Stereozilien-Bündelbildgebung mit nanoskaliger Auflösung in lebenden Säugetier-Hörhaarzellen

Hier stellen wir ein Protokoll für die Hopping Probe Ion Conductance Microscopy (HPICM) vor, eine berührungslose Scanning-Sondentechnik, die die nanoskalige Abbildung von Stereozilienbündeln in lebenden auditiven Haarzellen ermöglicht.

Innenohr-Haarzellen detektieren schallinduzierte Verschiebungen und wandeln diese Reize in elektrische Signale in einem Haarbündel um, das aus Stereozilien besteht, die in reihen zunehmender Höhe angeordnet sind. Wenn Stereozilien abgelenkt werden, ziehen sie an winzigen (~ 5 nm Durchmesser) extrazellulären Spitzenverbindungen, die Stereozilien miteinander verbinden, die Kräfte zu den mechanosensitiven Transduktionskanälen transportieren. Obwohl die Mechanotransduktion in lebenden Haarzellen seit Jahrzehnten untersucht wird, können die funktionell wichtigen ultrastrukturellen Details der Mechanotransduktionsmaschinerie an den Spitzen der Stereozilien (wie z.B. Tip-Link-Dynamik oder transduktionsabhängiges Stereozilien-Remodeling) immer noch nur in toten Zellen mit Elektronenmikroskopie untersucht werden. Theoretisch haben Rastersondentechniken wie die Rasterkraftmikroskopie eine ausreichende Auflösung, um die Oberfläche von Stereozilien sichtbar zu machen. Unabhängig vom Bildgebungsmodus beschädigt jedoch selbst der geringste Kontakt der rasterkraftmikroskopischen Sonde mit dem Stereozilienbündel in der Regel das Bündel. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Hopping-Probe-Ionenleitfähigkeitsmikroskopie (HPICM) Bildgebung von lebenden auditiven Nagetierhaarzellen. Diese berührungslose Scanning-Sondentechnik ermöglicht die Zeitraffer-Bildgebung der Oberfläche lebender Zellen mit einer komplexen Topographie, wie Haarzellen, mit einer Auflösung von nur einem Nanometer und ohne physischen Kontakt mit der Probe. Das HPICM verwendet einen elektrischen Strom, der durch die Glasnanopipette fließt, um die Zelloberfläche in unmittelbarer Nähe zur Pipette zu erfassen, während ein piezoelektrisches 3D-Positionierungssystem die Oberfläche abtastet und ihr Bild erzeugt. Mit HPICM waren wir in der Lage, Stereozilienbündel und die Verbindungen, die Stereozilien in lebenden auditiven Haarzellen miteinander verbinden, mehrere Stunden lang ohne merkliche Schäden abzubilden. Wir gehen davon aus, dass der Einsatz von HPICM eine direkte Erforschung ultrastruktureller Veränderungen in den Stereozilien lebender Haarzellen ermöglichen wird, um deren Funktion besser zu verstehen.

Trotz der Tatsache, dass Stereozilienbündel in den auditiven Haarzellen groß genug sind, um durch optische Mikroskopie sichtbar gemacht und in einem Patch-Clamp-Experiment in lebenden Zellen abgelenkt zu werden, konnten die wesentlichen strukturellen Komponenten der Transduktionsmaschinerie wie Spitzenverbindungen nur mit der Elektronenmikroskopie in toten Zellen abgebildet werden. In den Säugetier-Hörhaarzellen befindet sich die Transduktionsmaschinerie an den unteren Enden der Spitzenverbindungen, d.h. an den Spitzen der kürzeren Reihe Stereozilien¹ und wird lokal durch die Signalübertragung an den Spitzen der Stereozilien^2,3reguliert. Eine markierungsfreie Abbildung der Oberflächenstrukturen an dieser Stelle in lebenden Haarzellen ist jedoch aufgrund der geringen Größe von Stereozilien nicht möglich.

Die Cochlea von Säugetieren hat zwei Arten von auditiven Sinneszellen: innere und äußere Haarzellen. In den inneren Haarzellen sind Stereozilien länger und dicker als in den äußeren Haarzellen⁴. Die erste und zweite Reihe von Stereozilien haben einen Durchmesser von 300-500 nm in inneren Haarzellen von Mäusen oder Ratten. Durch die Beugung des Lichts beträgt die maximale Auflösung, die mit einer markierungsfreien optischen Mikroskopie erreicht werden kann, etwa 200 nm. Daher ist die Visualisierung einzelner Stereozilien in der ersten und zweiten Reihe des inneren Haarzellbündels mit der optischen Mikroskopie relativ einfach. Im Gegensatz dazu haben kürzere Stereozilien in den inneren Haarzellen und alle Stereozilien der äußeren Haarzellen Durchmesser um 100-200 nm und können mit optischer Mikroskopie nicht sichtbar gemacht werden⁵. Trotz der jüngsten Fortschritte bei der hochauflösenden Bildgebung besteht diese grundlegende Einschränkung bei jeder optischen, markierungsfreien Bildgebung fort. Alle derzeit kommerziell erhältlichen Superauflösungstechniken erfordern eine Art fluoreszierende Moleküle⁶, was ihre Anwendungen einschränkt. Zusätzlich zu den Einschränkungen aufgrund des Bedarfs an spezifischen fluoreszenzmarkierten Molekülen hat sich gezeigt, dass die Exposition gegenüber intensiver Lichtbestrahlung zelluläre Schäden induziert und zelluläre Prozesse beeinflussen könnte, was bei der Untersuchung lebender Zellen ein großer Nachteil ist⁷.

Unser aktuelles Wissen über die ultrastrukturellen Details von Haarzell-Stereozilienbündeln wurde hauptsächlich mit verschiedenen Elektronenmikroskopietechniken (EM) wie Rasterelektronenmikroskopie (REM), Transmissionselektronenmikroskopie (TEM), Gefrierbruch-EM und kürzlich mit 3D-Techniken wie seriellem Schnitt mit fokussiertem Ionenstrahl oder Kryo-EM-Tomographie^8,9^{,10,11,12,13, 14,15,16}. Leider erfordern alle diese EM-Techniken eine chemische oder Kryofixierung der Probe. Abhängig von der Zeitskala der Phänomene macht diese Anforderung eine Untersuchung der dynamischen Prozesse an den Spitzen der Stereozilien entweder unmöglich oder sehr arbeitsintensiv.

Es wurden begrenzte Anstrengungen unternommen, um Haarbündel lebender Haarzellen mit Rasterkraftmikroskopie (AFM)^{abzubilden 17,18}. Da AFM in physiologischen Lösungen arbeitet, könnte es theoretisch dynamische Veränderungen in den Stereozilienbündeln lebender Haarzellen im Laufe der Zeit visualisieren. Das Problem liegt in den Prinzipien des hochauflösenden AFM, das einen gewissen physikalischen Kontakt zwischen der AFM-Sonde und der Probe impliziert, selbst im am wenigsten schädlichen "Tapping" -Modus¹⁹. Wenn die AFM-Sonde auf ein Stereocilium trifft, prallt sie normalerweise dagegen und beschädigt die Struktur des Haarbündels. Infolgedessen ist diese Technik nicht geeignet, um lebende oder sogar feste Haarzellenbündel^{17,18 zu visualisieren.} Das Problem kann teilweise durch die Verwendung einer großen kugelförmigen AFM-Sonde gelindert werden, die nur hydrodynamische Kräfte auf die Oberfläche der Probe ausübt²⁰. Obwohl eine solche Sonde ideal geeignet ist, um die mechanischen Eigenschaften der Probe²¹zu testen, liefert sie bei der Abbildung des Corti^22-Organs nur eine Auflösung im Submikrometerbereich und übt dennoch eine Kraft auf die Probe aus, die für die hochempfindlichen Stereozilienbündel erheblich sein kann.

Die Rasterionenleitwertmikroskopie (SICM) ist eine Version der Rastersondenmikroskopie, bei der eine Glaspipettensonde verwendet wird, die mit einer leitfähigen Lösung gefüllt ist²³. SICM erkennt die Oberfläche, wenn sich die Pipette der Zelle nähert und der elektrische Strom durch die Pipette abnimmt. Da dies lange vor dem Berühren der Zelle geschieht, eignet sich das SICM ideal für die berührungslose Bildgebung lebender Zellen in physiologischer Lösung²⁴. Die beste Auflösung von SICM liegt in der Größenordnung von einzelnen Nanometern, was die Auflösung einzelner Proteinkomplexe an der Plasmamembran einer lebenden Zelle^{ermöglicht 25}. Ähnlich wie andere Rastersondentechniken ist SICM jedoch in der Lage, nur relativ flache Oberflächen abzubilden. Wir haben diese Einschränkung überwunden, indem wir das Hopping-Probe-Ionenleitfähigkeitsmikroskop (HPICM)²⁶erfunden haben, bei dem sich die Nanopipette an jedem Bildgebungspunkt der Probe nähert (Abbildung 1A). Mit HPICM konnten wir Stereozilienbündel in lebenden auditiven Haarzellen mit nanoskaliger Auflösung^{27 abbilden.}

Ein weiterer grundlegender Vorteil dieser Technik ist, dass HPICM nicht nur ein bildgebendes Werkzeug ist. Im Gegensatz zu anderen Rastersondentechniken ist die HPICM/SICM-Sonde eine Elektrode, die in der Zellphysiologie für elektrische Aufzeichnungen und die lokale Abgabe verschiedener Reize weit verbreitet ist. Die Ionenkanalaktivität stört die HPICM-Bildgebung normalerweise nicht, da der Gesamtstrom durch die HPICM-Sonde um mehrere Größenordnungen größer ist als der extrazelluläre Strom, der von den größten Ionenkanälen erzeugt wird²⁵. HPICM ermöglicht jedoch die präzise Positionierung der Nanopipette über einer interessierenden Struktur und die anschließende einkanalige Patch-Clamp-Aufzeichnung von dieser Struktur²⁸. So erhielten wir die ersten Voraufnahmen der Einkanalaktivität an den Spitzen der äußeren Haarzelle Stereozilien²⁹. Es ist erwähnenswert, dass selbst ein großer Strom durch die Nanopipette aufgrund des enormen elektrischen Shunts des extrazellulären Mediums keine signifikanten Änderungen des Potentials über die Plasmamembran erzeugen kann. Einzelne Ionenkanäle können jedoch mechanisch durch Flüssigkeitsfluss durch die Nanopipette³⁰ oder chemisch durch lokale Anwendung eines Agonisten³¹aktiviert werden.

In HPICM wird das Bild erzeugt, wenn sich eine Nanopipette an einem Punkt sequentiell der Probe nähert, sich zurückzieht und sich dann in lateraler Richtung bewegt, um die Annäherung zu wiederholen (Abbildung 1A). Ein Patch-Clamp-Verstärker legt ständig Spannung an einen AgCl-Draht in der Pipette an (Abbildung 1B), um einen Strom von ~ 1 nA in der Badlösung zu erzeugen. Der Wert dieses Stroms, wenn die Pipette von der Oberfläche der Zelle entfernt ist, wird als Referenzstrom bestimmt (I_ref, Abbildung 1C). Dann bewegt sich die Pipette in der Z-Achse, um sich der Probe zu nähern, bis der Strom um einen vom Benutzer vordefinierten Betrag (Sollwert) reduziert wird, normalerweise 0,2% -1% der _I-Referenz (Abbildung 1C,obere Spur). Das System speichert dann in diesem Moment den Z-Wert als Höhe der Probe zusammen mit X- und Y-Koordinaten dieses Abbildungspunkts. Dann wird die Pipette von der Oberfläche weggezogen(Abbildung 1C,untere Spur) mit einer vom Benutzer definierten Geschwindigkeit, normalerweise 700-900 nm/ms. Nach dem Zurückziehen wird die Pipette (oder in unserem Fall die Probe - siehe Abbildung 1B) seitlich zum nächsten Bildgebungspunkt bewegt, ein neuer Referenzstromwert wird erhalten, und die Pipette nähert sich erneut der Probe und wiederholt den Vorgang. Die X-Y-Bewegung der Pipette wird in einem aufrechten Mikroskopaufbau bevorzugt, der typischerweise für Aufzeichnungen der Mechanotransduktionsströme der Haarzellen verwendet wird. In dieser Einstellung nähert sich die HPICM-Sonde den Haarzellbündeln nicht von oben, sondern in einem Winkel^{von 32}. Die beste Auflösung der HPICM-Bildgebung wird jedoch in einem inversen Mikroskopaufbau (Abbildung 1A,B) erreicht, bei dem die Bewegung der Probe in X-Y-Richtung von der Z-Bewegung der Nanopipette entkoppelt wird, wodurch potenzielle mechanische Artefakte eliminiert werden.

Mit HPICM erhielten wir topographische Bilder von inneren und äußeren Haarzellen-Stereozilienbündeln von Maus und Ratte und visualisierten sogar die Verbindungen zwischen den Stereozilien mit einem Durchmesser von etwa 5 nm^26,27. Der Erfolg der Haarzellbündelbildgebung mit dieser Technik hängt von mehreren Faktoren ab. Erstens sollte das Rauschen (Varianz) des Nanopipettenstroms so gering wie möglich sein, um einen möglichst niedrigen Sollwert für die HPICM-Bildgebung zu ermöglichen. Ein niedriger Sollwert ermöglicht es der HPICM-Sonde, die Stereozillenoberfläche in einem größeren Abstand und in jedem Winkel zum Sondenansatz zu "erfassen" und überraschenderweise die X-Y-Auflösung der HPICM-Bildgebung zu verbessern (siehe Diskussion). Zweitens sollten die Vibrationen und Drifts im System auf weniger als 10 nm reduziert werden, da sie direkt zu den bildgebenden Artefakten beitragen. Obwohl die HPICM-Sonde und der Probentisch in der Z- und X-Y-Achse von den kalibrierten rückkopplungsgesteuerten Piezoaktuatoren bewegt werden, die eine Genauigkeit von einem Nanometer oder besser haben, bestimmt der Durchmesser der Nanopipettenspitze die Ausbreitung des Stroms (Erfassungsvolumen) und damit die Auflösung (Abbildung 1A). Daher ist es vor der Bildgebung lebender Haarzellen wichtig, die entsprechenden Pipetten zu ziehen, die gewünschte Auflösung mit Kalibrierproben zu erreichen und ein geringes Rauschen im Aufnahmesystem zu erreichen.

Seit mindestens ein paar Jahrzehnten ist die SICM-Technik nicht mehr kommerziell verfügbar und wurde nur von wenigen Labors auf der Welt mit dem führenden Labor von Prof. Korchev am Imperial College (UK) entwickelt. In jüngster Zeit sind mehrere SICM-Systeme kommerziell verfügbar geworden (siehe Materialtabelle),die alle auf den ursprünglichen HPICM-Prinzipien basieren. Die Abbildung von Stereozilienbündeln in den Haarzellen erfordert jedoch mehrere kundenspezifische Modifikationen, die in den geschlossenen "ready-to-go"-Systemen technisch anspruchsvoll (oder sogar unmöglich) sind. Daher ist eine gewisse Komponentenintegration erforderlich. Da der HPICM-Aufbau ein Patch-Clamp-Rig mit strengeren Vibrations- und Driftanforderungen und einer piezogetriebenen Bewegung der HPICM-Sonde und der Probe darstellt (Abbildung 1D), ist diese Integration für jeden Forscher, der sich mit Patch-Clamping auskennt, relativ einfach. Ein Wissenschaftler ohne richtigen Hintergrund würde jedoch definitiv zuerst eine Ausbildung in Elektrophysiologie benötigen. Trotz verbleibender Herausforderungen wie der Erhöhung der Bildgebungsgeschwindigkeit (siehe Diskussion)konnten wir Stereozilienbündel in lebenden Haarzellen mit nanoskaliger Auflösung abbilden, ohne sie zu beschädigen.

Dieses Papier stellt ein detailliertes Protokoll vor, um eine erfolgreiche HPICM-Bildgebung der lebenden auditiven Haarzellbündel in jungen postnatalen Ratten- oder Maus-Cochlea-Explantaten mit unserem benutzerdefinierten System durchzuführen. Die integrierten Komponenten sind in der Materialtabelle aufgeführt. In diesem Dokument werden auch häufige Probleme beschrieben, die auftreten können, und wie Sie diese beheben können.

Die Studie wurde in Übereinstimmung mit den Empfehlungen im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren der National Institutes of Health durchgeführt. Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of Kentucky genehmigt (Protokoll 00903M2005).

1. Herstellung und Prüfung der Nanopipetten

1. Erstellen Sie im Mikropipettenzieher ein Programm, um Pipetten mit einem Widerstand zwischen 200 und 400 MΩ zu erhalten, was Innenspitzendurchmessern von ca. 50-70 nm entspricht. Die Parameter hängen vom Mikropipettenabzieher ab. Um kurze Pipetten mit unflexiblen Feinspitzen zu erhalten, schauen Sie in der Bedienungsanleitung des Abziehers nach.
2. Verwenden Sie Borosilikatglaskapillaren mit Außen-/Innendurchmessern von 1/0,58 mm und einem inneren Filament, um das Füllen zu erleichtern. Die Länge der Pipette ist entscheidend, da sie die Frequenz der lateralen mechanischen Resonanz der Pipette bestimmt. Je länger die Pipette ist, desto niedriger ist die Resonanzfrequenz und desto schwieriger ist es, diese Resonanz zu vermeiden.
   HINWEIS: Der Benutzer sollte versuchen, die kürzeste Pipette herzustellen, die der Halter aufnehmen kann. Die Länge der Nanopipetten beträgt in diesem Experiment üblicherweise 15-25 mm (Abbildung 2A).
3. Füllen Sie die Nanopipette bis zur Mitte (Abbildung 2A) mit einer Badelösung, entweder Leibovitz's L-15 oder mit Hank's Balanced Salt Solution (HBSS), ergänzt mit 20 mM D-Glucose (zur Einstellung der Osmolarität). Um potenzielle Artefakte zu vermeiden, verwenden Sie die gleiche Lösung, die im Bad für Aufnahmen verwendet wird.
4. Überprüfen Sie mit einem optischen Mikroskop mit einer 10-fachen Vergrößerung auf Blasen an der Spitze der Pipette (Abbildung 2B). Die Blasen würden den Stromfluss verhindern. Es ist schwieriger, Blasen in den Pipetten zu entfernen, die einige Stunden vor dem Experiment gezogen wurden. Daher wird empfohlen, bei jedem Experiment neue Pipetten zu ziehen.
5. Sobald die Pipette frei von Blasen ist, montieren Sie sie im HPICM Pipettenhalter (Abbildung 2C).
6. Legen Sie die Probe (Gewebe oder Kalibrierstandard) auf die speziell angefertigte Kammer und fügen Sie 4 mL der oben genannten Badelösung hinzu.
7. Stellen Sie die speziell angefertigte Kammer auf die HPICM-Stufe und führen Sie die Masseelektrode in die Lösung ein.
8. Stellen Sie sicher, dass die Spannung, die vom Patch-Clamp-Verstärker an die Pipette angelegt wird, Null ist.
9. Bewegen Sie die Pipette in Z, bis sie die Flüssigkeit berührt.
10. Stellen Sie den Verstärkerversatz auf Null und addieren Sie dann +100 mV, um den Pipettenstrom zu überprüfen.
11. Berechnen Sie den Widerstand und den Durchmesser der Pipette basierend auf dem Ohmschen Gesetz:
    R = V/I
    wobei R der Widerstand (MOhm), V die an die Nanopipette angelegte Spannung (mV) und I der Strom ist, der durch die Nanopipette fließt (nA).
    1. Berechnen Sie den Innendurchmesser der Pipette wie an anderer Stelle beschrieben nach folgender Formel¹²:
       _ID-Tipp = 1000/ √R
       HINWEIS: Der ideale Widerstandswert liegt zwischen 200 und 400 MΩ. Pipetten mit einem Widerstand von mehr als 400 MΩ können aufgrund ihrer geringen Größe (< 50 nm Innendurchmesser) zu einem instabilen Strom führen. Im Gegenteil, Pipetten mit Widerständen kleiner als 200 MΩ sind zu groß (> 70 nm Innendurchmesser) und würden kleine Merkmale nicht auflösen. Es wird empfohlen, mit der Bildgebung mit den Pipetten mit einem Widerstand von 200 MΩ zu beginnen, da sie einfacher herzustellen sind und tendenziell weniger elektrisches Rauschen liefern.

2. Minimierung von Probendriften und Vibrationen

HINWEIS: Um das mechanische Rauschen im System während der Bildgebung zu verringern, montieren Sie die Proben auf den speziell angefertigten Kammern, die dicke Glasobjektträger (~ 1,2 mm) verwenden:

1. Entfernen Sie den Glasanteil von einer 50 mm großen Glasbodenschale und lassen Sie die Kunststoffwände intakt.
2. Kleben Sie den Kunststoffteil der Zellkulturschale mit Silikonkleber auf den dicken Glasträger.
3. Montieren Sie die Kalibrierprobe in der Mitte der Kammer (oben auf dem Glasobjektträger) entweder mit Silikonkleber oder dünnem doppelseitigem Klebeband.
4. Befestigen Sie die Kammer mit doppelseitigem Klebeband fest auf der HPICM-Bühne.
5. Schließen Sie während der Bildgebung den Faradayschen Käfig und bedecken Sie ihn mit einer Decke, um elektrische Störungen und thermische Drift entsprechend zu minimieren.

3.Testen der Auflösung mit AFM-Kalibrierstandards

HINWEIS: Es wird dringend empfohlen, AFM-Standards (siehe Materialtabelle)abzubilden, bevor Sie lebende Zellen abbilden, um Fehler für das System zu beheben und seine Auflösung in den X-Z-Y-Achsen zu testen. Die Kalibrierstandards haben Siliziumdioxidsäulen und Löcher unterschiedlicher Form, aber feste Höhen/Tiefen (d.h. 20 oder 100 nm) auf einem 5 x 5 mm Großen Siliziumchip. Es wird empfohlen, mit dem 100 nm Kalibrierstandard zu beginnen, um zu gewährleisten, dass die Z-Auflösung unter 100 nm liegt. Nachdem Sie ein erfolgreiches hochauflösendes Bild der Säulen oder Löcher in dieser Kalibrierprobe erhalten haben (Abbildung 3A), wechseln Sie zum 20-nm-Standard. Gelingt die Abbildung des letztgenannten Standards (Abbildung 3B), liegt die Auflösung in der Z-Achse garantiert unter 20 nm und ist für die Abbildung der Haarzell-Stereozilienbündel^{geeignet 12}. Die folgenden Schritte werden verwendet, um beide Kalibrierstandards abzubilden.

1. Befestigen Sie den Kalibrierstandard mit Silikonkleber an der Kammer.
2. Geben Sie 4 ml HBSS in die Kammer, um die Kalibrierprobe abzudecken. Befestigen Sie dann die Kammer mit doppelseitigem Klebeband an der XY-Stufe des HPICM-Setups.
3. Klemmen Sie den Magnethalter der Masseelektrode an die Bühne in der Nähe der Kammer und tauchen Sie die Elektrode in die Badlösung ein (Abbildung 1B).
4. Montieren Sie die Nanopipette in den Halter, tauchen Sie sie in die Badlösung ein und stellen Sie ihren Strom auf ~ 1 nA ein, indem Sie die in Abschnitt 1 beschriebenen Schritte ausführen.
5. Positionieren Sie die Nanopipette mit einem Kurs-Patch-Clamp-Manipulator ungefähr über der Mitte des Kalibrierstandards. Für diese Positionierung reicht in der Regel eine Sichtprüfung aus, da die von Siliziumdioxidstrukturen bedeckte Fläche relativ groß ist (1 x 1 mm). Im Gegensatz zum Organ der Corti-Explantate (siehe unten) ist der Kalibrierstandard intransparent und daher ist eine präzisere Positionierung durch optische Bildgebung für diese Probe nicht möglich.
6. Erhöhen Sie den Sollwert, während Sie das Signal vom Sensor des Z-Piezoaktors auf einem Oszilloskop in Echtzeit überwachen. Nachdem Sie einen stabilen wiederholbaren Z-Ansatzzyklus festgelegt haben (wie in Abbildung 1C, unten), verringern Sie den Sollwert auf den Wert, der knapp über dem Punkt der Instabilität liegt. Dieses Verfahren würde den optimalen Sollwert für diese spezielle Nanopipette gewährleisten.
7. Bewegen Sie die Pipette mit einer Geschwindigkeit von ~ 5 μm/s mit einem Patch-Clamp-Mikromanipulator nach unten, bis sie die Probe erreicht. In diesem Moment nimmt die unterste Ebene des Echtzeit-Z-Positionierungssignals (Abbildung 1C) zu, was darauf hindeutet, dass die Nanopipette aufgrund der "Erfassung" der Probenoberfläche zurückgezogen wird. Jede weitere Bewegung der Nanopipette führt zu einer weiteren positiven Verschiebung des Z-Positionierungssignals.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, die obere Grenze der Z-Piezo-Aktuatorbewegung nicht zu überschreiten.
8. Beginnen Sie mit der Bildgebung mit niedriger Auflösung (siehe Tabelle 1). Aufgrund der ungleichmäßigen Montage des AFM-Standards kann der höchste Punkt des Interessengebiets unbekannt sein. Stellen Sie daher die Amplitude der Pipettenrettraktion (Hopamplitude) auf mindestens 200-500 nm ein.
   1. Sobald der höchste Punkt der Probe im Bildgebungsbereich identifiziert ist, verringern Sie die Hop-Amplitude. Eine kleinere Hop-Amplitude ermöglicht ein schnelleres Scannen, das für hochauflösende Bildgebung aufgrund der verminderten Auswirkungen der Drifts und der verringerten Vibration bevorzugt wird.
9. Bevor Sie die Pipette an eine neue X-Y-Position bewegen, ziehen Sie sie um etwa 200 μm in die Z-Achse ein, um unerwünschte Kollisionen mit der Probe zu vermeiden.
   HINWEIS: In Fällen, in denen die Nanopipette nicht mit der Mitte des Kalibrierstandards ausgerichtet ist, ist es möglich, dass die Abtastung direkt an der Fläche der Oberflächenmerkmale beginnt.
10. Nachdem der Interessenbereich gefunden wurde, beginnen Sie mit der Bildgebung mit einer höheren Auflösung (siehe Tabelle 1).

4. Herstellung maßgeschneiderter Kammern zur Sicherung der Cochlea-Explantate

HINWEIS: Montieren Sie die Cochlea-Explantate in den Kammern mit speziell angefertigten Spannsystemen, die entweder flexible Glaspipetten (Schritt 4.1)(Abbildung 4A)oder Zahnseide (Schritt 4.2) verwenden (Abbildung 4B). Die Glaspipettenkammer könnte sterilisiert und für die kultivierten Organe von Corti verwendet werden, während die Zahnseidekammer eine sicherere Aufbewahrung der Probe und eine Kontrolle über die Ausrichtung der Stereozilienbündel während der Montage bietet. Diese speziell angefertigten Kammern müssen im Voraus vorbereitet werden, aber sie können gereinigt und in mehreren Bildgebungssitzungen wiederverwendet werden.

1. Machen Sie eine Kammer mit flexiblen Glaspipetten
   1. Ziehen Sie mit einem Pipettenzieher zwei dünne und flexible Glasfasern aus Glaskapillaren. Unsere gezogenen Glasfasern sind in der Regel 1 bis 2 cm lang und ziemlich flexibel.
   2. Legen Sie einen kleinen Tropfen des Silikonelastomers auf einen Glasdeckglas. Verwenden Sie Deckgläser mit einem Durchmesser von 2 cm.
   3. Legen Sie die Enden von zwei Glasfasern auf den Silikontropfen und ordnen Sie die Fasern so an, dass sie einen kleinen Abstand zwischen ihnen haben (Abbildung 4A).
   4. Legen Sie den Deckglas auf eine Heizplatte, um das Elastomer schnell auszuhärten (1 bis 3 min).
   5. Kleben Sie den Deckglas mit einer kleinen Menge (1-3 μL) Silikonelastomer auf den in Abschnitt 2 beschriebenen Glasboden der Kammer und lassen Sie ihn über Nacht aushärten.
2. Herstellung einer Kammer mit Zahnseide:
   1. Entfernen Sie den Glasteil einer 50 mm Glasbodenschale und lassen Sie die Kunststoffwände intakt. Kleben Sie dann den Kunststoffteil der Zellkulturschale mit Silikonkleber auf einen 1,2 mm dicken Glasträger.
   2. Montieren Sie einen Kunststoff-Deckglas (6,5 x 6,5 mm) mit dem gleichen Kleber in der Mitte der Kammer. Wiederholen Sie dann den Vorgang mit einem weiteren Deckglas auf dem vorherigen.
   3. Montieren Sie zwei kleine Wolfram- oder vergoldete Drähte (12 mm Länge und ~ 0,5 mm Durchmesser) mit Silikonkleber, die sich jeweils an gegenüberliegenden Seiten der Abdeckschlitten befinden. Kleben Sie sie weit genug (> 10-15 mm) von den Abdeckdias ab (Abbildung 4B).
   4. Trennen Sie zwei Zahnseidestränge und legen Sie sie auf die Abdeckungsobjektträger und befestigen Sie sie an den Drähten, indem Sie einen Knoten bilden. Lassen Sie einen kleinen Spalt zwischen beiden Strängen(Abbildung 4B, kurze Pfeile).
3. Reinigen Sie die Kammern nach jedem Gebrauch
   1. Entfernen Sie das Gewebe vorsichtig mit einer feinen Pinzette aus der Kammer und kratzen Sie zurückgelassene Gewebereste leicht ab.
   2. Spülen Sie die Kammer zuerst mit 70% Ethanol und dann mit destilliertem Wasser ab.
   3. Wiederholen Sie bei Bedarf den Spülzyklus.
   4. Legen Sie die Kammer kopfüber auf ein Filterpapier, um sie bis zum nächsten Experiment trocknen zu lassen. Die Kammern müssen nicht sterilisiert werden, es sei denn, nach der Bildgebung ist eine Kultivierung des Corti-Organs geplant.

5. Das Nagetierorgan von Corti sezieren

1. Führen Sie eine Dissektion der jungen postnatalen Cochlea-Explantate durch, wie an anderer Stelle ausführlich beschrieben¹³.
2. Für die HPICM-Bildgebung sezieren Sie das Corti-Organ von Mäusen zwischen postnatalen Tagen 3 und 6 (P3-6) und von Ratten zwischen postnatalen Tagen 3 und 8 (P3-8).
   HINWEIS: Ältere Haarzellen sind anfälliger für Schäden während der Dissektion und können daher nicht für stundenlange HPICM-Bildgebung verwendet werden.
3. Vergessen Sie nicht, die Tectorialmembran vor der HPICM-Bildgebung zu entfernen.
4. Unmittelbar nach der Dissektion ist das Gewebe in einer der in Abschnitt 4 beschriebenen Kammern zu sichern, indem Sie es entweder unter die flexiblen Glaspipetten oder unter die beiden Zahnseidestränge legen (Abbildung 4). Füllen Sie diese Kammern mit 4 ml der Raumtemperatur-Badlösung vor (um die Blasenbildung zu minimieren).

6. Bildgebung der auditiven Haarzellen

1. Montieren Sie die Kammer mit einem frisch isolierten Corti-Organ auf der X-Y-Piezostufe mit doppelseitigem Klebeband und stellen Sie sicher, dass sie fest befestigt ist, um die Kammerdrift in der X- und Y-Achse zu minimieren (Abbildung 1B).
2. Befolgen Sie die Schritte in Abschnitt 1, um eine neue Nanopipette zu platzieren und den korrekten Pipettenwiderstand zu überprüfen.
3. Positionieren Sie mit einem Patch-Clamp-Mikromanipulator die Nanopipette über der Haarzellregion, während Sie das Organ der Corti-Explant in einem inversen Mikroskop beobachten.
4. Überprüfen Sie, ob das System mit einem Sollwert von 0,5% oder weniger stabil ist, indem Sie den Echtzeitstrom und das Z-Positionierungssignal auf dem Oszilloskop aufzeichnen (wie in Abbildung 1C). Wenn das Z-Signal nicht stabil ist, versuchen Sie, die Grenzfrequenz des Tiefpassfilters des Patch-Clamp-Verstärkers zu verringern. Sie darf jedoch nicht niedriger sein als die Ansprechzeit des Z-Piezoaktors (um eine Pipettenkollision mit der Probe aufgrund verzögerter Strommessungen zu vermeiden).
   HINWEIS: In der Praxis erweist sich die 5-kHz-Einstellung dieses Filters als optimal. Es ist besser, die Nanopipette zu ersetzen, wenn das Z-Signal noch instabil ist.
5. Sobald eine stabile Aufzeichnung erreicht ist, bestimmen Sie den optimalen Sollwert und nähern Sie sich der Probe mit der HPICM-Pipette, wie in den Schritten 3.6-3.7 oben beschrieben.
6. Führen Sie zunächst eine Bildgebung mit niedriger Auflösung (siehe Tabelle 1) mit einer Hop-Amplitude von mindestens 6 bis 8 μm durch. Um hohe Strukturen wie die Haarzellen-Stereozilienbündel abzubilden, stellen Sie sicher, dass die Hop-Amplitude ausreicht, um eine Kollision mit diesen Strukturen zu vermeiden.
   HINWEIS: Wenn die Hop-Amplitude nicht ausreicht, kann die Pipette nicht über ein Stereocilium springen und es kommt zu einer bevorstehenden Kollision. Die Kollision der HPICM-Sonde mit einem Stereocilium kann das Haarbündel schädigen. Verwenden Sie daher in Fällen, in denen die Höhe des Stereozilienbündels unsicher ist, eine größere Hop-Amplitude.
7. Machen Sie sich mit der Topographie des Corti-Organs vertraut, indem Sie zunächst Bilder aus der Rasterelektronenmikroskopie durchführen und/oder studieren (Abbildung 5).
   HINWEIS: Wenn das HPICM-Bild einheitlich ist und die Höhen kleiner als 1 μm in jedem Bildgebungspunkt sind, scannt die Pipette wahrscheinlich den Glasboden und nicht das Gewebe. Alternativ kann die Pipette auf einer anderen Region der Cochlea-Explant, weg von den Haarzellen, "landen".
8. Wenn die Pipette an eine neue X-Y-Position bewegt werden muss, ziehen Sie sie etwa 500 nm ein, um Kollisionen mit hohen Merkmalen im Gewebe zu vermeiden. Wiederholen Sie die HPICM-Bildgebung mit niedriger Auflösung, bis die Region von Interesse mit den Haarzellen gefunden ist.
9. Nachdem der interessierende Bereich gefunden wurde, beginnen Sie mit der Bildgebung mit einer höheren Auflösung (siehe Tabelle 1). Versuchen Sie, weniger als 15 Minuten zu verbringen, wenn Sie sich ein ganzes Haarbündel vorstellen.
   HINWEIS: Die Haarzellbündel im lebenden Gewebe sind nicht still, sondern können ihre Orientierung ändern, beispielsweise aufgrund von Formveränderungen in den darunter liegenden Stützzellen. Daher können die Bilder Bewegungsartefakte aufweisen, wenn die Bildaufnahme zu langsam ist.
10. Bestimmen Sie erneut die höchsten Merkmale in den Bildern mit niedriger Auflösung, bevor Sie die Hop-Amplitude für hochauflösende Bildgebung verringern. Für eine Region von Interesse, die das gesamte Haarzellbündel abdeckt, reduzieren Sie die Hopamplitude auf 4-5 μm, während für einen relativ kleinen und "flachen" Bereich innerhalb des Bündels (z. B. 2 x 2 μm) die Hopamplitude noch weiter auf weniger als 1 μm reduziert wird, wodurch die Geschwindigkeit und Auflösung der Bildgebung erhöht wird.

7. Bildverarbeitung

HINWEIS: Bildgebende Artefakte sind in der HPICM-Bildgebung häufig. Einige von ihnen können durch Bildaufnahmeparameter korrigiert werden, während andere eine Nachbearbeitung entweder mit einem speziellen SICM-Viewer oder mit allgemeineren Datenverarbeitungsprogrammen wie ImageJ oder MatLab erfordern. Hier beschreiben wir die häufigsten Artefakte und wie wir sie mit dem SICM-Viewer beheben.

1. Steigungskorrektur durchführen
   HINWEIS: Es ist für einen Anfänger nicht offensichtlich, aber das menschliche Auge kann Merkmale einer Submikrometergröße an der Oberfläche einer Zelle nicht auflösen, wenn der Bildgebungsbereich eine Gesamtneigung von gleicher oder größerer Größe aufweist(Abbildung 3A,B, links). Daher ist es notwendig, die durchschnittliche Steigung eines abgebildeten Bereichs zu bestimmen (durch Anpassen von HPICM 3D-Bilddaten an eine einzelne Ebene) und vom HPICM-Bild zu subtrahieren(Abbildung 3A,B, Mitte).
   1. Klicken Sie auf Öffnen, um ein Bild mit dem SICM-Viewer zu öffnen.
   2. Wählen Sie die Registerkarte Bildkorrektur aus.
   3. Wählen Sie die Registerkarte Korrekte Steigung aus.
   4. Drücken Sie die Taste Steigung korrigieren, um eine automatische Steigungskorrektur zu erhalten.
2. Linienausrichtung durchführen
   HINWEIS: Wie bereits erwähnt, stellen mechanische und/oder thermische Drifts sowie Zellbewegungsartefakte ein erhebliches Problem in der HPICM-Bildgebung dar. Eine kleine Drift mit einer Geschwindigkeit von weniger als einem Mikrometer pro Minute ist bei einem normalen Patch-Clamp-Setup in der Regel nicht bemerkbar. Dennoch könnte es Artefakte von mehreren zehn Nanometern in der HPICM-Bildgebung erzeugen, was deutlich größer ist als die Auflösung von HPICM. Daher ist es nicht ungewöhnlich, dass während der Bildgebung plötzliche Sprünge in der Z-Achse zwischen zwei benachbarten HPICM-Scanlinien auftreten. Dies könnte korrigiert werden, indem Unterschiede zwischen Start- (und/oder End-) Z-Werten in diesen benachbarten Scanzeilen analysiert werden.
   1. Klicken Sie auf Öffnen, um ein Bild mit dem SICM-Viewer zu öffnen.
   2. Wählen Sie die Registerkarte Bildkorrektur aus.
   3. Wählen Sie die Registerkarte Korrekte Steigung aus.
   4. Wählen Sie die Breite der Linien aus, die ausgerichtet werden sollen. Drücken Sie auf die Taste ButtonDestripeLineFit für eine automatisierte Linienausrichtungskorrektur.
3. Rauschunterdrückung durchführen
   HINWEIS: Bei der Aufnahme von Bildern mit HPICM können kleine Schwankungen des Nanopipettenstroms dazu führen, dass die Nanopipette weit von der Oberfläche der Probe entfernt anhält, insbesondere bei niedrigen Sollwerten. Dies führt zum Auftreten kleiner weißer Punkte im Bild. Um dieses Abbildungsartefakt zu korrigieren, ist es notwendig, die Abbildungspunkte mit dem Z-Wert deutlich größer als den der Nachbarn zu identifizieren und diesen Wert durch einen Durchschnitt der Nachbarn zu ersetzen. Dies geschieht durch einen einstellbaren Medianfilter.
   1. Klicken Sie auf Öffnen, um ein Bild mit dem SICM-Viewer zu öffnen.
   2. Wählen Sie die Registerkarte Bildverarbeitung aus.
   3. Wählen Sie die Registerkarte Rauschunterdrückung aus.
   4. Legen Sie den Schwellenwertfilter (μm) für die zu entfernenden Pixel fest.

Das in diesem Artikel vorgestellte Protokoll kann verwendet werden, um lebende Zellen mit komplexer Topographie zu visualisieren. Nach diesen Schritten erhalten wir routinemäßig Bilder von lebenden auditiven Haarzellbündeln der Ratte (Abbildung 6B, D). Trotz der im Vergleich zu REM-Bildern niedrigeren X-Y-Auflösung können unsere HPICM-Bilder die verschiedenen Reihen von Stereozilien, die Form der Stereozilienspitzen und sogar die kleinen Glieder (~ 5 nm Durchmesser), die benachbarte Stereozilien verbinden, erfolgreich auflösen (Abbildung 6F). Darüber hinaus enthalten HPICM-Bilder Informationen in 3D, die SEM-Bildern fehlen. Aufgrund der berührungslosen Natur dieser Art von Bildgebungstechnik konnten wir auch eine kontinuierliche ZEITRAFFER-HPICM-Bildgebung desselben Haarzellbündels für mehrere Stunden (d. H. 5-6 h regelmäßig) durchführen, ohne die Kohäsion des Bündels zu beeinträchtigen (Abbildung 7). Somit weist HPICM ein großes Potenzial für die Untersuchung dynamischer struktureller Veränderungen der Haarzellbündel im Laufe der Zeit auf.

Obwohl wir mehrere Bereiche für Pipettengröße, aktuellen Sollwert, niedrige und hochauflösende Parameter und Hop-Amplituden anbieten, muss jeder Benutzer möglicherweise seine Einstellungen leicht optimieren, um erfolgreiche HPICM-Bilder von lebenden Haarzellbündeln zu erhalten. Kleinere Sollwerte erzeugen Bilder von besserer Qualität. Bei einem sehr niedrigen Sollwert könnte das System jedoch kleine Schwankungen im Strom als Begegnung mit der Zelloberfläche interpretieren, was zu dem "Weißen Punkt" -Rauschen im Bild führt (Abbildung 8A). In ähnlicher Weise können große Hopamplituden die laterale Resonanz der Pipette erhöhen und auch verrauschte Pixel erzeugen (Abbildung 8B). Im Gegensatz dazu, wenn die Hop-Amplitude zu klein oder der Sollwert zu hoch ist, kann die Nanopipette mit der Probe kollidieren und zu bildgebenden Artefakten führen oder sogar das Haarbündel beschädigen (Abbildung 8C,D). Wir empfehlen, die Bildgebung mit niedrigerer Auflösung durchzuführen und gleichzeitig alle diese Parameter zu optimieren, um Schäden an der Probe oder an der Nanopipette zu minimieren.

Abbildung 1: Prinzipien der Hopping-Probe-Ionenleitfähigkeitsmikroskopie (HPICM). (A) Ein elektrischer Strom, der durch die Nanopipette fließt, erzeugt ein "Sensorvolumen" an der Spitze der Pipette. Um komplexe Strukturen wie die Haarzellstereozilienbündel abzubilden, nähert sich die Pipette der Zelloberfläche von oben und zieht sich nach der Detektion der Oberfläche zurück. Nach einer seitlichen Bewegung bei jedem Schritt "hüpft" die Pipette weiter über die Probe und erzeugt das Bild der Zelle. Beachten Sie, dass die Hop-Amplitude ausreichen muss, damit die Pipette zu einem Stereocilium "klettern" kann. Die dargestellte Hop-Amplitude würde für das Scannen von links nach rechts funktionieren (vom kleinsten bis zum höchsten Stereocilium, angezeigt durch einen Pfeil). Es ist jedoch zu klein für das Scannen von rechts nach links, wenn die Pipette zuerst auf das höchste Stereocilium trifft. (B) Versuchsaufbau. Eine maßgefertigte Kammer mit dem Organ von Corti explant ist auf einem XY-Nanopositioniertisch mit einer Öffnung für die optische Mikroskopie-Beobachtung montiert. Die Nanopipette wird von einem separaten ultraschnellen Z-Piezoaktor bewegt. Um die Nanopipette über dem interessierenden Bereich zu positionieren, wird der Z-Aktor zusammen mit der Kopfstufedes Patch-Clamp-Verstärkers auf einem herkömmlichen Mikromanipulator (nicht abgebildet) montiert. Die Masseelektrode wird auf einem Magnethalter montiert und in das Bad eingeführt. (C) Repräsentative Aufzeichnungen des Pipettenstroms(obere Spur) und der Z-Position der Pipette (untere Spur) während der Bildgebung. Wenn sich die Pipette von der Zelloberfläche entfernt befindet, wird der Referenzwert des Stroms bestimmt, der durch die Pipette fließt (I_ref). Dann wird die Pipette in Richtung der Probe bewegt (Annäherung). Wenn das "Erfassungsvolumen" auf die Zelloberfläche trifft, beginnt der Pipettenstrom abzunehmen. Der Befehl zum Zurückziehen wird ausgegeben, wenn die aktuelle Abnahme einen Sollwert erreicht, der typischerweise 0,2% - 1% von I_{ref beträgt.} (D) Schaltpläne der Geräte, die zu einem herkömmlichen Patch clamp-Setup für die HPICM-Bildgebung hinzugefügt werden müssen. Ein dedizierter Patch-Clamp-Verstärker zeichnet den Nanopipettenstrom (I) auf, der vom SICM-Controller im HPICM-Modus verwendet wird, um Befehlssignale an die X-, Y-und Z-Achsen zu erzeugen. Der Instrumentierungsverstärker bietet bei Bedarf Offset-, Skalierungs- und Tiefpassfilterung für diese Signale. Leider können X/Y/Z-Signale vom Controller aufgrund großer Fehler, die durch Hysterese und Kriechen verursacht werden, die der Piezokeramik innewohnen, nicht direkt auf die Piezoaktoren angewendet werden. Daher verfügt jeder Piezoaktor (Translationsstufe)über einen eingebauten Bewegungssensor, der feedback-Signal an den PID-Controller (Proportional-Integral-Derivative) sendet, der das Befehlssignal vorformt, um diese Fehler zu korrigieren. Beachten Sie, dass relativ langsame X- und Y-Achsen PID-Regler verwenden können, die im Piezoverstärkereingebaut sind, während eine schnellere Z-Achse einen dedizierten schnellen PID-Reglererfordert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Herstellung und Abfüllung von Nanopipetten. (A) Eine etwa 2 cm lange Nanopipette, die mit der Intrapipettenlösung (HBSS) gefüllt ist. (B) Ein Bild der Blase (Pfeil), die typischerweise nach dem Füllen der Pipette gebildet wird. Die Blase entfernt sich normalerweise innerhalb weniger Minuten nach der Beleuchtung des Mikroskops (ein LCD-Digitalmikroskop bei 10x). (C) Eine nanopipette, die in den SICM-Kopf eingebaut ist. Der Pfeil zeigt auf die AgCl-Elektrode in der Pipette. Beachten Sie, dass der Pipettenhalter silber lackiert und geerdet ist, um die elektrische Strahlungsaufnahme vom Z-Piezoantrieb zu minimieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Abbildung von AFM-Kalibrierstandards zur Bestimmung einer angemessenen Stabilität, Schwingungsisolierung und elektrischen Rauschens im System. (A) Rohbilder (links), nachbearbeitet (Mitte) und 3D (rechts) des Kalibrierstandards HS-100MG. Das Flächenprofil der Norm ist oben schematisch dargestellt. Da der Standard nie perfekt senkrecht zur Nanopipette ausgerichtet ist, ist die Nachbearbeitungssteigungskorrektur erforderlich, um kleine vertikale Merkmale der Probe aufzudecken. (B) Ähnliche Roh-, Nachbearbeitungs- (Mitte) und 3D- (rechts) Bilder des HS-20MG-Kalibrierstandards mit kleineren, 20 nm tiefen Eindrücken. Beachten Sie, dass die Graustufen eines Pixels in einem HPICM-Bild die Höhe der Stichprobe an diesem Punkt angeben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Montage der Orgel von Corti explant. (A) Die Expflanze wird von zwei Glaspipetten gehalten, die auf die Petrischale mit Glasboden geklebt sind. (B) Die Explantate wird durch zwei Zahnseidestränge (kurze Pfeile) in einer speziell angefertigten Bildgebungskammer gesichert. Inset zeigt vergrößertes Bild des Organs von Corti. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Navigation der HPICM-Sonde zur Haarzellregion. (A) REM-Aufnahme des Cochlea-Explantats, das Reihen von inneren (IHCs) und äußeren (OHCs) Haarzellen und verschiedenen Arten von Stützzellen zeigt. (B) Repräsentatives HPICM-Bild der Zellen im Kolliker-Organ. (C) Ein HPICM-Bild der Zellen des Hensen. Beachten Sie, dass diese beiden Arten von Stützzellen sehr unterschiedliche Formen haben, was dazu beiträgt, festzustellen, ob die HPICM-Sonde in einem Bereich gelandet ist, der radial oder peripher zu den Haarzellen ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6: Vergleich zwischen Rasterelektronenmikroskopie (REM) und Hopping-Probe-Ionenleitfähigkeitsmikroskopie (HPICM) Bildgebung von Stereozilienbündeln in jungen postnatalen nagetierinternen Haarzellen. (A,C) REM-Bilder liefern eine Sub-Nanometer-Auflösung der Oberflächendetails, jedoch in den Zellen, die aufgrund der Trocknung kritischer Punkte fixiert und geschrumpft sind. Darüber hinaus erlauben REM-Bilder keine 3D-Analyse. (B,D) HPICM-Bilder (links) haben eine schlechtere Auflösung (~ 5-10 nm), aber sie werden in lebenden Zellen aufgenommen, ermöglichen Zeitrafferaufnahmen und tragen Informationen über genaue Höhen, was eine 3D-Rekonstruktion und Messungen ermöglicht (rechts). (E,F) Extrazelluläre Verbindungen zwischen Stereozilien sind sowohl in REM (E) als auch in HPICM (F) Bildern (Pfeile) offensichtlich. Zellalter: A, postnatale Tag 5 (P5) Maus; B, P6 Ratte; C, P8 Maus; D, P5 Ratte; E, P7 Maus; und F, P5 Ratte. In allen HPICM-Bildern zeigt die Grauskala eines Pixels die Höhe der Probe an diesem Punkt an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 7: Kontinuierliche Zeitraffer-HPICM-Bildgebung eines Stereozilienbündels. (A) Ein Überblick über ein inneres Haarzellbündel von P5-Ratten, das deutlich kürzere Stereozilien zeigt. (B) Zeitraffer-Bildgebung der unter (A) angegebenen Region von Interesse während sechs Stunden. Beachten Sie, dass die Haarzellen im Gegensatz zu einem typischen Patch-Camp-Experiment für mehrere Stunden in vitro keine Anzeichen einer Verschlechterung zeigen. Dies ist auf eine sorgfältige Dissektion und das Fehlen mechanischer Störungen der Zelle zurückzuführen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 8: Häufige Artefakte bei der Bildgebung mit HPICM. (A) Wirkung eines zu niedrigen Sollwertes. Niedrig aufgelöste HPICM-Bilder der gleichen lebenden inneren Haarzellbündel in P3-Mäusen, die mit einem Sollwert von 0,05% (links) und 0,07% (rechts) aufgenommen wurden. Beachten Sie ein weißes Punktrauschen, das mit einem höheren Sollwert verschwindet. (B) Effekt einer zu hohen Hopamplitude. Das Weißpunktrauschen erscheint auch in einem HPICM-Bild eines inneren Haarzellbündels der P7-Ratte, das mit einer großen Hopamplitude von 5,8 μm (links) erhalten wurde. Dieses Rauschen verschwindet, wenn das gleiche Bündel mit der Hop-Amplitude von 3,4 μm (rechts) aufgrund der Abnahme der Vibrationen im System abgebildet wird. (C) Eine zu niedrige Hop-Amplitude führt dazu, dass die HPICM-Sonde mit den Stereozilien kollidiert und gezogen wird (Pfeile im linken Bereich). Die Erhöhung der Hop-Amplitude gerade genug, um über Stereozilien zu "klettern", eliminiert dieses Artefakt (rechts), kann aber auch die Bildgebungszeit erhöhen, was zu einer spürbaren Drift führt (vertikale Linien im rechten Bereich). Stereozilienbündel einer lebenden äußeren Haarzelle von P7-Ratte. (D) Ein zu hoher Sollwert verursacht eine quadratische Form von Stereozilienspitzen (Pfeilen) in einem HPICM-Bild (links), wiederum aufgrund einer Kollision der Nanopipette mit den Stereozilien. Abnehmender Sollwert (bei gleichzeitiger Abnahme der Hoffnungsamplitude zur Eliminierung von weißem Rauschen) verbessert die Bildgebung (rechts). Stereozilienbündel einer lebenden inneren Haarzelle von P6-Ratte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Typische Zeiten der HPICM-Bildgebung in Abhängigkeit von der Größe des Bildgebungsbereichs und der Scanauflösung.

Um erfolgreiche HPICM-Bilder zu erhalten, müssen Benutzer ein rausch- und vibrationsarmes System einrichten und geeignete Pipetten herstellen. Wir empfehlen dringend die Verwendung von AFM-Kalibrierstandards, um die Stabilität des Systems zu testen, bevor Sie versuchen, eine Lebendzellbildgebung durchzuführen. Sobald die Auflösung des Systems getestet wurde, können Benutzer die Bildgebung eines festen Organs von Corti-Proben in Betracht ziehen, um sich mit den Bildgebungseinstellungen vertraut zu machen, bevor sie eine Lebendzellbildgebung versuchen.

Der optimale Sollwert für die Bildgebung variiert zwischen verschiedenen Pipetten, abhängig von der individuellen Form ihrer Spitzen (die bis zur elektronenmikroskopischen Untersuchung unbekannt ist) und von der Menge an Schmutz, die an der Spitze befestigt ist, die ebenfalls unvorhersehbar ist. Nanopipetten mit einem optimalen Sollwert von mehr als 0,7% sollten verworfen werden.

Während der Bildgebung lebender Zellen nimmt die Menge an Staub und Ablagerungen in der extrazellulären Lösung im Laufe der Zeit zu. Alle diese Partikel können an der Spitze der Pipette landen, was zu einer Verringerung des Stroms führt und es unmöglich macht, das Gewebe weiter zu scannen - das Bild wird vollständig weiß, da die Rückkopplung "denkt", dass sich die Nanopipette immer in der Nähe der Probe befindet. In diesem Fall wird empfohlen, die Pipette in der Z-Achse aus diesem Bereich des Gewebes zurückzuziehen. Dieser Rückzug könnte die "Schmutzigkeit" beseitigen. Wenn die Pipette immer noch verschmutzt ist, muss die Pipette gewechselt und in einen anderen Bereich der Probe bewegt werden. Dann kann der Benutzer das Gewebe weiter scannen.

Bis heute ist die wichtigste Einschränkung des HPICM die Zeit, die benötigt wird, um ein Bild mit hoher Auflösung aufzunehmen, während mit Proben mit komplexer Topographie gearbeitet wird. Je nach gewünschter Auflösung können Bilder bis zu einer halben Stunde oder länger dauern. In Bildern, die länger als fünfzehn Minuten aufgenommen wurden, kann die Drift offensichtlich werden und bestimmte Strukturen können verschoben und schwieriger zu unterscheiden sein. Dies geschieht, weil sich die lebenden Zellen im Laufe der Zeit ständig bewegen oder ihre Form verändern. Um molekulare Ereignisse und Veränderungen in den Zellstrukturen im Laufe der Zeit sichtbar zu machen, bedarf es weiterer Entwicklungen, um die zeitliche Auflösung des HPICM¹¹zu optimieren.

Das Rauschen des Nanopipettenstroms stellt eine weitere Einschränkung dar, da er den minimalen praktisch erreichbaren Sollwert festlegt. Der von der Nanopipette in der Lösung erzeugte Strom schwächt schnell ab (umgekehrt proportional zum Kubikabstand von der Pipettenspitze), wodurch ein "Erfassungsvolumen" entsteht, jenseits dessen die Nanopipette die Oberfläche nicht "spüren" kann. Wir haben zuvor ein Modell dieses Phänomens entwickelt und gezeigt, dass die laterale Auflösung der SICM-Sonde durch den Querschnitt dieses "Erfassungsvolumens" mit der Zelloberfläche bestimmt wird, die bei niedrigen Sollwerten extrem klein sein könnte²⁵. Dies ist besonders wichtig für die Abbildung von Haarzellspitzenverbindungen, die einen Durchmesser von ~5 nm^{12,33 haben.} Auf den ersten Blick würden die Pipetten mit kleinerem Innendurchmesser zu einer besseren Auflösung der HPICM-Bildgebung führen. Dies gilt in der Tat für relativ große Pipetten (>50 nm). Eine Verringerung des Innendurchmessers der Nanopipette unter ~50 nm führt jedoch zu einer unverhältnismäßig starken Zunahme des Pipettenrauschens und damit zum Verlust der Auflösung bei niedrigen Sollwerten, die für die Abbildung von Stereozilienbündeln unerlässlich sind. Bis heute wissen wir nicht, wie wir dieses Problem lösen sollen, und wir arbeiten daran, die richtige Lösung zu finden.

Zusammenfassend stellt dieses Papier ein detailliertes Protokoll für die Visualisierung von Stereozilienbündeln in lebenden Säugetier-Hörhaarzellen mit HPICM vor. Die größten Vorteile des HPICM sind: i) seine Fähigkeit, markierungsfreie nanoskalige Strukturen an der Oberfläche lebender Zellen sichtbar zu machen, ohne sie zu berühren; und ii) die Funktion dieser Strukturen mit Patch-Clamp-Aufnahmen und/oder lokaler nanoskaliger Abgabe mechanischer oder chemischer Reize zu untersuchen. Nach unserem besten Wissen sind diese Vorteile einzigartig für HPICM. Natürlich gibt es einige Nachteile. Erstens ist HPICM aufgrund von Einschränkungen der Höhe der abzubildenden Strukturen möglicherweise nicht für die Abbildung extrem hoher Strukturen wie Stereozilienbündel der vestibulären Haarzellen in den Säugetierampullen geeignet. Zweitens befindet sich HPICM noch in der Entwicklung und es sind weitere Verbesserungen in der Geschwindigkeit und Auflösung der Bildgebung erforderlich. Die physikalischen Prinzipien von HPICM und unsere eigene Erfahrung legen jedoch nahe, dass dies möglich ist. Wir glauben, dass HPICM einzigartige Daten über die Funktion einzelner Proteinkomplexe an der Stereozilienoberfläche liefern wird.

Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessen.

Wir danken Prof. Yuri Korchev (Imperial College, UK) für die langjährige Unterstützung und Beratung in allen Phasen des Projekts. Wir danken auch Dr. Pavel Novak und Andrew Shevchuk (Imperial College, UK) sowie Oleg Belov (National Research Centre for Audiology, Russland) für ihre Hilfe bei der Softwareentwicklung. Die Studie wurde von NIDCD/NIH unterstützt (R01 DC008861 und R01 DC014658 bis G.I.F.).