러시아어 과학 재단의 지원이 작품은, 아니 부여합니다. 14-50-00060 및 LLC RUSCHEMBIO. 이 작품은 또한 (CJ에) 294083 (AVT에), 그리고 NIH 부여 RO1 DK47700에 의해 부여 미국의 크론과 대장염 재단에 의해 지원되었다.

동물 연구는 건강 지침의 국립 연구소에 따라 수행하고, 기관 동물 관리의 승인을하고, 트뤼도 학회의위원회를 사용합니다. 8~12주 오래 C57BL / 6 마​​우스를이 연구에 사용 하였다. 수술 1. 준비 <ol><li> 준비 및 수술 도구를 소독. </li><li> 코 콘, 가열 패드 이소 플루 란 기반 마취 시스템을 준비합니다. 확인 가열 패드가 과열되지 않는다 (&lt;39 ° C). </li><li> 이소 플루 란 가스 소기 용기가 차단되거나 어떤 식 으로든 폐색되지 않은 용기의 하단에 배기구를 보장하기 위해 올바르게 배치되어 있는지 확인합니다. 캐니스터 절차 및 문서의 무게에 앞서 가스 소기 용기의 무게를. 캐니스터 중량 누적 중량 (~ 12 시간) 50 g을 초과하면 캐니스터 버린다. </li></ol> 2. 마취 <ol><li> 유도 챔버에 3 % 이소 플루 란 마취 마우스 (1 L / 분O 2). <ol><li> 똑바로 유지하기 위해 무능력에 의해 마취 깊이를 평가, 목적이 자발적인 움직임, 깜박임 반사 손실, 근육 이완 및 응답의 손실의 손실 (회사의 압력과 발가락 또는 꼬리 핀치) 자극을 리플렉스합니다. </li><li> 가슴 벽과 복부의 움직임을 관찰하여 호흡 패턴을 평가합니다. 최적의 마취에서 호흡 속도는 분당 ~ 55-65 호흡해야한다. </li><li> 유도 챔버에서 마우스를 제거하고 빠르게 마우스의 복부 영역을 면도. </li></ol></li><li> 각막 탈수를 방지하기 위해 눈에 개성 안과 연고를 배치합니다. </li><li> 가열 패드에 마우스를 놓고 마취 시스템에 코 콘을 통해 연결합니다. 확인 라텍스 코 콘 막 단단히 마우스의 머리에 맞는 이소 플루 란의 아무 누수가 없다. </li><li> 피하 고통 폭포의 바람을 방지하기 위해 1.5 %로 이소 플루 란 속도를 줄이고, 부 프레 노르 핀 (0.1 ㎎ / ㎏)과 케타민 (10 ㎎ / ㎏)을 주입. </li><li> 일을 닦아70 % 에탄올 다음 Betadine 수술 용액으로 적신 멸균 면봉으로 작업 영역의 전자 피부. </li></ol> 3. 수술 <ol><li> 운영 가위로 중간 선 3-5cm의 개복술을 확인합니다. 식염수에 적신 멸균 비 접착 패드 커버 작업 영역입니다. 맹장과​​ 회장을 분리하고 식염수에 적신 면봉을 사용하여 장간막 동맥을 노출. </li><li> , 적용 클립을 용이하게이 작업을 수행 scissors.To 미세 조리개를 사용하여 장간막 동맥 주위의 장간막에 작은 흠을하려면 부드럽게 드레싱 집게로 장을 마련하고 (원하는 클립 위치에 그림을 장간막 동맥의 양쪽에 장간막을 잘라 1A). 그런 다음 클립을 적용하기 전에 원하는 클립 위치의 영역에 멸균 생리 식염수를 몇 방울을 추가합니다. 참고 : 가짜 수술을 3.2 단계로 수술을 따르십시오. 클립을 적용하지 마십시오. 대신, 추가 따뜻한들에 의해 습기가 조직을 유지알린 같이 1 시간 동안 3.6에 기재. 그 후, 4.1 단계로 진행, </li><li> 맹장 (도 1B)에 인접하는 허혈성 회장의 5-7 센티미터 영역을 생성하기 위해 클립 부착기를 이용하여 미세 혈관 클립 (70g 력)과 장간막 동맥 1 차 분기 폐색. 선박의 위치가 보수적이지만, 마우스 사이에 약간의 차이 (그림 1의 예 참조)가있을 수 있습니다. 따라서, 2 또는 3 클립은 일반적으로 (도 1A, D, E, 검은 색 화살표에있는 클립의 위치 참조)를 요구한다. 참고 : 높은 품질의 선박 클립을 사용합니다. 고압 클립 혈관 손상을 완전히 혈액 흐름을 차단할 수 저압 클립 (&lt;30g) 반면 재생을 방지 할 수있다. </li><li> 허혈성 부위의 영역 (도 1) demarking 선박간에 개의 미세 혈관 클립을 사용하여 창자 (40g 포스)을 통해 측부 혈류 차단. 측부 혈관의 폐색에 필요인접한 혈관으로부터 혈액 공급이되지 않도록 (도 1a, D, E, 녹색 화살표의 클립의 위치 참조). </li><li> 옵션 : 혈액 응고를 방지하기 위해 헤파린 용액 (6 USP 단위 / ㎖)을 추가합니다. 단리 된 부위에 헤파린 용액 0.5ml를 추가 적가 하였다. </li><li> 식염수 젖은 멸균 비 접착 패드 섬세한 와이프는 37 ° C로 미리 예열 및 수술 영역에 적용됩니다. 와이프는 전체 절차를 수행하는 동안 젖은 남아 있는지 확인합니다. </li><li> 전체에서 1.5 % 이소 플루 란 마취를 사용하여 60 분 동안 허혈을 유지한다. 허혈 절차가 제대로 수행되면, 허혈성 지역은 약 30 분에서 색상 와인 레드로 변경됩니다. 성공적인 폐쇄를 나타내는 허혈 (그림 1, 오른쪽 패널) 동안 확대 된 클립의 위치로 말초 혈액 혈관을합니다. </li><li> 밀접하게 허혈 단계에서 마우스를 모니터링 할 수 있습니다. 수술 부위를 덮는 비 접착 패드에 식염수를 계속 적용. </li><li> 표조직에 Gill`s 3 헤 마톡 실린 20 μl를 피펫 팅에 의한 허혈 영역의 가장자리 (그림 1E, 오른쪽 패널) 비교를 위해 동일한 마우스에서 허혈성 조직과 인접한 건강한 조직을 수확 용이합니다. </li></ol> 4. 재관류 단계 <ol><li> 허혈 끝에 클립 영역에 식염수를 몇 방울을 가하여 부드럽게 클립 적용자와 미세 혈관 클립을 제거한다. 그런 다음, 부드럽게 식염수를 적신 코튼 팁을 사용하여 다시 복강에 소장을 밀어 넣습니다. 비 접착 패드를 분리 9mm 스테인레스 스틸 상처 클립을 사용하여 복벽 및 피부를 닫는다. 재관류 3 시간보다 오래 수행되면, 피부 창상 클립을 적용하기 전에 복벽을 닫 vicryl 흡수성 봉합사를 사용한다. </li><li> 재관류 단계에 대한 시간의 원하는 금액 (30 분, 60 분, 120 분, 180 분)에 대한 가열 깨끗한 케이지에 마우스를 유지한다. </li><li> 매 30 분 안정성을 보장하기 위해 적어도 동물을 확인합니다. </li></ol><p클래스 = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. 부검 및 소장의 수확 <ol><li> CO에 의해 재관류 다음 원하는 시간에 자궁 경부 전위 다음이 과다 복용을 쥐를 안락사. </li><li> 복강을 열고 추가 분석을 위해 허혈성 장 조직을 수집합니다. 부상에 대한 전신 반응 계정에 대한 내부 통제로 손상된 조직에 인접 수확 건강한 정상 조직. 참고 :이 컨트롤은 가짜 운영 마우스 IR-유도 부상에 대한 전신 반응을받지 않기 때문에 가짜 제어 마우스를 운영하는 것보다 더 적합하다. </li><li> 길이 방향으로 다음 생리 식염수로 채워진 및 장착 된 위관 바늘로 장을 30 ML의 주사기를 잘라 사용하여 장 내용을 세척 할 것. 소장의 샘플의 유전자 발현 분석을 위해 필요한 경우, 종 방향으로 1.5 mm 절편을 절단하고, 조직 학적 분석을 위해 나머지 부분을 사용한다. </li><li> 조직 학적 분석을 위해, intest 롤 쌍의 집게를 이용하여 스위스 롤을 제조오프라인. </li><li> , 롤 형태를 유지 조직 카세트에서 조직 검사 폼 패드 (그림 2) 사이에 대장의 조각을 배치합니다. 10 % 포르말린에 카세트를 놓습니다. </li><li> 최소 24 시간 동안 포르말린에 조직을 수정합니다. 추가로 24 시간 동안 70 %의 에탄올과 포르말린을 교체합니다. 실온에서 무기한 70 % 에탄올에 보관 조직. </li><li> 파라핀에 포함, 5 μm의 섹션을 절단하고 헤 마톡 실린 및 에오신 표준 프로토콜 (그림 3)를 사용하여와 얼룩. </li></ol> 6. 점수 <ol><li> 표 2에 요약되어있다. 쥐의 허혈 - 재관류 손상 점수 적절한 채점 방법을 선택합니다. </li><li> 선택 사항 : 부상의 심각성이 섹션에 걸쳐 변화 때문에 네 개의 섹션으로 시야를 나눈다. </li><li> 맹목적으로 얻은 점수에서 각 섹션의 평균 등급을 계산합니다. </li><li> 케이스 및 컨트롤 사이의 손상된 조직의 성적을 비교뿐만 아니라 토륨하기전자는 던의 다중 비교 테스트에 이어 크루스 칼 - 월리스 테스트를 사용하여 조직을 손상되지 않은. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

장내 IR 부상의 마우스 모델의 개발이 크게 조직 손상의 메카니즘에 대한 이해를 향상 7,9,11,34 조직 손상을 최소화하기 위해 잠재적 인 치료 전략의 개발에 도움을했다. 이 프로토콜의 중요한 단계는 미세 혈관 클립의 적절한 위치, IR 부상의 허혈 및 적절한 조직 학적 평가의 정확한 타이밍이다. 허혈 시간은 후속 상피 손상에 대해 매우 중요하다. 이환율과 실험 쥐의 사망률없이 재현 IR 부상을 유도하는 데 필요한 일반적인 시간은 2 ~ 3 시간 재관류 다음 45 ~ 60 분이다. 허혈의 장기간 수도 상피 및 사망률 증가의 완전한 손실이 발생합니다. 120 분 동안 폐쇄는 융모 상피 (35)의 전체 손실을 주도하는 반면 예를 들어, jejunal 허혈의 돼지 모델에서, 60 분 폐색은 빌라 상피의 일부 손실이 발생했습니다. 나는mportantly, 무균 및 유전자 조작 마우스는 예비 실험에서 최적화 될 필요가있다 IR 손상, 허혈 및 재관류 따라서 최적의 시간에 증가 된 감도를 표시 할 수 있습니다. 재관류 조직 손상의 평가를위한 전형적인 시간은 2-3 시간, 장시간 (12 시간)을하지만 장 줄기 세포 동원 (36)의 분석을 위해 요구된다. 또한, 공생 미생물 및 TLR / 놋 매개 신호의 변화는 크게 IR 부상 4,8,37-39의의 결과에 영향을 미칠 수있다. 미세 혈관 클립의 적절한 위치도 재현 IR 부상 중요합니다. 여기에서 우리는 쥐의 말단 회장의 IR 부상의 모델을 설명합니다. 소장의 고유 한 부분은 IR 부상에 서로 다른 감도를 표시하는 것으로 알려져있다. 예를 들어, 공장은 회장과 대장 9,34,40보다 IR 부상에 더 민감하다. 사실, 공장의 허혈 - 재관류 모델 하나에 SMA를 폐색하여클립이 일반적으로 IR 부상의 메커니즘을 연구하는 데 사용된다 (참조를 참조하십시오. 9 동물의 IR-부상의 다른 방법의 포괄적 인 검토를 위해). 그러나, 클립의 정확한 위치 및 소장의 다른 섹션의 분석뿐만 아니라 마취 다른 방법은 어렵다 (표 1 참조)를 재현 할 수있게, 이러한 연구 사이에서 변한다. SMA의 루트에 가까운 혈관 클립의 위치가 소장의 광범위한 영역에 혈액 공급에 영향을 받기 때문에 공장의 IR 부상의 추가 합병증은 높은 사망률이다. 따라서, 현재의 연구에서 우리는 재현하기 쉬운 단말기 회장의 일관된 IR 부상을 유발하는 프로토콜을 개발했다. 회장의 재현성 IR 손상을 유도하는 혈관 클립의 적절한 위치가 중요하다. 이것은 IR 손상 장간막 artery.The 정도의 주연 담보 분기 흡장 의해 이루어진다는 원래 애기 / 파를 사용하여 헤 마톡 실린 및 에오신 섹션들의 평가에 의해 평가 될 수있다케이 또는 수정 된 점수 시스템 11,18,34,41,42. 또한, 조직 손상의 평가는 마이 엘 로퍼 옥시 다제 활성 또는 할머니를 사용하여 호중구 면역 평가를 측정 단편화 된 DNA 또는 활성 카스파 제 -3 면역 염색, 호중구 분석 터미널 데 옥시 뉴 클레오 타이 딜 트랜스퍼 비오틴 된 dUTP 닉 엔드 라벨링 (TUNEL) 염색을 사용하여 수행 될 수있다 -1 또는 Ly6G 항체 염색 7,11. 이러한 IL-1β와 같은 염증성 사이토 카인 및 케모카인은 TNF, IL-6, CXCL1, CXCL2, CCL2 실시간 PCR 2,4,8에 의해 평가 될 수있다. 염증성 사이토 카인의 발현 분석의 예는도 4에 도시되어있다. 높은 재현성과 회장의 IR 부상의 접근성에도 불구하고,이 모델은 특히 만성 질환 조건과 상 장간막 동맥 (9)의 부분 폐쇄와 조건, 인간의 질병의 모든 임상 증상을 반영하지 않을 수 있습니다하는 것이 중요하다 </&gt; SUP. 마우스 및 인간 사이 융모 미세 혈관의 차이뿐만 아니라, 크 산틴 옥시 다제, IR 부상 9,43 중에 활성 산소 종의 생성을 매개하는 핵심 효소의 수준이있다. 따라서, 돼지 같은 큰 동물을 사용하여 모델을 9,44 개발되고있다. 연구중인 사람의 상태에 따라 동물 모델의 신중한 선택은 중요하다. 요약하면, 우리는 상피 손상 및 재생의 세포 및 분자 메카니즘을 연구하기 위해 이용 될 수있는 장 IR 손상 쉽고 견고한 모델을 설명한다.

소장은 허혈 및 상피 손상의 원인 혈액 흐름의 중단에 매우 민감하다. 허혈 후 재관류는 조직의 재 산소를 제공하고, 더 병리학을 홍보 할 수 있습니다. 따라서, 장 허혈 재관류 손상은 괴사 성 장염, 소장 이식의 이식 거부, 복부 대 동맥류 수술, 심폐 바이 패스, 및 염증성 장 질환의 1,2- 합병증 포함 병리의 넓은 범위와 관련된다. 장 IR 부상, 특히 급성 장간막 허혈는 이환율과 사망률 3의 결과로 생명을 위협하는 상태이다. 잘 이해되지 않지만, 장 허혈 재관류 (IR) 상처는 장내 미생물의 변화뿐만 아니라, 반응성 산소 종 및 염증성 사이토 카인 및 케모카인 1,4-6의 생산과 관련된 것으로 생각된다. 이 둘의 활성화에 리드네이트 및 염증과 조직 손상 -1,7,8,8-을 촉진 적응 면역 메커니즘. 그들은 쉽게 이득 - 및 기능 상실 유전자 실험을 허용하는 동물 모델은 IR 손상의 메카니즘을 이해하는 데 중요하다. IR의 여러 동물 모델은 전체 혈관 폐색, 저 유량 허혈을 포함하는 개발 및 (최근의 종합적인 검토 9에 요약) 혈관 폐색을 분할하고있다. 장간막 동맥 (SMA)의 완전한 혈관 폐색에 의한 장 허혈 큰 동물과 설치류 9-11에서 IR의 쉽고 일반적으로 사용되는 모델입니다. 그러나, 창자의 다른 영역은 부상에 서로 다른 감수성이있다. 또한, 부상의 변수도에서 허혈 손상 및 복구 결과의 기간에 다양한 마취제, 진통제, 동맥 폐쇄 기술의 범위뿐만 아니라 불일치 여러 STUDIE에서 IR의 생물학에 대한 우리의 이해를 교란의. 표 1은 쥐의 IR 연구에서 이러한 불일치를 보여줍니다. 짧은 허혈 시간 (30-45 분)을 사용하는 가장 큰 단점은 케이스 및 컨트롤 간의 뚜렷한 차이가 관찰 될 수있는 복구 창을 대상으로한다. 상피에 가벼운 부상 따라서, 재관류 후 시간을 해결 병리학 적 지표가 상피 손해 배상의 차이를 발견해야 할 수 있습니다 전문 될 수있다. 반대로, 과도한 손상, 허혈성 손상을 100 분으로 본 사망률의 속도 및 복구 시간을 증가 반발이 더 이상 가능하지 않다 상피의 완전한 denudement 초래할 수있다. 따라서, 우리가 우리의 분야에서이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장내 IR의 상세 절차를 설명합니다. 장내 IR 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1160">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Heated Pad</td>
			<td style="width:191px;">Sunbeam</td>
			<td style="width:249px;">E12107-819</td>
			<td style="width:379px;">Alternative: Braintree Scientific heated pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Table top research anesthesia Machine</td>
			<td>Vasco</td>
			<td>UCAP 0001-0000171</td>
			<td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nose Cone</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>ARES500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scavenger canister and replacement cartridge</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>80000, 80120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Induction Chamber</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td>V711802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>NDC 66794-013-10</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal clipper&#160;</td>
			<td>Oster&#160;</td>
			<td>Oster Golden A5 078005-050-003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ophthalmic ointment</td>
			<td>Webster</td>
			<td>8804604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>562766</td>
			<td>Controlled substance,contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NADA 45-290</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton tips</td>
			<td>Puritan medical products</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>Autoclave before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% Povidone-Iodine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile saline solution</td>
			<td>Aspen</td>
			<td>46066-807-60</td>
			<td>Adjust to room temperature before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile cotton gauze pad</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>22-415-468</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Non-adherent pad prepack</td>
			<td>Telfa</td>
			<td>1238</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">IR rodent thermometer</td>
			<td>BIOSEB</td>
			<td>BIO-IRB153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 70g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS5424, RS5435</td>
			<td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 40g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS6472</td>
			<td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clip applying forceps</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>14189</td>
			<td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&#160; #RS-5440</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gill&#39;s 3 hematoxylin</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>14-390-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical staples, Reflex 9 mm</td>
			<td>Cell Point Scientific</td>
			<td>201-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Autoclip applier</td>
			<td>Beckton Dickinson</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Byopsy foam pad</td>
			<td>Simport</td>
			<td>M476-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue cassette</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>15182701A</td>
			<td>Histosette II combination lid and base</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10% buffered formalin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>245-684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical iris scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501263-G SC</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6816</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Operating scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501219-G</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6814</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dressing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-5228, RS-8122</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50mg</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>2106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:343px;">Reflex wound clip removing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-9263</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mice C57BL/6J mice&#160;</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>Stock No 0664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Telfa non-adherent dressings, 3x4, sterile</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>1050</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

장 허혈은 동맥 경화증, 혈전증, 저혈압, 괴사 성 장염, 장 이식, 외상 및 만성 염증을 포함하여 임상 조건의 넓은 범위와 관련된 생명을 위협하는 상태이다. 창자 허혈 재관류 (IR) 부상 장내 손상 얻어진 장간막 혈관 통해 불충분 한 혈류로 인한 급성 장간막 허혈 결과적이다. 재관류 다음 허혈은 또한 소장의 손상을 악화시킬 수 있습니다. IR 손상 메커니즘은 복잡하고 잘못 이해된다. 따라서, 작은 동물 실험 모델 IR 손상의 병태 생리학 및 신규 한 치료제의 개발을 이해하는데 중요하다. 여기에서 우리는 사망하지 않고 소장의 재현성 부상을 제공 급성 장 IR 부상의 마우스 모델에 대해 설명합니다. 이것은 시간적으로 occludin은 원위 회장의 영역 허혈 유도함으로써 달성된다g 미세 혈관 클립을 사용하여 60 분 동안 상 장간막 동맥 및 주변 단자 담보 가지. 1 시간, 또는 조직 학적 분석에 의해 조사 된 소장의 재현 상해에서 상해 결과 후 2 시간 동안 재관류. 미세 혈관 클립의 적절한 위치는 프로 시저에 대한 중요하다. 따라서, 동화상이 기술의 상세한 시각 단계별 설명을 제공한다. 장내 IR 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

우리는 쥐의 회장의 재현 IR 유도 부상을 얻기 위해 IR 수술의 실험 프로토콜을 최적화. 대표 결과이 절에서 설명한다. 도 1은 회장의 허혈을 유도하는 미세 혈관 클립 위치의 예를 도시한다. 검은 색 화살표는 장간막 동맥의 첫 번째 순서 가지를 폐색 메인 클립의 위치를​​ 보여줍니다. 녹색 화살표 담보 혈관으로부터 혈액 공급을 차단하기 위해 추가 클립의 위치를​​ 나타낸다. 클립의 위치와 intestinte의 허혈 영역의 색상 변화에 원위부 폐색 된 혈관의 증가 크기를합니다. 허혈 혈관의 단부에서 클립을 제거한 후 혈류를 회복 정상 크기로 복귀. 도 2는 콘로부터 제조 스위스 롤을 포함하는 조직 카세트의 일례를 도시트롤 및 재관류의 1 시간 뒤에 허혈 1 시간 후 회장의 허혈 영역. 비장의 조각을 염색 가공 중에 제어 IR 부위의 위치 결정을 용이하게하기 위해 포함되었다. 제어 및 허혈성 조직 사이의 색상 차이가 있습니다. 그림 3은 제어 및 허혈의 1 시간, 또는 재관류의 2 시간 뒤에 허혈 1 시간 후 회장의 허혈 영역의 대표 헤 마톡 실린 및 에오신 염색을 보여줍니다. 출혈성 융모, 지하실의 제거를 완료 할 부분과 상피 denudement, 면역 세포의 침윤 (별표)을 특징으로 허혈 1 시간 후 상피 세포의 심한 손상을합니다. 재관류 융모의 손상과 염증의 2 시간 후 (별표) 지속되지만 조직의 출혈이 없습니다. 도 4는 염증성 CY의 분석 예를 나타낸다1 시간 허혈성 및 제어 소장의 허혈 - 재관류 후 2 시간에서 tokines 식입니다. 허혈 - 재관류가 건강한 조직을 제어하는​​ 데 비해 후 1 시간 및 2 시간에서 TNF, IL-1β, IL-6 및 CXCL2의 mRNA 발현의 상향 조절을합니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig1.jpg" /> 그림 1 : 혈관 클립을 사용하여 국소 빈혈의 유도 맹장과 회장을 포함하는 소장의 (A) 고립 지역.. 장간막 동맥 주변 장간막에서 작은 삭감이 클립 애플리케이션을 용이하게한다. (B) 클립 부착기를 이용하여 미세 혈관 클립 애플리케이션. 장간막 동맥에 미세 혈관 클립 (C) 위치는 허혈을 유도합니다. (D, E). 다른 마우스에서 혈관 구조 및 클립 위치의 예. 화살표는 헤 마톡 실린으로 표시 회장의 허혈 영역을 나타냅니다. &lt;A HREF = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig1large.jpg&quot;대상 = &quot;_ 빈&quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig2.jpg" /> 그림 2 :.. 조직 학적 분석 재관류의 1 시간 뒤에 허혈 1 시간 후 회장의 허혈 및 제어 영역에서 준비 스위스 롤을 포함하는 조직 카세트를위한 조직 준비 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig3.jpg" /> 그림 3 : 헤 마톡 실린 및 허혈 헤 마톡 실린 후 회장의 에오신 염색과 회장의 제어 및 허혈성 지역의 에오신 염색 허혈 1 시간, 또는 허혈 1 시간 후.재관류 2 시간으로 하였다. 바 = 500 μm의 (상단 패널), 200 μm의 (아래 패널). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig4.jpg" /> 그림 4 :. 국소 빈혈이 - 재관류 CXCL2, TNF, IL-6의 발현, IL-1β가 1 시간 허혈성 조직 (IR)에서 허혈 - 재관류 후 2 시간과 정상 조직 (C)에서 측정하는 동안 염증성 사이토 카인의 발현 실시간 PCR에 의해 허혈 영역에 인접. N = 3 - 그룹 당 8 마우스, * P &lt;0.05; ** P &lt;0.01; *** p &lt;0.001. 오차 막대는 SEM을 대표하는 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within 페이지 = &quot;항상&quot;&gt; <tbody><tr><td> 쥐의 종 (種) </td><td colspan="2"> 마취 / 진통 </td><td colspan="3"> 동맥 폐쇄 방법 </td><td> 허혈 시간 </td><td> 재관류 후 시간 </td><td> 참고 </td></tr><tr><td> 흰쥐 </td><td colspan="2"> 펜 토바 비탈 나트륨 </td><td colspan="3"> SMA 및 복강 동맥의 폐색 동맥류 클립 또는 클램프를 사용하여 </td><td> 45 분 </td><td> 2 시간 </td><td> (12) </td></tr><tr><td> C57BL6 / 129 </td><td colspan="2"> 2 % 할로 탄 </td><td colspan="3"> 장간막 세동맥의 폐색 및 근위 및 허혈성 조직의 말단부. </td><td> 30-130 분 </td><td> 6 시간 </td><td> (13) </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> 케타민, 아이소 플루 란 </td><td colspan="3"> 동맥류 클립을 사용하여 SMA의 폐쇄. 담보 circul의 폐색근위 및 원위 영역에서 ATION. </td><td> 1 시간 </td><td> 1.5 시간 </td><td> 4,8,11 </td></tr><tr><td> C3H / HEJ </td><td colspan="2"> 펜 토바 비탈 나트륨 </td><td colspan="3"> 동맥류 클립 또는 클램프를 사용하여 폐색 </td><td> 40 분 </td><td> 6 시간 </td><td> (14) </td></tr><tr><td> C56BL / 6 </td><td colspan="2"> 이소 플루 란 </td><td colspan="3"> SMA와 ileocolic 동맥의 폐색 동맥류 클립 또는 클램프를 사용하여 </td><td> 100 분 </td><td> 1, 2, 4, 24 시간 </td><td> (15) </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> 우레탄 </td><td colspan="3"> 동맥류 클립 또는 클램프를 사용하여 폐색 </td><td> 45 분 </td><td> 60 분 </td><td> (16) </td></tr></tbody></table> 표 1 : 쥐 창자 IR에 의한 상해에서 방법론의 변화 <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspaN = &quot;3&quot;&gt; 조직학 점수화 시스템 </td><td> 참고 </td></tr><tr><td colspan="3"> 학년 0 : 정상 점막 </td><td rowspan="9"> 13,17,18 </td></tr><tr><td colspan="3"> 등급 1 : 융모 끝에서 상 피하 공간 </td></tr><tr><td colspan="3"> 2 급 : 더 확장 된 피하 공간 </td></tr><tr><td colspan="3"> 등급 3 : 융모 측면을 따라 상피 리프팅 </td></tr><tr><td colspan="3"> 4 학년 : 무 결함 융모 </td></tr><tr><td colspan="3"> 5 학년 : 융모 조직의 손실 </td></tr><tr><td colspan="3"> 6 학년 : 크립트 층 경색 </td></tr><tr><td colspan="3"> 7 학년 : 점막 경색 </td></tr><tr><td colspan="3"> 8 학년 : 전층 경색 </td></tr><tr><td colspan="3"> 학년 0 : 정상 점막 </td><td rowspan="5"> 4,8,11,19-21 </td></tr><tr><td colspan="3"> 1 학년 : 융모 끝에서 세포의 벗기 </td></tr><tr><td col스팬 = &quot;3&quot;&gt; 2 급 : 중간 융모의 손상 </td></tr><tr><td colspan="3"> 3 학년 : 융모가 발견되지 않습니다 있었지만, 지하실은 여전히​​ 쉽게 감지했다 </td></tr><tr><td colspan="3"> 4 학년 : 상피 구조와 전층 괴사의 완전한 부재 </td></tr><tr><td colspan="3"> 학년 0 : 정상 융모 </td><td rowspan="7"> 6,22-31 </td></tr><tr><td colspan="3"> 1 학년 : 융모 팁 왜곡 </td></tr><tr><td colspan="3"> 2 급 : 잔 세포와 Gugenheims &#39;공간이없는 </td></tr><tr><td colspan="3"> 3 학년 : 융모 상피 세포의 누덕 누덕 기운 중단과 </td></tr><tr><td colspan="3"> 상피 세포 벗기와 노출과 융모하지만 그대로 점막 고유 층 : 4 학년 </td></tr><tr><td colspan="3"> 5 학년 : 얇은 판의 propria이 스며있다 </td></tr><tr><td colspan="3"> 6 학년 : 융모 무 결함되어 융모 해당 디스플레이 출혈 또는 </td></tr><tr><td colspan="3"> 학년 0 : 정상 조직학 </TD&gt; <td rowspan="5"> (32, 33) </td></tr><tr><td colspan="3"> 1 학년 : 표면 상피의 약간 중단 </td></tr><tr><td colspan="3"> 2 급 : 융모 끝에서 상피 세포 손실 부상 </td></tr><tr><td colspan="3"> 3 학년 : 점막 혈관 충혈, 출혈 및 융모의 절반 이하의 손실 초점 괴사 </td></tr><tr><td colspan="3"> 등급 4 : 손상 융모의 절반 이상으로 연장 </td></tr></tbody></table> 표 2 : 쥐 창자 IR에 의한 손상의 조직학 점수 시스템

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

여기에서 우리는 들판을 가로 질러이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장 허혈 - 재관류의 상세 절차를 설명합니다. 창자 허혈 재관류 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K 조회수.  Trudeau Institute.  여기에서 우리는 들판을 가로 질러이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장 허혈 - 재관류의 상세 절차를 설명합니다. 창자 허혈 재관류 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다. 

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

연구

의학

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

마우스의 급성 신장 손상 및 사후 상해 섬유증의 허혈 - 재관류 모델

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

왼쪽 앞쪽에 내림차순 동맥의 결찰을 통해 심근 허혈 - 재관류 손상의 생쥐 모델

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

쥐의 심근 허혈 재관류 후 관상 동맥 흐름 예비의 평가

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

재건 미세 수술에서 허혈 재관류 손상의 연구를위한 전 임상 쥐 모델

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

쥐 간 이식 모형에 있는 혈역학적인 변경을 시뮬레이션하여 기관 허혈-재관류 상해

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

온난 허혈/재관류 손상의 쥐 폐 이식 모델: 결과 개선을 위한 최적화

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

일방적 인 신장 허혈 - 재관류 손상의 효과적인 마우스 모델

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...