우리는 우리의 곤충 양육 절차를 개선 하기 위한 제안으로 기술 지원에 대 한 년 동안 우리와 함께 일 한 수많은 학생과 안토니 Weinhold 감사 하 고 싶습니다.

1. 달걀 컬렉션 (그림 1)
<ol><li>부추 기지 컵 준비, ~ 500 mL 비 커 (~ 40 ° C) 따뜻한 물으로 채워진 헝겊의 한쪽 끝을 놓으십시오. 컵의 양쪽을 중복 하 고 고무 밴드와 함께 해결. 컵 위에 다시 옷감의 느슨한 끝을 접어.</li>
	<li>안정적인 ~ 2 h. 벗 여성에 대 한 8-10 일 오래 된 파리의 장에 컵을 부추 기지 파리 장소는 옷감에 oviposit 것입니다.</li>
	<li>짜기 세척 병으로 작은 팬으로 egging 옷감의 장과 린스 계란에서 부추 기지 컵을 제거 합니다.</li>
</ol>2. 애벌레 양육 팬 준비
<ol><li>
매체 (수량 1 양육 팬에 대 한) 준비
	<ol>
<li>밀 밀기 울 (500 g), 나무 부스러기 (200 g) 및 10 L 플라스틱 접시 냄비에 생선 식사 (115 g)를 결합 하 고 잘 혼합.</li>
		<li>물 (25 ° C, 1600ml) 염화 중 탄산염 (50 g)를 추가 하 고 해산 때까지 섞는다.</li>
		<li>건조 재료와 아무 unwetted 소재 되도록 혼합 물 솔루션을 추가 합니다. 냄비에 매체 수준 하지만 압축 하지 마십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
안정적인 비행 계란 추가
	<ol>
<li>팬의 길이 중간에 얕은 밭 고 랑을 확인 합니다.</li>
		<li>계란 피 펫 (그림 2)와 함께 밭 고 랑에서의 안정적인 비행 계란 (계란 ~ 8000) 1 mL를 입금. 참고: 플라스틱 졸업된 피펫으로 100 삽입 원하는 지점에서 절단 하 여 만든 계란 피 펫 메쉬 스크린 및 다시 함께 접착제로 붙이는 피 펫.</li>
		<li>계란을 건조를 방지 하기 위해 매체의 얇은 층으로 커버.</li>
		<li>베개 케이스 팬 커버, 고무 밴드와 라벨에 있습니다. 팬 애벌레 방에 배치 (23 ± 2 ° C, 30-50 %RH 및 12:12 [L:D] h photoperiod). 참고: 애벌레 개발 산란의 시간에서 10-14 일 걸립니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 번데기 처리, 애벌레는 매체의 가장자리에 이동 7-9 일 후에 산란 Pupariate 13 또는 14 일
<ol><li>주로 밖으로 매체의 표면에 형성 하 고 깨끗 한 냄비에 배치 하는 빵 껍질 아래 팬의 가장자리 주위에, puparia 특 종.</li>
	<li>팬, puparia, ½에 ¾ 물을 가득 채우십시오. Puparia와 매체의 대단히 짧은 시간을 휴식. 매체의 밀 밀기 울 및 단백질 구성 요소 puparia 동안 싱크 > 1 일 오래 된 float19.</li>
	<li>부동, puparia 소재와 소 쿠리와 일련의 체 (#5, #7, #12, #20) 나머지 매체를 제거 하는 세척 일부 중간 구성 요소를 제거 합니다. #12 체는 puparia 수집 그리고 #20 구로 들어가기에서 고체 폐기물을 유지 합니다. 싱크 스프레이와 체 사이 puparia 워시.</li>
	<li>깨끗 한 냄비에, puparia #12 체에 린스. 물 ½ 전체 팬을 입력 합니다. 부동 puparia는 소 쿠리에 부 어 하 고 초과 물이 배수 수 있도록.</li>
	<li>전송 팬과 건조 화면 puparia 고갈이 고 드라이 (그림 3)까지 둡니다.</li>
</ol>4. 번데기 선반, Puparia 수집에 대 한 대체 방법 번데기 선반18 이다
참고: 선반에서에서 이루어집니다 플라스틱 컷의 조각 10 L 요리 팬 (길이 31.9 m x 세로 10.2 c m x 높이 10.2 c m)의 끝에서.
<ol><li>2.1에 설명 된 대로 매체를 준비 합니다. ~7.5 cm ~2.5 cm 깊이 한쪽에서 팬에 테이퍼 매체는 다른 깊이에.</li>
	<li>
양육 팬 및 선반 (그림 4)와 함께 크롤 링에서 애벌레를 방지 하기 위해 테이프의 얕은 끝에 중간에 선반을 배치.
	<ol>
<li>스폰지 (~14.5 x 9.0 x 4.5 c m3, 재생된 셀 룰 로스) 포화 (30.5 x 42 cm2, 면) 물 젖은 헝겊과 매체에서 한 반 인치 약 선반에 장소에 포장.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
2.2에 설명 된 대로 계란을 추가 하 고 진행 하기 전에.
	<ol>
<li>스폰지 유지 촉촉한 팬 매일 확인 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>선반, 스폰지 깨끗 한 접시에 천에서 린스 puparia 이동 및 산란 후 14 일 소 쿠리에 부 어.</li>
</ol>5입니다. 품질 관리
<ol><li>팬 (전체 무게)에서 생산 puparia의 모든 무게.</li>
	<li>100 puparia 격리, 무게 그리고 9 cm 배양 접시에에서 배치.</li>
	<li>수와 섹스 성인 ~ 5-8 일 후 출현 속도 섹스 비율을 결정. 필요한 경우 나중에 계산을 위해 냉동 실에 등장 성인 접시를 저장 합니다. 파리는 그들의 눈의 모양과 fronto 궤도 격판덮개20 또는 낮은 배율에서 생식 기의 너비에 의해 sexed.</li>
	<li>레코드 총 무게, 무게 100 puparia, 고 수가 등장된 성인 남성 및 여성.</li>
</ol>6. 혈액 준비
<ol><li>19 L 양동이 물 500 mL에 시트르산 나트륨 tribasic이 수화물의 70 g를 포함 하는 로컬 도살 장에서 신선한 소 혈액을 수집 합니다. 저 어 적극적으로 5-10 분 위한 혈액 및 실험실에 반환.</li>
	<li>제거 하는 소 쿠리를 통해 긴장 혈액 응고 하 고 수집 및 냉동 (-20 ° C)에서 저장소의 날짜와 레이블 2 L 용기에, 분할.</li>
	<li>냉동 고와 냉장고에 있는 장소에서 제거 컨테이너 2 일 전에 필요합니다. 피는 한번 해 동 하 고 최대 1 년 동안 냉동 실에 저장 ~ 2 주 동안 사용할 수 있습니다.</li>
</ol>7. 성인 유지 보수
<ol><li>감 금 소, 선 케이지 바닥 청소를 촉진 하기 위해 정육점 종이 준비.</li>
	<li>각 장에 50 g의 건조 안정적인 비행 pupae (~ 3500)를 배치 합니다. 성인 eclose 번데기 처리 후 며칠 몇 시간</li>
	<li>장소는 신선한 혈액 먹이 대 한 각 케이지 위에 여성 냅킨을 젖 었. 성인 일수로의 24 시간 안에 먹이 시작 하 고 산란 (출현 후 9-10 일) 전날까지 매일 반복 합니다.</li>
	<li>산란 (제 1), 후 케이지 4-8 h에 대 한 냉동 실에 놓고 종이 제거, frass 측면과 바닥 뜨거운 물에서 헹 구 고 세탁 세제와 염소 표 백제와 함께 모든 서피스를 제거 하 여 청소 합니다. 케이지 뜨거운 물으로 헹 구 고 건조 허용.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

저자는 공개 없다.

안정적인 파리 있습니다 실제로 기판의 광범위 한 다양 한 개발 하 고 실험실에서 미디어의 많은 종류에 reared 수 있습니다. 나무 부스러기와 vermiculite bulking 요원으로 사용 했습니다. 질 석 작용, 하지만 어려운 매체 양육에서 분리 puparia 만들었고 비싼 (~$0.60/pan)를 했다. 아마이, puparia는 매체에서 분리의 추가 경직으로 인해 일수로 vermiculite, 나무 부스러기에 대 한 75% 57% 낮은 했다. 미루나무 부스러기 유사한 질 석, 어렵지만 때때로 조달 했다. 가장 중요 한 구성 요소는 식물 또는 cellulosic 자료를 발효 하 고 "열기" 또는 잘 화난 매체 및 암모니아 질소21,22를 유지 나타납니다. 안정 된 비행 거리 애벌레 순수한 배설물, 선호 하는 식물성 물질과 혼합 세 배설물에서에서 찾을 수 없습니다. 마음에 이러한 생각으로 여기에 설명 된 양육 절차 양육 안정적인 파리 저렴 한 절차를 개발 하 로컬로 사용할 수 있는 재료에 적용할 수 있습니다.
이러한 메서드를 사용 하 여 reared 파리 필드 수집 파리에 크기에 비교할 수 있습니다. 날개 길이 안정적인 비행 몸 무게23와 상관 된다. 때문에 야생 파리의 날개는 마모 자주, 우리는 날개 길이의 지표로 서 discal 중간 셀의 길이 사용 합니다. 이 방법으로 reared 249 파리의 discal 중간 셀의 평균 길이 2.49 ± 0.15 m m (범위 1.96-2.81) 2011과 이타카 근처 2012 년의 여름 동안 끈 적 트랩에 수집 3,713 파리의 동안, NE 2.52 ±0.21 m m (범위 1.80-3.58) (unpubl. 데이터). 이 방법으로 reared puparia의 무게 이전 양육 프로토콜14,24 와 생존에 대 한 보고는 보다 높은, 성인 달걀, 필드25에서 5% 보다 높은.
다른 muscoid 파리 면 파리, 경적 파리, 그리고 집 파리를 포함 하 여 양육 비슷한 메서드를 사용할 수 있습니다. 얼굴 비행 및 경적 비행 애벌레 신선한 소 똥 매체가 필요합니다. 하우스 비행 매체 470 g 송아지 피드, 500 g 밀 밀기 울, 물 1600 mL (25 ° C)의 이루어집니다. 안정적인 파리 처럼 경적 비행 성인 혈액 피드. 비행 및 집 파리 얼굴 성인 우유 가루와 설탕의 건조 혼합물을 먹이 수 있습니다. 비행 및 집 파리 얼굴 성인 또한 물의 원천이 필요. 100ml 플라스틱 병 뚜껑 통과 치과 심지와 함께 사용 합니다.

안정적인 파리, Stomoxys calcitrans (나), hematophagous 파리 그 고통 스러운 물린 가축 방목 동작을 방해, 통증을 유발 하 고 고통 동반자 동물 전세계 인간의 여가 활동을 중단 있습니다. 미 숙 안정 파리 발효 식물 문제, 동물 폐기물 오염 자주 개발. 변화 농경 관행 및 작물 생산 작물 잔류물, 호주1야채, 브라질2, 사탕수수와 파인애플 코스타리카3안정적인 파리의 심각한 발발. 동물 당 단지 14 안정 파리 경제 임계값4간주 됩니다, 비록 동물 당 2000 파리의 최근 발발5동안 했다. 이러한 감염 수준 가까운 0에 호스트 생산성을 감소 하 고 사망률6발생할 수 있습니다. Agronomically 관련된 발발 결과로 안정적인 파리 새롭게 관심을 받고 있다 고 실험실 식민지에 대 한 수요가 크게 증가 했다.
모든 holometamorphic 곤충에 관해서는 안정 파리 미 숙 또는 애벌레 단계에서 성장에 필요한 영양소의 모든 얻을. 따라서, 양육 시스템의 중요 한 요소는 애벌레 다이어트 또는 기판입니다. 안정적인 비행 거리 애벌레 관찰 되었습니다 필드7 에서 기판의 광범위 한 범위에서 개발 그리고 그들은 기판8,9의 미생물 지역 사회에 따라 결정 됩니다. 자연 애벌레 기판 분해 또는 자주 질소 폐기물 오염 식물 재료를 발효 주로 구성 됩니다.
실험실 양육에 대 한 안정적인 비행 거리 애벌레 기판 식물 재료와 소스를 추가 질소의 일반적으로 구성 됩니다. 수많은 자료 안정적인 비행 거리 애벌레 다이어트에 대 한 사용 되었습니다. 첫 번째 애벌레 다이어트 자연 기판 유사 하 고 귀리 밀 짚, 말 또는 암소 비료10,11발효 포함. 탄수화물 소스 밀 밀기 울12,,1314, 알 팔 파 식사12,,1314 등 상업 정립 화학 전문 개발 제조 업체 협회 (CSMA, 33% 밀 밀기 울, 27% 알 팔 파 식사, 맥주 효 모 40%과 립)13,14,,1516. 질소 소스 포함 효 모 현 탁 액12, 물고기 식사 및 염화 중 탄산염17. 불활성 bulking 자료 귀리 선체12, 사탕수수13, 질 석16, 나무 칩13,18 수송과 땅콩 선체14등이 다이어트에 자주 포함 됩니다.
실험실 양육의 기본 목표는 실험실 실험의 필드 인구를 반영 하는 결과 생산할 예정 이다 가능한 "강포한 유형"으로 순수와 유사한 제품을 생산 하는 것입니다. 이에 번 식 및 선택 최소화 될 필요 유지 유전자 다양성 및 영양 자원 필드에 비교 해야. 보조 목표는 노동과 비용을 최소화 하기 위해. 비용 최소화의 주요 구성 요소는 다이어트 로컬로 사용할 수 있는 구성 요소를 사용 하 여. 안정적인 비행 양육 시스템 제시는 이러한 목표를 충족 하기 위해 개발 되었다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

안정적인 파리, Stomoxys calcitrans, 가축, 인간, 동행자 동물 및 야생 동물 전세계의 심각한 해충 있습니다. 지난 20 + 년 동안, 농경 관행에 변화는 여러 국가에서 안정적인 파리의 심각한 발발에 결과. 이러한 발생 가축 생산 및 인간의 레크리에이션이이 해충에 대 한 연구 및 관리 노력을 증가 대 한 공개 요구의 결과로 중단. 실험실 연구에 대 한 안정적인 파리를 양육에 대 한 간단 하 고 저렴 한 절차 제공 됩니다. 절차는 로컬로 사용할 수 다이어트 부품, 장비 및 공급을 사용합니다. 절차는 얼굴 파리 (파리 자리 autumnalis), 경적 비행 거리 (Haematobia irritans), 그리고 집에서 파리 (파리 자리 부채)를 포함 하 여 다른 muscoid 파리를 양육에 대 한 적응 될 수 있다. 절차는 안정적인 비행 puparia 평균 12.5 mg와 ~ 35% 계란 성인 생존을 생성 합니다. 약 3000 파리 각 팬에서 생산 됩니다.

애벌레 pupariate 10-14 일 성인 등장 산란 후 14-16 일. 생성 시간, 달걀 계란, ~ 24 일 이다. 3 다른 bulking 요원와 두 식민지 5 월 2013 1 월 2017에 대 한 양육 데이터는 그림 5에 표시 됩니다. 미루나무 준 최고의 수익률, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> </img> ± 표준 편차) 무게 74 ±19% 일수로와 12.5 ±1.6 mg pupae 성인 설립된 실험실 식민지에 대 한 파리 2,872 ±1294 생산. 섹스 률은 약간 여성 0.97:1 (남성: 여성, 77,141 파리 1,184 팬에서 sexed) 쪽으로 편견. 성인 생존에 계란은 약 36%입니다. 불행히도, 미루나무 부스러기 소나무 부스러기를 자주 사용 하 게 강제를 더 어렵게 되고있다. 소나무와 생산은 낮은, 팬, 당 ~ 1700 성인 크기는 약간 큰, 13 mg.
번데기 선반 메서드를 사용 하 여 애벌레의 약 85%는 선반에 마이그레이션, puparia는 클리너, 있으며 선반에 수집 매체의 대부분은 쉽게 부양에 의해 제거. 이 메서드는 또한 양육 방법을 비교할 때 애벌레의 개발의 속도 모니터링 하는 데 사용할 수 있습니다. 단점은 팬 스폰지 유지 촉촉한을 보장 하기 위해서 매일 모니터링 해야 합니다 그입니다.
중간 구성 요소에 대 한 현재 비용은 $1.17/팬 또는 $0.39/1000 안정적인 파리 생산 (표 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>구성 요소</td>
			<td>수량</td>
			<td>비용/팬</td>
		</tr>
<tr>
<td>밀 밀기 울</td>
			<td>500 g</td>
			<td>$ 0.35</td>
		</tr>
<tr>
<td>나무 부스러기</td>
			<td>200 g</td>
			<td>$ 0.06</td>
		</tr>
<tr>
<td>어 분</td>
			<td>115 g</td>
			<td>$ 0.27</td>
		</tr>
<tr>
<td>물 (≈25 ° C)</td>
			<td>1600ml</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>염화 중 탄산염</td>
			<td>50 g</td>
			<td>$ 0.48</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 안정 비행 애벌레 다이어트. 결합 마른 재료 염화 중 탄산염을 제외 하 고 철저 하 게 혼합. 물에 염화 중 탄산염을 추가 하 고 해산 때까지 섞는다. 염화 중 탄산염 해결책 건조 재료와 아무 unwetted 소재 되도록 혼합을 추가 합니다. 1 팬에 대 한 수량입니다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig1.jpg"> 그림 1: 안정적인 비행 계란을 수집 하기 위해 사용 되는 재료. 컵을 부추 기지, 세척 병 및 계란을 받기 위한 작은 팬을 짠 다. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig2.jpg"> 그림 2: 계란 팬.에 준비 된 중간에 적용 되 고 <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig3.jpg"> 그림 3: puparia 건조를 위해 사용 하는 기구. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig4.jpg"> 그림 4: 번데기 선반 애벌레 양육 팬. Puparia의 위에 안팎 옷감의 축적 note <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig5.jpg"> 그림 5: 양육 데이터의 요약. 안정적인 비행 1 월 2017 세 bulking 요원, 미루나무 부스러기, 소나무 부스러기 및 vermiculite와 두 식민지를 사용 하 여 2013 년 5 월부터에서 양육에 대 한 팬 (A), puparia 무게 (B), 및 팬 (C) 당 성인 당 puparia의 수를 의미 . 실험실 식민지는 약 10 년 동안 우리 연구실에서 지속적으로 reared 되었습니다. PL 식민지는 랭 커스터 주, 네브라스카, 2014 년가 미국에에서 유제품에서 수집 된 야생 파리에서 설립 되었다. 오차 막대는 표준 편차를 나타냅니다. N은 데이터 기초는 팬의 수를 나타냅니다. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

안정적인 파리 (Stomoxys calcitrans) 양육 절차 제공 됩니다. 절차는 다이어트 구성 요소, 장비 및 공급에 대 한 로컬 사용 가능한 재료를 사용합니다.

실험실 안정적인 파리와 다른 Muscoid Diptera의 양육

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K 조회수.  ARS-USDA. 안정적인 파리 (Stomoxys calcitrans) 양육 절차 제공 됩니다. 절차는 다이어트 구성 요소, 장비 및 공급에 대 한 로컬 사용 가능한 재료를 사용합니다.

비디오: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Microbial Communities in Nature and Laboratory - Interview

자연과 실험실에서 미생물 커뮤니티 - 인터뷰

연구

생물학

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

모스키토 리어링 (A. gambiae)에 대한 프로토콜

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

수확 및 준비 Drosophila</emElectrophysiological 녹화 및 기타 수속을위한> 태아

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

DNA Stable-Isotope Probing (DNA-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and nutrients into cellular biomass. As such, this cultivation-independent technique has been an important methodology for assigning metabolic function to the diverse communities inhabiting a wide range of terrestrial and aquatic environments. Following the incubation of an environmental sample with stable-isotope labelled compounds, extracted nucleic acid is subjected to density gradient ultracentrifugation and subsequent gradient fractionation to separate nucleic acids of differing densities. Purification of DNA from cesium chloride retrieves labelled and unlabelled DNA for subsequent molecular characterization (e.g. fingerprinting, microarrays, clone libraries, metagenomics). This JoVE video protocol provides visual step-by-step explanations of the protocol for density gradient ultracentrifugation, gradient fractionation and recovery of labelled DNA. The protocol also includes sample SIP data and highlights important tips and cautions that must be considered to ensure a successful DNA-SIP analysis.

DNA Stable-Isotope Probing DNA-SIP

DNA stable-isotope probing is a cultivation-independent method to identify and characterize active communities of microorganisms that are capable of utilizing specific substrates. Assimilation of substrate enriched in heavy isotope leads to incorporation of labelled atoms into microbial biomass. Density gradient ultracentrifugation retrieves labelled DNA for downstream molecular analyses.

DNA 안정 - 동위 원소 (DNA - SIP) 탐색

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

리어링을위한 최적화된 프로토콜 Fopius arisanus Tephritid 과일 Parasitoid 난다

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies on the ability of a scientist to sterilize work surfaces and equipment as well as prevent contact of sterile instruments and solutions with non-sterile surfaces. Here we present the steps for several plating methods routinely used in the laboratory to isolate, propagate, or enumerate microorganisms such as bacteria and phage. All five methods incorporate aseptic technique, or procedures that maintain the sterility of experimental materials. Procedures described include (1) streak-plating bacterial cultures to isolate single colonies, (2) pour-plating and (3) spread-plating to enumerate viable bacterial colonies, (4) soft agar overlays to isolate phage and enumerate plaques, and (5) replica-plating to transfer cells from one plate to another in an identical spatial pattern. These procedures can be performed at the laboratory bench, provided they involve non-pathogenic strains of microorganisms (Biosafety Level 1, BSL-1). If working with BSL-2 organisms, then these manipulations must take place in a biosafety cabinet. Consult the most current edition of the Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) as well as Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances to determine the biohazard classification as well as the safety precautions and containment facilities required for the microorganism in question. Bacterial strains and phage stocks can be obtained from research investigators, companies, and collections maintained by particular organizations such as the American Type Culture Collection (ATCC). It is recommended that non-pathogenic strains be used when learning the various plating methods. By following the procedures described in this protocol, students should be able to: 
 
&#9679; Perform plating procedures without contaminating media. 
&#9679; Isolate single bacterial colonies by the streak-plating method. 
&#9679; Use pour-plating and spread-plating methods to determine the concentration of bacteria. 
&#9679; Perform soft agar overlays when working with phage. 
&#9679; Transfer bacterial cells from one plate to another using the replica-plating procedure. 
&#9679; Given an experimental task, select the appropriate plating method.

When working with media and reagents used to culture microorganisms, aseptic technique must be practiced to ensure contamination is minimized. A variety of plating methods are routinely used to isolate, propagate, or enumerate bacteria and phage, all of which incorporate procedures that maintain the sterility of experimental materials.

무균 실험실 기술 : 도금 방법

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

과일 파리를 처리하는 간단한 수제 도구 -초파리 멜라노가스터

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>생쥐의 내림프낭 해부

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

생쥐의 내림프낭 해부

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules derived from the parental cells. EVs function as intra- and inter-species communication vectors while also contributing to the interaction between bacteria and host organisms in the context of infection and colonization. Given the multitude of functions attributed to EVs in health and disease, there is a growing interest in isolating EVs for in vitro and in vivo studies. It was hypothesized that the separation of EVs based on physical properties, namely size, would facilitate the isolation of vesicles from diverse bacterial cultures. 
The isolation workflow consists of centrifugation, filtration, ultrafiltration, and size-exclusion chromatography (SEC) for the isolation of EVs from bacterial cultures. A pump-driven tangential flow filtration (TFF) step was incorporated to enhance scalability, enabling the isolation of material from liters of starting cell culture. Escherichia coli was used as a model system expressing EV-associated nanoluciferase and non-EV-associated mCherry as reporter proteins. The nanoluciferase was targeted to the EVs by fusing its N-terminus with cytolysin A. Early chromatography fractions containing 20-100 nm EVs with associated cytolysin A - nanoLuc were distinct from the later fractions containing the free proteins. The presence of EV-associated nanoluciferase was confirmed by immunogold labeling and transmission electron microscopy. This EV isolation workflow is applicable to other human gut-associated gram-negative and gram-positive bacterial species. In conclusion, combining centrifugation, filtration, ultrafiltration/TFF, and SEC enables scalable isolation of EVs from diverse bacterial species. Employing a standardized isolation workflow will facilitate comparative studies of microbial EVs across species.

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Bacteria secrete nanometer-sized extracellular vesicles (EVs) carrying bioactive biological molecules. EV research focuses on understanding their biogenesis, role in microbe-microbe and host-microbe interactions and disease, as well as their potential therapeutic applications. A workflow for scalable isolation of EVs from various bacteria is presented to facilitate standardization of EV research.

대장균 및 다른 박테리아로부터의 세포외 소포의 확장 가능한 분리 및 정제

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules ...

실험실 안정적인 파리와 다른 Muscoid Diptera의 양육

요약

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이 비디오의 챕터

자연과 실험실에서 미생물 커뮤니티 - 인터뷰

모스키토 리어링 (A. gambiae)에 대한 프로토콜

수확 및 준비 Drosophila 태아

DNA 안정 - 동위 원소 (DNA - SIP) 탐색

리어링을위한 최적화된 프로토콜 Fopius arisanus Tephritid 과일 Parasitoid 난다

무균 실험실 기술 : 도금 방법

과일 파리를 처리하는 간단한 수제 도구 -초파리 멜라노가스터

생쥐의 내림프낭 해부

생쥐의 내림프낭 해부

대장균 및 다른 박테리아로부터의 세포외 소포의 확장 가능한 분리 및 정제