Este trabalho foi apoiado pelo russo Science Foundation, conceder nenhuma. 14-50-00060 e LLC RUSCHEMBIO. Este trabalho também foi apoiado pela Fundação de Crohn e Colite da América conceder 294083 (para AVT), e pelo NIH concessão RO1 DK47700 (para CJ).

Os estudos em animais foram realizados de acordo com o Instituto Nacional de Saúde e orientações foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee da Trudeau Institute. 8-12 semanas de idade C57BL / 6 murganhos foram utilizados para o estudo. 1. Preparação para a cirurgia <ol><li> Preparar e esterilizar instrumentos cirúrgicos. </li><li> Prepare sistema de anestesia com base em isoflurano com cone do nariz, e uma almofada aquecida. Certifique-se de almofada aquecida não está superaquecido (&lt;39 ºC). </li><li> Certifique-se de que a eliminação de gás isofluorano recipiente é posicionado correctamente para garantir as portas de escape, na parte inferior do recipiente não estão bloqueadas ou oclusa em qualquer maneira. Pesar de gás eliminação canister antes do procedimento e peso documento sobre canister. Deite fora a embalagem quando o peso recipiente for superior a 50 g de peso acumulado (~ 12 horas). </li></ol> 2. Anestesia <ol><li> Anestesiar rato com 3% de isoflurano numa câmara de indução (1 L / minO 2). <ol><li> Avaliar a profundidade da anestesia por uma incapacidade de permanecer em pé, perda de movimento intencional voluntário, perda de reflexo de piscar, relaxamento muscular e perda de resposta ao reflexo de estimulação (dedo do pé ou pitada cauda com uma pressão firme). </li><li> Avaliar a frequência respiratória e padrão observando parede torácica e movimentos abdominais. Sob anestesia ideal, a taxa de respiração deve ser ~ 55-65 respirações por min. </li><li> Retirar do rato da câmara de indução e rapidamente raspar a área do abdômen do mouse. </li></ol></li><li> Para evitar a dessecação da córnea, colocar pomada oftálmica branda nos olhos. </li><li> Coloque o mouse sobre a almofada aquecida e conectá-lo via cone do nariz para o sistema de anestesia. Certifique-se de membrana cone do nariz do látex se encaixa firmemente sobre a cabeça do mouse e não há vazamento de isoflurano. </li><li> Reduzir a taxa de isoflurano a 1,5%, e injectar buprenorfina (0,1 mg / kg) e cetamina (10 mg / kg) por via subcutânea a evitar wind-up da dor-cascata. </li><li> limpe the a pele da área de operação, com uma mecha de algodão estéril embebido em solução cirúrgica Betadine seguido por 70% de etanol. </li></ol> 3. Cirurgia <ol><li> Faça uma linha de meados 3-5 cm laparotomia com uma tesoura de operação. área de atuação tampa com almofada anti-aderente estéril umedecido com solução salina. Isolar ceco e íleo e expor a artéria mesentérica superior utilizando zaragatoas de algodão humedecido em solução salina. </li><li> Para facilitar o clipe de aplicar, fazer pequenos cortes no mesentério em torno da artéria mesentérica superior usando iris finas scissors.To fazer isso, levante cuidadosamente o intestino com uma pinça de vestir e cortar mesentério em ambos os lados da artéria mesentérica superior na posição clipe desejado (Figura 1A). Em seguida, adicionar algumas gotas de solução salina estéril para a área do grampo posição desejada antes de aplicação de clipes. Nota: Para realizar a cirurgia sham, siga o procedimento cirúrgico até ao passo 3.2. Não aplicar clipes. Em vez disso, manter o tecido húmido por acrescentou s quenteAline como descrito em 3.6, durante 1 h. Depois, siga para o passo 4.1, </li><li> Ocluir as primeiras ramificações ordem da artéria mesentérica superior com clipes microvasculares (70 g) utilizando uma força de aplicador de pinças para criar uma região de 5-7 cm do íleo isquémica adjacente ao ceco (Figura 1B). Embora a posição dos vasos é conservadora, pode haver ligeiras variações entre ratos (ver exemplos na Figura 1). Portanto, 2 ou 3 clipes são geralmente necessária (ver a localização dos clipes na Figura 1A, D, E, setas pretas). Nota: Use grampos de navios de qualidade elevada. clipes de alta pressão pode danificar os vasos e impedir a regeneração enquanto clipes de baixa pressão (&lt;30 g) não pode bloquear completamente o fluxo sanguíneo. </li><li> Bloquear o fluxo de sangue colateral através do intestino utilizando dois clipes microvasculares através vasos (40 g vigor), demarcando a região do intestino isquêmico (Figura 1). Oclusão de vasos colaterais é necessária paraimpedir o fornecimento de sangue dos vasos sanguíneos adjacentes (ver a localização dos clipes na Figura 1A, D, E, setas verdes). </li><li> Opcional: Adicionar solução de heparina (6 USP unidades / ml), para impedir a coagulação do sangue. Gota a gota, adicionar 0,5 ml de solução de heparina para o intestino isolado. </li><li> Wet almofada anti-aderente delicados toalhetes estéreis com solução salina pré-aquecido a 37 ° C e aplicar à área cirúrgica. Certifique-se que toalhetes permanece molhada durante todo o procedimento. </li><li> Manter a isquemia durante 60 minutos utilizando 1-1,5% anestesia com isoflurano todo. Se procedimento de isquemia é realizado corretamente, a região isquêmica mudará para vinho de cor vermelha em aproximadamente 30 min. Note-se que os vasos sanguíneos distais para a posição de grampo são aumentados durante a isquemia (Figura 1, painéis direitos), indicando oclusão bem sucedida. </li><li> acompanhar de perto o mouse durante a fase de isquemia. Continuar a aplicar uma solução salina para a almofada não-aderente que cobre o local da cirurgia. </li><li> Marcaas margens da área isquémica através de pipetagem 20 ul de Gill`s 3 hematoxilina no tecido para facilitar a colheita do tecido isquémico e tecido saudável adjacente a partir do mesmo rato para comparação (Figura 1E, painel da direita). </li></ol> 4. A reperfusão Stage <ol><li> No final da isquemia adicionar algumas gotas de solução salina na zona do grampo e suavemente remover clipes microvasculares com aplicador de agrafo. Em seguida, empurre cuidadosamente o intestino volta para a cavidade abdominal com solução salina umedecido dicas de algodão. Remover almofada anti-aderente e fechar a parede abdominal e a pele usando 9 mm agrafos de aço inoxidável. Se reperfusão é realizado mais do que 3 horas, usar uma sutura Vicryl absorvível para fechar a parede abdominal antes de aplicação de clipes para feridas na pele. </li><li> Manter ratinhos em uma gaiola limpa aquecida para a quantidade desejada de tempo (30 min, 60 min, 120 min, ou 180 min) para a fase de reperfusão. </li><li> Verifique animais, pelo menos a cada 30 min para assegurar a estabilidade. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Necropsia e Colheita de Intestino Delgado <ol><li> Eutanásia ratos por overdose de CO2, seguido por deslocamento cervical no tempo desejado após a reperfusão. </li><li> Abra cavidade abdominal e recolher o tecido intestinal isquémica, para posterior análise. Colheita tecido normal saudável adjacente ao tecido lesionado como um controlo interno para a conta para qualquer reação sistêmica à lesão. Nota: Este controle é mais apropriado do que o falso operado camundongos de controle porque os ratos sujeitos a operação simulada não sejam objecto de uma reação sistêmica à lesão induzida pelo IR. </li><li> Lavar o conteúdo intestinal utilizando 30 ml seringa com agulha gavage anexo preenchido com solução salina e depois cortar o intestino longitudinalmente. Se é necessária uma amostra de intestino para análise da expressão do gene, um fragmento cortado longitudinalmente 1,5 milímetros, e utilizar a parte restante para análise histológica. </li><li> Para análise histológica, preparar um rocambole usando um par de fórceps para rolar a intestine. </li><li> Para manter a forma enrolada, colocar as peças de intestino entre almofadas de espuma de biópsia em cassetes de tecido (Figura 2). Coloque as cassetes em formalina a 10% tamponada. </li><li> Corrigir o tecido em formalina durante pelo menos 24 h. Substituir formalina com 70% de etanol durante mais 24 horas adicionais. tecido loja em etanol 70% indefinidamente à temperatura ambiente. </li><li> Incorporar-se em parafina, cortadas secções de 5 | iM e mancha com hematoxilina e eosina utilizando um protocolo padrão (Figura 3). </li></ol> 6. Scoring <ol><li> Pontuação da lesão de isquemia-reperfusão murino como resumido na Tabela 2. Escolha um método de pontuação apropriada. </li><li> Opcional: Dividir o campo de visão em quatro secções visto que a gravidade da lesão varia ao longo da secção. </li><li> Calcule a média das notas de cada seção da pontuação obtida cegamente. </li><li> Comparar o grau do tecido lesado entre casos e controle, bem como a the ilesa tecido utilizando um teste de Kruskal-Wallis, seguido do teste de comparações múltiplas de um Dunn. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

O desenvolvimento de modelos de rato de lesão IR intestinal têm melhorado muito a compreensão dos mecanismos de lesão tecidual e ajudado no desenvolvimento de potenciais estratégias terapêuticas para minimizar danos nos tecidos 7,9,11,34. Os passos críticos deste protocolo é o posicionamento adequado dos clipes microvasculares, timing correto da isquemia e histológica adequada avaliação da lesão IR. A duração da isquemia é crítico para a subsequente lesão do epitélio. O tempo típico necessária para induzir lesão IR reprodutível, sem morbidade e mortalidade de camundongos experimental é de 45-60 min seguido por uma reperfusão 2-3 hr. Períodos prolongados de isquemia pode resulta na perda completa do epitélio e aumento da mortalidade. Por exemplo, num modelo suíno de isquemia do jejuno, 60 min oclusão resultou na perda parcial da vivenda epitélio, enquanto oclusão durante 120 min conduziu à perda completa de vilosidades do epitélio 35. Eumportantly, livre de germes e de ratinhos geneticamente manipulado pode exibir uma sensibilidade aumentada à lesão de IR, e, por conseguinte, o tempo óptimo de isquemia e reperfusão pode precisar de ser optimizada em experiências preliminares. Embora o tempo típico para a avaliação de danos nos tecidos após a reperfusão é de 2-3 horas, um tempo mais longo (12 horas) é necessária para a análise de mobilização de células estaminais 36 intestinal. Além disso, alterações na microflora comensal e sinalização dos TLR / mediada por Nod pode influenciar significativamente o resultado da lesão de IR 4,8,37-39. A posição correcta dos grampos microvasculares também é fundamental para a lesão IR reprodutível. Aqui descrevemos o modelo de lesão de IR do íleo distai murino. partes distintas do intestino são conhecidos por exibir sensibilidade diferente à lesão IR. Por exemplo, no jejuno é mais sensível aos danos de IR íleo e cólon 9,34,40. De facto, o modelo de isquemia-reperfusão do jejuno por oclusão de SMA com uma únicaclipe é comumente usado para estudar os mecanismos de lesão IR (ver ref. 9 para uma revisão abrangente dos diferentes métodos de IR-lesão em animais). No entanto, a posição exacta do grampo e a análise de diferentes secções do intestino, assim como métodos diferentes de anestesia varia entre os estudos, tornando-o difícil de reproduzir (ver Tabela 1). Uma complicação adicional de lesão IR de jejuno é elevada mortalidade já que a posição do clipe vascular perto da raiz da SMA afeta suprimento de sangue para ampla área de intestino. Portanto, no presente estudo foi desenvolvido um protocolo para induzir lesão IR consistente de íleo terminal, que é fácil de reproduzir. Para induzir o dano por IR reprodutível de íleo, a posição correcta dos grampos vasculares é crítica. Isto é conseguido por oclusão dos ramos periféricos e colaterais do grau artery.The mesentérica superior de lesão IR pode ser avaliada por avaliação de seções hematoxilina e eosina usando originais Chiu / ParK ou sistemas de pontuação modificados 11,18,34,41,42. Além disso, a avaliação dos danos do tecido pode ser realizada utilizando o terminal desoxinucleotidilo transferase de biotina-dUTP nick end-rotulagem coloração (TUNEL) de ADN fragmentado, ou caspase-3 coloração imuno-histoquímica activo, análise de neutrófilos medindo a actividade da mieloperoxidase ou imuno-histoquímica de neutrófilos usando Gr -1, ou anticorpo Ly6G coloração 7,11. Citocinas e quimiocinas inflamatórias, tais como IL-1B, TNF, IL-6, CXCL1, CXCL2, CCL2 pode ser avaliada por PCR em tempo real 2,4,8. Um exemplo da análise de expressão de citoquinas inflamatórias é mostrado na Figura 4. É importante notar que, apesar da elevada reprodutibilidade e a acessibilidade de lesão de IR do íleo, este modelo não pode reflectir todos os sinais clínicos de doença humana, particularmente em estados de doença e condições crónicas com oclusão parcial da artéria mesentérica superior 9 </sup&gt;. Há também diferenças na microvasculatura vilosidades entre ratos e seres humanos, bem como os níveis de xantina oxidase, uma enzima chave mediando a produção de espécies reativas de oxigênio durante a lesão IR 9,43. Portanto, os modelos que utilizam grandes animais, como porcos estão sendo desenvolvidos 9,44. A selecção cuidadosa do modelo animal, dependendo da condição humana a ser estudado é crítica. Em resumo, descreve-se um modelo simples e robusta da lesão intestinal de IR que pode ser utilizada para estudar o mecanismo celular e molecular da lesão epitelial e regeneração.

O intestino é muito sensível à interrupção do fluxo sanguíneo que provoca isquemia e epitelial danos. A reperfusão após isquemia fornece a re-oxigenação do tecido, e pode promover ainda mais a patologia. Portanto, a lesão por isquemia e reperfusão intestinal está associada com uma vasta gama de patologias, incluindo enterocolite necrotizante, a rejeição de aloenxertos em transplantes do intestino delgado, complicações de cirurgia abdominal aórtica do aneurisma, bypass cardiopulmonar, e 1,2 inflamatória doença do intestino. Lesão intestinal IR, isquemia mesentérica especialmente grave, é uma doença potencialmente fatal, resultando em morbidade e mortalidade 3. Embora pouco compreendida, isquemia-reperfusão (IR) lesão é pensada para ser associada com mudanças na flora intestinal, bem como a produção de espécies de oxigénio reactivas e citocinas inflamatórias e quimiocinas 1,4-6. Isto leva a activação de ambos emNate e mecanismos imunes adaptativas que promovem a inflamação e lesão tecidual 1,7,8. Os modelos animais são fundamentais para a compreensão dos mecanismos de lesão IR, uma vez que permitem fácil gain- e perda de função experimentos genéticos. Vários modelos animais de IR foram desenvolvidos que incluem a oclusão vascular completa, isquemia baixo fluxo, e segmentado oclusão vascular (resumidos num recente revisão abrangente 9). A isquemia intestinal provocada por uma oclusão vascular completa da artéria mesentérica superior (SMA) é um modelo simples e utilizada de IR em grandes animais roedores e 9-11. No entanto, diferentes áreas do intestino ter susceptibilidade diferente a uma lesão. Além disso, a diversidade de anestésicos, analgésicos, as técnicas de oclusão da artéria, bem como inconsistência na duração das lesões de isquemia e recuperação resultado em graus variáveis ​​de lesão confundir o nosso entendimento da biologia do IR através de vários Studies. A Tabela 1 mostra estas inconsistências nos estudos IR murino. A maior desvantagem de usar o tempo de isquemia mais curtos (30-45 min) tem como alvo a janela de recuperação sobre a qual podem ser observadas diferenças discerníveis entre casos e controles. lesão leve para o epitélio pode ser resolvido de uma hora após a reperfusão, portanto especializada métricas patológicos pode ser necessário para encontrar diferenças de restituição epitelial. Em contraste, danos excessivos, como visto por 100 min de lesão isquémica pode resultar na denudement completa do epitélio, em que a restituição não é mais possível, aumentando a taxa de mortalidade, e o tempo de recuperação. Portanto, aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de IR intestinal em camundongos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o nosso campo. Este modelo de lesão intestinal de IR podem ser utilizados para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1160">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:343px;">Heated Pad</td>
			<td style="width:191px;">Sunbeam</td>
			<td style="width:249px;">E12107-819</td>
			<td style="width:379px;">Alternative: Braintree Scientific heated pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Table top research anesthesia Machine</td>
			<td>Vasco</td>
			<td>UCAP 0001-0000171</td>
			<td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nose Cone</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>ARES500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scavenger canister and replacement cartridge</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>80000, 80120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Induction Chamber</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td>V711802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>NDC 66794-013-10</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal clipper&#160;</td>
			<td>Oster&#160;</td>
			<td>Oster Golden A5 078005-050-003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ophthalmic ointment</td>
			<td>Webster</td>
			<td>8804604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>562766</td>
			<td>Controlled substance,contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NADA 45-290</td>
			<td>Controlled substance, contact IACUC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton tips</td>
			<td>Puritan medical products</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>Autoclave before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% Povidone-Iodine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile saline solution</td>
			<td>Aspen</td>
			<td>46066-807-60</td>
			<td>Adjust to room temperature before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile cotton gauze pad</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>22-415-468</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Non-adherent pad prepack</td>
			<td>Telfa</td>
			<td>1238</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">IR rodent thermometer</td>
			<td>BIOSEB</td>
			<td>BIO-IRB153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 70g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS5424, RS5435</td>
			<td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro vascular clips, 40g</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS6472</td>
			<td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clip applying forceps</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>14189</td>
			<td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&#160; #RS-5440</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gill&#39;s 3 hematoxylin</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>14-390-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical staples, Reflex 9 mm</td>
			<td>Cell Point Scientific</td>
			<td>201-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Autoclip applier</td>
			<td>Beckton Dickinson</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Byopsy foam pad</td>
			<td>Simport</td>
			<td>M476-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue cassette</td>
			<td>Fisher Healthcare</td>
			<td>15182701A</td>
			<td>Histosette II combination lid and base</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10% buffered formalin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>245-684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical iris scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501263-G SC</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6816</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Operating scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501219-G</td>
			<td>Alternative: Roboz RS6814</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dressing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-5228, RS-8122</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50mg</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>2106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:343px;">Reflex wound clip removing forceps</td>
			<td>Roboz Surgical&#160;</td>
			<td>RS-9263</td>
			<td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mice C57BL/6J mice&#160;</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>Stock No 0664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Telfa non-adherent dressings, 3x4, sterile</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>1050</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

isquemia intestinal é uma condição de risco de vida associada com uma ampla gama de condições clínicas, incluindo a aterosclerose, trombose, hipotensão, enterocolite necrotizante, transplante do intestino, trauma e inflamação crónica. lesão isquemia-reperfusão (IR) é uma consequência da isquemia mesentérica aguda, causada por fluxo inadequado de sangue através dos vasos mesentéricos, resultando em danos intestinal. A reperfusão após isquemia pode agravar os danos do intestino. Os mecanismos de lesão IR são complexos e pouco conhecidos. Portanto, modelos animais experimentais pequenas são críticas para a compreensão da patofisiologia da lesão de IR e o desenvolvimento de novas terapias. Aqui nós descrevemos um modelo de rato de lesão IR intestinal aguda que fornece lesão reprodutível do intestino delgado sem mortalidade. Isto é conseguido através da indução de isquemia na região do íleo distai por temporalmente ocludinag ramos colaterais periféricos e terminais da artéria mesentérica superior por 60 min usando clipes microvasculares. A reperfusão durante 1 hora, ou 2 horas após a lesão em resultados lesão reprodutível do intestino examinado por análise histológica. posição apropriada dos clipes microvasculares é crítica para o processo. Por isso, o clipe de vídeo fornece uma descrição detalhada visuais passo-a-passo desta técnica. Este modelo de lesão intestinal de IR podem ser utilizados para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Nós optimizada do protocolo experimental de cirurgia de IV para se obter lesão induzida IR reprodutível do íleo em ratos. Os resultados representativos são demonstradas nesta secção. A Figura 1 mostra exemplos de posição clips microvasculares para induzir isquemia do íleo. setas pretas mostram a posição dos principais clipes de oclusão primeiros ramos da ordem de artéria mesentérica superior. setas verdes mostram a posição dos grampos adicionais para bloquear o fornecimento de sangue a partir de vasos colaterais. Nota aumento do tamanho dos vasos obstruídos distal para a posição de clipes e mudança de cor da região isquémica de intestinte. Após a remoção dos grampos no final de vasos sanguíneos isquemia recuperar o fluxo de sangue e voltar ao tamanho normal. A Figura 2 mostra um exemplo de uma cassete de tecido contendo rolos suíços preparado a partir de controlo e as regiões isquémicas do íleo após 1 h de isquemia, seguida de uma 1 hora de reperfusão. Um pedaço de baço foi incluída para facilitar o posicionamento de controlo e IR intestino durante o processamento e coloração. Note-se a diferença de cor entre o controle e tecido isquêmico. A Figura 3 mostra a coloração com hematoxilina e eosina representativa das regiões isquémicas do íleo após 1 h de isquemia, ou 1 h de isquemia seguida de uma 2 horas de reperfusão e controlo. Observe o dano severo do epitélio após 1 hora de isquemia caracterizada por vilosidades hemorrágico, denudement epitélio com parcial para completar a ablação das criptas e infiltração de células imunitárias (asterisco). Depois de uma 2 horas de lesão de reperfusão e inflamação persistir vilosidades (asterisco), mas não há nenhuma hemorragia tecido. A Figura 4 mostra um exemplo da análise de CY inflamatóriaexpressão tokines à 1 h e 2 h após isquemia-reperfusão no intestino isquémico e controlo. Nota sobre-regulação da expressão de ARNm de TNF, IL-1b, IL-6 e CXCL2 à 1 h e 2 h após a lesão de isquemia-reperfusão em comparação com controlo de tecido saudável. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig1.jpg" /> Figura 1: indução de isquemia usando clipes vasculares (A) área isolada do intestino contendo ceco e íleo.. Pequenos cortes no mesentério em torno da artéria mesentérica superior são feitas para facilitar a aplicação de clipes. (B) a aplicação clipe microvascular usando clipe aplicador. (C) Posição de clipes microvasculares na artéria mesentérica superior, para induzir isquemia. (D, E). Exemplos de estrutura vasculatura e posicionamento grampo em ratinhos diferentes. As setas indicam a área isquêmica do íleo marcado por hematoxilina. &lt;a href = &quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig2.jpg" /> Figura 2:.. Preparação do tecido para análise histológica cassete de tecido contendo rolos suíços preparados a partir de regiões isquêmicas e de controlo do íleo após 1 hora de isquemia seguido por um 1 hora de reperfusão <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig3.jpg" /> Figura 3: Hematoxilina-eosina de Íleo pós-isquemia hematoxilina e eosina de regiões do íleo de controlo e isquémicas após 1 h de isquemia, ou 1 h de isquemia.seguido por uma 2 horas de reperfusão. Barras = 500 mm (painéis superiores), a 200 ^ m (painéis inferiores). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53881/53881fig4.jpg" /> Figura 4: Expressão de citocinas inflamatórias durante a isquemia-reperfusão Expressão de CXCL2, TNF, IL-6, IL-1b foi medido a 1 h e 2 h após a lesão de isquemia-reperfusão no tecido isquémico (IR) e de tecido normal de controlo (C). adjacente à região isquémica por PCR em tempo real. N = 3-8 ratinhos por grupo, * P &lt;0,05; ** P &lt;0,01; *** P &lt;0,001. As barras de erro representam SEM <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53881/53881fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page = &quot;always&quot;&gt; <tbody><tr><td> Espécies de murino </td><td colspan="2"> Anestesia / analgesia </td><td colspan="3"> Método de oclusão da artéria </td><td> tempo de isquemia </td><td> Tempo após a reperfusão </td><td> Referência </td></tr><tr><td> Ratos Sprague-Dawley </td><td colspan="2"> pentobarbital sódico </td><td colspan="3"> A oclusão de SMA e da artéria celíaca utilizando clipe de aneurisma ou grampo </td><td> 45 min </td><td> 2 hr </td><td> 12 </td></tr><tr><td> C57BL6 / 129 </td><td colspan="2"> 2% de halotano </td><td colspan="3"> A oclusão da arteríola mesentérica, e as porções proximal e distal do tecido isquémico. </td><td> 30 a 130 min </td><td> 6 hr </td><td> 13 </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> Cetamina, isoflurano </td><td colspan="3"> A oclusão de SMA utilizando clips de aneurisma. Oclusão da circul garantiação nas extremidades proximal e distal áreas. </td><td> 1 hr </td><td> 1,5 hr </td><td> 4,8,11 </td></tr><tr><td> C3H / Hej </td><td colspan="2"> pentobarbital sódico </td><td colspan="3"> Oclusão usando clipe de aneurisma ou grampo </td><td> 40 min </td><td> 6 hr </td><td> 14 </td></tr><tr><td> C56BL / 6 </td><td colspan="2"> isoflurano </td><td colspan="3"> A oclusão de SMA e da artéria ileocolic usando clipe de aneurisma ou grampo </td><td> 100 min </td><td> 1, 2, 4, 24 hr </td><td> 15 </td></tr><tr><td> C57BL / 6 </td><td colspan="2"> uretano </td><td colspan="3"> Oclusão usando clipe de aneurisma ou grampo </td><td> 45 min </td><td> 60 min </td><td> 16 </td></tr></tbody></table> Tabela 1: Variações em Metodologia em lesão induzida IR murino Intestinal <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan =&gt; sistema de &quot;3&quot; Histologia de pontuação </td><td> Referência </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 0: mucosa normal </td><td rowspan="9"> 13,17,18 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 1: espaço subepitelial na ponta das vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 2: espaço subepitelial mais prolongado </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 3: elevação epitelial ao longo dos lados das vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 4: Denuded vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 5: Perda de tecido das vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 6: Crypt infarto camada </td></tr><tr><td colspan="3"> Categoria 7: infarto transmucosa </td></tr><tr><td colspan="3"> Grade 8: infarto transmural </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 0: mucosa normal </td><td rowspan="5"> 4,8,11,19-21 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 1: descamação de células nas pontas das vilosidades </td></tr><tr><td colpalmo = &quot;3&quot;&gt; Grau 2: danos Mid-vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 3: Villi estavam ausentes, mas criptas ainda eram facilmente detectável </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 4: Completa ausência de estruturas epiteliais e necrose transmural </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 0: vilosidades normal </td><td rowspan="7"> 6,22-31 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 1: Villi com a distorção da ponta </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 2: As células caliciformes e espaços Gugenheims &#39;estão em falta </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 3: vilosidades com perturbações irregular das células epiteliais </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 4: Villi com a exposta, mas lâmina intacta, com descamação de células epiteliais </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 5: A lâmina própria está exalando </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 6: Villi que a hemorragia de exibição ou para vilosidades que são desnudados </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 0: histologia normal </td&gt; <td rowspan="5"> 32,33 </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 1: perturbação ligeira do epitélio de superfície </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 2: lesão perda de células epiteliais na ponta das vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 3: vasocongestão mucosa, hemorragia e necrose focal com perda de menos de metade das vilosidades </td></tr><tr><td colspan="3"> Grau 4: danos que se estende para mais de metade das vilosidades </td></tr></tbody></table> Tabela 2: Pontuação Sistemas de Histologia em lesão induzida IR murino Intestinal

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

murine-model-of-intestinal-ischemia-reperfusion-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K visualizações.  Trudeau Institute.  Aqui nós descrevemos o procedimento detalhado de isquemia e reperfusão em ratos que resulta em lesão reprodutível sem mortalidade para incentivar a padronização da técnica em todo o campo. Este modelo de lesão por isquemia-reperfusão intestinal pode ser utilizada para estudar os mecanismos celulares e moleculares da lesão e da regeneração. 

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Isquemia-reperfusão modelo de lesão renal aguda e Pós Lesão fibrose em camundongos

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Um modelo de mouse Retinal isquemia-reperfusão Através elevação da pressão intra-ocular

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Avaliação da reserva de fluxo coronariano após reperfusão de isquemia miocárdica em ratos

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Um modelo pré-clínico do rato para o estudo da lesão da Isquemia-reperfusion na microcirurgia reconstrutiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Entrega intramiocárdica atrasada de células-tronco após lesão de reperfusão de Isquemia em um modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesão por Isquemia-Reperfusão de Órgãos simulando alterações hemodinâmicas no modelo de transplante de fígado de rato

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Modelo de Lesão de Isquemia/Reperfusão de Pulmão de Rato em Transplante de Pulmão de Rato: Otimizações para Melhorar os Resultados

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Um modelo eficaz de rato de isquemia renal unilateral-reperfusão lesão

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...