Nucléosidiques Triphosphates - de la synthèse à caractérisation biochimique

Le protocole décrit ici vise à expliquer et abréger les nombreux obstacles sur le chemin de la route complexe menant à nucléosides triphosphates modifiés. Par conséquent, ce protocole facilite à la fois la synthèse de ces éléments constitutifs activés et leur disponibilité pour les applications pratiques.

La stratégie traditionnelle pour l'introduction de fonctionnalités chimiques est l'utilisation de la synthèse en phase solide par l'ajout de précurseurs des phosphoramidites modifiés de façon appropriée à la chaîne naissante. Cependant, les conditions utilisées lors de la synthèse et de la restriction de séquences assez courtes entravent l'application de cette méthodologie. D'autre part, des triphosphates de nucléosides modifiés sont activés blocs de construction qui ont été utilisées pour l'introduction douce de nombreux groupes fonctionnels dans des acides nucléiques, une stratégie qui ouvre la voie à l'utilisation d'acides nucléiques modifiés dans une palette large d'applications pratiques tels que l'étiquetage fonctionnel et génération de ribozymes et DNAzymes. L'une des principales difficultés réside dans la complexité de la méthode qui conduit à l'isolement et la caractérisation de ces analogues nucléosidiques.

Dans cet article, vidéo, nous présentons un protocole détaillé pour la synthèse des these analogues modifiés en utilisant des réactifs à base de phosphore-(III). En outre, la procédure pour leur caractérisation biochimique est divulguée, avec un accent particulier sur les réactions d'extension d'amorce et TdT polymérisation de résidus. Ce protocole détaillé sera utile pour l'artisanat de dNTP modifiés et leur utilisation ultérieure en biologie chimique.

Triphosphates de nucléosides 5'-((d) PNT) représentent une classe de biomolécules vitaux qui sont impliqués dans d'innombrables processus et les fonctions allant d'être la monnaie universelle de l'énergie aux régulateurs du métabolisme cellulaire. En plus de leur rôle dans ces transformations biologiques fondamentaux, leurs homologues modifiés ont avancé comme une plate-forme souple et doux pour l'introduction de groupes fonctionnels dans des oligonucleotides, une méthodologie qui complète bien la synthèse en phase solide automatisée qui est habituellement appliqué ^1,2. En effet, à condition que les (d) PNT peuvent agir en tant que substrats pour ADN et ARN polymérases ^3, une multitude de groupes fonctionnels, y compris les acides aminés ^4-13, acides boroniques ^{14,15, 16,} nornbornene résidus ^{diamondoïde-17,} comme des chaînes latérales pour organocatalyse ^18, les acides biliaires, et même des ¹⁹ oligonucleotides ²⁰ peut être introduit dans des oligonucleotides.

L'objectif de ce protocole actuel est de faire la lumière dans la (parfois) des procédures complexes menant to la synthèse et la caractérisation biochimique de ces blocs de construction activées (figure 1B). Une attention particulière sera accordée sur tous les détails synthétiques qui sont souvent difficiles à trouver ou sont absents dans les sections expérimentales mais sont encore crucial pour la réussite de la voie de synthèse conduisant à l'isolement de (d) PNT purs (figure 1).

Une. Synthèse des nucléosides triphosphates modifiés

L'approche de synthèse choisie suit la procédure mise au point par Ludwig et Eckstein puisque cette méthode est généralement fiable et conduit à très peu de produits secondaires (figure 1A) ^39.

1. Coevaporate le nucléoside 3'-OAc convenablement protégé (typiquement 0,1 mmol) deux fois avec de la pyridine anhydre (2 ml), puis séché sous vide pendant une nuit. Dans le même temps, le pyrophosphate de tributylammonium sec (0,13 mmol) sous vide pendant une nuit.
2. Dissoudre le nucléoside dans un minimum de pyridine anhydre (0,2 ml) et ajouter du dioxane anhydre (0,4 ml) comme co-solvant. Enfin, ajouter le 2-chloro-1 ,3,2-benzodioxaphosphorin-4-one (0,11 mmol) et laisser réagir à température ambiante pendant 45 min.
   Remarque: Il est à noter qu'une attention particulière doit être prise avec le 2-chloro-1 ,3,2-benzodioxaphosphorin-4-un réactif. En effet, même le stockage de ce réactif dans un Atmosp de gaz inerteici n'est pas suffisante pour empêcher sa décomposition. Ainsi, le solide blanc qui se forme dans cette décomposition peut et doit être gratté avant de l'utiliser.
3. Préparer une solution de pyrophosphate de tributylammonium dans du DMF anhydre (0,17 ml) et de la tributylamine fraîchement distillé (58 pi; jamais ajouter des tamis moléculaires). Ajouter la solution résultante au mélange de réaction (un précipité blanc apparaît mais disparaît rapidement) et laisser réagir à température ambiante pendant 45 min.
4. Préparer une solution d'iode (0,16 mmol) dans de la pyridine (0,98 ml) et H ₂ O (20 pl) et ajouter au mélange réactionnel afin d'oxyder le Pα (III) centre. Laisser la solution foncée résultante sous agitation à température ambiante pendant 30 min.
5. Utilisez une solution aqueuse à 10% des SAR ₂ O ₃ pour étancher l'excès I _2. Eliminer le solvant sous vide (la température du bain de l'évaporateur rotatif, de l'eau doit être maintenue en dessous de 30 ° C). Ajouter _H2O (5 ml) et de permettre à la mixture au repos à température ambiante pendant 30 min pour hydrolyser le groupement triphosphate cyclique.
6. A ce stade, les groupes protecteurs sont habituellement retirés (par exemple la 3'-OAc et les groupes sur les chaînes latérales de la base nucléique). Par conséquent, ajouter NH ₄ OH (30% dans H ₂ O, 10 ml) au brut et on agite pendant 1,5 h à température ambiante, et éliminer le solvant sous vide.
7. Ajouter 2 ml d'H ₂ O et divisée en deux tubes. Ajouter 12 ml d'une solution à 2% de NaClO ₄ dans l'acétone et centrifugation (1000 x g) pendant 30 min. Cette procédure est répétée une fois de plus. Cette précipitation permet la séparation des solvants et des réactifs utilisés dans la synthèse du triphosphate (qui précipitera), ce qui simplifie la purification par RP-HPLC qui suit sensiblement.
8. Après séchage à l'air du résidu huileux, enregistrer un ³¹ spectre du brut P-RMN (suivant les procédures standard, vous pouvez aussi consulter la liste des matériaux et la figure 3) etdissoudre dans 4 ml _de H ₂ O.
   Remarque: Cette procédure synthétique se concentre principalement sur ​​la génération de désoxynucléoside-triphosphates modifiés, mais une procédure très similaire peut être appliquée pour leurs homologues d'ARN (en utilisant simplement 2 ', 3'-bis-O-acétylé précurseurs).

2. Purification HPLC des nucléosides triphosphates modifiés

1. Préparation d'une solution mère de M bicarbonate de triéthylammonium (TEAB) 1: ⁴⁰
   1. Préparer une solution de 1 mole de triéthylamine (139 ml) à ≈ 600 ml d'eau distillée et filtrée H ₂ O.
   2. Bubble CO ₂ (par la glace sèche et un barboteur de gaz) dans la solution sous agitation vigoureuse jusqu'à un pH de 7,6 est atteint (cela va prendre au moins 10 heures). Cette solution stock peut être conservé au réfrigérateur jusqu'à un mois.
2. Purification:
   1. Préparer deux solutions tampons de la 1 M Stock: 2 L mM TEAB 50 dans de l'eau ultra-pure (éluant A)e 1 L de 50 mM TEAB à 50% de MeCN (éluant B). Degas deux éluants sous vide et en remuant pendant 20 min (attention est nécessaire afin de ne pas modifier le pH par l'élimination du CO ₂ au cours de dégazage).
   2. Préparer un échantillon analytique en dissolvant 10 ul de la triphosphate brut dans 300 ul de _H2O distillée et l'injecter dans un système HPLC équipé d'une colonne de RP semi-preparative (C18) et en utilisant un gradient allant de 0 à 100% de B en 40 min (Figure 4). Ajuster le programme de HPLC selon le R _t du triphosphate (qui est habituellement le principal pic sur le chromatogramme) et le diphosphate (qui a un R légèrement inférieur à _t). Purifier le mélange brut utilisant ces conditions et en supprimant les premières fractions qui peuvent contenir certains diphosphate.
   3. Combiner toutes les fractions qui contiennent le produit et le gel sec (ce qui est préféré pour l'évaporation à l'évaporateur rotatif, afin de minimiser l'hydrolyse de l'diphosph indésirablemangé). Coevaporate plusieurs fois à l'eau ultra-pure (pour éliminer la triéthylamine reste de l'éluant). Évaluer la pureté du triphosphate par RMN ⁽¹ H et les deux RMN ³¹ P) et MALDI-TOF par application des protocoles standards (voir figure 5). Les rendements typiques obtenus par application de ce protocole se situent typiquement dans la plage de 30 à 70%, en fonction du substrat.

3. Réactions d'extension d'amorce et TdT polymérisation

1. L'étiquetage de l'amorce 5'-end
   1. Mélanger 30 pmol de l'amorce appropriée (par exemple P1, la liste des matériaux) avec 4 pl de 10x Polynucleotide kinase (PNK) tampon, 3 ul de ^γ-[32 P]-ATP, 1 ul de PNK et le trou DDH ₂ O (pour un volume réactionnel total de 40 ul). Faire incuber le mélange réactionnel à 37 ° C pendant 30 min et ensuite à la chaleur désactiver la kinase (10 min à 70 ° C).
   2. Au cours de la réaction de marquage se préparerune colonne Sephadex G10 en branchant un embout de pipette de 1 ml avec de la laine de verre silanisée et le remplissage de la pointe avec une solution de G10 (10% dans le trou DDH ₂ O, autoclave). Isoler et laver trois fois avec 500 ul ddH ₂ O et un lavage final avec 50 pi ddH ₂ O. Exécutez le mélange réactionnel à travers le G10 (pour supprimer le marqueur radioactif gratuit).
   3. Gel purifier (PAGE à 20%) et l'amorce radiomarquée récupérée par application de la méthode de trempage et l'écrasement (c'est à dire l'élution avec 500 ul d'une solution aqueuse contenant 1% de LiClO ₄ et 1 mM de NEt ₃ (pH 8) à 72 ° C pendant 15 min). L'éthanol et le précipité G10 éluée dessaler l'oligonucléotide.
2. Réaction d'extension d'amorce
   1. Recuit 1 pmol de l'amorce P1 radiomarqué, 10 pmol d'amorce P1, et 10 pmoles de matrice T1 (Liste des matériaux) 10x dans le tampon de réaction (fourni par le fournisseur de la polymerase doit être utilisé) en plaçant le tube à (90-95 ° C) de l'eau chaude et en laissant refroidir graduellement jusqu'à la température ambiante (en 45 min).
   2. Placer le tube sur la glace et ajouter (à son tour) le cocktail de dNTP (contenant à la fois la mise à jour et les triphosphates naturels, 100 uM concentration finale) et 1 U de l'ADN polymérase (ventilation (exo ^-) Klenow, Pwo ou 9 ° N _m) et avec de l'eau (pour un volume réactionnel total de 20 ul). Incuber à la température optimale de fonctionnement de l'enzyme (par exemple, 60 ° C pendant 30 min lorsque Vent (exo ^-) est utilisé).
   3. Ajouter 20 ul de solution d'arrêt (de formamide (70%), l'acide éthylènediamine (EDTA, 50 mM), le bleu de bromophénol (0,1%), le xylène cyanol (0,1%)), chauffer les échantillons (95 ° C, 5 min), frais vers le bas (0 ° C), et à résoudre par électrophorèse dénaturante sur gel de polyacrylamide. Visualisez phosphorimager.
3. Polymérisation TdT
   1. Diluer 7 pmol de simple brin, Non marqué l'amorce P2 (Liste des Matériaux), 1 pmol de l'amorce radiomarquée dans 1 pl TdT tampon 10x.
   2. Placer le tube sur de la glace et ajouter (à son tour) le cocktail de dNTP (à une concentration suffisante comprise entre 10 et 200 pM) et la polymerase TdT (4 U). Incuber à 37 ° C pendant 1 heure. Ajouter 10 ul de la solution d'arrêt, chauffer les échantillons (95 ° C, 5 min), refroidir (0 ° C), et de résoudre par électrophorèse sur gel dénaturant de polyacrylamide (PAGE 15%). Visualisez phosphorimager.

4. PCR avec des nucléosides triphosphates modifiés

1. Mélanger 8 pmol à la fois du amorces sens et antisens avec 0,5 pmol de la matrice à amplifier. Ajouter 10x tampon de réaction et le cocktail de dNTP (pour une concentration finale de 200 uM) et de mettre le tube sur de la glace. Ajouter 1 U de l'ADN polymérase et avec H ₂ O pour atteindre un volume final de 20 ul. Transférer le mélange dans un flacon PCR et effectuer 30 cycles de PCR.
2. Diluer avec 6 pi 6 pi de tampon de charge 2x saccharose et résoudre par l'agarose 2% (coloré avec du bromure d'éthidium) électrophorèse. Visualisez phosphorimager.

Nucléosides triphosphates modifiés sont séduisantes cibles synthétiques, car ils permettent la mise en place facile d'un vaste éventail de groupes fonctionnels dans des acides nucléiques ^41. Cependant, l'isolement et la caractérisation de ces blocs de construction activés est souvent révélée être difficile. Par conséquent, les résultats présentés ici sont pensés pour offrir un coup de main pour suivre les différentes étapes dans les procédés de synthèse et biochimiques ci-dessus (figure 1B).

En particulier, la figure 3 montre un exemple typique brut ³¹ spectre P-RMN d'un dNTP modifié (dans ce cas particulier, dU ^BPU TP (4) ^18, figure 2), où les signaux caractéristiques des centres de phosphore peuvent être observées (soit une doublet à -5,02 (P _γ), un doublet à -10,44 (P _α), et un triplet à -20,55 (P _β) ppm). En outre, signals découlant pour le diphosphate (deux doublets à -4,84 et -10,63 ppm) et monophosphate (singulet à -0,18 ppm) secondaires produits avec phosphates élevés (signaux à -21,02 -23,19 et ppm) sont toujours observés à ce stade. Une première analyse par RP-HPLC du mélange brut est représenté sur la figure 4 (pour dU ^BPU TP (4)), où le pic principal (R _t = 30,78 min) correspond à l'extrémité 5'-triphosphate, tandis que le sous-produit principal, le 5 '-diphosphate, affiche un temps de rétention légèrement plus faible (R _t = 30,03 min). Enfin, après une purification par RP-HPLC en profondeur, le dNTP modifié doit être caractérisé par RMN et MALDI-TOF (Figure 5). Tant le ¹ H-RMN et les spectres ³¹ P-RMN sont cruciales pour l'évaluation de la pureté des dNTP modifiés, car la présence de di-et mono-phosphates indésirables donne signaux distinctifs.

Après avoir établi la pureté des nucléosanalogue de ide et l'évaluation de la concentration de la solution mère, soit en masse, soit par spectroscopie UV, le dNTP modifié peut être utilisé dans des réactions d'extension d'amorce, afin d'évaluer sa capacité substrat d'acceptation par diverses polymerases. figure 6 illustre le résultat des réactions d'extension d'amorce avec dU ^{t P} TP (2), dA ^HS TP (6), et dC ^Val TP (7) utilisés soit comme des modifications seules (pistes 5-7), que des combinaisons de deux dNTP modifiés (lignes 8-10), ou ensemble avec le dGTP naturel solitaire (piste 11).

Enfin, la figure 7 représente des réactions représentatives de polymérisation TdT médiées avec différents analogues de dUTP modifié. Dans ce contexte, dU ^{c P} TP (1) et dU ^FP TP (3) sont les meilleurs substrats pour TdT (lignes 1 et 4) depuis l'efficacité de décantation sont comparables ou supérieurs à ceux de la dTTP naturel (de la piste 6). Au lieu de cela, dU ^BPU TP (4) (piste 5) est un substrat assez pauvre dans ce contexte depuis peu polydispersées oligonucléotides plus de taille peuvent être observées.

Figure 1. A) approche Ludwig-Eckstein pour la synthèse de (base) a modifié nucléosides triphosphates ^39. B) Représentation schématique de toutes les étapes nécessaires à la synthèse et la caractérisation biochimique de dNTP modifiés avant leur utilisation dans des applications telles que SELEX. Cliquez ici pour voir agrandir l'image .

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Figure 2. Les structures chimiques des nucléosides triphosphates modifiés: dU ^{c P} TP (1), dU ^{t P} TP (2), dU ^FP TP (3), dU ^BPU TP (4), dU ^hôtes TP (5), ¹⁸ dA ^HS TP ( 6), et dC ^Val TP (7) ^13. Cliquez ici pour agrandir l'image .

Figure 3. ³¹ spectre P-RMN (121 0,4 MHz, D ₂ O) du mélange réactionnel brut de dU ^BPU TP (4). Cliquez ici pour agrandir l'image .

Figure 4. Profil RP-HPLC de brut dU ^BPU TP (4): 3,5 ml / min (éluant A: 0-100% éluant B en 40 min, débit mM TEAB 50 en H ₂ O; éluant B: mM TEAB 50 H ₂ O / CH ₃ CN (1/1)). Cliquez ici pour agrandir l'image .

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Figure 5. Caractérisation de la nucléoside triphosphate modifié dU ^B TP (5): A) spectre RMN ^31P (121,4 MHz, D ₂ O, 128 scans), ¹⁸ B) Spectre ¹ H-RMN (300 MHz, D ₂ O, 128 scans );. C) spectre MALDI-TOF Cliquez ici pour agrandir l'image .

Figure 6. Image représentative gel (PAGE 15%) des réactions d'extension d'amorce avec divers analogues de dNTP de base modifié Lane 1:. Amorces; piste 2: dNTPs naturels sans dUTP; piste 3: dNTP naturels sans dATP; ligne 4: dNTPs naturels sans dCTP; piste 5: dU ^{t P} TP (2); piste 6: dA ^Hs TP (6); piste 7: dC ^Val TP (7); piste 8: dA ^Hs TP (6) et dU ^{P t} TP (2); ligne 9: dA ^HS TP (6) et dC ^Val TP (7); piste 10: dU ^{t P} TP (2) et dC ^Val TP (7); piste 11: dU ^{t P} TP (2), dA ^HS TP (6), et dC ^Val TP (7); voie 12:. dNTPs naturels Cliquez ici pour agrandir l'image .

Figure 7. l'image de gel (PAGE 20%) des réactions de polymérisation TdT avec divers analogues de bases modifiées dUTP Lane 1:. dU ^{P c} TP (1); piste 2: dU ^{P t} TP (2); piste 3: dU ^B TP (5); piste 4: dU ^FP TP (3); piste 5: dU ^BPU TP (4); piste 6: dTTP; piste 7: amorce. Concentrations: 10. UM, 25 um, 50 um, 75 um et 100 um Cliquez ici pour agrandir l'image .

L'inclusion des modifications dans les acides nucléiques de l'intérêt pour de nombreuses applications pratiques, y compris le développement de antisens et antigéniques des agents ^42,43, l'étiquetage et le marquage fonctionnelle d'oligonucléotides ^41, et dans les efforts visant à élargir l'alphabet génétique ^44-46. des altérations chimiques et les groupes fonctionnels sont généralement introduits dans des acides nucléiques par l'application de protocoles de synthèse en phase solide standard et automatisés. Cependant, les blocs de construction phosphoramidite doivent être résistants aux conditions assez sévères imposées par cette méthode, ce qui à son tour, impose une restriction sévère sur la nature de la fonctionnalité chimique ^47. Au lieu de cela, la polymérisation par l'intermédiaire d'enzyme de nucléosides triphosphates modifiés permet l'introduction d'une plus large gamme de fonctionnalités, puisque la seule restriction est que ils agissent comme des substrats pour polymerases ^1,2. Même si il ya un manque notable de genméthodologie ralement applicable, synthétique fiable et robuste et méthodes d'analyse ont été mises au point pour la synthèse de dNTP modifiés. En outre, en raison de leur nature même, les triphosphates modifiés sont assez sensibles à différentes conditions externes (par exemple pH, température) et, par conséquent, un protocole détaillé pour la synthèse et la caractérisation est très bénéfique.

Le flux de travail présenté ici, comprend la synthèse chimique de dNTP modifiés, par purification par RP-HPLC, une analyse RMN, et des dosages enzymatiques pour la caractérisation biochimique de ces analogues nucléosidiques. Les étapes les plus critiques pour une synthèse réussie et la caractérisation des dNTP modifiés sont l'analyse du produit brut (par RMN), la purification par HPLC en profondeur, l'analyse de la matière purifiée, et le choix d'un ADN approprié (ARN) polymérase.

Pour la synthèse de dNTP modifiés nous avons appliqué la méthode développée par Ludwig et Eckstein ^39, depuis moins de sous-produits sont formés par rapport à d'autres procédures, mais au détriment d'une route un peu plus synthétique. En outre, la purification par RP-HPLC représente certainement l'étape de pivotement de l'ensemble de voie de synthèse, car il permettra la séparation des nucléoside diphosphates (dNDPs) qui, souvent, inhibent fortement l'ADN et de l'ARN polymérases ^48. Après réalisation de la synthèse et de la purification, la pureté du triphosphate résultant doit être évaluée à la fois par RMN et MALDI-TOF afin de s'assurer qu'aucun diphosphate de polymerase d'inhibition est présent.

Le dosage d'incorporation de la figure 6 met clairement en évidence l'utilité de cette approche. En effet, tous les dNTP utilisés dans cet exemple représentatif révèlent être de bons substrats pour l'ADN polymérase (dans ce cas particulier de ventilation (exo ^-)) depuis pas plus vite courir bandes correspondant aux fragments plus petits ont pu être observées. Besides, l'enzyme tolère deux substrats ornés de résidus d'acides carboxyliques (dU ^{t P} TP (3) et dC ^Val TP (7)) et la polymérisation des deux résultats dNTP dans un oligonucléotide portant pas moins de 39 charges négatives supplémentaires. Une autre caractéristique frappante est que les bandes résultant de l'incorporation de dNTP modifiés présentent souvent des mobilités électrophorétiques plus lent que les contrôles naturels (par exemple comparer voies 11 et 12). Ainsi, les réactions d'extension d'amorce représentent un moyen simple et puissant pour évaluer l'acceptation du substrat de dNTP modifiés.

En outre, la polymérisation médiée par TdT de triphosphates de 3'-terminales des oligonucléotides simple brin est une stratégie séduisante pour la génération d'acides nucléiques hautement fonctionnalisés ^49-52. L'exemple représentatif montré sur la figure 7 montre clairement la procédure de sélectineg les fonctionnalités qui sont tolérés par le Co ^{2 +-dépendante} TdT ^53. En effet, dU ^{c P} TP (1) et dU ^FP TP (3), qui sont équipés de l'acide aminé L-proline protéinogénique et le dipeptide α-Phe-Pro, respectivement, sont les meilleurs substrats pour la TdT et ont donné lieu à tailing efficacité qui se comparent favorablement à la commande dTTP non modifié, même à des concentrations aussi faibles que 10 uM (lignes 1 et 4). Étonnamment, analogique dU ^{t P} TP (2) où le résidu de proline est relié au bras de liaison en trans par rapport à l'acide carboxylique libre, n'est pas aussi bon substrat que son homologue cis depuis oligonucléotides polydisperse plus de taille ne sont observées à plus Les concentrations de dNTP (> 100 uM, piste 2). En outre, le dNTP des sulfamides modifié 5 est un substrat modérée pour TdT et comparable à dU ^{t P} TP (2) (piste 3). En outre, dU ^BPU TP (4), qui présente une forte motif de liaison hydrogène don, est un assez mauvais substrat pour TdT et la réaction de polymérisation semble être indifférent à la concentration de la dNTP modifié. Ainsi, l'ordre de substrat suivant l'acceptation peut être interprétée de la figure 7: dU ^{c P} TP (1), dU ^FP TP (3)> dU ^{t P} TP (2), dU ^hôtes TP (5)> dU ^BPU TP (4 ).

Enfin, le mode opératoire décrit pour les réactions de polymérisation dans des conditions de PCR en utilisant les analogues modifiés est assez similaire à celle impliquant des dNTP naturels. Cependant, la compatibilité de dNTP modifiés avec polymérases dans ces conditions est d'une importance cruciale pour la génération de functionali haute densitéacides nucléiques zed ^7, en particulier en ce qui concerne leur utilisation in vitro expériences de sélection en.

En résumé, la méthode pour la synthèse et la caractérisation de nucléosides triphosphates modifiés a été souligné et la mise en place d'un tel protocole aidera certainement dans le développement et l'artisanat de nouveaux analogues. Parallèlement, l'émergence de ces nouveaux dNTP facilitera la génération d'oligonucléotides fonctionnalisés; en particulier, des acides nucléiques catalytiques.

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Ce travail a été soutenu par le Fonds national suisse (subventions n ° PZ00P2_126430 / 1 et PZ00P2_144595). Professeur C. Leumann est grandement apprécié pour fournir l'espace et l'équipement de laboratoire, ainsi que pour son soutien constant. Mme Sue Knecht est reconnu pour des discussions fructueuses.