The authors would like to acknowledge contributions from the entire Gereau Lab for manuscript editing. This work is supported by NINDS funds 1F31NS078852 to DSB and NINDS fund NS42595 to RWG.

Todos los protocolos de ratón estaban de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud y fueron aprobados por el Comité de Estudios Animal de la Facultad de Medicina de la Universidad de Washington (St. Louis, MO). 1. Preparación de la Bandeja de Pruebas y Cajas <ol><li> Limpie la superficie del cristal. </li><li> Fije la sonda de termopar de tipo T filamento a la superficie en el medio de la placa de vidrio con cinta de laboratorio. </li><li> Coloca los recintos de los animales sobre la placa de vidrio en una sola línea a lo largo del centro de la placa. </li><li> Pase la sonda termopar a través del centro recinto de animales y enchufe en el registrador de datos. Gire el registrador de datos en tiempo de desactivar la función de apagado automático, y conecte el registrador de datos al ordenador con el cable suministrado. <ol><li> Si el registro de la temperatura de la placa durante el experimento, abra el software de registro de datos para comenzar a registrar temperaturas de placas. </li><li> Si es necesario, ajustar el software para volvercable de la temperatura de la placa una vez por segundo. </li><li> Comience a registrar temperaturas utilizando el software incluido con el registrador de datos térmica. </li></ol></li><li> Separar el recinto con inserciones en negro para evitar la interacción visual entre ratones. </li><li> Posición refleja debajo del vidrio de tal manera que la parte inferior de los recintos es visible desde una posición sentada cómoda. </li></ol> 2. El calentamiento / enfriamiento de la placa de vidrio <ol><li> Llenar cajas de aluminio con agua calentada, hielo húmedo, o hielo seco y la posición apropiada sobre la placa de vidrio (paquetes de papel de aluminio lleno de hielo seco se pueden utilizar también para enfriar el vidrio; Figura 1) 2. <ol><li> Para la prueba a 30 ° C, colocar las cajas de aluminio de aproximadamente 0,25 &#39;&#39; fuera de los recintos de los animales (Figura 2 B) 2. <ol><li> Establecer un circulador de agua caliente a cada lado de la placa de vidrio. Ajuste el termostato a 45 - 60 ° C, y nose para llenar las cajas de aluminio con un flujo constante de agua caliente (Figura 1 C) 2. </li><li> Coloque los circuladores de tal manera que el agua caliente de las cajas de aluminio drena directamente de vuelta al depósito de la bomba de circulación en cada lado (Figura 1 C) 2. </li></ol></li><li> Para la prueba a temperatura ambiente, deje los cuadros vacíos (Figura 2) 2. </li><li> Para la prueba a los 17 ° C, colocar las cajas de aproximadamente 0,25 &#39;&#39; fuera de los recintos de los animales de cada lado y se llenan de hielo húmedo (Figura 2) 2. </li><li> Para la prueba a 12 ° C, colocar las cajas de aproximadamente 1,25 &#39;&#39; fuera de los recintos de cualquier lado y se llenan de hielo seco (Figura 2) 2. </li><li> Para la prueba a 5 ° C, coloque las cajas de aproximadamente 0,25 &#39;&#39; fuera de los recintos de cualquier lado y se llenan de hielo seco (Figura 2) 2.<ol><li> Al enfriar el vaso con hielo seco, asegúrese de que haya suficiente ventilación para evitar la acumulación de CO 2 en la habitación. </li></ol></li></ol></li><li> Espere a que el vidrio para alcanzar el rango de temperatura deseado. </li><li> Añadir los ratones a los recintos de la placa. NOTA: un generador de ruido blanco puede ser utilizado para disminuir las perturbaciones de ruido. </li><li> Espere a que los ratones se aclimate. NOTA: En nuestras instalaciones de esto toma aproximadamente 2,5 horas, pero esto puede variar de forma significativa sobre la base de alojamiento de los animales y las condiciones de manejo. </li><li> Mantener el vidrio en el intervalo de temperatura deseado, garantizando que las cajas se mantienen llenas de agua caliente, hielo húmedo, o hielo seco. NOTA: Con nuestro aparato de las cajas necesita ser rellenado con hielo aproximadamente cada 90 min. NOTA: Para obtener la condición de 17 ° C, es útil para vaciar la mayor parte del agua de las cajas de aluminio a través de los orificios de drenaje antes de rellenar con hielo. Esto estabilizará la temperatura mejor, y prdesbordamiento evento NOTA: La cantidad exacta del hielo seco variará según la temporada, pero en general mantener las cajas de más de ¼ completo a lo largo de toda la longitud de la caja va a mantener la temperatura constante. </li></ol> 3. Prueba de los ratones a temperaturas fijas <ol><li> Fuera de la sala de comportamiento, llenar un cubo de hielo alrededor de la mitad llena de hielo seco. </li><li> Con un martillo o mazo, machacar el hielo seco en un polvo fino. NOTA: Si sobrecarga el cubo hará que sea difícil para aplastar por completo el hielo seco en polvo. </li><li> Utilizando una hoja de afeitar recta o tijeras, corte la parte superior de una jeringa de 3 ml. </li><li> Utilizando una aguja de 21 G, meter 3 agujeros en los lados opuestos de la jeringa (total de 6 hoyos). NOTA: Estos agujeros se reducirá la presión generada por la sublimación mientras comprime el hielo seco. La jeringa de corte puede ser reutilizado para múltiples experimentos. </li><li> Tome la jeringa, polvo de hielo seco, y un cronómetro de mano en la sala de comportamiento. </li><li> Llene la cámara de la jeringa medio lleno de polvo de hielo seco. Mantenga el extremo cortado de la jeringa contra un objeto plano, y comprimir firmemente el polvo utilizando el émbolo. Ten cuidado; el émbolo de plástico puede doblarse o romperse por la presión. Si esto ocurre, vuelva a colocar el émbolo de una jeringa nueva. </li><li> Extender la punta de la pastilla de hielo seco comprimido más allá del borde de la jeringa. </li><li> Ratones de prueba que son totalmente en reposo. <ol><li> A 30 ° C, 23 ° C y 17 ° C, los ratones de prueba que tengan todas las 4 patas en el vidrio y no se mueve, pero no completamente dormido 19. </li><li> A los 12 ° C y 5 ° C, los ratones de prueba que se encuentran en 2 patas o 4 patas y no se mueven o saltan. </li></ol></li><li> El uso de los espejos para la orientación, con suavidad pero con firmeza, presione el rubor pellet plana contra la superficie de cristal debajo de la pata trasera del ratón (Figura 1) 2. Inicie la mano automático. </li><li> Detener el temporizador y retirar el sedimento cuando el ratón se aleja del vidrio enfriado. NOTA: El movimiento de retroceso puede ser vertical u horizontal. <ol><li> Si el ratón se mueve muy brevemente la pata y luego devuelve a la superficie de enfriamiento, continúe sincronización y la estimulación hasta que el ratón hace un movimiento permanente de distancia. NOTA: Nuestro laboratorio utiliza un tiempo máximo estímulo de 20 seg para ratones en la mayoría de los casos. </li></ol></li><li> Repita este procedimiento de prueba hasta que se recogen al menos 3 valores en cada pata de cada animal. Ensayos separados de prueba patas opuestas en el mismo ratón por al menos 7 min, y los ensayos consecutivos separados en una sola pata por al menos 15 min. </li><li> Si es necesario, utilizar diferentes espesores de vidrio para generar diferentes tasas de enfriamiento (Figura 3) 1. NOTA: La velocidad de enfriamiento se correlaciona inversamente con el espesor del vidrio. </li></ol> 4. Prueba de la Ratones Durante Fría Adaptación NOTA: Este es un protocolo alternativo que permite realizar pruebas como la plataforma de cristale enfría, en lugar de una vez que la placa se ha estabilizado y los ratones se han adaptado plenamente al ambiente frío. <ol><li> Siga las instrucciones que figuran en la Sección 1 para configurar el aparato. </li><li> Siga las instrucciones que figuran en la Sección 3 para tomar mediciones de referencia a RT (Figura 7A) 2. </li><li> Pre-enfriar las cajas de aluminio con hielo seco. </li><li> Una vez que se han medido las latencias de retirada de línea de base, coloque las cajas preenfriados en la placa de aproximadamente 1,25 &#39;&#39; fuera de los recintos de cualquier lado (Figura 7A, flecha etiquetada como &quot;hielo seco añadió&quot;) 2. </li><li> Siga las instrucciones que figuran en la Sección 3 para tomar medidas como la placa de vidrio se enfría, tomando medidas tan a menudo como sea posible. </li></ol>

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	<li>Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Behavioral+Assay+for+Measuring+Cold+Sensation+in+Mice.">A Novel Behavioral Assay for Measuring Cold Sensation in Mice.</a> Plos ONE. 7 (6), 8 (2012).</li><li>Brenner, D. S., Vogt, S. K., Gereau, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+to+measure+cold+adaptation+in+freely+behaving+mice.">A technique to measure cold adaptation in freely behaving mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. , (2014).</li><li>Choi, Y., Yoon, T. W., Na, H. S., Kim, S. H., Chung, J. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+manifestations+of+an+experimental+model+for+peripheral+neuropathy+produced+by+spinal+nerve+ligation+in+the+primate.">Behavioral manifestations of an experimental model for peripheral neuropathy produced by spinal nerve ligation in the primate.</a> Pain. 56 (2), 155-166 (1994).</li><li>Pizziketti, R. J., Pressman, N. S., Geller, E. B., Cowan, A., Adler, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+cold+water+tail-flick:+A+novel+analgesic+test+that+distinguishes+opioid+agonists+from+mixed+agonist-antagonists.">Rat cold water tail-flick: A novel analgesic test that distinguishes opioid agonists from mixed agonist-antagonists.</a> European Journal of Pharmacology. 119 (1-2), 23-29 (1985).</li><li>Pinto-Ribeiro, F., Almeida, A., Pego, J. M., Cerqueira, J., Sousa, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+unpredictable+stress+inhibits+nociception+in+male+rats.">Chronic unpredictable stress inhibits nociception in male rats.</a> Neuroscience letters. 359 (1-2), 73-76 (2004).</li><li>Karashima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPA1+acts+as+a+cold+sensor+in+vitro+and+in+vivo.">TRPA1 acts as a cold sensor in vitro and in vivo.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (4), 1273-1278 (2009).</li><li>Knowlton, W. M., Bifolck-Fisher, A., Bautista, D. M., McKemy, D. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+menthol+receptor+TRPM8+is+the+principal+detector+of+environmental+cold.">The menthol receptor TRPM8 is the principal detector of environmental cold.</a> Nature. 448 (7150), 204-208 (2007).</li><li>Obata, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TrpA1+induced+in+sensory+neurons+contributes+to+cold+hyperalgesia+after+inflammation+and+nerve+injury.">TrpA1 induced in sensory neurons contributes to cold hyperalgesia after inflammation and nerve injury.</a> The Journal of Clinical Investigation. 115 (9), 2393-2401 (2005).</li><li>Tang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pirt+functions+as+an+endogenous+regulator+of+TRPM8.">Pirt functions as an endogenous regulator of TRPM8.</a> Nature communications. 4, 2179 (2013).</li><li>Lee, H., Iida, T., Mizuno, A., Suzuki, M., Caterina, M. 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M., Michailidis, I., Logothetis, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PI(4,5)P2+regulates+the+activation+and+desensitization+of+TRPM8+channels+through+the+TRP+domain.">PI(4,5)P2 regulates the activation and desensitization of TRPM8 channels through the TRP domain.</a> Nature neuroscience. 8 (5), 626-634 (2005).</li><li>Daniels, R. L., Takashima, Y., McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity+of+the+neuronal+cold+sensor+TRPM8+is+regulated+by+phospholipase+C+via+the+phospholipid+phosphoinositol+4,5-bisphosphate.">Activity of the neuronal cold sensor TRPM8 is regulated by phospholipase C via the phospholipid phosphoinositol 4,5-bisphosphate.</a> The Journal of biological chemistry. 284 (3), 1570-1582 (2009).</li><li>Zhang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurokinin-1+receptor+enhances+TRPV1+activity+in+primary+sensory+neurons+via+PKCepsilon:+a+novel+pathway+for+heat+hyperalgesia.">Neurokinin-1 receptor enhances TRPV1 activity in primary sensory neurons via PKCepsilon: a novel pathway for heat hyperalgesia.</a> The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 27 (44), 12067-12077 (2007).</li><li>Wang, H., Zylka, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mrgprd-expressing+polymodal+nociceptive+neurons+innervate+most+known+classes+of+substantia+gelatinosa+neurons.">Mrgprd-expressing polymodal nociceptive neurons innervate most known classes of substantia gelatinosa neurons.</a> The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (42), 13202-13209 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose

The CPA can be used to assess cold sensitivity and cold adaptation in mice. It provides an affordable, efficient way to measure cold responses in unrestrained, acclimated animals at a wide variety of temperature ranges. It also provides an unambiguous behavioral response with an easily quantified and analyzed output variable. It has already been used to assess changes in cold sensitivity induced by inflammation1, neuropathic injury1, analgesics1, genetic knockouts20, and genetic neuron ablation studies26. It can be modified to measure responses to a variety of rates of cooling using different thicknesses of glass, and the size of the cold stimulus applied can be altered using different sized syringes. 
The most critical step for performing this assay properly is cooling or warming the glass plate evenly during testing. Carefully arranging the aluminum boxes so that they are evenly spaced on either side of the animal enclosures will help generate more uniform temperatures. Marking the glass plate to standardize aluminum box placement between experiments will also improve the reproducibility of the assay, although these markings may have to be periodically recalibrated to account for seasonal variations in building temperature.
It can also be challenging to maintain a consistent glass plate temperature over the course of the experiments. Ensuring that the aluminum boxes are always evenly filled with dry ice/wet ice/warmed water will yield experiments with stable plate temperatures. Additionally, under the 17 &#176;C testing condition it may become more difficult to maintain the temperature as the wet ice melts. We recommend draining excess water from the melted ice out of the aluminum boxes before refilling with more wet ice. 
The main limitation is that the mouse paw must be in contact with the glass surface in order to ensure a consistent cold stimulus. This can be an issue in some neuropathic models, such as the chronic constriction injury, which can cause paw curling. Other challenges to obtaining reproducible results with this assay include that the mice must be fully at rest, which requires adequate acclimation periods. If the mice are too active for testing, it may help to allow longer acclimation periods. Finally, groups that are planning to utilize this assay must also ensure that there is sufficient ventilation in the room in order to prevent CO2 buildup when using large amounts of dry ice.

Medición de la capacidad de respuesta frío en roedores es importante para mejorar la comprensión de los mecanismos potenciales de sensibilidad al frío en los seres humanos, tanto en condiciones normales y patológicas. El Plantar Ensayo Fría (CPA), originalmente desarrollado hace varios años 1, está diseñado para generar respuestas reproducibles, sin ambigüedades murinos de comportamiento a un estímulo frío entregado a temperatura ambiente. Más recientes mejoras de este ensayo han permitido la medición reproducible de sensibilidad al frío en una amplia gama de temperaturas de 2. Ambas versiones también están diseñados para ser relativamente de alto rendimiento, y barato de usar. Una gran parte de los avances se han logrado en la comprensión de los mecanismos de la sensibilidad al frío utilizando otros métodos de comportamiento. Un método es la prueba de la evaporación de acetona, que implica frotando o pulverización acetona en la pata del ratón y midiendo la cantidad de tiempo que gasta el ratón agitando el 3,4 pata. Desafortunadamente,las respuestas a la evaporación de acetona son confundidos por la sensación de humedad y el olor de la acetona. Además, el estímulo frío que se aplica en la prueba de la evaporación de acetona puede variar en función de la cantidad de acetona aplicado, y es difícil de cuantificar. Finalmente, los ratones no lesionados tienen respuestas mínimas a acetona al inicio del estudio, por lo que es imposible medir la analgesia en ausencia de hipersensibilidad con este método. Otro ensayo clásico para las respuestas frías es el ensayo de retirada de la cola, donde se mide la latencia a la retirada después de la cola se encuentra inmersa en 5,6 agua fría. Mientras que las respuestas de comportamiento en este ensayo son inequívocos y el ensayo mide las respuestas a una temperatura específica, los animales deben estar sujetos durante la prueba, lo que puede alterar la capacidad de respuesta fría a través de bien descritos mecanismos analgésicos inducidos por el estrés 7. Otra herramienta comúnmente usada es la prueba de la placa fría, que mide el comportamientorespuestas de los ratones después de que se colocan en una placa Peltier enfriado 8-10. Mientras que esta herramienta proporciona información sobre respuestas de los animales a temperaturas específicas, también se ha utilizado de manera incompatible; diferentes grupos han medido diferentes tipos de respuestas, incluyendo el número de saltos 8,11, la latencia hasta la primera respuesta 8,11- 13, y el número de la pata ascensores 11,13,14 con resultados muy diferentes. El ensayo de placa de frío es también relativamente bajo rendimiento, ya que sólo un animal puede ser probado a la vez, y requiere un dispositivo peltier caros y frágiles. La prueba de preferencia la temperatura de la placa 2 es un derivado de uso común de la prueba de la placa fría que mide la cantidad relativa de tiempo que los animales pasan en 2 placas conectadas de diferentes temperaturas 9,15- 17. Otro ensayo comúnmente utilizado similar es el ensayo de gradiente térmico, donde la cantidad de tiempo que los ratones que pasan en diferentes zonas de temperaturaque oscila entre 5 ° C y 45 ° C en una placa de metal larga se mide 16. Si bien estos ensayos permiten la comparación de temperaturas, no está claro si el comportamiento representa la temperatura o la aversión a la preferencia de la temperatura. Por último, el ensayo de placa fría dinámica ha sido utilizado para medir cómo los ratones responden a los cambios de temperatura ambiente 18. Este método consiste en colocar los ratones en un dispositivo peltier RT y el aumento gradual de abajo a 1 ° C, mientras que la medición de la cantidad de los ratones saltan o se lamen las patas a diferentes temperaturas de la placa. Si bien esta prueba cómo los ratones adaptarse a un entorno de enfriamiento, que no proporciona una forma de probar cómo los ratones responden a un estímulo frío en la configuración de un refrigerador de temperatura ambiente. Adicionalmente, se requiere un equipo costoso para llevar a cabo y no proporciona una manera para aclimatarse a los ratones el equipo de prueba antes de medir su sensibilidad al frío. Para complementar estos ensayos, el CPA pone a prueba la ACCLIMAted respuestas a un estímulo frío bien definido en una variedad de rangos de temperatura, o durante el proceso de adaptación a climas fríos. Se puede probar hasta 14 ratones a la vez con nuestro aparato actual, con el potencial de ser económicamente a escala para ensayos de alto rendimiento.

<table><tbody><tr><td>T-type thermocouple probe</td><td>Physitemp</td><td>IT-24p</td><td>Used to measure the surface temperature of the glass (http://www.physitemp.com/products/probesandwire/)</td></tr><tr><td>Glass plate</td><td>Local glass company (in St. Louis, Stemmerich Inc)</td><td></td><td>We use pyrex glass (borosilicate float). Our lab generally uses 1/4&#039;&#039;, but 3/16&#039;&#039; and 1/8&#039;&#039; are also useful</td></tr><tr><td>Thermal Data logger</td><td>Extech</td><td>EA15</td><td>Thermologger to keep track of glass temperature (http://www.extech.com/instruments/product.asp?catid=64&amp;amp;prodid=408)</td></tr><tr><td>3 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309657</td><td>The top is cut off, and dry ice is compressed in the syringe to generate a cold probe</td></tr><tr><td>Computer</td><td>If using Extech logger, any Pcwill work</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aluminum boxes</td><td>Washington University in St. Louis machine shop</td><td></td><td>boxes are 3&#039; long, 4.5&#039;&#039; wide, and 3&#039;&#039; tall with a sealed lid.&amp;nbsp; There is a 1/2&#039;&#039; hole drilled into one short side of each box, near the bottom. These holes are filled with rubber stopcocks when the boxes are filled with wet ice or hot water.</td></tr><tr><td>Heated water circulator</td><td>VWR</td><td></td><td>Any water circulator model with a pump will work</td></tr><tr><td>21 G needle</td><td>BD</td><td>305165</td><td>The exact needle size is not important</td></tr><tr><td>Hand timer</td><td></td><td></td><td>Any hand timer will work</td></tr><tr><td>Mirror</td><td></td><td></td><td>Any flat mirror will work</td></tr></tbody></table>

a simple and inexpensive method for determining cold sensitivity and adaptation in mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

Las respuestas de comportamiento inducidos a partir de ratones a partir de 30 ° C, 23 ° C, 17 ° C, y 12 ° C son altamente reproducible (Figura 4A) 20. Con el fin de medir el estímulo frío que se genera bajo la pata trasera, los ratones fueron anestesiados con una mezcla de ketamina / xilazina / acepromazina cóctel y sus patas fueron asegurados en el cristal en la parte superior de un termopar de tipo T filamento (Figura 4B) 20. El vidrio se enfría o se calienta a la gama de prueba deseada. Aunque la placa se enfría de manera uniforme a lo largo de la longitud de la placa (Figura 5A) 2, debe tenerse en cuenta que un gradiente de frío se genera a través de los recintos de comportamiento (Figura 5B) 2. Las partes de la carcasa que están más cerca del hielo seco a cada lado de los recintos son más frías, mientras que las partes centrales son un poco más caliente (Figura 5B) 2. En las temperaturas más frías used, los ratones pasan la mayor parte de su tiempo en las partes centrales de la caja. Una vez que la temperatura de la placa de vidrio se había estabilizado, un estímulo hielo seco focal fue colocado en el cristal debajo de la pata / thermode. En base a las huellas de temperatura registrados de esta configuración, es evidente que los estímulos de frío generados usando el CPA son altamente reproducibles en cada rango de temperatura (Figura 4C) 20. El estímulo frío generado en el CPA también se midió usando tres diferentes espesores de vidrio para variar la intensidad de la refrigeración (Figura 3). La velocidad de enfriamiento está inversamente relacionada con el espesor del vidrio, y cualquiera de estos espesores se puede utilizar para medir la sensibilidad al frío según sea necesario (Figura 3). El trabajo previo ha demostrado que el CPA puede detectar la analgesia y la hipersensibilidad en ratones. 30 min después de las inyecciones subcutáneas de 1,5 mg / kg de morfina, los ratones tienen significativamente longer latencia a la retirada de los ratones que recibieron inyecciones subcutáneas de solución salina (Figura 6A: 2-way ANOVA principal efecto * p &lt;0,05 con la prueba de Bonferroni post-hoc; 30 min ** p &lt;0,01; n = 12 por grupo) 1. Por 60 min después de la morfina / solución salina, no hay diferencia entre la solución salina- y los grupos de morfina inyectada, lo que es consistente con la tasa de metabolismo de la morfina en ratones. Adyuvante completo de Freund (CFA) se ha demostrado previamente para causar la inflamación y la hipersensibilidad después de la pata trasera de inyección 21. Después de las inyecciones de CFA, las latencias de retirada CPA disminuyen 2 y 3 horas después de la inyección (Figura 6B: 2-way ANOVA principal efecto p &lt;0,001 con Bonferroni post-hoc test; 2 h * p &lt;0.05, 3 h ** p &lt;0,01 n = 12 por grupo). 4 horas después de la inyección de CFA, los ratones recibieron inyecciones subcutáneas de 1,5 mg / kg de morfina. 30 min después de la inyección de morfina, tanto CFA- y los ratones inyectados con solución salina habían aumentado withdrawal latencias en relación con sus latencias a las 3 horas (Figura 6B: 1-way ANOVA con test post-hoc de Dunnett; CFA 3 hr vs. CFA 4,5 hr $$$ p &lt;0,001, solución salina 3 hr vs. solución salina 4,5 hr $$$ p &lt;0,001). Una hora más tarde, una vez que la morfina había sido metabolizado, los ratones inyectados con CFA tenían una vez retirada latencias más bajas que los ratones de control inyectados con solución salina (Figura 6B: 2-way ANOVA con la prueba de Bonferroni post-hoc; ** p &lt;0,01) 1. La mayoría de las especies de mamíferos tienen la capacidad de adaptar su sensibilidad a la temperatura para que coincida con su entorno. In vitro, los estudios han sugerido que este proceso de adaptación depende de PIP 2 hidrólisis 22- 24, pero las herramientas de comportamiento anteriores no pudieron validar esta hipótesis in vivo. La CPA es capaz de cuantificar esta adaptación de dos maneras diferentes. Al probar la latencia de retirada de los ratones como el vidrio se enfría ( <strong&gt; Figura 7A, C), el CPA puede medir adaptación al frío como es el caso 2. En condiciones normales, la latencia de retirada es sin cambios como la placa se enfría, lo que sugiere que la adaptación en frío ocurre más rápido que se puede cuantificar con el CPA (Figura 7B: 0 min = 12,13 ± 0,8 seg, 30 min = 12,1 ± 1,6 seg, 60 min = 13,2 ± 1,1 seg, 90 min = 10,8 ± 1,2 seg 1-way ANOVA con post hoc de Bonferroni test, p&gt; 0,05, n = 6) 2. Sin embargo, cuando se dan los ratones intraplantar inyecciones de la U73122 inhibidor de la fosfolipasa C-25 antes de la placa se enfría (Figura 7C) sus latencias de retirada se reducen, lo que sugiere que la adaptación se ve afectada (Figura 7D: línea de base = 11,29 ± 0,53 seg, 30 min = 8,09 ± 1,17 s; 1 ANOVA de un factor con el test de Dunnett post-hoc, el principal efecto p = 0,02, línea de base individual vs. 30 min p = 0,02, n = 9). La CPA también puede medir la ability para adaptarse a temperaturas ambiente frías durante largos períodos de tiempo. Cuando los ratones de tipo salvaje se sometieron a pruebas de la CPA después de haber sido aclimatada durante 3 horas a 30 ° C, 23 ° C, 17 ° C, o 12 ° C, la latencia de retirada es la misma temperatura en absoluto de partida, lo que sugiere que la de tipo salvaje ratones adaptada a la temperatura ambiente más frío (Figura 2A: WT 30 ° C = 13,23 ± 0,5 seg, 23 ° C = 12,8 ± 0,7 seg, 17 ° C = 12,3 ± 0,9 seg, 12 ° C = 12,8 ± 0,5 seg, 1- ANOVA de un factor con el test de Bonferroni post-hoc, p&gt; 0,05 n = 6 para 30 ° C, n = 15 para 23 ° C, 17 ° C y 12 ° C) 20. A diferencia de los ratones de tipo salvaje, como la temperatura de partida disminuye las latencias de retirada de ratones TRPM8-KO disminuir, lo que sugiere que no son capaces de adaptar su umbral de respuesta para adaptarse a su entorno (Figura 8: 1-way ANOVA de medidas repetidas con Bonferroni post- hoc test; machos principal efecto p = 1.5 x 10-5, 12 ° C vs. 23 ° C p = 6 x 10 -5, 17 ° C vs 23 ° C p = 0,004; hembras efecto principal p = 3,6 x 10 -5, 12 ° C frente a 23 ° C p = 9,25 x 10 -5, 17 ° C frente a 23 ° C p = 0,0005; df = 1, n = 11 varones y 11 mujeres) 20. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig1.jpg" /> Figura 1. El Plantar Ensayo Fría (CPA) aparato 2. (A) Esquema para la realización de la CPA. Los ratones se aclimataron en una placa de vidrio en recintos de comportamiento plástico hasta que estén en reposo. Una de gránulos de hielo seco se aplica a la parte inferior del cristal por debajo de la pata trasera, y la latencia para retirar desde el cristal de refrigeración se mide. (B) Imagen del aparato CPA, en la configuración se enfríe la placa a 5 ° C. El registrador de datos térmica está en el centro de los recintosY las cajas de aluminio flanquean el recinto de cualquier lado. (C) Imagen del aparato de CPA, en la configuración para calentar la placa a 30 ° C. La circulación de agua que fluye el agua caliente en la caja de aluminio, que luego sale el desagüe en la parte posterior en el depósito de la bomba de circulación. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig2.jpg" /> Figura 2. Temperatura de la placa de vidrio durante el CPA 2. (A) Promedio de trazados de temperatura de la placa de vidrio durante los experimentos de comportamiento en el CPA. 30 ° C n = 1, 23 ° C n = 5, 17 ° C n = 7, 12 ° C n = 7, 4 ° C n = 5. (B) Diagramas esquemáticos demonstrating cómo generar las diferentes condiciones de temperatura en el CPA. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig3.jpg" /> Figura 3. El espesor del vidrio se correlaciona inversamente con la velocidad de enfriamiento 1. (A) Esquema de diagramas el diseño experimental (BD). La temperatura durante estímulo plantar frío por debajo de la pata se midió en los tres espesores de vidrio en condiciones normales, y los espaciadores de espuma de poliestireno que apuntalar la pata lejos de la superficie de vidrio. En todos los casos, apoyando la pata del vidrio causó una disminución dramática en el estímulo frío medida en la pata (n = 6 por espesor del vidrio). ( <strong&gt; E) La temperatura por debajo de la pata se midió durante Hargreaves estimulación de calor radiante con la pata apoyada con espuma de poliestireno. A diferencia del ensayo plantar frío, el estímulo térmico en el ensayo de Hargreaves es en gran parte inalterada cuando la pata está apoyada lejos del vidrio (n = 6). Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2012 1 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig4.jpg" /> Figura 4. latencias de retirada CPA son consistentes 20. (A) Promedio de latencia de retirada para los ratones a partir de 23 ° C, 17 ° C, o 12 ° C. (B) Configuración para medir CPA estímulo frío. La pata de un ratón anestesiado se asegura en la placa de vidrio con cinta en la parte superior de laboratoriode un filamento de termopar de tipo T. El estímulo CPA se coloca en la parte inferior del cristal por debajo tanto de la pata y el termopar. (C) Las temperaturas generadas en el CPA a partir de 30 ° C, 23 ° C, 17 ° C, o 12 ° C. Las flechas negras representan las latencias medias de abstinencia para los ratones despiertos en cada condición. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig5.jpg" /> Figura 5. temperaturas placa de vidrio son consistentes en el CPA 2. (A) t1 termopar (negro) se colocó en el centro de la placa. T2 Termopar (rojo) se colocó en el recinto de comportamiento más próximo al borde derecho de la placa. Los tra temperaturacings y el gráfico en el extremo derecho (t1-t2) muestran temperaturas casi idénticos en t1 y t2 en todo el curso del experimento. (B) t1 termopar (negro) se colocó en el centro de la placa. T2 Termopar (rojo) se colocó en el recinto de comportamiento central, en la pared más cerca de las cajas de aluminio lleno de hielo seco. Los trazados de temperatura y el gráfico en el extremo derecho (t1-t2) muestran que hay una diferencia más o menos 3 ° C entre t1 y t2 vez que la placa ha alcanzado una temperatura estable. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig6.jpg" /> Figura 6. El CPA puede medir la analgesia y la hipersensibilidad 1. (A) Subcutaneous inyección de 1,5 mg / kg de morfina aumenta la latencia de retirada de los ratones 30 min después de la inyección (2-way ANOVA con la prueba de Bonferroni post-hoc; 30 min después de la inyección ** p &lt;0,01). 60 min después de la inyección, no hay ninguna diferencia significativa entre la morfina y los ratones inyectados con solución salina inyectada. (B) la inyección intraplantar de 10 ul adyuvante completo de Freund (CFA) disminuye la latencia de retirada de los ratones 2 y después de la inyección de 3 horas (2-way ANOVA con la prueba de Bonferroni post-hoc; * p &lt;0.05, ** p &lt;0,01). Todos los ratones recibieron inyecciones subcutáneas de morfina a las 4 horas, y todas las latencias de retirada de 4,5 horas fueron significativamente mayores en comparación con 3 horas (1-way ANOVA con test post-hoc de Dunnet; $$$ p &lt;0,001). 5.5 hr después de la inyección de CFA (1,5 hr después de la inyección de morfina), los ratones inyectados con CFA todavía tenía las latencias de retirada más bajas que los ratones inyectados con solución salina (2-way ANOVA con prueba de Bonferroni post-hoc; ** p &lt;0,01). Reutilizado con permiso deBrenner et al. 2012 1. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52640/52640fig7.jpg" /> Figura 7. Medición de adaptación al frío como la placa de vidrio se enfría de forma dinámica 20. (A) Esquema para la realización de la CPA como la placa de vidrio se está enfriando. Temperaturas basales se midieron a temperatura ambiente, los contenedores de hielo seco se añaden a la placa, y la retirada de latencia se mide como la placa de vidrio se enfría. (B) los ratones de tipo salvaje tienen la misma latencia de retirada como la placa de vidrio se enfría, lo que sugiere que se adapten a las temperaturas de enfriamiento rápido que se puede medir con el CPA (LB = 12,8 ± 0,3 seg, 30 min = 13,67 ± 0,9 seg, 60 min = 11,03 ± 1,0 seg, 90 min = 11,31 ± 0,6 seg, n = 3 ratones; 1-way ANOVA con test post-hoc de Bonferroni, no hay diferencias significativas entre los grupos). (C) Esquema para la realización de la CPA como la placa de vidrio se está enfriando, después intraplantar inyecciones de la U73122 inhibidor de PLC o el U73343 compuesto de control. (D) los ratones tienen las latencias de retirada significativamente más bajos mientras que la placa se está enfriando después de la inyección U73122, U73122 lo que sugiere que interfiere con la capacidad de adaptarse a temperaturas ambiente de refrigeración. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 20. Esta figura ha sido reproducido con el permiso de la Asociación Internacional para el Estudio del Dolor (IASP). La cifra no puede ser reproducida para ningún otro propósito sin permiso. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig7large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt= &quot;Figure 8&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52640 / 52640fig8.jpg&quot; /&gt; Ratones Figura 8. TRPM8-KO no adaptarse a la refrigeración del medio ambiente 20 ratones TRPM8-KO tienen latencias de retirada más altas que sus compañeros de camada de tipo salvaje en todas las temperaturas a partir de medición (2-way ANOVA con la prueba de Bonferroni post-hoc;. *** P &lt; 0,001). La latencia de retirada de los ratones TRPM8-KO también disminuye a medida que disminuye la temperatura de partida (ANOVA de 1 vía con Bonferroni post-hoc de ensayo; ## p &lt;0,01, ### p &lt;0,001), mientras que no hay cambio significativo en la retirada latencia de camada de tipo salvaje a medida que disminuye la temperatura de partida. Reutilizado con permiso de Brenner et al. 2014 20. Esta figura ha sido reproducido con el permiso de la Asociación Internacional para el Estudio del Dolor (IASP). La cifra no puede ser reproducida para ningún otro propósito sin permiso. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52640/52640fig8large.jpg" target="_blank">Por favor CLIC</a>k aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

Un método simple y barato para la Determinación de la sensibilidad al frío y Adaptación en ratones

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.7K vistas.  Washington University in St. Louis. The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 °C and 5 °C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

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Simple and Computer-assisted Olfactory Testing for Mice

Olfaction is highly conserved among species and is required for reproduction and survival.
In humans, olfaction is also one of the senses that is affected with aging and is a strong predictor of neurodegenerative diseases. Thus, olfaction testing is used as a non-invasive diagnostic method to detect neurological deficits early on. In order to understand the mechanisms underlying olfactory network susceptibility, olfactory research in rodents has gained momentum in the past decade.
Here, we present a very simple, time efficient and reproducible olfactory testing method of innate odor perception and sensitivity in mice without the need of any prior food or water restriction. The tests are performed in a familiar environment to the mice, require only the scents and a 2 min session of odorant exposure. The analysis is performed, post-hoc, using computer-assisted commands on ImageJ and can be, therefore, carried out from start to end by one researcher.
This protocol does not require any special hardware or setup and is indicated for any laboratory interested in testing olfactory perception and sensitivity.

We present a simple and unbiased olfactory test in mice. With this protocol olfactory discrimination, preference, avoidance and sensitivity to a novel odor as compared to water can be assessed in single behavioral sessions. This method is indicated for a single experimenter and analysis is based on computer-assisted video processing.

Simple y asistida por ordenador de pruebas olfativas para Ratones

Olfaction is highly conserved among species and is required for reproduction and survival.
In humans, olfaction is also one of the senses that is affected ...

Investigación

Comportamiento

Measuring Local Anaphylaxis in Mice

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. Exposure to an allergen in a sensitized individual can result in clinical symptoms that vary from minor erythema to life threatening anaphylaxis. In the laboratory, various animal models have been developed to understand the mechanisms driving allergic responses. Herein, we describe a detailed method for measuring changes in vascular permeability to quantify localized allergic responses. The local anaphylaxis assay was first reported in the 1920s, and has been adapted from the technique published by Kojima et al. in 20071. In this assay, mice sensitized to OVA are challenged in the left ear with vehicle and in the right ear with OVA. This is followed by an intravenous injection of Evans Blue dye. Ten min after injecting Evans Blue, the animal is euthanized and the dye that has extravasated into the ears is extracted overnight in formamide. The absorbance of the extracted dye is then quantified with a spectrophotometer. This method reliably results in a visual and quantifiable manifestation of a local allergic response.

Allergic responses, characterized by the activation of mast cells and basophils, are driven by the cross-linking of IgE and release of proinflammatory mediators. A quantitative assessment of allergic responses can be achieved by using Evans Blue dye to monitor changes in vascular permeability after allergen challenge.

Medición anafilaxia local en ratones

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. ...

Inmunología e Infección

Measuring Changes in Tactile Sensitivity in the Hind Paw of Mice Using an Electronic von Frey Apparatus

Measuring inflammation-induced changes in thresholds of hind paw withdrawal from mechanical pressure is a useful technique to assess changes in pain perception in rodents. Withdrawal thresholds can be measured first at baseline and then following drug, venom, injury, allergen,&#160;or otherwise evoked inflammation by applying an accurate force on very specific areas of the skin. An electronic von Frey apparatus allows precise assessment of mouse hind paw withdrawal thresholds that are not limited by the available filament sizes in contrast to classical von Frey measurements. The ease and rapidity of measurements allow for incorporation of assessment of tactile sensitivity outcomes in diverse models of rapid-onset inflammatory and neuropathic pain as multiple measurements can be taken within a short time period. Experimental measurements for individual rodent subjects can be internally controlled against individual baseline responses and exclusion criteria easily established to standardize baseline responses within and across experimental groups. Thus, measurements using an electronic von Frey apparatus represent a useful modification of the well-established classical von Frey filament-based assays for rodent mechanical allodynia that may also be applied to other nonhuman mammalian models.

Electronic von Frey measurements are an effective and improved alternative to classical von Frey filaments, as they allow rapid and precise measurement of changes in rodent mechanical withdrawal thresholds to continuously applied pressure stimuli before and after an inflammatory event.

Measuring inflammation-induced changes in thresholds of hind paw withdrawal from mechanical pressure is a useful technique to assess changes in pain ...

Neurociencias

Investigating Migraine-Like Behavior Using Light Aversion in Mice

Migraine is a complex neurological disorder characterized by headache and sensory abnormalities, such as hypersensitivity to light, observed as photophobia. Whilst it is impossible to confirm that a mouse is experiencing migraine, light aversion can be used as a behavioral surrogate for the migraine symptom of photophobia. To test for light aversion, we utilize the light/dark assay to measure the time mice freely choose to spend in either a light or dark environment. The assay has been refined by introducing two critical modifications: pre-exposures to the chamber prior to running the test procedure and adjustable chamber lighting, permitting the use of a range of light intensities from 55 lux to 27,000 lux. Because the choice to spend more time in the dark is also indicative of anxiety, we also utilize a light-independent anxiety test, the open field assay, to distinguish anxiety from light-aversive behavior. Here, we describe a modified test paradigm for the light/dark and open field assays. The application of these assays is described for intraperitoneal injection of calcitonin gene-related peptide (CGRP) in two mouse strains and for optogenetic brain stimulation studies.

Rodents are not able to report migraine symptoms. Here, we describe a manageable test paradigm (light/dark and open field assays) to measure light aversion, one of the most common and bothersome symptoms in patients with migraines.

Investigando el comportamiento similar a la migraña utilizando la aversión a la luz en ratones

Migraine is a complex neurological disorder characterized by headache and sensory abnormalities, such as hypersensitivity to light, observed as ...

Measuring Skeletal Muscle Thermogenesis in Mice and Rats

Skeletal muscle thermogenesis provides a potential avenue for better understanding metabolic homeostasis and the mechanisms underlying energy expenditure. Surprisingly little evidence is available to link the neural, myocellular, and molecular mechanisms of thermogenesis directly to measurable changes in muscle temperature. This paper describes a method in which temperature transponders are utilized to retrieve direct measurements of mouse and rat skeletal muscle temperature.
Remote transponders are surgically implanted within the muscle of mice and rats, and the animals are given time to recover. Mice and rats must then be repeatedly habituated to the testing environment and procedure. Changes in muscle temperature are measured in response to pharmacological or contextual stimuli in the home cage. Muscle temperature can also be measured during prescribed physical activity (i.e., treadmill walking at a constant speed) to factor out changes in activity as contributors to the changes in muscle temperature induced by these stimuli.
This method has been successfully used to elucidate mechanisms underlying muscle thermogenic control at the level of the brain, sympathetic nervous system, and skeletal muscle. Provided are demonstrations of this success using predator odor (PO; ferret odor) as a contextual stimulus and injections of oxytocin (Oxt) as a pharmacological stimulus, where predator odor induces muscle thermogenesis, and Oxt suppresses muscle temperature. Thus, these datasets display the efficacy of this method in detecting rapid changes in muscle temperature.

Mice and rats are surgically implanted with remote temperature transponders and then habituated to the testing environment and procedure. Changes in muscle temperature are measured in response to pharmacological or contextual stimuli in the home cage or during prescribed physical activity (i.e., treadmill walking at a constant speed).

Medición de la termogénesis del músculo esquelético en ratones y ratas

Skeletal muscle thermogenesis provides a potential avenue for better understanding metabolic homeostasis and the mechanisms underlying energy expenditure. ...

Urokinase-type Plasminogen Activator-induced Mouse Back Pain Model

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid induction of a persisting back pain model in mice are provided here using an injection of urokinase-type plasminogen activator (urokinase), a serine protease present in humans and other animals. The methodology for induction of persisting lower back pain in mice involves a simple injection of urokinase along the ligamentous insertion region of the lumbar spine. The urokinase inflammatory agent activates plasminogen to plasmin. Typically, the model can be induced within 10 min and hypersensitivity persists for at least 8 weeks.
Hypersensitivity, gait disturbance, and other standard anxiety- and depression-like measures can be tested in the persisting model.&#160;Back pain is the most prevalent type of pain. To improve awareness of back pain, the International Association for the Study of Pain (IASP) named 2021 the &#34;Global Year about Back Pain&#34; and 2022 the &#34;Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.&#34; One limitation of the therapeutic advancement of pain therapeutics is the lack of suitable models for testing persistent and chronic pain. The&#160;features of this model&#160;are suitable for testing potential therapeutics aimed at the reduction of back pain and its ancillary characteristics, contributing to IASP&#39;s naming 2022 as the Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.

Methods for simple, rapid induction of a back pain model in mice are provided here using an intraligament injection of urinary plasminogen activator.

Modelo de dolor de espalda de ratón inducido por activador del plasminógeno de tipo uroquinasa

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid ...

Explorando el intercambio de metabolitos en el tejido adiposo marrón

Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue

Brown adipose tissue (BAT) plays a crucial role in regulating metabolic homeostasis through a unique energy expenditure process known as non-shivering thermogenesis. To achieve this, BAT utilizes a diverse menu of circulating nutrients to support its high metabolic demand. Additionally, BAT secretes metabolite-derived bioactive factors that can serve as either metabolic fuels or signaling molecules, facilitating BAT-mediated intratissue and/or intertissue communication. This suggests that BAT actively participates in systemic metabolite exchange, an interesting feature that is beginning to be explored. Here, we introduce a protocol for in vivo mouse-level optimized BAT arteriovenous metabolomics. The protocol focuses on relevant methods for thermogenic stimulations and an arteriovenous blood sampling technique using Sulzer's vein, which selectively drains interscapular BAT-derived venous blood and systemic arterial blood. Next, a gas chromatography-based metabolomics protocol using those blood samples is demonstrated. The use of this technique should expand the understanding of BAT-regulated metabolite exchange at the inter-organ level by measuring the net uptake and release of metabolites by BAT.

Autor destacado: Iluminando nuevas vías para el metabolismo del tejido adiposo y la prevención de enfermedades 

In this protocol, methods relevant for BAT-optimized arteriovenous metabolomics using GC-MS in a mouse model are outlined. These methods allow for the acquisition of valuable insights into BAT-mediated metabolite exchange at the organismal level.

Metabolómica arteriovenosa para medir el intercambio de metabolitos in vivo en tejido adiposo marrón

Brown adipose tissue (BAT) plays a crucial role in regulating metabolic homeostasis through a unique energy expenditure process known as non-shivering ...

Bioquímica

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Ensayo novedoso para la nocicepción en frío<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Un método simple y barato para la Determinación de la sensibilidad al frío y Adaptación en ratones

Resumen

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Metabolómica arteriovenosa para medir el intercambio de metabolitos in vivo en tejido adiposo marrón

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Ensayo novedoso para la nocicepción en frío