Anthony Weinhold ve bizimle yıl teknik destek için hem de bizim böcek yordamlar yetiştirme geliştirmek için öneriler üzerinde çalıştım çok sayıda öğrencilere teşekkür etmek istiyorum.

1. yumurta toplama (Şekil 1)
<ol><li>Debaşarılı Kupası hazırlamak, ~ 500 mL kabı (~ 40 ° C) sıcak su dolu bir ucunu bez koyun. Taraf Kupası örtüşme ve bir lastik bant ile düzeltmek. Yarım kalmış din Kupası üst üzerinde geri katlayın.</li>
	<li>8 – 10 gün eski uçar ~ 2 h. Gravid kadın kararlı için kafes debaşarılı Kupası uçar yer üzerine kumaş Hayır.</li>
	<li>Debaşarılı Kupası egging bez kapalı kafes ve durulama yumurta içine sıkmak yıkama şişesi ile küçük bir tavada kaldırın.</li>
</ol>2. hazırlamak larva yetiştirme Pan
<ol><li>
Orta (1 yetiştirme pan miktarlarını) hazırlamak
	<ol>
<li>Buğday kepeği (500 gr), talaş (200 gr) ve 10 L Plastik tabak tavada balık unu (115 g) birleştirin ve iyice karıştırın.</li>
		<li>Amonyum Bikarbonat (50 gr) (~ 25 ° C, 1600 mL) su ekleyip eriyene kadar karıştırın.</li>
		<li>Su solüsyonu kuru malzemeyi unwetted hiçbir malzeme sağlamak için ekleyip karıştırın. Tavada orta seviye ama sıkıştırma.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
İstikrarlı sinek yumurtaları ekleyin
	<ol>
<li>Sığ bir karık ortamda pan uzunluğu olun.</li>
		<li>İstikrarlı sinek yumurta (~ 8.000 yumurta) 1 mL karık yumurta pipet (Şekil 2) ile havale. Not: bir plastik mezun pipet 100 ekleme istediğiniz noktada kesim tarafından yapılan yumurta pipet mesh ekran ve yapıştırma pipet yeniden bir araya getirmek.</li>
		<li>Kapak ince bir tabaka halinde kuruma önlemek için orta yumurta.</li>
		<li>Yastık kılıfı ile tava kapağı, bir lastik bant ve etiket ile kapatın. Larva odasında tava koyun (23 ± 2 ° C, % 30-50 RH ve 12:12 [L:D] s photoperiod). Not: Larva geliştirme oviposition andan itibaren 10-14 gün sürer.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Pupa işleme, larva hareket orta kenarına gün 13 ya da 14 tarafından 7-9 gün sonra Oviposition ve Pupariate
<ol><li>Kepçe kozaları, öncelikle tava dışarı orta yüzeyinde oluşturur ve temiz bir tavaya yerleştirilen kabuk altında kenarlarında bulunan.</li>
	<li>Pan, kozaları ile ½-¾ su dolu doldurun. Orta ve kozaları kümeleri kadar break. Buğday kepeği ve protein bileşenleri orta lavabo kozaları > 1 gün eski kayan nokta19.</li>
	<li>Kayan malzeme, kozaları ve bazı orta boy bir kevgir ve yıkama elekler (#5, #7, #12, #20) kalan orta kaldırmak için bir dizi ile kaldırın. #12 elek kozaları toplar ve drenaj girmesini #20 katı atık tutar. Kozaları arasında elekler evye püskürtücü ile yıkayın.</li>
	<li>Kozaları, temiz bir tavaya #12 elek durulayın. Kaydırmak için ½ su dolu doldurun. Kayan kozaları bir kevgir dökün ve aşırı su drenaj sağlar.</li>
	<li>Transfer kozaları kurutma ekran için bir fan ile süzülmüş ve kuru (Şekil 3) kadar bırakın.</li>
</ol>4. Pupa raf, kozaları toplamak için alternatif bir yöntem olduğunu bir pupa raf18 ile
Not: 10 L yemek pan (10.2 cm boyunda 10,2 cm x 31, 9 cm uzun geniş x) sonuna bir parça plastik kesme raf yapılmıştır.
<ol><li>Orta 2.1 açıklandığı şekilde hazırlayın. Konik orta ila ~7.5 cm ~2.5 cm derin üzerinde bir ucundan tavada diğer yandan derin.</li>
	<li>
Yetiştirme pan ve teyp raf (Şekil 4) taramasını larva önlemek için sığ sonunda Orta raf yerleştirin.
	<ol>
<li>Sünger (~14.5 x 9.0 x 4.5 cm3, rejenere selüloz) doyurmak ve su batırılmış bez (30.5 x 42 cm2, pamuk) ve yerde yaklaşık yarım inç Orta rafta sarın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
2.2 içinde açıklandığı gibi yumurta ekleyin ve daha önce olduğu gibi devam edin.
	<ol>
<li>Her gün tava sünger nemli kalır emin olun.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Durulama kozaları raf, sünger ve bez temiz bir çanak içine pan ve 14 gün sonra oviposition kevgir dökün.</li>
</ol>5. kalite kontrol
<ol><li>Tüm pan (Toplam wt.) üretilen kozaları tartın.</li>
	<li>100 kozaları izole, tartmak ve bir 9 cm Petri kabına yerleştirilir.</li>
	<li>Sayısı ve seks yetişkin ~ 5-8 gün sonra ortaya çıkması oranı ve cinsiyet oranı belirlemek için. Daha sonraki bir tarihte saymak gerekirse bir dondurucu çıktı yetişkinlerle Petri yemekler saklayın. Sinekler tarafından onların gözlerinin şekli ve genişliğini fronto-orbital plaka20 veya genital düşük büyütme altında kadın belirlenmiştir.</li>
	<li>Kayıt ağırlığı toplam ağırlığı 100 kozaları ve numarasını ortaya yetişkin erkek ve kadın.</li>
</ol>6. kan hazırlanması
<ol><li>Taze sığır kan 19 L kovalar 70 g sodyum sitrat Tribazik dihydrate 500 ml su içeren yerel bir mezbaha toplamak. Heyecan şiddetle 5-10 dk için kan ve laboratuvara geri döndü.</li>
	<li>Kaldırmak için bir kevgir zorlanma kan pıhtılaşır ve 2 L kaplara etiket koleksiyonu ve bir dondurucu (-20 ° C) deposunda tarihi ile bölümlenmiş.</li>
	<li>Dondurucu ve buzdolabında yer kaldır kapsayıcıdan 2 gün önce ihtiyacım vardı. Kan ~ 2 bir kez çözdürülen ve ilâ 1 yıl için dolaba saklanan haftalar için kullanılabilir.</li>
</ol>7. yetişkin bakım
<ol><li>Kafesler, hat kafes alt temizliği kolaylaştırmak için kasap kağıdı ile hazırlayın.</li>
	<li>50 gr kuru istikrarlı sinek Pupa (~ 3500) her kafese koyun. Yetişkin eclose için bir kaç gün pupa işlemlerden sonra birkaç saat.</li>
	<li>Yerde taze bir kan kadınsı peçete üzerine beslenme için her kafes batırılmış. Yetişkin eclosion içinde 24 h besleme başlar ve her gün bir gün önce oviposition (9 – 10 gün sonra ortaya çıkması) kadar tekrarlayın.</li>
	<li>Oviposition (Bölüm 1) sonra 4-8 h için dondurucuda kafes yerleştirin ve sonra kağıdı çıkarmadan, frass taraf ve zemin sıcak su ile durulama ve çamaşır deterjanı ve klor ağartıcı ile tüm yüzeyler ovma temiz. Kafesleri sıcak su ile durulayın ve kurumasını bekleyin.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

İstikrarlı sinekler geniş yüzeylerde doğada çeşitli geliştirme bulunabilir ve medya Laboratuvarı birçok türde yetiştirilen. Biz talaş ve vermikülit ajanlar kabarma olarak kullanmışlardır. Vermikülit iyi çalıştı ama orta zor yetiştirme dan ayıran kozaları yapılmış ve pahalı (~$0.60/pan) yapıldı. Muhtemelen kozaları ortamından ayıran eklenen titizlik nedeniyle, eclosion, ayrıca vermikülit, talaş için %75 vs % 57 ile daha düşük. Cottonwood talaşı vermikülit karşılaştırılabilir ama bazen zor temin etmek. Maya ve bir "açık" ya da de gazlı orta ve ammoniacal azot21,22korumak için bitkisel veya Selülozik malzeme olmak en önemli bileşenler görünür. İstikrarlı sinek larvaları saf gübre, yaşlı gübre ile bitkisel madde karışık tercih içinde bulunamadı. Akılda bu düşünceler ile burada özetlenen yetiştirme yordamlar istikrarlı sinekler yetiştirme için ucuz yordamlar geliştirmek için mevcut yerel malzemeler için adapte edilebilir.
Bu yöntem kullanılarak yetiştirilen sinekler boyutunda alan toplanan sinekler için karşılaştırılabilir. Kanat uzunluğu istikrarlı uçmak vücut ağırlığı23ile ilişkilidir. Çünkü vahşi sineklerin kanatları sık yıpranmış, Kanat uzunluğu bir göstergesi olarak medial discal hücre uzunluğu kullanın. Medial discal hücre 249 uçar bu yöntemle yetiştirilen ortalama uzunluğu 2,49 ±0.15 mm (Aralık 1,96-2,81) Bu yapışkan tuzaklar yazlar 2011 ve 2012 Ithaca yakınındaki sırasında toplanan 3,713 uçar ise, NE oldu 2.52 ±0.21 mm (Aralık 1,80-3,58) (unpubl. veri). Bu yöntemle yetiştirilen kozaları ağırlığını önceki yetiştirme protokolleri14,24 ve hayatta kalmak için bildirilen daha yüksektir, yetişkin için yumurta, içinde alan25gözlenen %5 daha yüksektir.
Yüz sinekler, boynuz sinekler ve evi sinekler gibi diğer muscoid sinekler yetiştirme için benzer yöntemler kullanılabilir. Yüz sinek ve boynuz sineği larva taze sığır gübresi orta gerektirir. House sinek orta 470 g buzağı besleme, 500 g buğday kepeği ve 1,600 mL su (~ 25 ° C) yapılır. İstikrarlı sinek gibi boynuz sineği yetişkin kanıyla beslenir. Yüz ev sinek ve sinek yetişkin beslenen süt tozu ve şeker kuru karışımı. Yüz ev sinek ve sinek yetişkin de su kaynağı gerekir. Kapak geçen bir diş fitil ile 100 mL plastik şişeler kullanın.

İstikrarlı sinekler, Stomoxys calcitrans (L.), kimin acı sokması hayvan otlatma davranışını bozabilir, acı ve acı hayvan yoldaşı ve eğlence etkinlikleri dünya çapında insan bozabilir hematophagous sinekler vardır. Olgunlaşmamış istikrarlı sinekler bitkisel madde, genellikle hayvan atıkları ile kirlenmiş fermantasyon geliştirmek. Değişen Agronomik uygulamalar ve bitkileri bitki artıkları, Avustralya1sebze, Brezilya2şeker kamışı ve ananas Kosta Rika3kararlı sinekli ciddi salgınları doğurmuştur. Her ne kadar hayvan başına sadece 14 istikrarlı sinekler ekonomik eşik4olarak kabul edilir, hayvan başına 2.000'den fazla sinekler gözlemleri son salgınlar5sırasında yapılmıştır. Böyle istila düzeyleri sıfıra yakın ev sahibi verimlilik azaltmak ve mortalite6neden olabilir. Agronomically ilişkili salgınlar, bir sonucu olarak istikrarlı sinekler ilgiyi alıyorsanız ve laboratuar koloniler için talep önemli ölçüde artmıştır.
Tüm holometamorphic böcekler gelince, istikrarlı sinekler olgunlaşmamış ve larva aşamasında büyüme için gerekli besin elde edilir. Bu nedenle, bir yetiştirme sisteminin önemli bir bileşeni larva diyet veya yüzey. Geniş yüzeylerde alan7 bir geliştirme istikrarlı sinek larvaları gözlenmiştir ve substrat8,9microbial topluluk bağlıdır. Doğal larva yüzeylerde öncelikle çürüyen veya bitkisel malzemeler genellikle azotlu atıklar ile kirlenmiş fermantasyon oluşur.
Laboratuvar yetiştirme için bitkisel bir malzeme ile eklenen azot kaynağı genellikle istikrarlı sineği larva yüzeylerde oluşmaktadır. Çok sayıda malzeme istikrarlı sineği larva diyetler için kullanılmıştır. İlk larva diyetler doğal yüzeylerde taklit ve yulaf saman ve at veya inek gübresi10,11fermantasyon dahil. Buğday kepeği12,13,14, yonca yemek12,13,14 karbonhidrat kaynakları içerir ve ticari bir formülasyon kimyasal özellikleri tarafından geliştirilen Üreticileri Derneği (CSMA, % 33 buğday kepeği, % 27'si yonca yemek, % 40 bira mayası Granül)13,14,15,16. Azot kaynakları Maya süspansiyon12, Balık unu ve Amonyum Bikarbonat17yer alıyor. Inert malzemeler kabarma kez yulaf gövde12, BAGAS13, vermikülit16, talaş13,18 ve pelleted fıstık gövde14dahil olmak üzere diyetinde yer almaktadır.
Laboratuvar yetiştirme bir birincil amacı laboratuvar deneyleri o alan nüfus yansıtan sonuçlar doğurur ki gibi fizyolojik türüne benzer bir şekilde"vahşi" mümkün olduğunca bir ürün üretmektir. Bu üreme ve seçim minimize edilebilir gerektirir genetik korumak için çeşitlilik ve besin kaynakları bu alandaki karşılaştırılabilir. Emek ve giderleri en aza indirmek için ikincil hedefleri bulunmaktadır. Giderleri en aza indirerek önemli parçasını yerel olarak kullanılabilir diyet bileşenleri kullanmaktır. Sunulan sistem yetiştirme istikrarlı anında bu hedeflerini karşılamak için geliştirilmiştir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

İstikrarlı sinekler, Stomoxys calcitrans, hayvan, insan, refakatçi hayvan ve yaban hayatı dünya çapında ciddi zararlıları vardır. Son 20 + yıl boyunca, birçok ülkede kararlı sinekler ciddi salgınları Agronomik uygulamalar değişimler sonuçlandı. Bu salgınlar insan istirahat bu pest için araştırma ve yönetimi çabaları artırmak için ortak talepleri sonuçlanan ve hayvan üretimi kesintiye. Laboratuar çalışmaları için kararlı sinekler yetiştirme için basit ve ucuz bir yordam sunulur. Yordam mevcut yerel diyet bileşenleri, malzeme ve ek malzemeler kullanır. Yordamı yüz sinek (sinek autumnalis), boynuz sineği (Haematobia irritans) ve ev sineği (sinek domestica) de dahil olmak üzere diğer muscoid sinekler yetiştirme için adapte edilebilir. Yordam 12.5 mg ve % ~ 35 yumurta yetişkin yaşam için Ortalama istikrarlı sinek kozaları üretir. Yaklaşık 3000 sinekler her tavada üretilmektedir.

Larva pupariate 10-14 gün ve yetişkin ortaya 14-16 gün sonra oviposition. Oluşturma süresi, yumurta yumurta, ~ 24 gün var. Mayıs 2013 Ocak 2017 için yetiştirme verilerle üç farklı ajanlar kabarma ve iki kolonileri Şekil 5' te sunulmaktadır. Cottonwood verdi en iyi verim, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> </img> ± standart sapma) 74 ±19% eclosion ile 12,5 ±1.6 mg ağırlığında pupa 2,872 ±1294 üreten yetişkin kurulan laboratuvar colony için uçar. Cinsiyet oranı biraz kadın 0.97:1 (erkek: kadın, 77,141 sinek 1184 tava kadın belirlenmiştir) karşı önyargılı. Yumurta yetişkin yaşam için yaklaşık % 36 olduğunu. Ne yazık ki, cottonwood talaşı daha sık çam talaşı kullanmamızı zorlayarak elde etmek zor olmuştur. Çam ile üretim alt olsa da, pan, başına ~ 1700 yetişkin biraz boyutudur daha büyük, 13 mg.
Pupa raf yöntemini kullanarak, raf larva yaklaşık % 85'i geçirme, kozaları temiz, ve çoğu Orta rafta toplanan flotasyon tarafından kolayca kaldırın. Bu yöntem ayrıca yetiştirme yöntemleri karşılaştırırken larva geliştirme hızı izlemek için kullanılabilir. Tava günlük sünger nemli kalmasını sağlamak için takip gerekir dezavantajıdır.
Orta bileşenleri için geçerli maliyet $1.17/tava ya da 0,39/1000 dolar istikrarlı sinekler (Tablo 1) üründür.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Bileşen</td>
			<td>Miktar</td>
			<td>Maliyet/Pan</td>
		</tr>
<tr>
<td>Buğday kepeği</td>
			<td>500 g</td>
			<td>$0.35</td>
		</tr>
<tr>
<td>Ahşap talaşı</td>
			<td>200 gr</td>
			<td>0,06 $</td>
		</tr>
<tr>
<td>Fishmeal</td>
			<td>115 g</td>
			<td>0,27 $</td>
		</tr>
<tr>
<td>Su (≈25 ° C)</td>
			<td>1600 mL</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Amonyum Bikarbonat</td>
			<td>50 gr</td>
			<td>$0.48</td>
		</tr>
</tbody></table>Tablo 1: istikrarlı sinek larva diyet. Amonyum Bikarbonat hariç kuru malzemeyi birleştirin ve iyice karıştırın. Amonyum Bikarbonat su ekleyip eriyene kadar karıştırın. Amonyum Bikarbonat eriyik-e doğru kuru malzemeler ve unwetted hiçbir malzeme sağlamak için karışımı ekleyin. Bir pan için miktar.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig1.jpg"> Şekil 1: istikrarlı sinek yumurta toplamak için kullanılan malzemelerin. Kupası debaşarılı, yıkama şişesi ve yumurta almak için küçük pan sıkmak. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig2.jpg"> Şekil 2: Pan hazırlanan ortamda uygulanmasıyla yumurta <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig3.jpg"> Şekil 3: cihaz kullanılan kozaları kurutma için. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig4.jpg"> Şekil 4: pupa raf ile larva yetiştirme pan. Kozaları üstüne ve bez çevresinde birikimi unutmayın. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig5.jpg"> Şekil 5: veri yetiştirme özetini. İstikrarlı sinek Mayıs 2013 Ocak üç kabarma ajanları, cottonwood talaşı, çam talaşı ve vermikülit ve iki kolonileri kullanarak 2017 için yetiştirme kozaları pan(a), kozaları ağırlık (B) ve pan (C) başına yetişkin sayısı başına sayısı demek . Laboratuvar koloni sürekli bizim laboratuvar olarak yaklaşık 10 yıldır yetiştirilen. PL koloni vahşi sinekler bir süt Lancaster Co, NE, 2014 yılında ABD, toplanan den kurulmuştur. Hata çubukları standart sapmalar gösterir. N veri dayandırıldığı tava sayısını temsil eder. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

İstikrarlı sinekler (Stomoxys calcitrans) yetiştirme için bir yordam sunulur. Yordam diyet bileşenleri, malzeme ve ek malzemeler için mevcut yerel malzemeler kullanır.

Laboratuvar istikrarlı sinek ve diğer Muscoid Diptera yetiştirme

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Görüntüleme.  ARS-USDA. İstikrarlı sinekler (Stomoxys calcitrans) yetiştirme için bir yordam sunulur. Yordam diyet bileşenleri, malzeme ve ek malzemeler için mevcut yerel malzemeler kullanır.

Video: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Microbial Communities in Nature and Laboratory - Interview

Doğa ve Laboratuvar Mikrobiyal Toplulukları - Röportaj

Biyoloji

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Sivrisinek Yetiştirme Protokolü (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

Hasat ve hazırlanması Drosophila</emElektrofizyolojik Kayıt ve Diğer İşlemler> Embriyolar

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

DNA Stable-Isotope Probing (DNA-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and nutrients into cellular biomass. As such, this cultivation-independent technique has been an important methodology for assigning metabolic function to the diverse communities inhabiting a wide range of terrestrial and aquatic environments. Following the incubation of an environmental sample with stable-isotope labelled compounds, extracted nucleic acid is subjected to density gradient ultracentrifugation and subsequent gradient fractionation to separate nucleic acids of differing densities. Purification of DNA from cesium chloride retrieves labelled and unlabelled DNA for subsequent molecular characterization (e.g. fingerprinting, microarrays, clone libraries, metagenomics). This JoVE video protocol provides visual step-by-step explanations of the protocol for density gradient ultracentrifugation, gradient fractionation and recovery of labelled DNA. The protocol also includes sample SIP data and highlights important tips and cautions that must be considered to ensure a successful DNA-SIP analysis.

DNA Stable-Isotope Probing DNA-SIP

DNA stable-isotope probing is a cultivation-independent method to identify and characterize active communities of microorganisms that are capable of utilizing specific substrates. Assimilation of substrate enriched in heavy isotope leads to incorporation of labelled atoms into microbial biomass. Density gradient ultracentrifugation retrieves labelled DNA for downstream molecular analyses.

DNA Kararlı-İzotop (DNA-SIP) Probing

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

Yetiştirilmesi için Optimum Protokol Fopius arisanus Tephritid Meyve bir parazitoit Sinekler

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies on the ability of a scientist to sterilize work surfaces and equipment as well as prevent contact of sterile instruments and solutions with non-sterile surfaces. Here we present the steps for several plating methods routinely used in the laboratory to isolate, propagate, or enumerate microorganisms such as bacteria and phage. All five methods incorporate aseptic technique, or procedures that maintain the sterility of experimental materials. Procedures described include (1) streak-plating bacterial cultures to isolate single colonies, (2) pour-plating and (3) spread-plating to enumerate viable bacterial colonies, (4) soft agar overlays to isolate phage and enumerate plaques, and (5) replica-plating to transfer cells from one plate to another in an identical spatial pattern. These procedures can be performed at the laboratory bench, provided they involve non-pathogenic strains of microorganisms (Biosafety Level 1, BSL-1). If working with BSL-2 organisms, then these manipulations must take place in a biosafety cabinet. Consult the most current edition of the Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) as well as Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances to determine the biohazard classification as well as the safety precautions and containment facilities required for the microorganism in question. Bacterial strains and phage stocks can be obtained from research investigators, companies, and collections maintained by particular organizations such as the American Type Culture Collection (ATCC). It is recommended that non-pathogenic strains be used when learning the various plating methods. By following the procedures described in this protocol, students should be able to: 
 
&#9679; Perform plating procedures without contaminating media. 
&#9679; Isolate single bacterial colonies by the streak-plating method. 
&#9679; Use pour-plating and spread-plating methods to determine the concentration of bacteria. 
&#9679; Perform soft agar overlays when working with phage. 
&#9679; Transfer bacterial cells from one plate to another using the replica-plating procedure. 
&#9679; Given an experimental task, select the appropriate plating method.

When working with media and reagents used to culture microorganisms, aseptic technique must be practiced to ensure contamination is minimized. A variety of plating methods are routinely used to isolate, propagate, or enumerate bacteria and phage, all of which incorporate procedures that maintain the sterility of experimental materials.

Aseptik Laboratuvar Teknikleri: Kaplama Yöntemleri

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Meyve sinekleri Işlemek için basit ev yapımı Araçlar-Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>Farelerden Endolenfatik Kesenin Diseksiyonu

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

Farelerden Endolenfatik Kesenin Diseksiyonu

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules derived from the parental cells. EVs function as intra- and inter-species communication vectors while also contributing to the interaction between bacteria and host organisms in the context of infection and colonization. Given the multitude of functions attributed to EVs in health and disease, there is a growing interest in isolating EVs for in vitro and in vivo studies. It was hypothesized that the separation of EVs based on physical properties, namely size, would facilitate the isolation of vesicles from diverse bacterial cultures. 
The isolation workflow consists of centrifugation, filtration, ultrafiltration, and size-exclusion chromatography (SEC) for the isolation of EVs from bacterial cultures. A pump-driven tangential flow filtration (TFF) step was incorporated to enhance scalability, enabling the isolation of material from liters of starting cell culture. Escherichia coli was used as a model system expressing EV-associated nanoluciferase and non-EV-associated mCherry as reporter proteins. The nanoluciferase was targeted to the EVs by fusing its N-terminus with cytolysin A. Early chromatography fractions containing 20-100 nm EVs with associated cytolysin A - nanoLuc were distinct from the later fractions containing the free proteins. The presence of EV-associated nanoluciferase was confirmed by immunogold labeling and transmission electron microscopy. This EV isolation workflow is applicable to other human gut-associated gram-negative and gram-positive bacterial species. In conclusion, combining centrifugation, filtration, ultrafiltration/TFF, and SEC enables scalable isolation of EVs from diverse bacterial species. Employing a standardized isolation workflow will facilitate comparative studies of microbial EVs across species.

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Bacteria secrete nanometer-sized extracellular vesicles (EVs) carrying bioactive biological molecules. EV research focuses on understanding their biogenesis, role in microbe-microbe and host-microbe interactions and disease, as well as their potential therapeutic applications. A workflow for scalable isolation of EVs from various bacteria is presented to facilitate standardization of EV research.

Ölçeklenebilir İzolasyon ve Escherichia coli ve Diğer Bakterilerden Hücre Dışı Veziküllerin Saflaştırılması

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules ...

Laboratuvar istikrarlı sinek ve diğer Muscoid Diptera yetiştirme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Doğa ve Laboratuvar Mikrobiyal Toplulukları - Röportaj

Sivrisinek Yetiştirme Protokolü (A. gambiae)

Hasat ve hazırlanması Drosophila Embriyolar

DNA Kararlı-İzotop (DNA-SIP) Probing

Yetiştirilmesi için Optimum Protokol Fopius arisanus Tephritid Meyve bir parazitoit Sinekler

Aseptik Laboratuvar Teknikleri: Kaplama Yöntemleri

Meyve sinekleri Işlemek için basit ev yapımı Araçlar-Drosophila melanogaster

Farelerden Endolenfatik Kesenin Diseksiyonu

Farelerden Endolenfatik Kesenin Diseksiyonu

Ölçeklenebilir İzolasyon ve Escherichia coli ve Diğer Bakterilerden Hücre Dışı Veziküllerin Saflaştırılması