Expressão, isolamento e purificação do solúveis e insolúveis biotinilados Proteínas de Tecido Nervoso Regeneração

Desenvolvimento de proteínas de fusão biotinylatable tem muitas aplicações potenciais em diversas áreas de pesquisa. Engenharia de proteínas recombinantes é um procedimento para a frente que é eficaz em termos de custos, rendimentos elevados de proteínas personalizados.

Engenharia de proteínas recombinantes utilizou Escherichia coli (E. coli) para sistemas de expressão de quase quatro décadas, e hoje E. coli é ainda o organismo hospedeiro mais utilizado. A flexibilidade do sistema permite a adição de porções tais como uma etiqueta de biotina (para interacção com estreptavidina) e proteínas funcionais maiores, como a proteína fluorescente verde ou proteína vermelho cereja. Além disso, a integração de aminoácidos não naturais como quelantes de iões de metais, grupos funcionais reactivos, exclusivamente sondas espectroscópicas, e as moléculas que conferem modificações pós-traducionais permitiu uma melhor manipulação de propriedades de proteína e funcionalidades. Como resultado desta técnica cria proteínas de fusão personalizáveis ​​que oferecem utilidade significativa para vários campos de pesquisa. Mais especificamente, a sequência da proteína biotinylatable foi incorporado em muitas proteínas alvo, devido à interacção de alta afinidade entre biotina com a avidina e estreptavidina. Esta adição tem ajudado no aumento da detecção e purificação de proteínas marcadas, bem como abrindo o caminho para aplicações secundárias, tais como separação de células. Assim, as moléculas marcadas com biotina mostram uma influência crescente e generalizada nos campos Bioindustrial e biomédicas. Para efeitos de nossa pesquisa, temos projetado proteínas de fusão biotinilado recombinantes contendo fator de crescimento do nervo (NGF) e semaphorin3A (SEMA3A) regiões funcionais. Nós temos descrito anteriormente como estas proteínas de fusão biotinilado, juntamente com outras sequências de proteínas activas, pode ser preso a biomateriais para a engenharia de tecidos e efeitos regenerativos. Este protocolo descreve os conceitos básicos de proteínas biotinylatable engenharia na escala miligrama, utilizando um vetor lac induzível T7 e E. hospedeiros de expressão de E. coli, a partir da transformação de aumento de escala e purificação.

Proteínas de cobrir uma vasta gama de biomoléculas que são responsáveis ​​por muitas funções biológicas, levando à formação de tecido adequado e organização. Estas moléculas de milhares de iniciar as vias de sinalização que controlam a regulação positiva e / ou sub-regulação de genes e outras proteínas, mantendo o equilíbrio dentro do corpo humano. O rompimento de uma única proteína afeta toda esta teia de sinais, que podem levar ao aparecimento de distúrbios ou doenças devastadoras. Engenharia proteínas individuais no laboratório oferece uma solução para combater estes efeitos adversos e oferece uma alternativa aos medicamentos de pequenas moléculas. Em 1977, um gene que codifica a sequência de aminoácidos de somatostatina 14 foi um dos primeiros polipeptídeos engenharia criadas utilizando E. coli ^1. Logo depois, em 1979, a insulina foi clonado no plasmídeo pBR322, transformada, expressa, purificada e ^2. Desde então, as proteínas recombinantes têm expandido sua influência em vários campos da research como biomateriais, a entrega da droga, engenharia de tecidos, biofármacos, agricultura, enzimas industriais, biocombustíveis, etc (para revisões ver referências ^3-8). Isto é principalmente devido à versatilidade que a técnica oferece através da adição de porções de aplicação de produtos químicos específicos ou sequências de proteínas para fins incluindo, mas não limitado a, a identificação das proteínas alvo, de estabilização e de purificação.

Através da tecnologia de DNA recombinante, as proteínas recombinantes podem ser expressas em uma variedade de sistemas de hospedeiros eucariotas e procariotas, incluindo mamíferos, plantas, insectos, leveduras, fungos e bactérias. Cada host oferece diferentes vantagens e, normalmente, o melhor sistema é determinado com base na função da proteína, rendimento, estabilidade, custo total, e escalabilidade. Células de bactérias, muitas vezes não têm os mecanismos de modificação pós-traducionais que os anfitriões fornecem eucarióticas (ou seja, glicosilação, dissulfeto de transição, e tc.) ^5. Como resultado, os sistemas de mamífero e de insecto geralmente resultam em melhor compatibilidade e de expressão de proteínas eucarióticas, no entanto estes hospedeiros são geralmente mais caros e ⁹ demorado. Portanto, E. coli é o hospedeiro preferido para o nosso sistema de expressão, porque as células se expandem rapidamente em condições de crescimento de baixo custo e os mecanismos de expressão genética são bem compreendidos ^5,9. Além disso, este sistema é de fácil aumento de escala para fins de produção e resulta em proteínas funcionais, apesar da ausência de modificações pós-translacionais ^10. A E. coli K12 tensão é escolhida neste protocolo para a clonagem, porque esta estirpe oferece excelentes rendimentos plasmídeos baseados em alta eficiência de transformação. Além disso, uma E. coli estirpe BL21 utilizado para a expressão porque esta estirpe hospedeira contem o gene da RNA polimerase de T7, que proporciona a expressão da proteína e da estabilidade controlada ^11.

Expressões de ensaio (culturas em pequena escala) são usados ​​para determinar a presença e a solubilidade da proteína alvo, que pode ser expresso numa forma solúvel ou insolúvel para formular os procedimentos de purificação. Uma proteína solúvel expressa dentro da célula bacteriana será submetido a dobragem espontânea para manter a sua estrutura nativa ^19. Tipicamente, o nativoestrutura é termodinamicamente favorável. Em muitos casos, a actividade metabólica do hospedeiro não é favorável para a proteína alvo, colocando pressão no sistema que leva à produção de proteína insolúvel e a formação de corpos de inclusão na forma de agregados de proteínas insolúveis. Assim, a proteína alvo desnatura, tornando-os biologicamente inactivos, geralmente ^20. Ambas as expressões de ensaio são incrementados, e os procedimentos de isolamento é determinada pela solubilidade da proteína alvo. Um adicional de renaturação ou redobramento etapa é necessária para as proteínas insolúveis. As proteínas recombinantes resultantes podem ser ainda purificado usando cromatografia de exclusão de tamanho.

No casa de produção de proteína recombinante oferece vantagens de custo sobre os produtos comerciais desde miligramas de proteína alvo pode ser isolado por litro de cultura principal. A maior parte do equipamento necessário está disponível num laboratório biológico ou químico típico. Engenharia de proteínas permite a criaçãode proteínas de fusão de costume com funcionalidades adicionais que nem sempre estão disponíveis comercialmente. Figura 1 mostra os principais procedimentos envolvidos na engenharia de proteínas recombinantes. Com este sistema de expressão que criamos muitas proteínas biotinylatable, como o interferon-gama, fator de crescimento derivado das plaquetas e proteína morfogenética ^{óssea-21-23,} mas vamos nos concentrar em duas proteínas que nós projetamos para orientação do axônio, NGF (29 kDa ) e SEMA3A (91 kDa) ¹⁰ (para revisão ver referência ^24). A biotinilação é uma técnica comum para a identificação, a imobilização e isolamento de proteínas marcadas utilizando a interacção biotina-estreptavidina bem conhecido ^25-27. Sondas biofísicas ^28,29, biossensores ^30, e quantum dots ³¹ são alguns exemplos de sistemas que utilizam a alta afinidade de conjugação biotina-estreptavidina com um K _d da ordem de 10 ^-15 M ^27. A E. coli bioligase de estanho, BirA, auxilia na ligação covalente de biotina para a cadeia lateral de lisina encontrada no interior da sequência de biotina marcado ^18,32. Tethering biotina aos materiais e biomoléculas produziu entrega sustentada de fatores de crescimento para a célula para múltiplas aplicações em engenharia de tecidos ^21,33-35. Portanto, engenharia estas proteínas biotinylatable design personalizado é uma ferramenta poderosa que pode transcender a múltiplos interesses de pesquisa.

1. Projecção da proteína alvo

1. Usando o Centro Nacional de Informações sobre Biotecnologia website (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/) obter uma sequência de aminoácidos para a proteína alvo tendo em conta as espécies de interesse e as variantes de emenda. Seleccionar a sequência de aminoácidos que corresponde à região activa de interesse da proteína.
   Nota: Para SEMA3A, aminoácidos 21-747 foram escolhidos. A proteína de fusão foi concebido com NGF, onde a sequência de barstar, aminoácido 1-90, foi adicionado a aminoácidos de NGF 122-241.
2. Ao N-terminal adicione as seguintes seqüências: 6X-his para a purificação (HHHHHH), Tabaco Etch Vírus (TEV) corte local protease para a remoção de seu tag (ENLYFQG), biotina marcado seqüência para biotinilaï de proteína em K (GLNDIFEAQKIEWHE) e dobradiça flexível com aberturas que permitam espaço para refolding proteína adequada (EFPKPSTPPGSSGGAP).
   Nota: Estas sequências podem variar dependendo do prot fusão desejadaein.
3. Enviar sequência completa de aminoácidos de uma empresa para o gene projeto / otimização para espécies hospedeiras desejados e síntese. Subclone em um vetor de escolha utilizando o sítio BamHI-NotI usando um kit ou utilizando serviços comerciais.

2. Fazendo placas de ágar

Nota: É muito importante que todas as reservas de antibióticos, pratos, buffers, etc, são armazenados adequadamente (temperatura e duração) e permanecem livres de proteases (esterilizado).

1. Pesar agar a 1,5% em peso e caldo lisogenia (LB) a 20 g / L e coloque em uma garrafa de vidro de mídia. Uma garrafa de 500 ml faz cerca de 15 placas.
2. Volumetricamente adicionar água ultrapura, misture bem, e autoclave.
3. Deixe esfriar garrafa ao toque e adicionar os antibióticos apropriados. Evite solidificação prematura de agar, no entanto, se garrafa esfria muito e solução começa a congelar, aquecer no microondas.
   Nota: Nossa plasmídeo contém um gen de resistência à ampicilinae. Portanto, todos os passos devem conter ampicilina a 100 ug / ml. A E. coli K12 estirpe clonagem requer tetraciclina (12,5 ug / ml) do antibiótico. Células bacterianas BL21 não requerem qualquer antibiótico adicional.
4. Despeje 25-30 ml de solução em 90 milímetros pratos de Petri e permitir tempo para secar.
5. Prato Label com antibióticos apropriados e loja de cabeça para baixo em 4 ° C, com Parafilm ou em um saco hermeticamente fechado.
   Nota: As placas são bons para cerca de um mês.

3. Clonagem da Biotina Tagged plasmídeo

Nota: As condições são realizadas de forma asséptica.

1. Girar plasmídeo vetor a 6.000 xg por 3 min, a fim de agregar e adicionar 10 ml de água ultrapura esterilizada.
2. Remover 50 mL de E. quimicamente competente células de alta eficiência de transformação de E. coli a partir de -80 ° C e colocar imediatamente em gelo durante 5-10 min.
3. Adicionar 1 ml de solução de vetor em 0,5-1 ng/50Células L para a 50 ul E.; 56 coli células e colocar o plasmídeo restante em -80 ° C.
4. Colocar as células de bactérias que contêm o vector em gelo durante 5 min.
5. Choque térmico da célula e mistura vetor para 30-45 seg em 42 ° C banho de água e coloque as células de volta no gelo por 2 min.
6. Adicionar 250 mL de caldo de super óptima com repressão catabólica (SOC) média (2% w / v de bacto-triptona, 0,5% w / v de extracto de bacto-levedura, NaCl a 8,56 mM, KCl 2,5 mM, 20 mM de MgSO _4, 20 mM de glucose , água ultrapura, pH = 7,0) e agitar a 250 rpm a 37 ° C durante 30 min.
   Nota: SOC não deve ser autoclavado, mas ser esterilizado por filtração através de um filtro de 0,22 um.
7. Secar as placas de 10-15 min antes do plaqueamento das células.
8. Pipetar 25, 50, e 100 ul de solução de células em placas de agar contendo ampicilina separadas (100 ug / ml) e tetraciclina (12,5 ug / ml) antibióticos. Use contas de vidro para distribuir solução uniformemente sobre placas de ágar.
9. Incubar as placas de cabeça para baixo, a 37 ° C durante 15-18 horas.
10. Entrada para pequenas colónias de bactérias individuais em placas e armazenar de cabeça para baixo a 4 ° C até à sua utilização (Figura 2A).
    1. Se não houver colônias estão presentes:
       1. Confira o frescor ea esterilidade de buffers e suprimentos.
       2. Aumentar a quantidade de plasmídeo adicionado a E. coli K12 tensão.
    2. Se grandes colônias estão presentes ou se houver um crescimento excessivo de colônias (Figura 2B e 2C), restreak uma nova placa de ágar usando um loop de inoculação estéril ou células da placa com menor volume.
11. Inocular 5 ml de LB contendo ampicilina (100 ug / ml) e tetraciclina (12,5 ug / ml) Os antibióticos com uma única colónia de E. transformado células de E. coli. As células crescem-se durante a noite a 37 ° C a 250-300 rpm.
12. No dia seguinte, utilizar um kit de isolamento de plasmídeo, a fim de isolar o vector alvo de gro overnightw-se e armazenar plasmídeo purificado a -80 ° C até à sua utilização.
    1. Opcional: Verifique a pureza e concentração de plasmídeo usando leitura de absorbância obtidos a 260 e 280 nm.

4. Transformação de plasmídeo para expressão do host

Nota: As condições são realizadas de forma asséptica.

1. Repita os passos 3,2-3,10 para E. células de E. coli BL21 com as seguintes alterações:
   Nota: as células BL21 não requerem quaisquer antibióticos adicionais, por conseguinte, apenas ampicilina é adicionada às placas de agar para a transformação.
   1. Adicione 2-5 mL de plasmídeo isolado em 0,5-2 ng/50 células ul da etapa 3,12-50 mL E. As células hospedeiras de expressão de E. coli.
   2. Células de choque térmico para 60-90 seg.
   3. Agitar solução contendo meio SOC a 250 rpm durante 60 minutos em vez de 30 minutos.
2. Arrancar uma única colônia de células de bactérias transformadas a partir da placa de Petri com um sterile aplicador vara e colocar num tubo de ensaio contendo 5 ml de caldo de LB com a concentração adequada de ampicilina (100 ug / ml).
3. Colocar os tubos de ensaio no agitador durante a noite a 37 ° C a 250 rpm.
4. Na manhã seguinte, 200 mL de ter a durante a noite a crescer-se e adicioná-lo ao 5 ml de LB contendo ampicilina a 100 ug / ml.
5. Congelar as células restantes com 250 mL de 50% de glicerol (estéril) para 750 mL da cultura e se manter em -80 ° C.
   Nota: Novo teste de expressão e procedimentos de aumento de escala pode ser feito por meio de uma vareta aplicadora estéril para obter uma raspagem de células congeladas e inoculando LB com os antibióticos apropriados.
6. Coloque o tubo de ensaio no agitador a 250-300 rpm, a 37 ° C, até a densidade óptica (OD) é medida entre 0,7-0,8 a uma absorvância de 600 nm.
7. Induzem as células com IPTG a uma concentração final de 1 mM.
8. Agita-se durante 4 horas adicionais a 37 ° C a 300 rpm. Alternativamente células podem tambémser agitada durante a noite a 18 ° C a 250-300 rpm. Isto pode produzir um elevado rendimento de plasmídeo de acordo com a proteína alvo.
9. Dodecilsulfato de sódio em gel de poliacrilamida de electroforese (SDS-PAGE) Análise de expressão de teste
   1. Tome 500 mL de cultura e colocar em um tubo de 1,5 ml. Gire para baixo em 13-15 g durante 5 min. Deitar fora o líquido sobrenadante e rotular "solúvel". Ressuspender o granulado com vórtex em 200 ul de corante de carregamento (50 ul de 2-mercaptoetanol, o tampão de amostra de Laemmli 950 ul).
      Nota: bactérias solúveis peletes será utilizada para determinar se a proteína recombinante é das regiões citoplasmática das células das bactérias. Os peletes podem ser armazenadas em -80 ° C, sem o carregamento de corante até que seja necessário. Uma cultura de bactérias de controlo que não tenha sido transformada ou induzida pode ser tratada como solúvel, bem como para a comparação.
   2. Tome 1.000 l de cultura e colocar em um tubo de 1,5 ml. Gire para baixo em 13-15 g durante 5 min.Deitar fora o líquido sobrenadante e rotular "insolúvel".
      Nota: pelotas insolúveis passará por procedimentos de desnaturação abaixo, a fim de liberar as proteínas encontradas em corpos de inclusão de células de bactérias. Os peletes podem ser armazenadas em -80 ° C até ser necessário. Uma cultura de bactérias de controlo que não tenha sido transformada ou induzida pode ser tratada como insolúvel, bem como para a comparação.
      1. Ressuspender o sedimento insolúvel em 200 ul Bugbuster e deixar à temperatura ambiente durante 30 min.
      2. Girar amostra novamente em 13-15 g durante 5 min e tomar 50 ul de sobrenadante e adicioná-lo à nova "Insolúvel" 1,5 ml tubo.
      3. Em seguida, adicionar 50 ul de corante de carga a esta nova amostra.
   3. Ferver as duas amostras solúveis e insolúveis por 5 min para desnaturar proteínas para análise de SDS-PAGE.
   4. Coloque cada amostra em gel de eletroforese com escada padrão.
   5. A fim de visualizar as amostras de proteína usar um staining reagente e seguir o protocolo da empresa.
   6. Determinar se a proteína expressa nas fracções solúveis e / ou insolúveis, comparando estas duas faixas, bem como a comparação das faixas para as pistas de controlo solúveis e insolúveis (ver Nota 4.9.1 e 4.9.2) em gel de SDS-PAGE (Figura 2). Uma banda escura deve aparecer em torno do peso molecular da proteína nas pistas solúveis ou insolúveis. Isto irá determinar qual o procedimento de isolamento para usar no Protocolo 6.
      Nota: Se existir uma banda em ambas as regiões do que qualquer um de isolamento utilizado no protocolo 6 abaixo pode ser realizado, ou a proteína pode ser isolado em ambos os sentidos, a fim de determinar qual o método de isolamento produz um maior rendimento de proteína recombinante (Figura 3) .
   7. Se um 4 hr e durante a noite a indução foi realizada, determinar qual o método de indução tem a maior produção de proteínas para o processo de aumento de escala (Figura 2).

5. Scale-up Procedimento e Cultura Principal

1. Preparar o meio de crescimento com 85,7 g de Terrific Broth e 28,8 ml de glicerol a 50% em 1,8 L de água ultrapura e autoclave em ciclo líquido durante 1 hora.
2. Iniciar uma cultura durante a noite a partir de estoque de células congeladas criado no passo 4.5.
   Nota: As condições são realizadas de forma asséptica.
   1. Misturar 20 ml de LB e com uma concentração final de ampicilina a 100 ug / ml em 125 ml de um frasco de Erlenmeyer esterilizado.
   2. Usando uma vara aplicador estéril dar uma demolição de transformar E. coli e células aplicador gota para o balão. Remover aplicador e frasco ficha com rolha de espuma ou algodão e cubra com papel alumínio para manter a esterilidade.
   3. Agitar durante a noite a 250 rpm a 37 ° C.
3. Cultura Principal
   Nota: As condições são realizadas de forma asséptica.
   1. Despeje cultura durante a noite em 1,8 L de meio de crescimento estéreis e adicionar ampicilina em 100 ug / ml e 6-8 gotas de anti-espuma esterilizado 204, utilizando uma pipeta Pasteur.
   2. Coloque culturas em um C banho de água 37 ° com 0,2 milímetros filtrados borbulhamento de ar comprimido em culturas através pedras de aeração.
   3. Uma vez que o OD _{600 nm} alcança 0,7-0,8, induzir com IPTG (1 mM) e permitir a indução de ocorrer um 4 horas a 37 ° C ou durante a noite a 18 ° C, dependendo dos resultados da solúveis / insolúveis a partir de SDS-PAGE no passo 4.9.
4. Coleta E. As células de E. coli
   1. Girar a cultura de células em frascos de 1 L centrífuga (2 garrafas / cultura) durante 15 min a 14.000 xg, a 4 ° C.
   2. Deitar fora o sobrenadante e usando uma espátula fina, colher as bactérias da pelota em dois tubos de 50 ml. As células podem ser sedimentadas de novo por centrifugação, durante alguns minutos.
      Nota: Cada cultura de 1,8 L resultará em dois pelotas de bactérias, uma em cada um dos tubos de centrífuga de 50 ml.
   3. Pelotas Armazene em -80 C até o isolamento das proteínas.

6. Isolamento e Purificação da Proteína Recombinante

Nota: Se a proteína está localizada na região solúvel com base da análise de SDS-PAGE do passo 4.9, em seguida, "Isolation nativo" irá ser utilizado, mas para as proteínas insolúveis "isolamento" não nativos procedimentos serão realizados.

1. A lise celular
   1. Não nativos
      1. Remover transformado E. coli sedimento de -80 ° C congelador, e adiciona-se 20 ml de Lise / Wash Buffer (Quadro 1) para cada tubo de centrífuga.
      2. Vortex e agitar o sedimento congelado até que ele derrete e solubiliza na solução-tampão sem pedaços grandes. Incubar em nutator durante a noite. Na manhã seguinte, o sedimento deve ser agora uma massa viscosa, devido à desnaturação da proteína a partir do tampão.
      3. Centrifugar a suspensão a 20.500 x g à temperatura ambiente durante 30 min. Transferir o sobrenadante para um tubo novo para o isolamento e descarte do sedimento.
   2. Native
      1. Obter transformado E. coli a partir de sedimento de -80 ° C congelador.
      2. Adicionar tampão de lise (Tabela 1) para o tubo de centrífuga para atingir um volume final de 30 ml, e desalojar sedimento congelado em vortex e agitação rigorosa. Coloque pellet no gelo.
      3. Lavar sonda de ultra-sons com etanol a 70% a 100% da amplitude de 1-2 min. Em seguida, repita com água ultrapura.
      4. Sonicar sedimentar as bactérias enquanto em gelo durante 5 min (tempo total de 10 min).
         1. Definir sonicador em 30% da amplitude com pulso de 30 seg on/30 seg off.
         2. Bob tubo de centrífuga para cima e para baixo durante o intervalo de ultra-sons, a fim de romper completamente o sedimento celular. No final do tempo total transcorrido deve haver nenhuma bactéria visíveis sedimentar deixando um fibroso lama viscosa.
         3. Limpar a sonda de ultra-sons entre os diferentes isolamentos de proteínas, assim como para armazenamento, utilizando etanol a 70% e água pura como descrito no passo 6.1.2.3.
      5. Centrifugar a suspensão a 20.500 xg, a 4 ° C durante 30 min. Transferir o sobrenadante para um tubo novo para o isolamento e descarte do sedimento.
2. A cromatografia de afinidade de Ni-NTA
   1. Não nativos
      1. Adicionar 1 ml de Ni ^{2 +-NTA} de solução de resina de cada tubo de ensaio (2 ml no total de resina para uma cultura de 1,8 L) e incubar a temperatura ambiente durante pelo menos 1 hora em nutator.
      2. Despeje suspensão na coluna de afinidade e permitir solução para escorrer através da válvula torneira completamente em copo de resíduos.
      3. Realize 10 lavagens com 10 ml de lise / tampão de lavagem para cada lavagem.
         1. Para as primeiras duas lavagens, adicionar 10 ml de o tubo de centrifugação para remover a resina adicional e, em seguida, verter em coluna. As lavagens adicionais podem ser adicionados directamente à coluna.
         2. Depois de cada lavagem, agita-se a resina com uma vareta de agitação de vidro. Uma vez que a lavagem de pinga dentro do copo de resíduos, podem ser adicionados nos próximos 10 ml.
      4. Depois de lavar completamente drips através, válvula torneira perto, retire copo de resíduos e substituir com 50 ml tubo de centrífuga para a coleta de proteína.
      5. Adicionar 15 ml de tampão de eluição (Tabela 1) e agitar-se resina, permitindo solução para sentar-se por 5 min. Válvula torneira aberta e eluição a cobrar. Repita novamente com um adicional de 15 ml.
   2. Nativo
      1. Siga a cromatografia de afinidade não nativos acima (Passos 6.2.1.1-6.2.1.4), exceto ajustar os seguintes parâmetros:
         1. Incubar Ni ^{2 +} solução de resina-NTA, a 4 ° C durante pelo menos 1 hora em nutator.
         2. Use o tampão de lavagem apropriado (Tabela 1).
      2. Adicionar 5 ml de tampão de eluição (Quadro 1) e incuba-se com a resina, durante 5 min.
         1. Válvula de torneira aberta e recolher eluição até que a maioria da solução foi gotejada através de.
         2. Adicionar 90 ul / poço de reagente de Bradford para limpar placa de 96 poços. Depois de cada eluição permitem 10 ul de modolução a pingar a partir da coluna em poços contendo 90 ul de reagente de Bradford.
         3. Continue adicionando 5 ml tampão de eluição de cada vez até ensaio de Bradford já não detecta proteína (cor vai do azul escuro para azul claro para limpar). Isso normalmente leva 4-5 volumes de eluição.
3. Diálise / Renaturação
   1. Faça nonnative (renaturalização) e buffers de diálise nativas (Tabela 1) e armazenar em 4 ° C.
      Nota: O pH dos tampões de diálise são determinadas pelo ponto isoeléctrico da proteína alvo (pi). Como uma regra de polegar proteínas devem ser tamponadas, pelo menos, um ponto imediatamente acima ou abaixo dos valores de pi.
   2. Transferir eluições nativas e não-nativas para tubos de diálise com corte de peso molecular apropriado (25.000 MWCO para NGF e 50.000 MWCO para SEMA3A). Colocar cada amostra de proteína no respectivo tampão de diálise 1, durante 4 horas a 4 ° C e, em seguida, substituir com o respectivo tampão 2 ao longonoite a 4 ° C.
      Nota: A proteína tem de ser dialisada em cada tampão durante pelo menos 4 horas, para a re-enrolamento correcto e troca de tampão para ter lugar.
   3. Concentrar as eluições de proteína dialisada a menos de 5 ml, utilizando concentradores de rotação centrífuga.
      Nota: As proteínas podem ser ainda purificado por cromatografia líquida de proteína rápida (FPLC) e concentrou-se novamente.
4. Determinar a concentração de proteína (mg / ml) por liofilização de uma amostra de 10-50 ml num tubo de microcentrífuga de pré-pesado.
   1. Opcional: determinar o coeficiente de extinção, ε, de modo que a concentração de proteína pode ser determinada em isolamentos futuros medindo a absorvância de uma amostra a 280 nm, utilizando a Lei de Beer-Lambert: c = A _280nm / εl, onde L é o comprimento do percurso.

7. Biotinilação de proteína purificada

1. Dializar proteínas em 10.000 MWCO cassetes de diálise against 10 mM Tris (pH = 8,0), alterando o tampão a cada 4 horas, com um total de 6 alterações.
2. Transferir as proteínas recombinantes (agora em tampão Tris 10 mM) a 2 ml de tubos de micro-centrífuga para biotinilação.
3. Biotinilar proteínas utilizando um kit de biotina ligase de proteína.
4. Dializar contra proteínas de PBS (pH = 7,4) utilizando 10.000 MWCO cassetes de diálise com três mudanças de tampão por dia, durante 2 dias.
5. Determinar a percentagem de biotinilação de proteínas, utilizando um kit de quantificação.
6. Determinar a concentração de novo, como descrito em 6.4 e armazenar a 4 ° C ou alíquota e armazenar a -20 ° C para armazenamento a longo prazo.

Clonagem e Expressão de teste

Quando chapeamento é realizado corretamente, único colônias isoladas devem formar a aumentar as chances de arrancar bactérias clonal transformaram células (Figura 2A). No entanto, se demasiadas células são plaqueadas, as placas são incubadas por muito tempo, a 37 ° C ou a transformação é questionável, as colónias podem cobrir a placa de ágar ou de formar agregados maiores de células (Figuras 2B e 2C). Durante a expressão do teste, o NGF e SEMA3A foram induzidas em primeiro lugar durante 4 horas a 37 ° C e a análise de SDS-PAGE determinado que ambas as proteínas se localizavam na fracção solúvel (Figura 2D). A expressão da proteína pareceu justo e, por conseguinte, um outro teste de expressão com a indução durante a noite a 18 ° C, foi examinado. NGF resultou em uma melhor expressão na fracção solúvel, ao passo que não houve nenhuma diferença notável com SEMA3A (Figura 2E).

Tanto o NGF e SEMA3A foram isolados usando técnicas de isolamento nativas como descrito no protocolo anterior e percorrer a coluna de FPLC para purificação. Além disso, estas proteínas recombinantes foram isolados e purificados nonnatively. Embora o NGF estava na fracção solúvel durante a expressão de teste, os procedimentos de isolamento nativa produziu um baixo rendimento do NGF, tanto após 37 ° C (4,57 mg / cultura principal de 2 L) e 18 ° C (6,11 mg / cultura principal de 2 L; Figura 3A, as linhas sólidas) induções. No entanto, um maior rendimento de NGF foi obtido através do isolamento não nativo com renaturação (10,72 ± 1,8 mg / cultura principal, de 2 L, Figura 3A, linha tracejada) após 18 ° C, a indução durante a noite. Por outro lado, o isolamento não nativo não resultou em produção SEMA3A (Figura 3B, linha a tracejado) com 8,61 ± 3,1 mg / cultura principal de 2 L para o isolamento nativa (Figura 3 B, linha sólida). Como resultado, o NGF foi isolada sob condições não nativas após a indução durante a noite a 18 ° C, ao passo que, submetidos ao isolamento SEMA3A nativo após 4 h de indução a 37 ° C. FPLC picos foram recolhidos, e as amostras de NGF e SEMA3A foram analisados ​​com SDS-PAGE (Figura 3). Picos de proteína adicionais encontrados na saída de FPLC para SEMA3A (Figura 3B) foram recolhidos e analisados ​​por SDS-PAGE e não se localizavam na região de peso molecular do SEMA3A. Estas fracções são produtos de degradação muito provavelmente por não comportar funcionalmente em ensaios baseados em células, como fez o pico SEMA3A indicado na Figura 3B. As proteínas foram biotinilados utilizando uma enzima BirA e dialisado para remover quaisquer espécies que não reagiram. Biotinilação foi confirmado com um kit de biotina quantificação e leitor de microplacas fluorescente.

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Figura 1. A engenharia de proteínas utilizando um E. sistema de expressão de E. coli. O processo básico de engenharia de proteína recombinante envolve a concepção de um plasmídeo para a clonagem e expressão em E. coli. As colónias transformadas são seleccionadas com o uso de antibióticos. Expressões de ensaio pequenos são utilizados para optimizar e identificar a produção e solubilidade da proteína alvo. Este procedimento é ampliado para grandes cultivos batelada (escala litro). Métodos de cromatografia são usadas para isolar e purificar a proteína desejada de engenharia. As modificações, tais como a biotinilação pode ocorrer durante a batelada ou após purificação.

Figura 2. Optimizing expressão teste de NGF e SEMA3A. (A) de chapeamento de 25 ul de transformada E. coli K12 resultou em pequenas colónias isoladas. Uma colônia indivíduo deve ser selecionado para a expressão de teste. Para as células BL21 transformada distribuição colônia semelhante deve ocorrer. (BC) chapeamento 50 ul e 100 ul de células K12, respectivamente, resultou em superpopulação de colônias bacterianas. Arrancar a partir destas placas pode causar uma menor probabilidade de selecção de uma colónia derivada de uma única célula transformada. (D) as expressões de ensaio de células transformadas foram induzidas durante 4 horas a 37 ° C com IPTG, e SDS-PAGE mostra que a proteína de fusão de NGF (29 kDa) e a proteína de fusão SEMA3A (91 kDa) são expressos na fracção solúvel. (E) indução durante a noite a 18 ° C mostra a expressão de NGF ainda na fracção solúvel, no entanto, a expressão de SEMA3A não é reforçada.

Figura 3. Purificação do NGF e SEMA3A usando FPLC. (A) o isolamento não nativos depois de 18 ° C a indução durante a noite (linha tracejada), resultou em melhores rendimentos de NGF em relação ao isolamento nativo tanto 4 horas, 37 ° C e durante a noite, as induções de 18 ° C (linhas contínuas). (B) Para SEMA3A, a indução a 37 ° C durante 4 horas e isolamento do estado nativo produziu melhores rendimentos em comparação com isolamento não nativa nos mesmos parâmetros de cultivo. SDS-PAGE mostra colecções de pico de FPLC (setas) tanto para (A) e do NGF (B) SEMA3A. Um padrão de proteína de filtração de gel foi executada para confirmar a distribuição de peso molecular dos picos e é indicada no fundo das parcelas de FPLC em kDa.

Tabela 1. Recombinantes Buffers isolamento de proteínas.

Engenharia de proteínas recombinantes é uma técnica muito poderosa que se estende por muitas disciplinas. É rentável, sintonizável e um procedimento relativamente simples, permitindo a produção de altos rendimentos de proteínas personalizados. É importante notar que a concepção e expressão de proteínas-alvo nem sempre é directa. Expressão basal e estabilidade da proteína recombinante depender de escolhas específicas de vetoriais, E. estirpes de E. coli, células de adições marca peptídica e parâmetros de cultivo. Nosso critério de projeto específico utiliza bem estabelecida E. coli para a engenharia de proteínas. Além disso, o vector plasmídeo contém um promotor lac de T7 e o gene de resistência à ampicilina para expressão estável de proteína recombinante.

Após a obtenção do plasmídeo subclonado altamente purificada, o primeiro procedimento é importante para transformar com sucesso a proteína alvo na célula hospedeira e determinar a solubilidade dea proteína. Expressões de ensaio são o melhor tempo para optimizar a síntese da proteína alvo. É importante para arrancar, colónias isoladas pequenas (Figura 2A) para assegurar uma melhor selecção de células de bactérias, contendo o plasmídeo. Estratégias de resolução de problemas, tais como restreaking redistribuir as colônias ou incubação placas de ágar por períodos de tempo mais curtos poderia ajudar em melhores formações da colônia. Não é nenhuma surpresa que a produção de proteína recombinante induz estresse da estirpe hospedeira ^36. Durante essa fase, se a expressão é baixa, os factores, tais como antibióticos e concentração de IPTG, bem como o tempo de indução e a temperatura pode ser ajustada para se obter a proteína alvo ideal (para revisões ver ^37-38). Isto foi visto por NGF, onde a melhor expressão resultou de indução durante a noite aos 18 ˚ C (Figura 2E).

SEMA3A resultou na produção de proteínas para condições nativas mas nonnative isolamento não mostrou produção de proteína (Figura 3B). Culturas principais de NGF foram induzidas durante 4 horas a 37 ˚ C, assim como durante a noite a 18 ˚ C e isolado sob condições nativas. FPLC purificação produziu um rendimento mais baixo do NGF em relação a culturas principais que foram isolados nonnatively após a indução durante a noite a 18 ˚ C (Figura 3A). A formação de proteínas de corpos de inclusão é geralmente considerado para ser indesejável uma vez que a renaturação é por vezes difícil e não é sempre bem sucedida. Isto levou ao desenvolvimento de técnicas para melhorar a solubilidade da proteína, incluindo a adição de sequências de proteínas solúveis ^39-41. No entanto, as proteínas têm sido demonstrado que possuem formas de estados conformacionais enquanto isolado em corpos de inclusão, e parâmetros tais como as temperaturas de indução baixas ajudam a manter estas estruturas activas ^42-46. Quando uma única proteína pode ser expresso na forma insolúvel, geralmente é possível renatureza da proteína após o isolamento usando técnicas simples com muito pouca perda de rendimento, como já relatado anteriormente ^21.

Nós mostramos como engenheiro e produzir proteínas biotinylatable usando um E. sucesso clonagem E. coli e do sistema de expressão, como o hospedeiro produzindo cerca de 8-10 mg / cultura principal de 2 L. É importante notar que a sequência geral de eventos é a mesma, quando a produção de novas proteínas recombinantes (Figura 1), no entanto, cada personalizado feito de proteína deve ser tratado em uma base caso a caso para determinar como produzir especificamente o maior rendimento do produto purificado. Nós mostramos como NGF e SEMA3A comportar de maneira diferente no mesmo sistema de cultivo e como otimizar sua produção. Além disso, atualmente estamos usando outro E. coli B estirpe hospedeira que pode biotinilar in vivo ⁴⁷ para outras proteínas-alvo, o que demonstra a importância do staying bem informado sobre os avanços em curso e modificações em matéria de engenharia de proteínas recombinantes.

Os autores não têm nada a revelar.

Os autores gostariam de agradecer a Universidade de Akron para o financiamento que apoiaram este trabalho.