Nucleosídeos Trisfosfatos - Da síntese à Caracterização Bioquímica

O protocolo aqui descrito visa explicar e resumir os numerosos obstáculos no caminho da rota intrincada levando a trifosfatos de nucleosídeos modificados. Consequentemente, este protocolo facilita tanto a síntese desses blocos de construção ativados e sua disponibilidade para aplicações práticas.

A estratégia tradicional para a introdução de funcionalidades químicas é a utilização de síntese em fase sólida, anexando precursores fosforamideto adequadamente modificados para a cadeia nascente. No entanto, nas condições utilizadas durante a sintese e a restrição de sequências curtas em vez dificultar a aplicabilidade desta metodologia. Por outro lado, trifosfatos de nucleósidos modificados são activados os blocos de construção que têm sido empregues para a introdução suave de numerosos grupos funcionais nos ácidos nucleicos, uma estratégia que abre o caminho para a utilização de ácidos nucleicos modificados numa paleta ampla de aplicações práticas como marcação funcional e geração de ribozimas e DNAzymes. Um dos maiores desafios reside na complexidade da metodologia conduz ao isolamento e caracterização destes análogos de nucleósidos.

Neste artigo de vídeo, que apresentam um protocolo detalhado para a síntese de these análogos modificados utilizando reagentes baseados em fósforo (III). Além disso, o procedimento para a sua caracterização bioquímica é divulgada, com uma ênfase especial em reações de extensão de primers e polimerização tailing TdT. Este protocolo detalhado será de uso para a elaboração de dNTPs modificados e seu posterior uso em biologia química.

Trifosfato 5'-nucleosídeos ((d) PNT) representam uma classe de biomoléculas vitais que estão envolvidos em inúmeros processos e funções que vão desde a ser a moeda universal de energia para os reguladores do metabolismo celular. Em adição ao seu papel nestas transformações biológicas fundamentais, os seus homólogos modificados têm avançado como uma plataforma versátil e leve para a introdução de grupos funcionais em oligonucleótidos, uma metodologia bem que complementa a síntese em fase sólida automatizada, que é normalmente aplicada ^1,2. De fato, desde que os (d) PNT pode atuar como substratos para RNA e DNA polimerases ^3, uma grande variedade de grupos funcionais, incluindo aminoácidos ^4-13, ácidos borónico ^14,15, nornbornene ^16, resíduos ^{diamantóides-17,} como cadeias laterais de organocatálise ^18, ácidos biliares, e até ¹⁹ oligonucleótidos ²⁰ pode ser introduzido em oligonucleótidos.

O objetivo do presente protocolo é o de lançar luz sobre a (às vezes) os procedimentos intrincados líder to a síntese e caracterização bioquímica destes blocos de construção activadas (Figura 1B). Especial ênfase será dada em todos os detalhes sintéticos que muitas vezes são difíceis de encontrar ou estão ausentes nas seções experimentais, mas são ainda fundamentais para a conclusão bem sucedida da via sintética levando ao isolamento de pura (d) PNT (Figura 1).

1. Síntese dos nucleósidos modificados Trisfosfatos

A abordagem sintética escolhido segue o procedimento desenvolvido por Ludwig e Eckstein uma vez que este método é geralmente fiável e conduz a muito poucos sub-produtos secundários (Figura 1A) ^39.

1. Coevaporate do nucleósido apropriadamente protegido-3'-OAc (tipicamente 0,1 mmol) duas vezes com piridina anidra (2 ml) e, em seguida, seco sob vácuo durante a noite. Ao mesmo tempo, o pirofosfato de tributilamónio seca (0,13 mmol) sob vácuo durante a noite.
2. Dissolve-se o nucleósido, num mínimo de piridina seca (0,2 ml) e adiciona-dioxano seco (0,4 ml) como co-solvente. Finalmente, adicionar 2-cloro-1 ,3,2-benzodioxaphosphorin-4-ona (0,11 mmol) e deixa-se reagir à temperatura ambiente durante 45 min.
   Nota: É de salientar que um cuidado especial deve ser tomado com o 2-cloro-1 ,3,2-benzodioxaphosphorin-4-um reagente. Na verdade, mesmo de armazenamento deste reagente sob uma atm de gás inerteaqui não é suficiente para evitar a sua decomposição. Assim, o sólido branco que se formou neste decomposição pode e deve ser raspada antes de ser utilizado.
3. Prepara-se uma solução de pirofosfato de tributilamónio em DMF seca (0,17 mL) e tributilamina recém-destilada (58 ul; nunca adicionar crivos moleculares). Adicionar a solução resultante da mistura de reacção (um precipitado branco, mas aparece rapidamente desaparece) e deixa-se reagir à temperatura ambiente durante 45 min.
4. Prepara-se uma solução de iodo (0,16 mmol) em piridina (0,98 ml) e _H2O (20 mL) e adiciona-se à mistura de reacção, a fim de oxidar o Pα (III) centro. Permitir que a solução escura resultante a agitar à temperatura ambiente durante 30 min.
5. Usar uma solução aquosa a 10% de NaS ₂ O ₃ para extinguir o excesso de _I2. Remover o solvente sob vácuo (temperatura do banho de água do evaporador rotativo deve ser mantida abaixo de 30 ° C). Adicionar H ₂ O (5 mL) e permitir que o mixture em repouso à temperatura ambiente durante 30 minutos para hidrolisar o agrupamento trifosfato cíclico.
6. Nesta fase, os grupos protectores são geralmente removidos (por exemplo, o 3'-OAc e os grupos nas cadeias laterais de nucleobase). Consequentemente, adicionar NH ₄ OH (30% em _H2O, 10 ml) para o produto em bruto e agita-se durante 1,5 horas à temperatura ambiente, e remover o solvente sob vácuo.
7. Adicionar 2 ml de H ₂ O e dividida em dois tubos. Adicionar 12 ml de uma solução a 2% de NaClO ₄ em acetona e centrifugar (1000 x g) durante 30 min. Este procedimento é repetido mais uma vez. Esta precipitação permite a separação dos solventes e reagentes utilizados na síntese do trifosfato (que irá precipitar), simplificando assim a subsequente purificação por RP-HPLC substancialmente.
8. Após secagem ao ar do resíduo oleoso, gravar um espectro de ³¹ P-RMN do produto bruto (seguindo procedimentos padrão, ver também a Lista de Materiais e Figura 3) edissolvem-se em 4 ml de H ₂ O.
   Nota: O procedimento sintético centra-se principalmente na geração de desoxinucleotídeos modificados, mas um procedimento muito semelhante pode ser aplicado para as suas contrapartidas de ARN (por simplesmente usando 2 ', 3'-bis-O-acetilado precursores).

2. A purificação por HPLC dos nucleósidos modificados Trisfosfatos

1. Preparação de uma solução 1 M de bicarbonato de trietilamónio (BTEA): ⁴⁰
   1. Prepara-se uma solução de 1 mole de trietilamina (139 ml) em ≈ 600 ml de água destilada e filtrada H ₂ O.
   2. Borbulhar CO ₂ (por meio de gelo seco e um borbulhador de gás) para dentro da solução sob agitação vigorosa, até que um pH de 7,6 foi atingido (isto levará, pelo menos, 10 horas). Esta solução pode ser armazenada na geladeira por até um mês.
2. Purificação:
   1. Prepare duas soluções tampão do estoque 1 M: 2 l de TEAB 50 mM em água ultrapura (eluente A) umnd 1 L de 50 mM de TEAB em 50% de MeCN (eluente B). Desgaseifica ambos eluentes, sob vácuo e agitação durante 20 min (atenção é necessária de modo a não alterar o pH através da remoção de CO ₂ durante a desgaseificação).
   2. Prepara-se uma amostra analítica por dissolução de 10 ul do trifosfato bruto em 300 ml _{de H2O} destilada e injectar no sistema de HPLC equipado com uma coluna RP semi-preparativa (C18) e com um gradiente que varia de 0-100% de B em 40 min (Figura 4). Ajustar o programa de acordo com a HPLC _Rt do trifosfato (o que geralmente é o pico principal do cromatograma) e o difosfato (que tem um R ligeiramente inferior _t). Purificar a mistura bruta usando essas condições e removendo frações iniciais que possam conter algum difosfato.
   3. Combinar todas as fracções que contêm o produto e liof seco (que é o preferido para a evaporação no evaporador rotativo, a fim de minimizar a hidrólise do diphosph indesejadacomi). Coevaporate várias vezes com água ultrapura (para remover a trietilamina remanescente dos eluentes). Avaliar a pureza do trifosfato por RMN ⁽¹ H e ambos ³¹ P RMN) e MALDI-TOF por aplicação de protocolos padrão (ver Figura 5). Os rendimentos típicos obtidos por aplicação deste protocolo tipicamente estar na gama de 30-70%, dependendo do substrato.

3. As reacções de extensão do primer e TdT Polimerização

1. Etiquetagem da extremidade 5 'do iniciador
   1. Misturar 30 pmol do iniciador apropriado (por exemplo, P1, Lista de Materiais) com 4 ul de tampão cinase 10x Polinucleótido (PNK), 3 ul de ^γ-[32 P]-ATP, 1 ul de PNK, e _ddH2O (por num volume de reacção total de 40 ul). Incubar a mistura de reacção a 37 ° C durante 30 minutos e depois aquece-desactivar a quinase (10 min a 70 ° C).
   2. Durante a reacção de marcação prepararuma coluna de Sephadex G10, ligando uma ponta de pipeta de 1 ml com a lã de vidro silanizada e enchendo a ponta com uma solução de G10 (a 10% em _ddH2O, autoclavado). Girar para baixo e lavar três vezes com 500 ul de _ddH2O e uma lavagem final com 50 ul DDH ₂ O. Executar a mistura de reacção através do G10 (para remover o marcador radioactivo livre).
   3. Gel de purificar (PAGE 20%) o primer radiomarcado e recuperar por aplicação do método de esmagamento e embeber (isto é, a eluição com 500 mL de uma solução aquosa contendo 1% de LiClO ₄ e 1 mM de NEt ₃ (pH 8) a 72 ° C durante 15 min). Precipitado em etanol e G10 dessalinizar o oligonucleótido eluída.
2. Reacção de extensão de iniciador
   1. Hibridar 1 pmol de iniciador marcado radioactivamente P1, 10 pmol de iniciadores P1, e 10 pmol de molde T1 (Lista de Materiais) em tampão de reacção de 10x (fornecido pelo fornecedor da polimerase para ser usado), colocando o tube em (90-95 ° C) de água quente e por se deixar arrefecer gradualmente até à temperatura ambiente (durante 45 minutos).
   2. Colocar o tubo em gelo e adicionar (por sua vez) o cocktail de dNTP (que contém tanto o modificadas e os trifosfatos naturais, 100 uM de concentração final) e 1 U de polimerase de ADN (Ventilação (exo ^-), de Klenow, ou Pwo N ° 9 _m) e completar com água (para um volume de reacção total de 20 ul). Incubar à temperatura óptima de trabalho do enzima (por exemplo, 60 ° C durante 30 min, quando respiradouro (exo ^-) está a ser usado).
   3. Adicionar 20 ul de solução de paragem (formamida (70%), ácido etilenodiaminotetracético (EDTA, 50 mM), azul de bromofenol (0,1%), xileno cianol (0,1%)), aquecer as amostras (95 ° C, 5 min), fresco para baixo (0 ° C), e resolver por electroforese em gel desnaturante de poliacrilamida. Visualize por phosphorimager.
3. Polimerização TdT
   1. Diluir 7 pmol de de cadeia única, Sem rótulo cartilha P2 (Lista de Materiais), 1 pmol de primer radiomarcado em 1 ml de tampão TdT 10x.
   2. Colocar o tubo em gelo e adicionar (por sua vez) o cocktail de dNTP (a uma concentração adequada compreendida entre 10 e 200 mM) e a polimerase de TdT (4 L). Incubar a 37 ° C durante 1 hora. Adicionar 10 ml da solução de paragem, aquecer as amostras (95 ° C, 5 min), arrefecer (0 ° C), e resolver por electroforese em gel desnaturante de poliacrilamida (PAGE 15%). Visualize por phosphorimager.

4. PCR com nucleosídeos modificados Trisfosfatos

1. Misturar 8 pmol de ambos os iniciadores directos e inversos com 0,5 pmol do modelo a ser amplificado. Adicionar 10x tampão de reacção e o cocktail de dNTP (para uma concentração final de 200 uM) e colocar o tubo em gelo. Adicionar 1 U de polimerase do ADN e completa com H ₂ O para atingir um volume final de 20 ul. Transferir a mistura para um tubo de PCR e realizar 30 ciclos de PCR.
2. Diluir 6 mL com 6 mL de tampão de carregamento de sacarose 2x e resolver, através de agarose 2% (corados com brometo de etídio) eletroforese. Visualize por phosphorimager.

Trifosfatos de nucleosídeos modificados são atraentes alvos sintéticos, uma vez que permitem a introdução fácil de um vasto leque de grupos funcionais em ácidos nucléicos ^41. No entanto, o isolamento e caracterização desses blocos de construção é frequentemente activadas revelaram ser difícil. Consequentemente, os resultados aqui apresentados são pensados ​​para oferecer uma mão amiga para acompanhar as diversas etapas dentro dos procedimentos sintéticos e bioquímicos acima mencionados (Figura 1B).

Em particular, a Figura 3 mostra um típico bruto ³¹ espectro de P-NMR de um dNTP modificado (neste caso particular, dU ^BPU TP (4) ^18, Figura 2), onde os sinais característicos dos centros de fósforo pode ser observado (ou seja, uma dupleto em -5,02 (P _γ), um dupleto a -10,44 _(α P), e um tripleto a -20,55 (P _β) ppm). Além disso, éignals decorrentes para o difosfato (dois dupletos a -4,84 e -10,63 ppm) e monofosfato (singuleto a -0,18 ppm) produtos secundários, juntamente com fosfatos mais elevadas (sinais de -21,02 e -23,19 ppm) são sempre observados nesta fase. Uma primeira análise de RP-HPLC da mistura em bruto é mostrado na Figura 4 (para dU ^BPU TP (4)) em que o pico principal (R _t = 30,78 min) corresponde ao 5'-trifosfato, enquanto o principal subproduto, o 5 '-difosfato, exibe um tempo de retenção ligeiramente mais baixo (R _t = 30,03 min). Finalmente, depois de uma purificação por RP-HPLC completa, dNTP modificado deve ser caracterizado por RMN e MALDI-TOF (figura 5). Tanto o ¹ H-RMN e ³¹ P-RMN Os espectros são cruciais para avaliar a pureza dos dNTP modificados, uma vez que a presença de indesejáveis ​​di-e mono-fosfatos dá sinais distintivos.

Depois de estabelecer a pureza dos núcleosanálogo ide e avaliar a concentração da solução-mãe de qualquer um, em massa ou por espectroscopia UV, dNTP modificado pode ser usado em reacções de extensão do iniciador de modo a avaliar a sua capacidade de aceitação de substrato por vários polimerases. Figura 6 ilustra o resultado de reacções de extensão de iniciadores dU com ^{t P} TP (2), dA ^Hs TP (6), e dC ^Val TP (7) usada como modificações solitário (pistas 5-7), a partir de combinações de dois dNTP modificados (pistas 8-10), ou em conjunto juntamente com o dGTP naturais solitário (pista 11).

Finalmente, a Figura 7 mostra as reacções de polimerização representativos TdT mediadas com diferentes dUTP modificados análogos. Neste contexto, dU ^{c P} TP (1) e dU ^FP TP (3) são os melhores substratos de TdT (pistas 1 e 4) uma vez que as eficiências de rejeito são comparáveis ou exceder os do dTTP naturais (faixa 6). Em vez disso, dU ^BPU TP (4) (faixa 5) é um substrato bastante pobre neste contexto uma vez que pouco polidispersas oligonucleotídeos porte já podem ser observados.

Figura 1. A) abordagem Ludwig-Eckstein para a síntese de (base) trifosfatos de nucleósido modificado ^39. B) Representação esquemática de todos os passos necessários para a síntese e caracterização bioquímica dos dNTP modificados antes da sua utilização em aplicações tais como o SELEX. clique aqui para visualizar Ampliar Imagem .

"Fo: content-width =" 5 polegadas "fo: src =" / files/ftp_upload/51385/51385fig2highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51385/51385fig2.jpg "width =" 600px "/>
Figura 2. As estruturas químicas dos trifosfatos de nucleósidos modificados: dU ^{c P} TP (1), dU ^{t P} TP (2), dU ^FP TP (3), dU ^BPU TP (4), dU ^Bs TP (5), ¹⁸ dA ^Hs TP ( 6) e dC ^Val TP (7) ^13. Clique aqui para ver a imagem ampliada .

Figura 3. Espectro de ³¹ P-RMN (121 0,4 MHz, D ₂ O) da mistura de reacção bruto de dU ^BPU TP (4). Clique aqui para ver a imagem ampliada .

Figura 4. Perfil de RP-HPLC de crude dU ^BPU TP (4): 3,5 ml / min (eluente A:: 0-100% de eluente B em 40 min, taxa de fluxo de TEAB 50 mM em _H2O, eluente B: 50 mM de TEAB em H ₂ O / CH ₃ CN (1/1)). Clique aqui para ver a imagem ampliada .

/ 51385fig5.jpg "width =" 600px "/>
Figura 5. Caracterização do trifosfato de nucleósido modificado dU ^Bs TP (5): A) Espectro de ³¹ P-RMN (121,4 MHz, D ₂ O, 128 ^{scans), 18} B) espectro ^{de 1H-RMN} (300 MHz, D ₂ O, 128 scans );. C) espectro de MALDI-TOF Clique aqui para ver imagem ampliada .

Figura 6. Imagem de um gel representativo (PAGE 15%) de reacções de extensão de iniciadores com várias bases modificadas de dNTP análogos Pista 1:. Primers; pista 2: dNTPs naturais sem dUTP; pista 3: dNTPs naturais sem dATP; faixa 4: dNTPs naturais sem dCTP; pista 5: dU ^{t P} TP (2); pista 6: dA ^Hs TP (6); pista 7: DC ^Val TP (7); pista 8: dA ^Hs TP (6) e dU ^{t P} TP (2); pista 9: dA ^Hs TP (6) e dC ^Val TP (7); pista 10: dU ^{t P} TP (2) e dC ^Val TP (7); pista 11: dU ^{t P} TP (2), dA ^Hs TP (6), e dC ^Val TP (7); pista 12:. dNTPs naturais Clique aqui para ver a imagem ampliada .

Figura 7. Imagem em gel (PAGE 20%) das reacções de polimerização TdT com base modificada vários análogos dUTP Pista 1:. DU ^{c P} TP (1); pista 2: dU ^{t P} TP (2); pista 3: dU ^Bs TP (5); pista 4: dU ^FP TP (3); pista 5: dU ^BPU TP (4); pista 6: dTTP; pista 7: iniciador. Concentrações:. 10 mM, 25 ^ M, 50 mM, 75 ^ M e 100 M Clique aqui para ver a imagem ampliada .

A inclusão de modificações nos ácidos nucléicos é de interesse para inúmeras aplicações práticas, incluindo o desenvolvimento de agentes anti-senso e antigène ^42,43, rotulagem e etiquetagem funcional de oligonucleotídeos ^41, e em esforços para expandir o alfabeto genético ^44-46. Alterações químicas e grupos funcionais são geralmente introduzidas em ácidos nucleicos por aplicação de protocolos de síntese em fase sólida padrão e automatizadas. No entanto, os blocos de construção de fosforamidite precisa de ser resistente às condições bastante severas impostas por esta metodologia, que por sua vez impõe uma restrição severa sobre a natureza da funcionalidade química ^47. Em vez disso, a polimerização mediada por enzima de trifosfatos de nucleósidos modificados permite a introdução de uma gama mais ampla de funcionalidades, uma vez que a única limitação é que elas actuam como substratos para as polimerases de ^1,2. Mesmo que haja uma notável falta de genralmente metodologia aplicável, sintético fiável e robusta e metodologias analíticas foram desenvolvidos para a síntese de dNTP modificados. Além disso, devido à sua própria natureza, trifosfatos modificados são bastante sensíveis a diferentes condições externas (por exemplo, pH, temperatura) e, portanto, um protocolo detalhado para a sua síntese e caracterização é altamente benéfica.

O fluxo de trabalho aqui apresentados incluem a síntese química dos dNTP modificados, purificação por RP-HPLC, análise de NMR, e ensaios enzimáticos para a caracterização bioquímica destes análogos de nucleósidos. Os passos mais críticos para a síntese bem sucedida e caracterização de dNTP modificados a análise do produto em bruto (por RMN), a purificação por HPLC completa, a análise do material purificado, ea escolha de um DNA adequado (ARN) de polimerase.

Para a síntese dos dNTP modificados foi aplicado o método desenvolvido por Ludwig e EckStein ^39, uma vez que menos subprodutos são formados, em comparação com outros processos, ainda que às custas de uma rota sintética ligeiramente mais longo. Além disso, a purificação por RP-HPLC, certamente, representa o passo fulcral de toda a via de síntese, uma vez que vai permitir a separação dos difosfatos nucleósidos (dNDPs) que muitas vezes inibem fortemente a DNA e RNA polimerases ^48. Depois de atingir a síntese e purificação, a pureza do trifosfato resultante deve ser avaliada tanto por RMN e MALDI-TOF para assegurar que nenhum difosfato de inibição da polimerase está presente.

O ensaio de incorporação mostrada na Figura 6 ressalta claramente a utilidade desta abordagem. Na verdade, todos os dNTPs utilizados neste exemplo representativo revelar a ser bons substratos para a polimerase do ADN (neste caso particular de ventilação (exo ^-)) uma vez que não mais rápido executando bandas correspondentes aos fragmentos mais pequenos pode ser observada. Besidos, a enzima tolera dois substratos decoradas com resíduos de ácidos carboxílicos (du ^{t P} TP (3) e dC ^Val TP (7)) e a polimerização de ambos os dNTPs resulta em um oligonucleotídeo tendo, pelo menos, 39 cargas negativas adicionais. Outra característica surpreendente é que as bandas resultantes da incorporação de dNTP modificados, muitas vezes exibem mobilidades electroforéticas mais lento do que os controlos naturais (por exemplo, comparar pistas 11 e 12). Assim, as reações de extensão de primer representam uma maneira poderosa e ainda assim simples para avaliar a aceitação de substrato de dNTPs modificadas.

Além disso, a polimerização de TdT-mediada de trifosfatos de 3'-terminais de oligonucleótidos de cadeia simples é uma estratégia atraente para a geração de ácidos nucleicos altamente funcionalizados ^49-52. O exemplo representativo apresentado na Figura 7 demonstra claramente o processo de selectinag as funcionalidades que são tolerados pelo TdT Co ^{2 +} dependente ^53. Com efeito, dU ^{c P} TP (1) e dU ^FP TP (3), que estão equipados com o aminoácido L-prolina e o dipéptido proteinogênicos α-Fen-Pro, respectivamente, são os melhores substratos para a TdT e deu origem a rejeitos eficiências que se comparam favoravelmente ao controle dTTP inalterado, mesmo em concentrações tão baixas como 10 mM (pistas 1 e 4). Surpreendentemente, análogo dU ^{t P} TP (2) em que o resíduo de prolina é ligado ao braço de ligação em trans em relação ao ácido carboxílico livre, não é um bom substrato, como o seu homólogo cis desde oligonucleótidos polidispersa de tamanho maior são apenas observados em maior As concentrações de dNTP (> 100 fiM, pista 2). Além disso, a modificação de dNTP-sulfonamida 5 é um substrato moderado para a TdT e comparável ao dU ^{t P} TP (2) (pista 3). Além disso, dU ^BPU TP (4), que tem um motivo de hidrogénio-ligação doar forte, é um substrato bastante pobre para TdT e a reacção de polimerização parece ser indiferente para a concentração de dNTP modificado. Assim, a seguinte ordem de aceitação substrato pode ser interpretada a partir da Figura 7: dU ^{c P} TP (1), dU ^FP TP (3)> dU ^{t P} TP (2), dU ^Bs TP (5)> dU ^BPU TP (4 ).

Finalmente, o procedimento descrito para as reacções de polimerização sob condições de PCR utilizando os análogos modificados, é bastante semelhante à que envolve dNTP naturais. No entanto, a compatibilidade de dNTPs modificadas com polimerases nessas condições é de crucial importância para a geração de functionali de alta densidadeácidos nucleicos zed ^7, especialmente no que diz respeito à sua utilização em experiências de selecção in vitro.

Em resumo, o método para a síntese e caracterização de trifosfatos de nucleosídeos modificados foi enfatizada eo estabelecimento de um protocolo deste tipo certamente vai ajudar no desenvolvimento e elaboração de novos análogos. Concomitantemente, o surgimento destas novas dNTPs irá facilitar a geração de oligonucleótidos funcionalizados; particularmente, os ácidos nucleicos catalíticos.

Não há conflitos de interesse declarados.

Este trabalho foi financiado pela Fundação Swiss National Science (Grants n ° PZ00P2_126430 / 1 e PZ00P2_144595). Prof C. Leumann é reconhecido agradecimento por fornecer o espaço e equipamentos de laboratório, bem como pelo seu apoio constante. Ms. Sue Knecht é reconhecido por discussões frutíferas.