üzerinden su banyosu girer ve otomatik olarak kesme sırasında yaşanıyor. Bu nedenle, bu yöntem kalite ve verimlilik, Yetişkin fare hipokampus, Yetişkin fare böbrekler, E15.5 fare beyni ve yetişkin zebra balığı gözleri parafin kesit tarafından doğrulandı kesit parafin geliştirir.
Kesit geleneksel parafin sırasında curling bölüm önlemek için birçok ayarlamalar, doku yüzey nemlendirme, balmumu bloğu soğutma, nem oranı artan ve cryosectioning6,7birleştirme gibi yapılmış olan, 8; Ancak, bu ayarlar parafin kesit daha sıkıcı yapın. Sıvı su üzerinde dayanır bir ticari bölümüne transfer sistemi daha başarılı olmuştur. Bu sistem bölümü su yüzeyinin hemen kesmek sonra bağlantı kurar ve elektrik motoru tahrik su akışı bölümleri bıçak sahibinden daha düşük sıcak su banyosu9' a aktarır. Onun mekanizma nedeniyle kesit geliştirilmiş bölüm kalitesinin statik elektrik inhibe etmez. Bu sistem bölümleri bıçak sahibinden su banyosu için el ile aktarma önler, Ayrıca, kolayca zarar hassas bölümler, bu aynı zamanda yüksek kaliteli ince kesitler elde yardımcı olur.
Bizim geliştirilmiş yöntem ile ticari bölümüne transfer sistemi bazı avantajları ile deneyimi üzerinde basit ekipman çizer. İlk olarak, hangi bölgeleri geliştirme laboratuvarları bu yöntemde halka sevdirmek ve ticari bölümüne transfer sistemi tamamlayıcı daha ucuz, cihazıdır. İkinci olarak, ekipman suda statiktir ve asla daha ince kesitler elde edinerek kesitler, rahatsız ediyor. Arka arkaya 2 µm kalınlık gelişmiş yöntemi kullanarak gözünde zebra balığı kesitli ve yüksek kalitede alınan bölümler vardı. Üçüncü olarak, daha büyük bir su banyosu tank açılmak ve aynı anda, iki işleç işbirliği yapmaya izin float için en az 40 bölümleri verir equipment, kullanılır. Bir kişi sürekli doku numune kesebilir ve diğer doğrudan bölümleri balık tutabiliriz. Bu bölümler için açılmak beklerken zamanı azaltır. Bir tek tip kesme darbesiyle ardışık kesme de bölüm kalitesini artırır.
Basit ekipmanlarımız görünümünü ve yapısını iyileştirme gerektirir. Örneğin, güç, bir ısıtıcı ve sıcaklık denetleyicisi gibi bileşenleri bu cihaz daha ayrılmaz ve taşınabilir yapmak için entegre edilebilir. Ayrıca, ticari döner microtomes farklı boyutları vardır. Diğer microtomes için bağlanmak için açı ve yüksekliği bu cihazın ayarlanmalıdır. Diğer moleküler teknikleri ile kombine parafin kesit Nörobiyoloji, doku Morfoloji ve diğer araştırma alanları11,12,13yaygın olarak kullanılır. Büyük olasılıkla, bu yöntem klinik muayene verimliliği14,15 ve diğer biyolojik örnekler burada kullanılan üç doku türlerinin ötesinde artırabilirsiniz.

Morfolojik biyolojik araştırmada önemli bir çalışmadır. Yeni teknoloji hedeflerine doğrudan doğruya--dan tüm doku veya organizmalar1,2,3ince bölüme, numune kesme, boyama tarafından takip gözlemlemek araştırmacılar sağladı rağmen birincil kalır yöntemi fornot tek doku morfoloji aynı zamanda protein dokuda doğrudan hedefleme. Işık mikroskobu üç bölüm türlerini kullanır: Parafin, dondurulmuş ve semithin. Cryosectioning doku antigenicity korumak için ortak ve numune hazırlama basittir, tutulan doku morfoloji yoksul ve ince parça4,5için uygun olsa da. Parafin kesit iyi korunmuş morfoloji sergilenmesi için en sık kullanılan yöntemdir. Numuneler tamamen susuz ve balmumu içinde gömülü olarak, parafin blok süresiz olarak saklanır. Buna ek olarak, parafin kesit biyolojik sonda erişimi daha fazla deneylerde geliştirmek ve hücre katmanı bindirme Z yönünde azaltmak ince kesitler üretir.
Ancak, geleneksel parafin kesit sıkıcı ve Operatör beceri gerektirir. Parafin kesitler fiksasyon, dehidratasyon, gömme, kesme ve yüzen tabi. Önemlisi, Bölüm şeritler bıçaklıklı su banyosu aktarma gerekli ama zor junior operatörleri için. Özellikle kuru hava, Bölüm şeritler statik elektrik nedeniyle kandıracak ve sıcak su yüzeyine açılmak zordur. Bölüm geliştirmek için kalite maruz doku yüzeyi arasında microtome bıçak geçer, onları buzlu suda çeker veya nem microtome yakınındaki bir nemlendirici ile yükselterek mum blok soğutma nemlendirme,6,7 tavsiye edilir . Parafin kesit geliştirmek için yeni yöntemler hibrid parafin katıştırma, cryosectioning8ve ticari bölüm transfer sistemi Yardım9içerir. Her ne kadar bu yöntemler kısmen parafin geliştirmek hız ve kalite, kesit kesit çok daha ağır yapmak ve ticari bölüm aktarma sistemleri pahalıdır.
Bu protokol için bir döner microtome blade sahibine bağlı basit, ucuz ve esnek ekipman adım adım oluşturmak nasıl gösterir. Bu cihaz bir bölüm kanal, bir su banyosu ve bir ısıtıcı bir sıcaklık algılama anahtarı ile oluşur. Kesme sonra bölümleri düzinelerce bölüm kanal akışı ve böylece otomatik olarak elinde tutmasına doğrudan, su banyosu girin. Bu parafin kesit verimliliğini artırır ve bu teknoloji daha uygun hale getirir. Bu yöntem, daha yetişkin fare hipokampal bölümleri, Yetişkin fare böbrek bölümler, embriyonik 15.5 bayat (E15.5) fare beyin bölümleri ve bölümler daha kısa sürede hasat ve morfolojik daha sağlam kaldı yetişkin zebra balığı göz kullanarak. Bu yöntem, Bölüm ayrım kaybı kaçınırken hızlandırılmış parafin kesit gerektiren diğer doku örnekleri için de kullanılabilir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Boekel Scientific</td>
			<td>133000-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol&#160;</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene&#160;</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td>
			<td>1330-20-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraplast</td>
			<td>Leica</td>
			<td>39601006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heated Paraffin Embedding Module</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commercial acrylic board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloromethane</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td>
			<td>67-66-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubular electric heating element(12V 200W)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller(12v 120w)</td>
			<td>Mingsuo</td>
			<td>XH-W3002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotary microtome&#160;</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral silicone sealant</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Link the water channel with the microtome knife holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Voltage transformer</td>
			<td>Dearll</td>
			<td>S-250-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable blade</td>
			<td>Accu-Edge</td>
			<td>4689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin</td>
			<td>Baso Diagnostics Inc.</td>
			<td>BA-4025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin&#160;</td>
			<td>Baso Diagnostics Inc.</td>
			<td>BA-4025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microslide</td>
			<td>Sail Brand</td>
			<td>7105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral balsam</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td>
			<td>10004160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip&#160;</td>
			<td>Citoglas</td>
			<td>10212424C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric acid</td>
			<td>Xilong Chemical</td>
			<td>7647-01-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water bath for paraffin sections</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HistoCore Arcadia C&#160;- Cold Plate</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraffin repellent spray&#160;</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>9990420</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the cutting and floating method for paraffin-embedded tissue for sectioning

Parafin gömülü dokusunun kesit Histoloji ve patoloji yaygın olarak kullanılır. Ancak, yorucu olabilir. Bu yöntem geliştirmek için çeşitli ticari şirketler karmaşık bölümüne transfer sistemleri sıvı su kullanarak tasarladılar. Bu teknoloji basitleştirmek için kesme ve basit bir termostatik odası içinde yüzen bir araya getiren ev yapımı donanımları kullanarak basit bir yöntem oluşturdu; Bu nedenle, bölümleri otomatik olarak su yüzeyine su banyosu girin. Hippocampus yetişkin fare beyni, Yetişkin fare böbrekler, embriyonik fare beyni ve yetişkin zebra balığı gözleri kesin karşılaştırma için geleneksel parafin kesit ve sunulan yöntem kullanarak. İstatistiksel analiz bizim geliştirilmiş Yöntem kurtarmak zaman ve yüksek kalite bölümleri üretilen gösterir. Buna ek olarak, kısa bir süre içinde bütün bir örnek parafin kesit junior operatörleri için kolaydır.

Geliştirilmiş Yöntem sağlam parafin bölümleri sayısı arttı. Yetişkin fare hipokampal doku, Yetişkin fare böbrekler, embriyonik fare beyni ve zebra balığı gözleri bu yeni yöntem test ettik. Su tankı için eklendi ve su sıcaklığı 38,0 ° C ile 40.0 ° c arasında devam edildi Bir seri olarak doku örnekleri hazırladıktan sonra onlar kesitli ve geleneksel kesit için karşılaştırıldığında. Yeni Yöntem bölümü kaybı kaçınılması ve yetişkin fare hipokampus, Yetişkin fare böbrekler, E15.5 fare beyin ve yetişkin zebra balığı gözler (Şekil 4A4 C, 4E, 4 G) olduğu gibi bölümlerde oranı arttı. Sonuç olarak, bizim Yöntem kesit bölüm kaybını önleme ve numune başına daha fazla olduğu gibi bölümler hasat tarafından geliştirilmiş.
Geliştirilmiş yöntem örnek harcanan zaman azaldı. Geleneksel yöntem ve bizim geliştirilmiş Yöntem arasında geçen süre karşılaştırarak, biz bütün serisi (ilk bölümünden bir organ son bölümüne) kesit yetişkin fare hipokampus, Yetişkin fare böbrekler, E15.5 fare beyni ve yetişkin üzerinde gerçekleştirilen zebra balığı gözler. Sonuç geliştirilmiş Yöntem hız tüm test örneklerinde (4B rakam4 D, 4F, 4 H) kesit parafin hızlandırılmış öneririz. Genel olarak, bizim yöntem daha hızlı yüksek kalitede parafin kesit için izin.
Zebra balığı optik retina bölümlerini serisi gözlenen H ve E boyama. Zebra balığı retina optik disk parçası serisi kesit için geliştirilmiş yönteminden hasat bölümler daha iyi daha iyi bütünlüğü yöntemi (Şekil 5A, 5B) kesit geleneksel parafin gelen bu. En hasat bölümler (Şekil 5C, 5 D) kalitesi ile ilgili olarak bu iki yöntem arasında anlamlı bir fark vardı. Zaman zaman, bölümler geleneksel yönteminden hasat kalitesi nispeten düşük (Şekil 5E, 5F).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58288/58288fig1.jpg"> Şekil 1: 7 ticari akrilik panoları bir tanka montaj işlemi. (A)7 akrilik kurulların genel görünümü. (B-G) # 1 kartına tanktan kuruluna #7 kademeli Meclisi. (H) derleme sonra ana tank. (I) genel tank boyutu; tank yüzeyinde koruyucu membran daha fazla yükleme için kaldırıldı. L = 400 mm, L' 220 mm, H = 122 mm, W = 200 mm. = <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/58288fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58288/58288fig2.jpg"> Şekil 2: uygun monte cihazları kullanıma hazır. (A) olduğu gibi ekipman sonra döner microtome bağlı olmak. Ok göstergesi, sıcaklık dedektörü küçük delikten elektrikli matkap tarafından yüklenir. Ok başı, ısıtıcı (borulu elektrikli ısıtma elemanı) kurulu #1 delik aracılığıyla yüklenir. (B) bir, özellik microtome bıçak tutucu ve bölümleri kanal arasındaki bağlantının kesik güçlendirilmiş alanında. Ok başı, bıçak tutucu ve bölümleri kanal tarafsız silikon dolgu macunu ile bağlanır. (C) su ile B aynı döktü ve blade yüklü. (D) C. ok başı kesik alanında yan görünüm, su yüzeyi olduğunu yakın bıçak kenarı. VT: gerilim trafo; WB: su banyosu; DT: dijital termostat; B: bıçak; BH: bıçak tutucu; SC: bölümleri kanal. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/58288fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58288/58288fig3.jpg"> Şekil 3: işlem kesit geliştirilmiş parafin. Sol alt köşede bulunan rakamlar sırasıyla A-D güçlendirilmiş kesikli alanlarında vardır. Ok endikasyonları, ilk bölümü. (, A') Bölüm bölümler kanal hemen ve doğrudan sonra kesme girer. (B, B') Bölümler şerit bölümleri kanal ve su banyosu sınırı geçerse. (C, C') Bu bölümleri su banyosu arka için yüzer ve tamamen gelişeceğini. (D, D') Ne zaman onlar su banyosu arka ulaşmak ve tam olarak gelişeceğini bölümleri mikroskop slayt tarafından are seçmek yukarıya. SC: bölümleri Kanal; WB, su banyosu. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/58288fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58288/58288fig4.jpg"> Şekil 4: verim ve verim oranı önemli ölçüde bütün dizi bölümleri için geliştirilmiş parça Yöntem geliştirilmiş. Verim oranı tüm kesme bölümleri olduğu gibi bölümlerde oranda egale etti. Veri gösterilen ortalama ± SEM ve aynı operatörü tarafından satın aldı. (A, C, E, G) Geliştirilmiş Yöntem engelledi yetişkin fare hipokampüs bölümünde kaybı (91.04 ± %1.429 N = 3, vs 97.63 ± %0.4864 N = 3, p 0.0120 =), Yetişkin fare böbrekler (92.30 ± %0.5689 N = 3, vs 95,99 ± %0.7055 N = 3, p 0.0153 =), E15.5 fare beyin (90.67 %1.549 ±, N = 3 vs %97.01 ± 0.2816, N = 3, p 0.0158 =) ve yetişkin zebra balığı gözler (91.27 ± %0.9734 N 4 vs 96.32 ± %0.7217 N = 4, p = 0.0059 =). (B, D, F, H) Geliştirilmiş Yöntem kaydedilen zaman karşılaştırıldığında yetişkin fare hipokampus için geleneksel yöntemi ile (126,0 ± 3.606 min vs 79.67 ± 1.856 min, N = 3, p = 0,0003), Yetişkin fare böbrekler (66.67 ± 1,764 min vs 41.33 ± 2,186 min, N = 3, p 0.0008 =), E15.5 fare br Ain (99.67 ± 3.480 min vs 52.33 ± 4.333 min, N = 3, p 0.0010 =) ve yetişkin zebra balığı gözler (48.00 ± 2,160 min vs 30,75 ± 1.797 min, N = 4, p 0.0009 =). * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0.005. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/58288fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58288/58288fig5.jpg"> Şekil 5: H ve E gözleri geleneksel yöntemlerle elde ve parafin kesit geliştirilmiş zebra balığı aynı operatör tarafından optik disk bölümünün bütün Serisi Bölüm boyama karşılaştırılır. (A)geleneksel parafin (21 Bölüm) kesit. (B) geliştirilmiş parça (24 bölümleri) alkol. (C) A6 kesikli alanı. (D) B7 kesikli alanı. (E) A17 kesikli alanı. (F) B19 virüsü ile ilişkisi kesik alanı. Yıldız, nispeten düşük kaliteli bölümlerle. Ok uçları, optik disk; Okları, Retina dokularının şiddetli gözyaşı. Ölçek çubuğu = 200 µm (A ve B); Ölçek çubuğu 50 µm (C, D, E, F) =. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/58288fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
Ek Şekil 1: Boyut parametreleri 7 ticari akrilik kurulların. İlgili yönetim kurulu kenar uzunluğunu temsil eder. Birimleri: mm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58288/supplementary_figure.AI">bu dosyayı indirmek için buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning at JoVE.com

The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning

Kesme ve kesit için doku parafin gömülü için yüzen yöntemi

Burada, parafin kesit geliştirmek için bir protokol mevcut. Bu yöntem kesme ve geleneksel yöntemle gerekli aktarım işlemi önlemek için basit bir termostatik odası kullanarak yüzen birleştirir. Sonuç olarak, verimliliği ve bozulmamış parafin bölüm sayısı büyük ölçüde düzeldi.

Sectioning of the paraffin-embedded tissue is widely used in histology and pathology. However, it is tedious. To improve this method, several commercial ...

the-cutting-floating-method-for-paraffin-embedded-tissue-for

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

18.2K Görüntüleme.  Nanchang University. Burada, parafin kesit geliştirmek için bir protokol mevcut. Bu yöntem kesme ve geleneksel yöntemle gerekli aktarım işlemi önlemek için basit bir termostatik odası kullanarak yüzen birleştirir. Sonuç olarak, verimliliği ve bozulmamış parafin bölüm sayısı büyük ölçüde düzeldi.

Video: The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning

Novel Apparatus and Method for Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction. Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in animal research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. For this study, we used a novel approach to studying drug reinforcement in rats by combining traditional CPP and self-administration methodologies. We assembled an apparatus using two Med Associate operant chambers, sensory stimuli, and a Plexiglas-constructed neutral zone. These modifications allowed our experiments to encompass motivational aspects of drug intake through self-administration and drug-free assessment of drug/cue conditioning strength with the CPP test. In our experiments, rats self-administered cocaine (0.75 mg/kg/inj, i.v.) during either four (e.g., the "short-term") or eight (e.g., the "long-term") alternating-day sessions in an operant environment containing distinctive sensory cues (e.g., olfactory and visual). On the alternate days, in the other (differently-cued) operant environment, saline was available for self-infusion (0.1 ml, i.v.). Twenty-four hours after the last self-administration/cue-pairing session, a CPP test was conducted. Consistent with typical CPP findings, there was a significant preference for the chamber associated with cocaine self-administration. In addition, in animals undergoing the long-term experiment, a significant positive correlation between CPP magnitude and the number of cocaine-reinforced lever responses. In conclusion, this apparatus and approach is time and cost effective, can be used to examine a wide array of topics pertaining to drug abuse, and provides more flexibility in experimental design than CPP or self-administration methods alone.

Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. In this report, we combined traditional CPP and self-administration methods as a novel approach to studying drug reinforcement and addiction in rats.

İlaç Takviye için yeni cihaz ve Yöntem

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction.  Operant drug ...

Nörobilim

Vibratome Sectioning for Enhanced Preservation of the Cytoarchitecture of the Mammalian Organ of Corti

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of this cellular mosaic often requires that the organ of Corti is cross-sectioned. In particular, the nonsensory pillar and Deiters' cells, whose nuclei are located basally with respect to the hair cells, cannot be visualized without cross-sectioning the organ of Corti. However, the delicate cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, including the fine cytoplasmic processes of the pillar and Deiters' cells, is difficult to preserve by routine histological procedures such as paraffin and cryo-sectioning, which are compatible with standard immunohistochemical staining techniques.
Here I describe a simple and robust procedure consisting of vibratome sectioning of the cochlea, immunohistochemical staining of these vibratome sections in whole mount, followed by confocal microscopy. This procedure has been used widely for immunhistochemical analysis of multiple organs, including the mouse limb bud, zebrafish gut, liver, pancreas, and heart (see 3-6 for selected examples). In addition, this procedure was sucessful for both imaging and quantitificaton of pillar cell number in mutant and control organs of Corti in both embryos and adult mice 7. This method, however, is currently not widely used to examine the mammalian organ of Corti. The potential for this procedure to both provide enhanced preservation of the fine cytoarchitecture of the adult organ of Corti and allow for quantification of various cell types is described.

A simple procedure of vibratome sectioning the organ of Corti, followed by immunohistochemistry and confocal microscopy is described. This procedure allows for improved preservation of the fine cytoarchitecture of the mammalian organ of Corti, and consequently allows for accurate quantification of cell types.

Corti Memeli Organ hücre mimarisini Gelişmiş Koruma için Vibratome Kesit

The mammalian organ of Corti is a highly ordered cellular mosaic of mechanosensory hair and nonsensory supporting cells (reviewed in 1,2).Visualization of ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Sıçan Santral Sinir Sistemi immunohistokimyasal Analizi ve Çevresel lenf nodu Doku Bölümler

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Utilizing 3D Printing Technology to Merge MRI with Histology: A Protocol for Brain Sectioning

Magnetic resonance imaging (MRI) allows for the delineation between normal and abnormal tissue on a macroscopic scale, sampling an entire tissue volume three-dimensionally. While MRI is an extremely sensitive tool for detecting tissue abnormalities, association of signal changes with an underlying pathological process is usually not straightforward. In the central nervous system, for example, inflammation, demyelination, axonal damage, gliosis, and neuronal death may all induce similar findings on MRI. As such, interpretation of MRI scans depends on the context, and radiological-histopathological correlation is therefore of the utmost importance. Unfortunately, traditional pathological sectioning of brain tissue is often imprecise and inconsistent, thus complicating the comparison between histology sections and MRI. This article presents novel methodology for accurately sectioning primate brain tissues and thus allowing precise matching between histology and MRI. The detailed protocol described in this article will assist investigators in applying this method, which relies on the creation of 3D printed brain slicers. Slightly modified, it can be easily implemented for brains of other species, including humans.

The overall goal of this protocol is to accurately align magnetic resonance imaging (MRI) image volumes with histology sections via the creation of customized 3D-printed brain holders and slicer boxes.

3D Baskı Teknolojisini kullanan Histoloji ile MRG Birleştirme: Beyin için Protokol Kesit

Magnetic resonance imaging (MRI) allows for the delineation between normal and abnormal tissue on a macroscopic scale, sampling an entire tissue volume ...

Sublimation of DAN Matrix for the Detection and Visualization of Gangliosides in Rat Brain Tissue for MALDI Imaging Mass Spectrometry

Sample preparation is key for optimal detection and visualization of analytes in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization (MALDI) Imaging Mass Spectrometry (IMS) experiments. Determining the appropriate protocol to follow throughout the sample preparation process can be difficult as each step must be optimized to comply with the unique characteristics of the analytes of interest. This process involves not only finding a compatible matrix that can desorb and ionize the molecules of interest efficiently, but also selecting the appropriate matrix deposition technique. For example, a wet matrix deposition technique, which entails dissolving a matrix in solvent, is superior for desorption of most proteins and peptides, whereas dry matrix deposition techniques are particularly effective for ionization of lipids. Sublimation has been reported as a highly efficient method of dry matrix deposition for the detection of lipids in tissue by MALDI IMS due to the homogeneity of matrix crystal deposition and minimal analyte delocalization as compared to many wet deposition methods 1,2. Broadly, it involves placing a sample and powdered matrix in a vacuum-sealed chamber with the samples pressed against a cold surface. The apparatus is then lowered into a heated bath (sand or oil), resulting in sublimation of the powdered matrix onto the cooled tissue sample surface. Here we describe a sublimation protocol using 1,5-diaminonaphthalene (DAN) matrix for the detection and visualization of gangliosides in the rat brain using MALDI IMS.

A protocol for the sublimation of DAN matrix onto rat brain tissue for the detection of gangliosides using MALDI Imaging Mass Spectrometry is presented.

MALDI Görüntüleme Kütle Spektrometre Rat Beyin Dokusu içinde gangliositler Saptanmasında ve Görselleştirme DAN Matrix Sublime

Sample preparation is key for optimal detection and visualization of analytes in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization (MALDI) Imaging Mass ...

Prolonged Incubation of Acute Neuronal Tissue for Electrophysiology and Calcium-imaging

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the experimental time, and increases the number of animals that are utilized per study. This limitation specifically impacts protocols such as calcium imaging that require prolonged pre-incubation with bath-applied dyes. Exponential bacterial growth within 3 - 4 h after slicing is tightly correlated with a decrease in tissue health. This study describes a method for&#160;limiting the proliferation of bacteria in acute preparations to maintain viable neuronal tissue for prolonged periods of time (&#62;24 h) without the need for antibiotics, sterile procedures, or tissue culture media containing growth factors. By cycling the extracellular fluid through UV irradiation and keeping the tissue in a custom holding chamber at 15 - 16 &#176;C, the tissue shows no difference in electrophysiological properties, or calcium signaling through intracellular calcium dyes at &#62;24 h postdissection. These methods will not only extend experimental time for those using acute neuronal tissue, but will reduce the number of animals required to complete experimental goals, and will set a gold standard for acute neuronal tissue incubation.

Once removed from the body, neuronal tissue is greatly affected by environmental conditions, leading to eventual degradation of the tissue after 6 - 8 h. Using a unique incubation method, which closely monitors and regulates the extracellular environment of the tissue, tissue viability can be significantly extended for &#62;24 h.

Elektrofizyoloji ve Kalsiyum-görüntüleme için akut nöronal Doku Uzamış İnkübasyon

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

Tam Hücreli Gerilim Kelepçesi Kayıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</emPhotoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Targeting Alpha Synuclein Aggregates in Cutaneous Peripheral Nerve Fibers by Free-floating Immunofluorescence Assay

To date, for most neurodegenerative diseases only a post-mortem histopathological definitive diagnosis is available. For Parkinson&#39;s disease (PD), the diagnosis still relies only on clinical signs of motor involvement that appear later on in the disease course, when most of the dopaminergic neurons are already lost. Hence, there is a strong need for a biomarker that can identify patients at the beginning of disease or at the risk of developing it. Over the last few years, skin biopsy has proved to be an excellent research and diagnostic tool for peripheral nerve diseases such as small fiber neuropathy. Interestingly, a small fiber neuropathy and alpha synuclein (&#945;Syn) neural deposits have been shown by skin biopsy in PD patients. Indeed, skin biopsy has the great advantage of being an easily accessible, minimally invasive and painless procedure that allows the analysis of peripheral nervous tissue prone to the pathology. Moreover, the possibility of repeating the skin biopsy in the course of the follow-up of the same patient allows studying the longitudinal correlation with the disease progression. We set up a standardized reliable protocol to investigate the presence of &#945;Syn aggregates in skin nerve fibers of the PD patient. This protocol involves few short fixation steps, a cryotome sectioning and then a free-floating immunofluorescence double-staining with two specific antibodies: anti Protein Gene Product 9.5 (PGP9.5) to mark the cutaneous nerve fibers and anti 5G4 for detecting &#945;Syn aggregates. It is a versatile, sensitive and easy to perform protocol that can also be applied for targeting other proteins of interest in skin nerves. The ability to mark &#945;Syn aggregates is another step forward to the use of skin biopsy as a tool for establishing a pre-mortem histopathological diagnosis of PD.

Here, we present a protocol for a free-floating indirect immunofluorescence assay on skin biopsy sections that allows for the identification of disease specific conformation variants of alpha synuclein involved in Parkinson disease and multiple proteins of the peripheral nervous system.

Serbest yüzen Immünofluorescence tahlil ile kutanöz periferik sinir lifleri Alfa Synuclein toplamları hedefleme

To date, for most neurodegenerative diseases only a post-mortem histopathological definitive diagnosis is available. For Parkinson&#39;s disease (PD), the ...

A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered tissue samples. Traditional immunolabeling procedures require cutting the sample into thin sections, which restricts the ability to label and examine intact structures. However, if brain tissue can remain intact during processing, structures and circuits can remain intact for the analysis. Previously established clearing methods take significant time to completely clear the tissue, and the harsh chemicals can often damage sensitive antibodies. The iDISCO method quickly and completely clears tissue, is compatible with many antibodies, and requires no special lab equipment. This technique was initially validated for the use in mice tissue, but the current protocol adapts this method to image hemispheres of control and transgenic rat brains. In addition to this, the present protocol also makes several adjustments to preexisting protocol to provide clearer images with less background staining. Antibodies for Iba-1 and tyrosine hydroxylase were validated in the HIV-1 transgenic rat and in F344/N control rats using the present hydrophobic tissue clearing method. The brain is an interwoven network, where structures work together more often than separately of one another. Analyzing the brain as a whole system as opposed to a combination of individual pieces is the greatest benefit of this whole brain clearing method.

Here we present a hydrophobic tissue clearing method that allows for the viewing of target molecules as part of intact brain structures. This technique has now been validated for F344/N control and HIV-1 transgenic rats of both sexes.

Sıçan Beyin Dokusu için Hidrofobik Doku Temizleme Yöntemi

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

Automated Gait Analysis to Assess Functional Recovery in Rodents with Peripheral Nerve or Spinal Cord Contusion Injury

Peripheral and central nerve injuries are mostly studied in rodents, especially rats, given the fact that these animal models are both cost-effective and a lot of comparative data has been published in the literature. This includes a multitude of assessment methods to study functional recovery following nerve injury and repair. Besides evaluation of nerve regeneration by means of histology, electrophysiology, and other in vivo and in vitro assessment techniques, functional recovery is the most important criterion to determine the degree of neural regeneration. Automated gait analysis allows recording of a vast quantity of gait-related parameters such as Paw Print Area and Paw Swing Speed as well as measures of inter-limb coordination. Additionally, the method provides digital data of the rats&#8217; paws after neuronal damage and during nerve regeneration, adding to our understanding of how peripheral and central nervous injuries affect their locomotor behavior. Besides the predominantly used sciatic nerve injury model, other models of peripheral nerve injury such as the femoral nerve can be studied by means of this method. In addition to injuries of the peripheral nervous systems, lesions of the central nervous system, e.g., spinal cord contusion can be evaluated. Valid and reproducible data assessment is strongly dependent on meticulous adjustment of the hard- and software settings prior to data acquisition. Additionally, proper training of the experimental animals is of crucial importance. This work aims to illustrate the use of computerized automated gait analysis to assess functional recovery in different animal models of peripheral nerve injury as well as spinal cord contusion injury. It also emphasizes the method&#8217;s limitations, e.g., evaluation of nerve regeneration in rats with sciatic nerve neurotmesis due to limited functional recovery. Therefore, this protocol is thought to help researchers interested in peripheral and central nervous injuries to assess functional recovery in rodent models.

Automated gait analysis is a feasible tool to evaluate functional recovery in rodent models of peripheral nerve injury and spinal cord contusion injury. While it requires only one setup to assess locomotor function in various experimental models, meticulous hard- and soft-ware adjustment and training of the animals is highly important.

Periferik Sinir veya Spinal Kord Kontüzyonu Yaralanması olan Kemirgenlerde Fonksiyonel İyileşmeyi Değerlendirmek için Otomatik Yürüyüş Analizi

Peripheral and central nerve injuries are mostly studied in rodents, especially rats, given the fact that these animal models are both cost-effective and ...