Diese Arbeit wurde von russischen Science Foundation unterstützt wurde, gewähren keine. 14-50-00060 und LLC RUSCHEMBIO. Diese Arbeit wurde von der Morbus und Colitis Grundlage von Amerika gewähren 294.083 (AVT), und von NIH Zuschusses RO1 DK47700 (CJ) unterstützt.

Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem National Institute of Health Richtlinien durchgeführt und wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee des Trudeau Institute genehmigt. 8-12 Wochen alte C57BL / 6-Mäuse wurden für die Studie verwendet. 1. Vorbereitung für Chirurgie <ol><li> Bereiten Sie und chirurgische Instrumente zu sterilisieren. </li><li> Bereiten Sie Isofluran-basierte Anästhesiesystem mit Nasenkegel und Heizkissen. Stellen Sie sicher, Heizkissen ist nicht überhitzt (&lt;39 ° C). </li><li> Stellen Sie sicher, dass das Isofluran Gasspül- Kanister richtig positioniert ist, um die Auslassöffnungen an der Unterseite des Behälters, um sicherzustellen, sind nicht in irgendeiner Weise blockiert oder verstopft. Wiegen Gasspül Kanister vor dem Verfahren und Dokumentengewicht auf Kanister. Entsorgen Kanister, wenn Kanister Gewicht 50 g akkumulierte Gewicht übersteigt (~ 12 h). </li></ol> 2. Anesthesia <ol><li> Anästhesieren Maus mit 3% Isofluran in einer Induktionskammer (1 L / minO 2). <ol><li> Beurteilen Sie Narkosetiefe durch die Unfähigkeit, aufrecht zu bleiben, Verlust der gezielte freiwillige Bewegung, Verlust des Lidschlussreflexes, Muskelentspannung, und der Verlust der Reaktion Stimulation (toe oder Schwanz Prise mit festem Druck) zu Reflex. </li><li> Beurteilen Sie die Atemfrequenz und Muster von Brustwand und Bauchbewegungen zu beobachten. Unter optimalen Anästhesie sollte die Atemfrequenz ~ 55-65 Atemzüge pro Minute sein. </li><li> Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und rasieren schnell den Bauchbereich der Maus. </li></ol></li><li> Hornhautaustrocknungs, legen fad Augensalbe in die Augen zu verhindern. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Heizkissen und verbinden Sie es über Bugspitze an Anästhesiesystem. Achten Sie darauf, Latex Bugnase Membran passt fest über den Kopf der Maus, und es gibt kein Leck von Isofluran. </li><li> Reduzieren Sie Isofluran Rate auf 1,5%, und injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Ketamin (10 mg / kg) subkutan Wind-up der Schmerz-Kaskade zu verhindern. </li><li> Wischen Sie the Haut des Operationsgebietes mit einem sterilen mit Betadine von 70% Ethanol gefolgt chirurgische Lösung getränkten Wattestäbchen. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Machen Sie eine Mittellinie 3-5 cm Laparotomie mit Betriebs Schere. Abdeckung Betriebsbereich mit sterilem nicht-haftenden Unterlage mit Kochsalzlösung angefeuchtet ist. Isolieren Blinddarm und Ileum und setzen die A. mesenterica superior mit Wattestäbchen in Kochsalzlösung angefeuchtet ist. </li><li> Zur Erleichterung der Clip anwenden, machen kleine Scharten im Gekröse rund um die A. mesenterica superior mit feinen Iris scissors.To dies zu tun, vorsichtig den Darm mit Dressing Zange heben und Gekröse auf beiden Seiten der A. mesenterica superior an der gewünschten Clip Position geschnitten (Abbildung 1A). Dann fügen einige Tropfen steriler Kochsalzlösung auf den Bereich der gewünschten Clip Position vor Clips anwenden. Hinweis: Um die Scheinoperation durchzuführen, folgen Sie dem chirurgischen Eingriff bis 3.2 zu treten. Wenden Sie keine Clips. Stattdessen halten das Gewebe feucht durch hinzugefügt warme saline wie in 3.6 für 1 Stunde beschrieben. Danach gehen 4.1 zu Schritt, </li><li> Verschließen Sie die ersten Ordnung Zweige der A. mesenterica superior mit mikrovaskulären Clips (70 g Kraft) zur Anbringung von Klammern mit einem 5-7 cm Bereich des ischämischen Ileum zu schaffen neben Blinddarms (1B). Obwohl die Position der Schiffe konservativ ist, könnte es zwischen Mäusen (siehe Beispiele auf Abbildung 1) leichte Variationen. Deshalb, 2 oder 3 Clips sind in der Regel erforderlich (siehe die Position der Clips auf 1A, D, E, schwarze Pfeile). Hinweis: Verwenden Sie qualitativ hochwertige Behälter Clips. Hochdruck-Clips können Gefäße schädigen und zu verhindern, Regeneration während Niederdruck-Clips (&lt;30 g) nicht vollständig Blutfluss blockieren. </li><li> Blockieren Sicherheiten Blutfluss durch den Darm mit Hilfe von zwei mikrovaskulären Clips über Gefäße (40 g Kraft), Demarkieren den Bereich des ischämischen Darms (Abbildung 1). Occlusion von Kollateralen ist erforderlich, umBlutversorgung von benachbarten Blutgefäßen verhindern (siehe die Position der Clips auf 1A, D, E, grüne Pfeile). </li><li> Optional: Fügen Sie Heparin-Lösung (6 USP-Einheiten / ml), die Blutgerinnung zu verhindern. Tropfenweise 0,5 ml Heparin-Lösung auf den isolierten Darm hinzuzufügen. </li><li> Nasse sterile nicht-haft Pad zarte Tücher mit Kochsalzlösung vorgewärmt auf 37 ° C und OP-Bereich gelten. Stellen Sie sicher, dass bleibt Tücher während des gesamten Verfahrens nass. </li><li> Pflegen Ischämie für 60 min unter Verwendung von 1-1,5% Isofluran-Narkose im gesamten Gebäude. Wenn Ischämie Verfahren korrekt durchgeführt wird, wird der ischämischen Region Wein in der Farbe rot in etwa 30 Minuten ändern. Beachten Sie, dass die Blutgefäße distal der Clipposition während der Ischämie (Abbildung 1, rechts Platten) , die erfolgreiche Okklusion vergrößert. </li><li> genau überwachen die Maus während der Ischämie-Phase. Weiterhin Kochsalzlösung in die nicht-adhärenten pad anzuwenden Abdecken der Operationsstelle. </li><li> Kennzeichendie Ränder des ischämischen Bereich von 20 &amp; mgr; l auf dem Gewebe Gill`s 3 Hämatoxylin Pipettieren zum Vergleich (1E, rechte Tafel) Ernten der ischämischen Gewebe und benachbarte gesunde Gewebe aus der gleichen Maus zu erleichtern. </li></ol> 4. Reperfusion Bühne <ol><li> Am Ende der Ischämie fügen einige Tropfen Kochsalzlösung auf der Clip und sanft mikrovaskulären Clips mit Clip-Anbringvorrichtung entfernen. Dann drücken Sie vorsichtig den Darm wieder in die Bauchhöhle Salzlösung angefeuchtete Wattestäbchen verwenden. Nicht ausreichend tragfähige Unterlage und schließen Sie die Bauchdecke und die Haut mit 9 mm Edelstahl Wundklammern. Wenn Reperfusion durchgeführt wird, die länger als 3 Stunden, eine resorbierbare Vicryl Naht verwenden, um die Bauchdecke zu schließen, bevor Wundklammern auf die Haut aufgebracht wird. </li><li> Pflegen Mäuse in einem geheizten sauberen Käfig für die gewünschte Zeitdauer (30 min, 60 min, 120 min bzw. 180 min) für die Reperfusionsphase. </li><li> Überprüfen Tiere mindestens alle 30 min Stabilität zu gewährleisten. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Necropsy und Ernten des Dünndarms <ol><li> Euthanize Mäuse durch CO 2 Überdosis gefolgt durch zervikale Dislokation zu der gewünschten Zeit nach Reperfusion. </li><li> Öffnen Sie Bauchhöhle und sammeln das ischämische Darmgewebe zur weiteren Analyse. Ernte gesund normales Gewebe neben dem verletzten Gewebe als interne Kontrolle zu Konto für jede systemische Reaktion auf eine Verletzung. Hinweis: Diese Kontrolle ist besser geeignet als die Scheinkontrollmäuse betrieben, weil scheinoperierten Mäusen keine systemische Reaktion auf IR-induzierte Schädigung erleiden. </li><li> Waschen Sie den Darminhalt 30 ml Spritze mit aufgesetzter Sondennadel mit Kochsalzlösung gefüllt und anschließend schneiden Sie den Darm in Längsrichtung. Wenn eine Probe des Darmes für die Genexpressionsanalyse erforderlich ist, schneiden Sie ein 1,5 mm-Fragment in Längsrichtung, und verwenden Sie das restliche Stück für die histologische Analyse. </li><li> Für die histologische Analyse, bereiten eine Schweizer Rolle ein Paar Zangen mit dem intest rollenine. </li><li> Zur Aufrechterhaltung der gerollter Form, legen Sie die Stücke des Darms zwischen Biopsie Schaumstoffpolster in Gewebekassetten (Abbildung 2). Legen Sie die Kassetten in 10% gepuffertem Formalin. </li><li> Fix Gewebe in Formalin für mindestens 24 Stunden. Ersetzen Formalin mit 70% Ethanol für weitere 24 hr. Store Gewebe in 70% igem Ethanol bei Raumtemperatur unbegrenzt. </li><li> Einbetten von in Paraffin, schneiden 5 um - Schnitte und flecken mit Hämatoxylin und Eosin ein Standardprotokoll (Abbildung 3) verwendet wird . </li></ol> 6. Scoring <ol><li> Ergebnis der Maus - Ischämie-Reperfusionsschaden wie in Tabelle 2 zusammengefasst. Wählen Sie eine geeignete Scoring - Methode. </li><li> Optional: Teilen Sie das Sichtfeld in vier Abschnitte, da die Schwere der Verletzung im gesamten Abschnitt variiert. </li><li> Berechnen Sie den durchschnittlichen Grad von jedem Abschnitt von Partituren blind erhalten. </li><li> Vergleichen Sie die Klasse des verletzten Gewebes zwischen den Fällen und Kontrolle sowie zu the heil Gewebe einen Kruskal-Wallis-Test verwenden, gefolgt von einem mehrVergleichsTest Dunn. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

Die Entwicklung von Mausmodellen der intestinalen Verletzungen IR haben stark verbessert das Verständnis der Mechanismen der Gewebeverletzung und bei der Entwicklung von potentiellen therapeutischen Strategien Aided zu Gewebeschäden 7,9,11,34 minimieren. Die kritischen Schritte dieses Protokolls sind die richtige Positionierung der mikrovaskulären Clips, richtige Timing der Ischämie und korrekte histologische Untersuchung des IR-Verletzung. Die Dauer der Ischämie ist kritisch für die nachfolgende epithelialen Schaden. Die typische Zeit ohne reproduzierbare IR Schädigung induzieren erforderlich Morbidität und Mortalität der Versuchsmäuse 45-60 min durch eine 2-3 h Reperfusion. Verlängerte Perioden der Ischämie kann zu einer vollständigen Verlust des Epithels und erhöhter Mortalität. Zum Beispiel resultierte in einem Schweinemodell von jejunal Ischämie, 60 min Okklusion in teilweisem Verlust von villa Epithel, während Okklusion für 120 min zum vollständigen Verlust der villus Epithel 35 geführt. ichmportantly, keimfrei und genetisch manipulierten Mäusen kann eine erhöhte Empfindlichkeit gegenüber IR Verletzungs anzuzeigen, und daher optimale Zeit der Ischämie und Reperfusion müssen in Vorversuchen optimiert werden. Obwohl typische Zeit für die Reperfusion nach der Auswertung der Gewebeschädigung 2-3 h ist, längere Zeit (12 h) wird für die Analyse der intestinalen Stammzellmobilisierung 36 erforderlich. Darüber hinaus Änderungen in symbiotischer Mikrobiota und TLR / Nod-vermittelten Signal signifikant das Ergebnis der von IR beeinflussen Verletzung 4,8,37-39. Die richtige Position der mikrovaskulären Clips ist auch entscheidend für die reproduzierbare IR-Verletzung. Hier beschreiben wir das Modell der IR Verletzung des murinen distalen Ileum. Verschiedene Teile des Darms sind bekannt unterschiedlichen Empfindlichkeit gegenüber IR Verletzung anzuzeigen. Zum Beispiel ist Jejunum empfindlicher IR Verletzungen als 9,34,40 Ileum und Colon. In der Tat, Ischämie-Reperfusion-Modell von Jejunum von SMA mit einem einzigen OkkludierenClip wird üblicherweise für die Mechanismen der IR-Verletzung zu untersuchen (siehe Nr. 9 für eine umfassende Überprüfung der verschiedenen Methoden der IR-Verletzungen bei Tieren). Jedoch variiert die genaue Position des Clips und die Analyse von verschiedenen Abschnitten des Darmes sowie verschiedene Methoden der Anästhesie zwischen diesen Untersuchungen, ist es schwierig zu reproduzieren (siehe Tabelle 1) zu machen. Eine zusätzliche Komplikation der IR Verletzung von Jejunum ist eine hohe Mortalität seit Position des Gefäßclip nahe an der Wurzel von SMA Blutversorgung weiten Bereich des Darms beeinträchtigt. Daher wird in der vorliegenden Studie haben wir ein Protokoll konsistent IR Verletzung des terminalen Ileums zu induzieren, die leicht zu reproduzieren ist. Um reproduzierbare IR Verletzung von Ileum induzieren, ist die richtige Position des Gefäßclips kritisch. Dies wird erreicht, indem die peripheren und Nebenzweige des mesenterica superior Arterie Grad der IR Verletzung Okkludieren kann durch Auswertung von Hämatoxylin und Eosin Abschnitte mit Original-Chiu / Par bewertet werdenk oder modifizierte Score Systeme 11,18,34,41,42. Zusätzlich können Auswertung von Gewebeschäden durchgeführt werden Desoxyribonukleotidyltransferase Biotin-dUTP nick end-Kennzeichnung (TUNEL) Färbung von fragmentierten DNA oder aktive Caspase-3 immunhistochemischen Färbung, die Analyse von Neutrophilen durch Myeloperoxidase-Aktivität messen oder immunhistochemischen Auswertung von Neutrophilen Gr mit -1 oder Ly6G Antikörper - Färbung 7,11. Inflammatorische Zytokine und Chemokine, wie IL-1b, TNF, IL-6, CXCL1, CXCL2 kann CCL2 durch Echtzeit - PCR 2,4,8 ausgewertet werden. Ein Beispiel für die Analyse der inflammatorischen Cytokin - Expression wird auf Abbildung 4 dargestellt. Es ist wichtig , trotz der hohen Reproduzierbarkeit und die Zugänglichkeit von IR Verletzung des Ileum zu beachten , dass dieses Modell nicht alle klinischen Anzeichen einer Krankheit beim Menschen, in besonders chronischen Krankheitszuständen und Bedingungen mit teilweiser Verschluss der Arteria mesenterica superior zurückgelegt werden 9 </sup&gt;. Es gibt auch Unterschiede in villus microvasculature zwischen Mäusen und Menschen, sowie Ebenen der Xanthin - Oxidase, einem Schlüsselenzym vermittelnde Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies während IR Verletzungs 9,43. Daher Modelle große Tiere, wie Schweine verwendet werden 9,44 entwickelt. Eine sorgfältige Auswahl des Tiermodells auf den menschlichen Zustand abhängig sucht kritisch. Zusammenfassend beschreiben wir eine einfache und robuste Ausführung der intestinalen IR Verletzung, die verwendet werden können, die zellulären und molekularen Mechanismen der epithelialen Verletzungen und Regeneration zu studieren.

Der Darm ist sehr empfindlich auf Unterbrechung des Blutflusses, die Ischämie und epithelialen Schaden verursacht. Reperfusion nach Ischämie stellt Wiedersauerstoffversorgung des Gewebes und kann weiter Pathologie fördern. Daher wird intestinale Ischämie und Reperfusionsverletzung mit einer breiten Palette von Erkrankungen verbunden sind , einschließlich nekrotisierender Enterokolitis, Allograft Abstoßung in Dünndarmtransplantation, Komplikationen der Bauchaortenaneurysma Chirurgie, kardiopulmonalen Bypass und entzündlicher Darmerkrankung 1,2. Intestinale IR Verletzungen, vor allem akute Mesenterialischämie, ist ein lebensbedrohlicher Zustand , was zu Morbidität und Mortalität 3. Obwohl wenig verstanden wird intestinale Ischämie-Reperfusions (IR) Schädigung dachte mit Veränderungen in der Darmflora verbunden zu sein , sowie die Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies und inflammatorische Zytokine und Chemokine 1,4-6. Dies führt zur Aktivierung von sowohl innate und adaptive Immunmechanismen , die eine Entzündung und Gewebeschädigung 1,7,8 fördern. Tiermodelle sind von entscheidender Bedeutung für die Mechanismen der IR Verletzungs verstehen, da sie leicht Verstärkungs- und loss-of-function genetische Experimente ermöglichen. Mehrere Tiermodelle von IR wurden die komplette Gefäßverschluss, Low - Flow - Ischämie entwickelt und segmentierten Gefäßverschluss (kürzlich in einem umfassenden Überblick zusammengefasst 9). Intestinale Ischämie verursacht durch vollständige Gefäßverschluss der Arteria mesenterica superior (SMA) ist eine einfache und häufig verwendete Modell von IR bei großen Tieren und Nagetiere 11.09. Jedoch verschiedene Bereiche des Darmes haben unterschiedliche Verletzungsanfälligkeit. Darüber hinaus Verwechselung die breite Palette von Anästhetika, Analgetika, Arterienverschluss Techniken sowie Inkonsistenz in der Dauer von ischämischen Verletzungen und Erholung führen zu variablen Grad der Verletzung unser Verständnis der Biologie des IR über mehrere studies. Tabelle 1 zeigt diese Inkonsistenzen in murine IR - Studien. Der größte Nachteil von mit kürzeren Ischämiezeiten (30-45 min) zielt auf das Fenster der Erholung, auf die erkennbaren Unterschiede zwischen Fällen und Kontrollen beobachtet werden können. Mild Schädigung des Epithels kann eine Stunde nach der Reperfusion gelöst werden, deshalb spezialisierte pathologische Metriken erforderlich sein können Unterschiede in der epithelialen Restitution zu finden. Im Gegensatz dazu, wie übermäßigen Schaden durch 100 min von ischämischer Verletzung gesehen kann in der vollständigen denudement des Epithels führen, wenn eine Rückerstattung nicht mehr möglich ist, die Rate der Sterblichkeit erhöhen und Recovery-Zeit. Deshalb beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen IR bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik in unserem Bereich zu fördern. Dieses Modell der intestinalen IR Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1160">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Heated Pad</td>
			<td style="width:191px;">Sunbeam</td>
			<td style="width:249px;">E12107-819</td>
			<td style="width:379px;">Alternative: Braintree Scientific heated pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Table top research anesthesia Machine</td>
			<td>Vasco</td>
			<td>UCAP 0001-0000171</td>
			<td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nose Cone</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>ARES500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scavenger canister and replacement cartridge</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>80000, 80120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Induction Chamber</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td>V711802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>NDC 66794-013-10</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal clipper&#160;</td>
			<td>Oster&#160;</td>
			<td>Oster Golden A5 078005-050-003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ophthalmic ointment</td>
			<td>Webster</td>
			<td>8804604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>562766</td>
			<td>Controlled substance,contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NADA 45-290</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton tips</td>
			<td>Puritan medical products</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>Autoclave before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% Povidone-Iodine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile saline solution</td>
			<td>Aspen</td>
			<td>46066-807-60</td>
			<td>Adjust to room temperature before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile cotton gauze pad</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>22-415-468</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Non-adherent pad prepack</td>
			<td>Telfa</td>
			<td>1238</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">IR rodent thermometer</td>
			<td>BIOSEB</td>
			<td>BIO-IRB153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 70g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS5424, RS5435</td>
			<td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 40g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS6472</td>
			<td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clip applying forceps</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>14189</td>
			<td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&#160; #RS-5440</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gill&#39;s 3 hematoxylin</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>14-390-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical staples, Reflex 9 mm</td>
			<td>Cell Point Scientific</td>
			<td>201-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Autoclip applier</td>
			<td>Beckton Dickinson</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Byopsy foam pad</td>
			<td>Simport</td>
			<td>M476-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue cassette</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>15182701A</td>
			<td>Histosette II combination lid and base</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10% buffered formalin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>245-684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical iris scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501263-G SC</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6816</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Operating scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501219-G</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6814</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dressing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-5228, RS-8122</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50mg</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>2106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:343px;">Reflex wound clip removing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-9263</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mice C57BL/6J mice&#160;</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>Stock No 0664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Telfa non-adherent dressings, 3x4, sterile</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>1050</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

Intestinale Ischämie ist ein lebensbedrohlicher Zustand in Verbindung mit einem breiten Spektrum von klinischen Zuständen, einschließlich Atherosklerose, Thrombose, Blutdruckabfall, nekrotisierende Enterokolitis, Darmtransplantation, Trauma und chronische Entzündungen. Intestinale Ischämie-Reperfusions (IR) Schädigung ist eine Folge der akuten mesenterialen Ischämie, hervorgerufen durch unzureichende Durchblutung der mesenterialen Gefäße, was zu Darmschäden. Reperfusion nach Ischämie können weitere Schäden des Darms verstärken. Die Mechanismen der IR-Verletzungen sind komplex und kaum verstanden. Daher sind kleine Versuchstiermodellen kritisch für das Verständnis der Pathophysiologie der IR Verletzung und die Entwicklung neuer Therapien. Hier beschreiben wir ein Mausmodell der akuten Darm IR Verletzung, die ohne Mortalität reproduzierbaren Verletzung des Dünndarms zur Verfügung stellt. Dies wird durch Induzieren von Ischämie in dem Bereich des distalen Ileums durch zeitliches Occludin erreichtg die peripheren und Terminalnebenzweige der A. mesenterica superior für 60 min mikrovaskulären Clips. Reperfusion für 1 Stunde oder 2 Stunden nach einer Verletzung führt zu reproduzierbaren Schädigung des Darms durch die histologische Analyse untersucht. Die richtige Position der mikrovaskulären Clips ist für das Verfahren kritisch. Daher bietet der Videoclip eine detaillierte visuelle Schritt-für-Schritt-Beschreibung dieser Technik. Dieses Modell der intestinalen IR Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Wir optimieren das Versuchsprotokoll von IR-Operation reproduzierbare IR induzierte Schädigung des Ileum bei Mäusen zu erhalten. Repräsentative Ergebnisse sind in diesem Abschnitt dargestellt. Abbildung 1 zeigt Beispiele von mikrovaskulären Clips Position Ischämie des Ileum zu induzieren. Schwarze Pfeile zeigen Position der Haupt Clips erster Ordnung Zweige der A. mesenterica superior Okkludieren. Grüne Pfeile zeigen die Position von zusätzlichen Clips Blutversorgung von Kollateralen zu blockieren. Hinweis erhöhte Größe an eingeschlossenem Gefäße distal der Clips Position und Farbänderung des ischämischen Region intestinte. Nach dem Entfernen der Clips am Ende der Ischämie Blutgefäße wieder Blutfluss und die Rückkehr zur normalen Größe. Abbildung 2 zeigt ein Beispiel einer Gewebekassette enthält , Rouladen aus con vorbereitettrol und ischämische Regionen des Ileums nach 1 Stunde von Ischämie, durch ein 1 Stunde Reperfusion. Ein Stück Milz wurde aufgenommen während der Verarbeitung und Färbung Positionierung der Kontrolle und IR-Darm zu erleichtern. Beachten Sie die Farbdifferenz zwischen Kontrolle und ischämischem Gewebe. Abbildung 3 zeigt repräsentative Hämatoxylin und Eosin - Färbung der Kontrolle und der ischämischen Bereiche des Ileum nach 1 Stunde von Ischämie oder 1 h durch eine 2 h Reperfusion Ischämie. Notieren Sie sich die schweren Schäden des Epithels nach 1 Stunde von Ischämie durch hämorrhagischen Zotten gekennzeichnet, Epithel denudement mit Teilablation der Krypten zu vervollständigen, und Immunzellinfiltration (Stern). Nach 2 h Reperfusion Zotten Schädigung und Entzündung persistieren (Sternchen), aber es gibt keine Gewebeblutungen. Figur 4 zeigt ein Beispiel für die Analyse von Entzündungs ​​cytokines Ausdruck bei 1 Stunde und 2 Stunden nach der Ischämie-Reperfusion bei ischämischen und Kontrolle Darm. Hinweis Aufregulation der mRNA-Expression von TNF, IL-1b, IL-6 und CXCL2 bei 1 h und 2 h nach der Ischämie-Reperfusion gesundes Gewebe im Vergleich zur Kontrolle. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig1.jpg" /> Abbildung 1: Die Induktion von Ischemia mit Gefäßclips (A) Isolierte Bereich des Darms enthalten , Blinddarm und Ileum.. Kleine Schnitte in der Gekröse die A. mesenterica superior umgibt gemacht Clip Anwendung zu erleichtern. (B) mikrovaskuläre Clip - Anwendung mit Clip - Anbringvorrichtung. (C) Position der mikrovaskulären Clips auf A. mesenterica superior Ischämie zu induzieren. (D, E). Beispiele für Gefäßstruktur und Clip Positionierung in verschiedenen Mäusen. Die Pfeile zeigen die ischämischen Bereich von Ileum durch Hämatoxylin gekennzeichnet. &lt;a href = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig2.jpg" /> Abbildung 2:.. Gewebepräparation für die histologische Analyse Gewebekassette Rouladen , hergestellt aus ischämischen und Kontrollregionen des Ileum nach 1 Stunde von Ischämie durch eine 1 Stunde Reperfusion enthält <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig3.jpg" /> Abbildung 3: Hämatoxylin und Eosin - Färbung von Ileum nach Ischemia Hämatoxylin und Eosin - Färbung der Kontrolle und der ischämischen Bereiche des Ileum nach 1 Stunde von Ischämie oder 1 Stunde von Ischämie.durch einen 2 h Reperfusion. Balken = 500 &amp; mgr; m (Deckplatten), 200 &amp; mgr; m (Bodenplatten). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig4.jpg" /> Abbildung 4: Expression von inflammatorischen Zytokinen während der Ischämie-Reperfusion Expression von CXCL2, TNF, IL-6, IL-1b in 1 h und 2 h nach der Ischämie-Reperfusion in ischämischem Gewebe (IR) und normalen Kontrollgewebe (C) gemessen. neben dem ischämischen Bereich, der durch Echtzeit-PCR. n = 3 bis 8 Mäuse pro Gruppe, * p &lt;0,05; ** P &lt;0.01; *** P &lt;0,001. Fehlerbalken stellen Sem <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page = &quot;always&quot;&gt; <tbody><tr><td> Murine Species </td><td colspan="2"> Anästhesie / Analgesie </td><td colspan="3"> Artery Occlusion Verfahren </td><td> Ischemia Zeit </td><td> Zeit nach der Reperfusion </td><td> Referenz </td></tr><tr><td> Sprague-Dawley-Ratten </td><td colspan="2"> Natriumpentobarbital </td><td colspan="3"> Occlusion von SMA und Zöliakie-Arterie mit Aneurysma-Clip oder eine Klemme </td><td> 45 min </td><td> 2 Stunden </td><td> 12 </td></tr><tr><td> C57Bl6 / 129 </td><td colspan="2"> 2% Halothan </td><td colspan="3"> Occlusion der mesenterialen Arteriolen und die proximalen und distalen Abschnitte des ischämischen Gewebes. </td><td> 30 bis 130 min </td><td> 6 Stunden </td><td> 13 </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> Ketamin, Isofluran </td><td colspan="3"> Occlusion von SMA mit Aneurysma-Clips. Occlusion von Sicherheiten circulation am proximalen und distalen Bereichen. </td><td> 1 Stunde </td><td> 1,5 Stunden </td><td> 4,8,11 </td></tr><tr><td> C3H / Hej </td><td colspan="2"> Natriumpentobarbital </td><td colspan="3"> Occlusion mit Aneurysma-Clip oder eine Klemme </td><td> 40 min </td><td> 6 Stunden </td><td> 14 </td></tr><tr><td> C56BL / 6 </td><td colspan="2"> Isofluran </td><td colspan="3"> Occlusion von SMA und Ileocolische Arterie mit Aneurysmaklammer oder Klemme </td><td> 100 min </td><td> 1, 2, 4, 24 hr </td><td> 15 </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> Urethane </td><td colspan="3"> Occlusion mit Aneurysma-Clip oder eine Klemme </td><td> 45 min </td><td> 60 min </td><td> 16 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Variationen in Methodik in Murine Intestinale IR-induzierten Verletzung <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan = &quot;3&quot;&gt; Histologie Scoring - System </td><td> Referenz </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 0: Normal Schleimhaut </td><td rowspan="9"> 13,17,18 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 1: Subepitheliales Raum an der Villi Spitze </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 2: ausgedehntere subepithelialer Raum </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 3: Epithelial Anheben entlang der Seiten villous </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 4: Denuded Zotten </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 5: Verlust von Zottengewebe </td></tr><tr><td colspan="3"> Klasse 6: Crypt Schicht Infarkt </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 7: Transmukosale Infarkt </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 8: Transmurale Infarkt </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 0: Normal Schleimhaut </td><td rowspan="5"> 4,8,11,19-21 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 1: Ablösung von Zellen auf villous Tipps </td></tr><tr><td colSpan = &quot;3&quot;&gt; Grad 2: Mittel villous Schaden </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 3: Villi waren abwesend, aber Krypten waren noch leicht nachweisbar </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 4: Das vollständige Fehlen von epithelialen Strukturen und transmurale Nekrose </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 0: Normal villus </td><td rowspan="7"> 6,22-31 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 1: Villi mit Spitze Verzerrung </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 2: Becherzellen und Gugenheims &quot;Räume fehlen </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 3: Villi mit fleckige Unterbrechung der Epithelzellen </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 4: Villi mit sichtbaren, aber intakte Lamina propria mit Epithelzelle Häutung </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 5: Lamina propria ist nässende </td></tr><tr><td colspan="3"> Klasse 6: Villi, dass Display-Blutungen oder zu Zotten, die entblößt werden </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 0: Normal Histologie </td&gt; <td rowspan="5"> 32,33 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 1: Leichte Störung des Deckepithel </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 2: Epithelial Zellverlust Verletzung bei villus Spitze </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 3: Mucosal vasocongestion, Blutungen, und fokale Nekrosen mit einem Verlust von weniger als die Hälfte der Zotten </td></tr><tr><td colspan="3"> Grad 4: Schäden an mehr als der Hälfte der Zotten Verlängerung </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Histologie Scoring - Systeme in Murine Intestinale IR-induzierten Verletzung

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

murine-model-of-intestinal-ischemia-reperfusion-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K Aufrufe.  Trudeau Institute.  Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden. 

Serie: Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Ein präklinisches Rattenmodell zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen in der rekonstruktiven Mikrochirurgie

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Verzögerte intramyokardiale Lieferung von Stammzellen nach Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Murine-Modell

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...