Standardisierte hämorrhagische Schockinduktion geführt durch Zerebrale Oximetrie und erweiterte hämodynamische Überwachung bei Schweinen

Hämorrhagischer Schock ist eine schwere Komplikation bei schwer verletzten Patienten, die zu einer lebensbedrohlichen Sauerstoffunterversorgung führt. Wir präsentieren eine standardisierte Methode, um hämorrhagischen Schock durch Blutentnahme bei Schweinen zu induzieren, die von Hämodynamik und mikrozirkulärer zerebraler Sauerstoffversorgung geleitet wird.

Der hämorrhagische Schock zählt zu den Hauptgründen für den schweren verletzungsbedingten Tod. Der Verlust von Kreislaufvolumen und Sauerstoffträgern kann zu einer unzureichenden Sauerstoffversorgung und irreversiblem Organversagen führen. Das Gehirn übt nur begrenzte Kompensationskapazitäten aus und ist besonders einem hohen Risiko schwerer hypoxischer Schäden ausgesetzt. Dieser Artikel zeigt die reproduzierbare Induktion eines lebensbedrohlichen hämorrhagischen Schocks in einem Schweinemodell mittels berechneter Blutentnahme. Wir titerieren Schockinduktion, die durch Nahinfrarotspektroskopie und erweiterte hämodynamische Überwachung gesteuert wird, um systemisches Kreislaufversagen sowie einen zerebralen mikrozirkulierenden Sauerstoffmangel anzuzeigen. Im Vergleich zu ähnlichen Modellen, die sich in erster Linie auf vordefinierte Entfernungsvolumina für die Schockinduktion konzentrieren, unterstreicht dieser Ansatz eine Titration durch das resultierende Versagen der Makro- und Mikrozirkulation.

Massiver Blutverlust gehört zu den Hauptursachen für verletzungsbedingte Todesfälle^1,2,3. Der Verlust von Kreislaufflüssigkeit und Sauerstoffträgern führt zu hämodynamischem Versagen und starker Sauerstoffunterversorgung und kann irreversibles Organversagen und Tod verursachen. Der Schweregrad des Schocks wird durch zusätzliche Faktoren wie Hypothermie, Koagulopathie und Azidose⁴beeinflusst. Vor allem das Gehirn, aber auch die Nieren haben aufgrund des hohen Sauerstoffbedarfs und der Unfähigkeit einer adäquaten anaeroben Energieerzeugung^5,6keine Kompensationsfähigkeit. Für therapeutische Zwecke ist schnelles und sofortiges Handeln von entscheidender Bedeutung. In der klinischen Praxis ist die Reanimation von Flüssigkeiten mit einer ausgewogenen Elektrolytlösung die erste Option für die Behandlung, gefolgt von der Verabreichung von roten Blutkörperchenkonzentraten und frischem gefrorenem Plasma. Thrombozytenkonzentrate, Katecholamine und die Optimierung der Gerinnung und der Säure-Basen-Status unterstützen die Therapie, um nach einem anhaltenden Trauma wieder normale physiologische Bedingungen zu erhalten. Dieses Konzept konzentriert sich auf die Wiederherstellung der Hämodynamik und Makrozirkulation. Mehrere Studien zeigen jedoch, dass sich die Mikrozirkulationsperfusion nicht gleichzeitig mit der Makrozirkulation erholt. Insbesondere die zerebrale Perfusion bleibt beeinträchtigt und eine weitere Sauerstoffunterversorgung kann^7,8auftreten.

Die Verwendung von Tiermodellen ermöglicht es Wissenschaftlern, neue oder experimentelle Strategien zu entwickeln. Die vergleichbare Anatomie, Homologie und Physiologie von Schweinen und Menschen lassen Rückschlüsse auf spezifische pathologische Faktoren zu. Beide Arten haben ein ähnliches Stoffwechselsystem und eine Reaktion auf pharmakologische Behandlungen. Dies ist ein großer Vorteil im Vergleich zu kleinen Tiermodellen, bei denen Unterschiede in Blutvolumen, Hämodynamik und Gesamtphysiologie es fast unmöglich machen, ein klinisches Szenario nachzuahmen⁹. Darüber hinaus können autorisierte medizinische Geräte und Verbrauchsmaterialien problemlos in Schweinemodellen verwendet werden. Darüber hinaus ist es leicht möglich, Schweine von kommerziellen Lieferanten zu beziehen, was eine große Vielfalt an Genetik und Phänotypen ermöglicht und Kosten reduziert¹⁰. Das Modell der Blutentnahme über Gefäßkonservenbildung ist ziemlich häufig^{11,12,13,14,15}.

In dieser Studie erweitern wir das Konzept der hämorrhagischen Schockinduktion durch arterielle Blutentnahme mit einer exakten Titration von hämodynamischem Versagen und zerebraler Sauerstoffbeeinträchtigung. Ein hämorrhagischer Schock wird erreicht, wenn der Herzindex und der mittlere arterielle Druck unter 40 % des Ausgangswertes fallen, was nachweislich zu einer erheblichen Verschlechterung der zerebralen regionalen Sauerstoffsättigung⁸führt. Die Pulskontur-Herzleistung (PiCCO) wird zur kontinuierlichen hämodynamischen Überwachung eingesetzt. Zunächst muss das System durch transpulmonale Thermodilution kalibriert werden, die die Berechnung des Herzindex des extravaskulären Lungenwassergehalts und des globalen Enddiastolischen Volumens ermöglicht. Anschließend wird der kontinuierliche Herzindex durch Pulskonturanalyse berechnet und liefert auch dynamische Vorspannungsparameter wie Pulsdruck und Hubvolumenvariation.

Diese Technik ist in klinischen und experimentellen Umgebungen gut etabliert. Die Nahinfrarotspektroskopie (NIRS) ist eine klinisch und experimentell etablierte Methode zur Überwachung von Veränderungen der zerebralen Sauerstoffversorgung in Echtzeit. Selbsthafte Sensoren werden an der linken und rechten Stirn befestigt und berechnen die zerebrale Sauerstoffversorgung nicht-invasiv in der großhirnfrontalen Rinkorte. Zwei Wellenlängen von Infrarotlicht (700 und 900 nm) werden von den Sensoren emittiert und erfasst, nachdem sie aus dem Kortexgewebe reflektiert wurden. Um den zerebralen Sauerstoffgehalt zu bewerten, werden Die Beiträge von arteriellem und venösem Blut in 1:3-Beziehungen berechnet und in 5 s Intervallen aktualisiert. Die Empfindlichkeit in der Tiefe von 1-4 cm ist exponentiell abnehmend und wird durch das eingedrungene Gewebe (z.B. Haut und Knochen) beeinflusst, obwohl der Schädel in Infrarotlicht transluzent ist. Die Technik ermöglicht schnelle therapeutische Maßnahmen, um Patienten vor unerwünschten Folgen wie Delirium oder hypoxischen Hirnverletzungen zu verhindern und dient als Zielparameter bei eingeschränkter Herzleistung^16,17. Die Kombination beider Techniken während des experimentellen Schocks ermöglicht eine exakte Titration der Makrozirkulation sowie eine zerebrale mikrozirkulakulare Beeinträchtigung, um dieses lebensbedrohliche Ereignis zu untersuchen.

Die Versuche in diesem Protokoll wurden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, genehmigt. Vorsitzende: Dr. Silvia Eisch-Wolf; Referenznummer: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). Die Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Animal Research Reporting of In Vivo Experiments (ARRIVE) Richtlinien durchgeführt. Die Studie wurde zwischen November 2015 und März 2016 geplant und durchgeführt. Nach ausgedehnter Literaturrecherche wurde das Schweinemodell als etabliertes Modell für hämorrhagische Schocks ausgewählt. Sieben anästhesisierte männliche Schweine (Sus scrofa domestica) mit einem Mittleren Gewicht von 28 x 2 kg und einem Alter von 2-3 Monaten wurden in das Protokoll aufgenommen. Die Tiere wurden von einem lokalen Züchter betreut, der vom staatlichen und institutionellen Tierpflegeausschuss empfohlen wurde. Die Tiere wurden so lange wie möglich in ihrer bekannten Umgebung gehalten, um Stress zu minimieren. Essen, aber nicht Wasser wurde 6 h verweigert, bevor das Experiment geplant war, um das Risiko der Aspiration zu reduzieren. Der repräsentative Zeitkurs wird in Abbildung 1angezeigt.

1. Anästhesie, Intubation und mechanische Belüftung

1. Sedate-Schweine mit einer kombinierten Injektion von Ketamin (4 mg-kg^-1) und Azaperon (8 mg-kg^-1) im Nacken oder im Gesäßmuskel mit einer Nadel zur intramuskulären Injektion (1,2 mm). Stellen Sie sicher, dass die Tiere stabil bleiben, bis die Sedierung einsetzt.
   ACHTUNG: Handschuhe sind im Umgang mit Tieren absolut notwendig.
2. Transportieren Sie die sedierten Tiere ins Labor.
   HINWEIS: Die Tiere schlafen tief ein und wachen bei normalem Handling nicht auf, wie wenn sie in den Transportkäfig gehoben werden. In dieser Umgebung betrug die Transportzeit ca. 20 min mit einem speziellen Transporter für den Tiertransport.
3. Überwachen Sie die periphere Sauerstoffsättigung (SpO₂) mit einem Sensor, der direkt nach der Ankunft am Schwanz oder Ohr des Schweins abgeschnitten ist.
4. Desinfizieren Sie die Haut mit farbloser Desinfektionstinktur und warten Sie 3 min, bevor Sie einen peripheren Venenkatheter (1,2 mm) in eine Ohrvene einsetzen. Induzieren Sie dann die Anästhesie durch eine intravenöse Injektion von Fentanyl (4 g kg^-1) und Propofol (3 mg-kg^-1).
5. Wenn alle Reflexe fehlen und die spontane Atmung abläuft, legen Sie die Schweine in Supine-Position auf eine Trage und fixieren Sie sie mit Bandagen.
   HINWEIS: Angemessene Anästhesiespiegel müssen von einem erfahrenen Forscher durch das Fehlen eines Augenlidreflexes und andere Reaktionen auf äußere Reize bestätigt werden.
6. Sofort mit einer Hundelüftungsmaske (Größe 2) beginnen. Verwenden Sie die folgenden Belüftungsparameter: inspiratorische Sauerstofffraktion (FiO₂) = 1,0; Atemfrequenz = 14-16 min^-1; Spitzeninspiratorische druck <20 cm_H2O, positiver Endexiratoriumsdruck (PEEP) = 5 cm H2 O.
7. Halten Sie die Anästhesie durch eine kontinuierliche Infusion von Fentanyl (0,1-0,2 ,kg^-1,h^-1) und Propofol (8-12 mg-kg^-1,h^-1) aufrecht und starten Sie eine Infusion einer ausgewogenen Elektrolytlösung (5 ml^-1-h^-1).
8. Erleichtern Sie die endotracheale Intubation durch die Anwendung eines Muskelrelaxans (Atracurium 0,5 mg-kg^-1).
9. Sichern Sie die Atemwege durch Intubation mit einem gemeinsamen Endotrachealrohr (ID 6-7) und einem Einflütigen. Verwenden Sie ein gemeinsames Laryngoskop mit einer Macintosh-Klinge (Größe 4). Zwei Personen erleichtern den Vorgang.
   1. Person 1: Befestigen Sie die Zunge draußen mit einem Stück Gewebe und öffnen Sie die Schnarbe mit der anderen Hand.
   2. Person 2: Führen Sie eine Laryngoskopie durch.
   3. Person 2: Wenn die Epiglottis in Sicht kommt, bewegen Sie das Laryngoskop ventral. Heben Sie die Epiglottis an und stellen Sie sicher, dass die Stimmbänder sichtbar sind.
      HINWEIS: Wenn sich die Epiglottis nicht dorsal bewegt, klebt sie am weichen Palatin und kann durch die Röhre mobilisiert werden. Alternativ kann eine Klinge mit einer anderen Größe (3 oder 5) oder typ (Miller-Klinge) verwendet werden.
10. Bewegen Sie die Röhre vorsichtig durch die Stimmbänder.
    HINWEIS: Der engste Punkt der Luftröhre ist nicht auf der Ebene der Stimmbänder, sondern subglottisch. Wenn das Einführen von Rohren nicht möglich ist, versuchen Sie, das Rohr zu drehen oder ein kleineres Rohr zu verwenden.
11. Ziehen Sie den Einfläppchen aus dem Rohr, verwenden Sie eine 10 ml Spritze, um die Manschette mit 10 ml Luft zu blockieren, und steuern Sie den Manschettendruck mit einem Manschettenmanager (30 cm H₂O).
12. Starten Sie die mechanische Belüftung, nachdem das Rohran ein Beatmungsgerät angeschlossen wurde (PEEP = 5 cm H2 O; Gezeitenvolumen = 8 ml-kg^-1; FiO₂ = 0,4; Inspiration-zu-Ablauf-Verhältnis = 1:2; Atemfrequenz = variabel, um ein Endgezeiten-CO2 von <6 kPa zu erreichen).
    HINWEIS: Vermeiden Sie Fluktuation des CO2, um jegliche Atemwirkungen auf die zerebrale Perfusion zu minimieren.
13. Stellen Sie sicher, dass die Rohrposition durch regelmäßiges und periodisches Ausatmen von CO2 über die Kapnographie korrekt ist, und überprüfen Sie die doppelseitige Belüftung durch Auskultation.
    HINWEIS: Wenn das Rohr falsch platziert wird, bildet die Luftaufblasung in den Magen schnell eine sichtbare Wölbung in der Bauchwand, noch bevor die Kapnographie installiert wird. In diesem Fall sind der Austausch des Rohres und das Einsetzen eines Magenrohrs unbedingt erforderlich.
14. Mit zwei Personen, legen Sie eine Magensonde in den Magen, um Reflux und Erbrechen zu vermeiden.
    1. Person 1: Befestigen Sie die Zunge draußen mit einem Stück Gewebe und öffnen Sie die Schnarbe mit der anderen Hand.
    2. Person 2: Führen Sie eine Laryngoskopie des Schweinekehlkopfes durch.
    3. Person 2: Visualisieren Sie die Speiseröhre.
    4. Person 2: Schieben Sie das Magenrohr in die Speiseröhre mit einem Paar Magill-Zange, bis Magenflüssigkeit abgelassen ist.
       HINWEIS: Manchmal ist die Visualisierung nicht einfach. In diesem Fall das Laryngoskop dorsal in das Rohr bewegen und ventral drücken, um die Speiseröhre zu öffnen. Während des Eingriffs wird der tierische Körper mit Decken bedeckt, um Unterkühlung zu vermeiden. Wenn die Körpertemperatur des Tieres abnimmt, verwenden Sie ein Heizsystem, um die Temperatur auf physiologischer Ebene zu stabilisieren (siehe Tabelle der Materialien). Die Körpertemperatur wird auf dem Bildschirm des PiCCO angezeigt.

2. Instrumentierung

1. Verwenden Sie Bandagen, um die Hinterbeine zurückzuziehen, um die Falten im Femoralbereich für die Gefäßkatheterisierung zu glätten.
2. Bereiten Sie folgende Materialien vor: eine 5 ml Spritze, eine 10 ml Spritze, eine 50 ml Spritze, eine Seldinger Nadel, Einführmantel (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), Führungsdrähte für die Hüllen, einen zentralen Venenkatheter mit drei Anschlüssen (2,3 mm, 30 cm) mit Führungsdraht und einen PiCCO Katheter (1,67 mm, 20 cm).
3. Desinfizieren Sie den Leistenbereich mit farbiger Desinfektion, warten Sie 2 min und wischen Sie die Desinfektion mit einem sterilen Gewebe ab. Wiederholen Sie diesen Vorgang 3x. Entfernen Sie die Desinfektion nach dem dritten Mal nicht.
4. Füllen Sie alle Katheter mit Saline-Lösungen.
5. Ultraschallgel auf die Ultraschallsonde auftragen. Bedecken Sie den Leistenbereich mit einem sterilen fenestrated Drap und scannen Sie die richtigen Femoralgefäße mit Ultraschall. Verwenden Sie die Doppler-Technik, um zwischen der Arterie und der Vene¹⁸zu unterscheiden.
6. Hellrotes pulsierendes Blut bestätigt die angestrebte Nadelposition. Trennen Sie die Spritze und legen Sie den Führungsdraht in die rechte Oberschenkelarterie ein.
7. Visualisieren Sie die Längsachse der rechten Femoralvene und setzen Sie die Seldinger Nadel unter permanenter Aspiration mit der 5 ml Spritze ein.
8. Saugen Sie dunkelrotes, nicht pulsierendes venöses Blut an.
9. Visualisieren Sie die rechte Oberschenkelarterie axial und wechseln Sie zu einer Längsansicht der Arterie, indem Sie die Sonde um 90° drehen.
10. Punktieren Sie die rechte Femoralarterie unter Ultraschallvisualisierung mit der Seldinger Nadel unter permanenter Aspiration mit der 5 ml Spritze.
    HINWEIS: Die Ultraschall-geführte Seldinger-Technik ist mit deutlich geringerem Blutverlust, Gewebetrauma und Zeitverbrauch als andere Methoden des Gefäßzugangs verbunden^19,20.
    1. Wenn die richtige Position der Nadel in den verschiedenen Gefäßen nicht sicher festgestellt werden kann, nehmen Sie die Blutsonden und analysieren Sie den Blutgasgehalt mit einem Blutgasanalysator (siehe Tabelle der Materialien). Ein hoher Sauerstoffgehalt ist ein gutes Zeichen für arterielles Blut, und ein niedriger Sauerstoffgehalt ist ein Zeichen für venöses Blut.
11. Legen Sie den Führungsdraht für den zentralen Venenkatheter in die rechte Femoralvene ein, nachdem Sie die Spritze getrennt und die Seldinger Nadel zurückgezogen haben.
12. Visualisieren Sie beide rechten Gefäße mit Ultraschall, um die richtige Drahtposition zu steuern.
13. Schieben Sie den arteriellen Einlängchenmantel (2 mm) über den Führungsdraht in die rechte Arterie und sichern Sie die Position mit Blutaspiration.
14. Verwenden Sie die Seldinger Technik, um die zentrale Venenlinie in die rechte Femoralader zu positionieren. Alle Ports aspirieren und mit einer Saline-Lösung spülen.
15. Führen Sie das gleiche Verfahren auf der linken Leistenseite durch, um die anderen Einführmantelhüllen in der Seldinger-Technik in die linke Oberschenkelarterie (2,7 mm) und die Oberschenkelvene (2,7 mm) einzufügen.
16. Verbinden Sie den rechten arteriellen Einlösemantel und den zentralen Venenkatheter mit zwei Wandlersystemen zur Messung der invasiven Hämodynamik und positionieren Sie beide Messumformer auf Herzebene, um geeignete Werte zu erhalten.
17. Schalten Sie die Drei-Wege-Stoppcocks beider Wandler, die sich der Atmosphäre öffnen, um die Systeme auf 0 zu kalibrieren, wie es in der Betriebsanleitung vorgeschrieben ist.
    HINWEIS: Es ist absolut notwendig, Luftblasen und Blutflecken in den Systemen zu vermeiden, um plausible Werte zu erzeugen.
18. Schalten Sie alle Infusionen zur Aufrechterhaltung der Anästhesie von der peripheren Vene auf die zentrale venöse Linie.
19. Nehmen Sie die Ausgangswerte (Hämodynamik, Spirometrie, NIRS (siehe Abschnitt 4) und PiCCO (siehe Abschnitt 3) nach 15 min Erholung.
20. Initiieren Sie einen hämorrhagischen Schock (siehe Abschnitt 5).

3. PiCCO-Messung

HINWEIS: Die PiCCO-Ausrüstung finden Sie im Materialverzeichnis.

1. Setzen Sie den PiCCO-Katheter in den rechten arteriellen Einführungsmantel ein.
   HINWEIS: In der klinischen Medizin werden PiCCO-Katheter direkt durch die Seldinger-Technik platziert. Die Platzierung über einen Einweinungsmantel ist aber auch machbar.
2. Verbinden Sie den Katheter mit dem Arteriendraht des PiCCO-Systems und dem Arterienwandler direkt mit dem PiCCO-Anschluss. Anschließend wird wie in Schritt 2.17 beschrieben neu kalibriert.
3. Verbinden Sie die venöse Messeinheit des PiCCO-Systems mit der linken venösen Einlösehülle.
   HINWEIS: Es ist notwendig, die venösen und arteriellen Sonden in einiger Entfernung voneinander zu verbinden. Andernfalls wird die Messung gestört, da die Anwendung von Kaltwäschelösung in das Venensystem die arterielle Messung beeinflusst. Weitere Informationen zu PiCCO finden Sie unter Mayer und Suttner²¹.
4. Schalten Sie das PiCCO-System ein und bestätigen Sie, dass ein neuer Patient gemessen wird.
5. Geben Sie die Größe und das Gewicht des Tieres ein und wechseln Sie die Kategorie auf Erwachsene.
6. Geben Sie den Protokollnamen und die Protokoll-ID ein, und geben Sie Exitein.
7. Stellen Sie das Injektionsvolumen auf 10 ml ein.
   HINWEIS: Das Volumen der gewählten Injektionslösung kann variiert werden. Ein höheres Volumen macht die Messwerte gültiger. Wählen Sie ein kleines Volumen, um Hämodilutionseffekte durch wiederholte Anwendung zu vermeiden.
8. Geben Sie den zentralen Venendruck ein.
9. Öffnen Sie den Drei-Wege-Stopphahn zur Atmosphäre, klicken Sie auf Null für die Systemkalibrierung und klicken Sie auf Exit.
10. Kalibrieren Sie die kontinuierliche Herzausgangsmessung wie folgt beschrieben und klicken Sie auf TD (Thermodilution). Bereiten Sie physiologische Salzlösung mit einer Temperatur von 4 °C in einer 10 ml Spritze vor und klicken Sie auf Start.
11. 10 ml der Kaltwäschelösung schnell und stetig in die venöse Messeinheit einspritzen und warten, bis die Messung abgeschlossen ist und das System eine Wiederholung anfordert.
12. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis drei Messungen abgeschlossen sind.
13. Lassen Sie das System den Mittelwert aller Parameter berechnen und klicken Sie auf Exit.
14. Nach der vollständigen Kalibrierung beginnen Sie sofort mit der Messung. Um die Schockinduktion zu überwachen, konzentrieren Sie sich auf den von PiCCO abgeleiteten Parameter-Herzindex.

4. Zerebrale regionale Sauerstoffversorgung Sättigung

HINWEIS: Die Ausrüstung zur Überwachung der zerebralen regionalen Sauerstoffversorgung finden Sie in der Tabelle der Materialien.

1. Rasieren Sie die Stirn des Schweins mit einem Einwegrasierer und Wasser und kleben Sie zwei selbsthafte Sensoren (siehe Tabelle der Materialien) für NIRS auf die Stirn des Schweins.
2. Schließen Sie den Vorverstärker an den Monitor an und schließen Sie die Sensorkabelanschlüsse farbcodiert an den Vorverstärker an.
3. Schließen Sie den Vorverstärkerverriegelungsmechanismus und befestigen Sie die Sensoren an den Sensorkabeln.
   HINWEIS: Um Echtzeitdaten aufzuzeichnen, muss ein USB-Flash-Laufwerk an den NIRS-Monitor angeschlossen werden.
4. Schalten Sie den Monitor ein, klicken Sie auf Neuer Patient, geben Sie den Studiennamen ein und klicken Sie auf Fertig.
5. Überprüfen Sie das eingehende Signal. Wenn das Signal stabil ist, klicken Sie auf Baseline Menu und klicken Sie auf Baselines setzen. Wenn die Baseline bereits eingegeben wurde, bestätigen Sie die neue Baseline, indem Sie auf Ja und auf Ereignismarkeklicken.
6. Wählen Sie das Ereignis mit den Pfeiltasten auf der Tastatur und mit Next Event; wählen Sie das Ereignis 3 Induktion und drücken Sie Select Event.
   HINWEIS: Weitere Informationen sind in der Bedienungsanleitung des NIRS-Systems²²zu finden.

5. Hämorrhagische Schockinduktion

1. Verbinden Sie die linke Einfäuserhülle mit einem Baum-Wege-Stopphahn. Verbinden Sie einen Port des Drei-Wege-Hahns mit einer 50-ml-Spritze und einen mit einer leeren Infusionsflasche.
   HINWEIS: Alternativ kann das entnommene Blut in Citrated-Beuteln für eine spätere Autotransfusion gesammelt werden. Dies ist ein großer Vorteil der kontrollierten Blutentnahme.
2. Messen und dokumentieren Sie die genauen hämodynamischen Parameter und berechnen Sie 40 % des Herzindex und mittleren arteriellen Drucks als hämodynamische Ziele. Stellen Sie das Ereignis 93 Blood Loss im NIRS-System ein, wie in Schritt 4.6 beschrieben.
   HINWEIS: Ein hämorrhagischer Schock wird erreicht, wenn der Herzindex und der mittlere arterielle Druck unter 40 % des Ausgangswertes fallen. Eine erhebliche zerebrale regionale Sauerstoffversorgung (crSO₂) Rückgang von 20% ist vorzuziehen, um mikrozirkularische Beeinträchtigung enden. Der durchschnittliche Blutverlust, um dies zu erreichen, liegt in einem Bereich von 25-35 ml-kg^-1.
3. 50 ml Blut in die Spritze aspirieren und den Dreiwege-Hahn wechseln. Schieben Sie das Blut in die leere Flasche.
4. Beachten Sie das entfernte Blutvolumen.
5. Überwachen Sie den arteriellen Blutdruck, den Herzindex und das crSO₂ genau. Wiederholen Sie die Blutentnahme, bis der Zielblutdruck und der Herzindex erreicht sind (nach 20-30 min).
6. Stellen Sie das Ereignis 97 Hypotension im NIRS-Gerät ein, wie in Schritt 4.6 beschrieben.
   HINWEIS: Ziehen Sie das Blut nicht zu schnell ab, da dies das Risiko eines sofortigen Herz-Kreislauf-Versagens birgt. Nach Abschluss des Schockinduktionsverfahrens können die Tiere für verschiedene therapeutische Eingriffe eingesetzt werden.

6. Ende des Experiments und der Euthanasie

1. Injizieren Sie 0,5 mg Fentanyl in die zentrale venöse Linie und warten Sie 5 min.
2. Injizieren Sie 200 mg Propofol in die zentrale venöse Linie und einschläfern Sie das Tier mit 40 mmol Kaliumchlorid.

Nach Dem Start der Schockinduktion kann eine kurze Entschädigungszeit registriert werden. Bei anhaltender Blutentnahme wird die oben erwähnte kardio-kreislaufde Dekompensation,die durch einen signifikanten Rückgang von CrSO 2, den Herzindex, den intrathorakalen Blutvolumenindex und den globalen Enddiastolischen Volumenindex überwacht wird (Abbildung 2 , Abbildung 3und Abbildung 4), tritt auf. Darüber hinaus werden signifikante Tachykardie und eine Abnahme des arteriellen Blutdrucks als häufige Manifestationen des hämorrhagischen Schocks beobachtet (Abbildung 2). Die Streuung des Hubvolumens nimmt deutlich zu (Abbildung 3). Der gehalt an zusätzliches Lungenwasser und die systemische Gefäßresistenz bleiben in der Regel unberührt (Abbildung 3). Nach Beendigung der Blutentnahme (28 x 2^{ml-kg -1)}bleiben die hämodynamischen Werte auf einem kritisch niedrigen Niveau. Parallel dazu fällt crSO₂ ebenfalls deutlich ab. Diese Sensoren starten nicht regelmäßig auf dem gleichen Niveau, aber die prozentuale Dropdown-Liste ist vergleichbar. Abbildung 4 zeigt eine repräsentative Aufzeichnung von einem Tier. Hämoglobingehalt und Hämatokrit nehmen im Prozess nicht direkt ab, aber die Laktatwerte steigen und die zentrale venöse Sauerstoffsättigung nimmt ab (Abbildung 5).

Abbildung1: Experimentelles Diagramm. Die Basislinie wird nach der Vorbereitung und einer 30 min Stabilisierung eingestellt. Schock wird für 30 min induziert. Pulskontur Herzleistungsparameter und zerebrale regionale Sauerstoffversorgung werden während des gesamten Experiments gemessen. Die Messzeiten werden als Vorbereitung, Baselineund Schockbezeichnet.

Abbildung 2 : Entwicklung der Hämodynamik während des hämorrhagischen Schocks. Effekte im Laufe der Zeit werden mit ANOVA und Post-hoc Student-Newman-Keuls-Methode analysiert. ^# p < 0,05 bis Basiswert. Die Daten werden als Mittelwert und Standardabweichung dargestellt. (A) Herzfrequenz (B) mittlerer arterieller Druck und (C) zentraler Venendruck werden in diesem Modell erheblich beeinflusst. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3 : Entwicklung der Pulskontur-Herzleistung und thermodilutionsabgeleiteter Parameter während eines hämorrhagischen Schocks. Effekte im Laufe der Zeit werden mit ANOVA und Post-hoc Student-Newman-Keuls-Methode analysiert. ^# p < 0,05 bis Basiswert. Die Daten werden als Mittelwert und Standardabweichung dargestellt. (A) Herzindex nimmt ab, (B) Die Streuvolumenvariation nimmt zu, (D) intrathorakaler Blutvolumenindex und (E) globaler Enddiastolischer Volumenindex sinkt, (C) systemischer Gefäßwiderstandsindex und (F) ) der extravaskuläre Lungenwasserindex bleibt unberührt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4 : crSO₂ Flussdiagramm während des hämorrhagischen Schocks bei einem repräsentativen Tier. Das linke Panel zeigt eine schematische Darstellung des crSO₂ während eines hämorrhagischen Schocks. Das rechte Fenster zeigt die Anzeige des NIRS-Systems. crSO₂ bricht signifikant durch Schockinduktion und bleibt auf einem niedrigen Niveau, nachdem die Blutentnahme beendet ist.

Abbildung 5 : Entwicklung hämatologischer Parameter während eines hämorrhagischen Schocks. Effekte im Laufe der Zeit werden mit ANOVA und Post-hoc Student-Newman-Keuls-Methode analysiert. ^# p < 0,05 bis Basiswert. Die Daten werden als Mittelwert und Standardabweichung dargestellt. (A) Hämoglobin und (D) Basenüberschuss bleiben unberührt, (C) Laktatspiegel steigt deutlich an, (B) zentrale venöse Sauerstoffsättigung nimmt ab. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Das Protokoll beschreibt eine Methode zur Induktion eines hämorrhagischen Schocks durch kontrollierte arterielle Blutungen bei Schweinen, die von systemischer Hämodynamik sowie von zerebralen mikrozirkulären Beeinträchtigungen geleitet wird. Schockbedingungen wurden durch eine berechnete Blutentnahme von 25-35 ml^{kg -1} erreicht und durch den genannten Verbund von Ersatzparametern bestätigt, die auf ein erhebliches Herz-Kreislauf-Versagen hindeuten. Unbehandelt war dieses Verfahren bei 66 % der Tiere innerhalb von 2 h tödlich, was die Schwere und Reproduzierbarkeit des Modells unterstreicht. Eine angemessene Reanimation von Flüssigkeiten hingegen restabilisierte den Kreislauf und genehmigte die Durchgängigkeit, um ein klinisches Szenario nachzuahmen⁸. Allerdings kann weniger Blutverlust nicht zu der hämodynamischen Instabilität führen, die auch crSO₂ betroffen hat, was zu experimentellem Versagen führt. Die Menge des entfernten Blutes muss an das Körpergewicht des Tieres angepasst werden, das dem Gesamtblutvolumen^{von 8}entspricht.

Diese Methode ermöglicht es Wissenschaftlern, verschiedene Aspekte dieses lebensbedrohlichen Zustandes zu untersuchen und eröffnet die Möglichkeit, eine breite Palette von therapeutischen Interventionen in einem pseudoklinischen Szenario zu untersuchen. In diesem Zusammenhang ist es wichtig zu beachten, dass bei einem offensichtlichen hämorrhagischen Schock allein die Makrozirkulation kaum auf eine intakte oder beeinträchtigte Mikrozirkulation und Organsauerstoffversorgung⁷hinweist. Der Vorteil des Verfahrens liegt in seiner einfachen Gestaltung und Benutzerfreundlichkeit. Der Transfer zu anderen mittelgroßen Säugetieren erscheint unkompliziert, auch wenn verschiedene Arten spezifische Herausforderungen aufweisen können. Das Design bietet eine hohe Flexibilität, da verschiedene Stufen der Herz-Kreislauf-Beeinträchtigung leicht durch Tittierung der Effektvariablen gewählt werden können. Die Kombination mit NIRS liefert Informationen über die ansonsten unerkannte mikrozirkuläre Sauerstoffversorgung während des hämorrhagischen Schocks.

Einige der kritischen Schritte des Modells müssen hervorgehoben werden und erfordern Aufmerksamkeit. Eine angemessene Sedierung vor dem Transport ist unerlässlich, um Stress zu vermeiden, der den Umgang mit Tieren erschweren und die Ergebnisse durch endogene Katecholaminfreisetzung verfälschen könnte. Die Schweineschnismitschnebung mit ihrer langen oropharyngealen Höhle erschwert die Intubation und macht die Hilfe einer zweiten Person sinnvoll. Regelmäßig klebt der Epiglottis am Gaumen und muss mit der Rohrspitze mobilisiert werden. Der schmalste Teil der Atemwege ist nicht auf der Ebene der Stimmbänder, sondern subglottisch, wie bei pädiatrischen Patienten²³. Diese Aspekte machen eine angemessene Muskelentspannung unerlässlich, da die Intubation erleichtert wird. Ultraschallgeführte Gefäßkatheterisierung ist vorzuziehen, obwohl chirurgischer Zugang auch reproduzierbar eingesetzt werden kann. Die minimalinvasive Technik erfordert spezielles Training und Erfahrung, kann aber unkontrollierte Blutungen, Gewebeschäden, Komplikationsraten, Zugriffszeit und Schmerzen minimieren²⁴. Die Induktion des hämorrhagischen Schocks selbst scheint sehr einfach zu sein, aber der Benutzer sollte sich mehrerer Fallstricke bewusst sein. Es ist wichtig, die Blutentfernungsgeschwindigkeit zu reduzieren, um hämodynamische Instabilität zu erkennen. Arterielle Entfernung ist effizient, aber wenn es zu schnell durchgeführt wird, kann es zu ungeplanten Herz-Kreislauf-und experimentellen Versagen führen. Die Berechnung des ungefähren Extraktionsvolumens hilft, die Entfernung zu verwalten und vermeidet kritisch niedrige Kardio-Kreislauf-Spiegel^25,26,27. Andere veröffentlichte Protokolle variieren in Bezug auf gezieltehämodynamisches Versagen, Menge des entfernten Blutvolumens, und Zeitraum der Blutentnahme. Das punktierte Gefäß kann sich auch unterscheiden^27,28.

NIRS ermöglicht Echtzeitmessungen des crSO₂. In mehreren klinischen Umgebungen wurde diese Methode verwendet, um eine beeinträchtigte zerebrale Sauerstoffversorgung zu erkennen: insbesondere während der Herz- und Hauptgefäßchirurgie stellt NIRS ein wertvolles Werkzeug dar. NIRS-abgeleitete Parameter können ein schlechteres neurologisches Ergebnis und das Überleben des Patienten vorhersagen, das durch unzureichende Gewebesauerstoffversorgung verursacht wird²⁹. Interessanterweise nimmt der intrazerebrale Laktatspiegel in der Korrelation mit den NIRS-Werten ab. Studien haben gezeigt, dass während des oxidativen Stresses Laktat als Quelle von Pyruvat verwendet werden kann, und der intrakranielle Laktatspiegel sinkt¹⁰. Diese Befunde und Messungen werden in dieser grundlegenden Modellbeschreibung nicht berücksichtigt. Veränderungen des mittleren arteriellen Drucks, die die zerebrale Perfusion beeinflussen,₂Paco₂, oder das Hämoglobin wirkt sich direkt auf NIRS-abgeleitete crSO₂^30,31. NIRS hat einen prognostischen Wert bei Patienten, die an hämorrhagischem Schock und hämodynamischer Instabilität leiden^{32,33,34,35,36,37,38,39}. Es sind jedoch einige Einschränkungen und Nachteile zu beachten. Extrakranielles Gewebe unter den Sensoren, wie Haut, Muskeln und Fett, kann die Messungen beeinflussen und zu falschen negativen Ergebnissen führen. Die räumliche Auflösung ist gering, und die Eindringtiefe ist begrenzt^{32,33,34,40,41,42,43}. Die Methode unterscheidet weder zwischen arteriellem und venösem Blut noch zwischen Sauerstoffzufuhr und^41,44,45. Das Gerät ist in erster Linie für den menschlichen Einsatz zugelassen. Die verwendeten Sensoren sind für menschliche Erwachsene konzipiert. Es gibt kleinere Sensoren für Kinder und Neugeborene, die jedoch für dieses Protokoll nicht verfügbar waren. Bei Schweinen ist die Technik weithin anerkannt, und₂korreliert mit einem Partikel druckvon Sauerstoff, quantitativer Elektroenzephalographie und zerebraler venöser Sauerstoffsättigung^46,47. Mehrere Geräte messen direkt den Sauerstoffpartialdruck im Hirngewebe. Dazu müssen die Sonden operativ in das Gehirn eingesetzt werden. Dies ermöglicht unbeeinflusste Messungen im jeweiligen Interessenbereich und vermeidet Störungen durch umgebendes Noncerebralgewebe. Dieser Ansatz ist hochinvasiv und eher für spezielle Szenarien wie neurochirurgische Eingriffe geeignet.^48,49,50,51. Die Verwendung von Schweinemodellen zur Simulation menschlicher Pathomechanismen ist ein sehr gebräuchlicher Ansatz^11,12,13,15. Der Vorteil liegt in der physiologischen Vergleichbarkeit beider Arten. Experimente, die lebensbedrohliche klinische Zustände simulieren, erfordern grundlegende serkundige Expertise in der Intensivmedizin und Anästhesie, aber auch in spezifischen artenbezogenen Merkmalen. Dies ermöglicht die realistische Nachahmung klinischer Szenarien für die translationale Prüfung neuartiger Geräte oder therapeutischer Regime an der Schwelle zur klinischen Anwendung.^8,52. Wir müssen uns jedoch darüber im Klaren sein, dass aus experimentellen Modellen kaum direkte oder unmittelbare Schlussfolgerungen in Bezug auf die klinische Anwendung gezogen werden können. Einige relevante Unterschiede und Einschränkungen sind zu beachten: In Bezug auf Schock oder Blutungen scheint das Schweinegerinnungssystem effektiver zu sein und der Hämoglobingehalt ist deutlich niedriger. Auch Lactat- und Succinatplasmaspiegel unterscheiden sich⁵³. Das Schweineblut besteht aus einem "A0"-Blutgruppensystem, verglichen mit dem menschlichen "AB0"-System⁵⁴. Einige Studien diskutieren, ob eine Splenektomie durchgeführt werden sollte, um das Auftreten einer intrinsischen Autotransfusion in Schweineschockmodellen auszuschließen. Auf der anderen Seite, während der Splenektomie, oxidativen Stress, Schmerzen, und sympathische Stimulation auftreten, und das Verfahren ist mit Autotransfusionsreaktionen von selbst verbunden. Aus diesen Gründen wird eine Splenektomie nicht empfohlen.^55,56. Die Verwendung von klinisch zugelassenen Geräten hat einige systemische Fehlerquellen. Das PiCCO-System erfordert eine Berechnung der Körperoberfläche, die sich zwischen Schweinen und Menschen unterscheidet. Dies kann zu einem systemischen Fehler führen, aber die Trendfähigkeit des Geräts bleibt unberührt. In dieser Umgebung können andere Methoden der Herzleistungsmessung, wie die Echokardiographie oder ein pulmonaler arterieller Katheter, diskutiert werden.

Zusammenfassend stellt dieses Protokoll ein standardisiertes hämorrhagisches Schockmodell dar, das durch arterielle Blutentnahme initiiert und durch erweiterte hämodynamische Überwachung sowie crSO₂gesteuert wird. Im Vergleich zu ähnlichen Modellen, die sich in erster Linie auf vordefinierte Entfernungsvolumina für die Schockinduktion konzentrieren, unterstreicht dieser Ansatz eine Titration durch das resultierende Versagen der Makro- und Mikrozirkulation.

Das NIRS-Gerät wurde bedingungslos von Medtronic PLC, USA, für experimentelle Forschungszwecke zur Verfügung gestellt. Alexander Ziebart, Andreas Garcia-Bardon und Erik K. Hartmann erhielten die Ausbilderehrung für Arztausbildungen von Medtronic PLC. Keiner der Autoren berichtet von finanziellen oder anderen Interessenkonflikten.

Die Autoren bedanken sich bei Dagmar Dirvonskis für die hervorragende technische Unterstützung.