Nous tenons à remercier Anthony Weinhold et les nombreux étudiants qui ont travaillé avec nous pendant des années pour le support technique ainsi que des suggestions pour améliorer notre insecte procédures d’élevage.

1. oeuf Collection (Figure 1)
<ol><li>Préparer une tasse mentionnÃ, placez un bout de tissu en ~ 500 mL bécher rempli d’eau tiède (environ 40 ° C). Chevaucher les côtés de la coupe et fixez avec un élastique. Plier l’extrémité libre de la toile de retour sur le dessus de la coupe.</li>
	<li>Place coupe mentionnÃ en cage de mouches de 8 à 10 jours de vieux pour la femelle gravide ~ 2 h stable vole sera pondent leurs oeufs sur la toile.</li>
	<li>Retirer mentionnÃ tasse de cage et rinçage oeufs hors de la toile mentionnÃ dans une petite casserole avec pissette de lavage.</li>
</ol>2. préparer la moule d’élevage larvaire
<ol><li>
Préparer le support (quantités pour 1 pan d’élevage)
	<ol>
<li>Combiner le son de blé (500 g), de copeaux de bois (200 g) et de farine de poisson (115 g) dans la casserole en plastique plat 10 L et bien mélanger.</li>
		<li>Ajouter le bicarbonate d’ammonium (50 g) à l’eau (~ 25 ° C, 1 600 mL) et mélanger jusqu'à dissolution.</li>
		<li>Ajouter la solution de l’eau aux ingrédients secs et remuer pour n’assurer aucune matière unwetted. Niveau moyen à pan, mais ne pas compresser.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Ajouter les oeufs de mouche stables
	<ol>
<li>Faire un sillon peu profond au milieu de la longueur de la casserole.</li>
		<li>Déposer 1 mL d’oeufs de mouche stables (~ 8 000 oeufs) dans le sillon avec la pipette de l’oeuf (Figure 2). NOTE : Pipette oeuf fait en coupant une pipette graduée en plastique au point désiré, insérant 100 mesh écran et pipette collant ensemble.</li>
		<li>Couvrir les oeufs d’une mince couche de médium pour empêcher la dessiccation.</li>
		<li>Couvrir la casserole avec taie d’oreiller, fermer avec un élastique et une étiquette. Posez les poêlons individuels en salle larvaire (23 ± 2 ° C, 30 à 50 % d’humidité relative et 12:12 [DL] h photopériode). Remarque : Le développement larvaire prend 10 à 14 jours suivant la date de la ponte.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. traitement nymphe, les larves se déplacent jusqu’au bord du milieu 7 à 9 jours après la ponte et Pupariate par jours 13 ou 14
<ol><li>Scoop puparia, principalement située sur les bords de la casserole sous la croûte qui se forme sur la surface du milieu, dehors et placé dans une casserole propre.</li>
	<li>Remplissez la cuve, avec puparia, entre ½ et ¾ pleine d’eau. Briser les agrégats de puparia et moyennes. Les composants bran et protéines de blé du milieu évier tout en puparia > 1 jour vieux flotteur19.</li>
	<li>Enlever les matières flottantes, puparia et certaines composantes moyennes avec une passoire et laver à travers une série de tamis (#5, #7, #12, #20) pour éliminer le milieu reste. Le tamis #12 recueille le puparia et le #20 garde des déchets solides de pénétrer dans le drain. Lavage puparia entre tamis avec un pulvérisateur de l’évier.</li>
	<li>Rincez puparia, dans le tamis #12, dans une casserole propre. Remplir le bac à ½ plein d’eau. Versez puparia flottant dans une passoire et laisser les excès d’eau s’écouler.</li>
	<li>Transfert égouttés puparia à écran de séchage avec ventilateur et laisser à sec (Figure 3).</li>
</ol>4. plateau nymphe, une méthode Alternative pour la collecte Puparia est une étagère Pupal18
NOTE : Le plateau est issu d’un morceau de coupe en plastique de l’extrémité d’un pan de plat 10 L (10,2 cm de hauteur x 10,2 cm de large x 31,9 cm de long).
<ol><li>Préparer le milieu comme décrit en 2.1. Support conique dans le moule de ~2.5 cm profond sur un bout de ~7.5 cm profond sur l’autre.</li>
	<li>
Poser le plateau sur le milieu dans la partie peu profonde de la moule d’élevage et ruban pour éviter les larves de ramper à côté de l’étagère (Figure 4).
	<ol>
<li>Saturer l’éponge (~14.5 x 9,0 x 4,5 cm3, cellulose régénérée) et l’envelopper dans un chiffon gorgés d’eau (30,5 x 42 cm2, coton) et la place sur le plateau environ un demi pouce du milieu.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Ajouter les oeufs comme indiqué au point 2.2 et procédez comme ci-dessus.
	<ol>
<li>Vérifier quotidiennement les casseroles pour vous assurer que l’éponge reste humide.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rinçage puparia du plateau, éponge et chiffon dans un plat propre casserole et versez dans une passoire 14 jours après la ponte.</li>
</ol>5. contrôle de la qualité
<ol><li>Peser tous le puparia produite dans casserole (poids total).</li>
	<li>Isoler puparia 100, peser et placé dans une boîte de Pétri de 9 cm.</li>
	<li>Nombre et sexe adultes ~ 5 – 8 jours plus tard afin de déterminer le taux d’émergence et sex-ratio. Stocker Pétri avec des adultes a émergé dans un congélateur pour le comptage à une date ultérieure si nécessaire. Les mouches sont sexés par la forme de leurs yeux et de la largeur de la plaque fronto-orbital20 ou sous faible grossissement, les organes génitaux.</li>
	<li>Poids total record, poids de 100 puparia et le nombre de levées mâles et femelles adultes.</li>
</ol>6. préparation de sang
<ol><li>Recueillir le sang de bovin fraîche d’un abattoir local dans des seaux de 19 L contenant 70 g de citrate de sodium dihydraté tribasique dans 500 mL d’eau. Remuez vigoureusement pendant 5 à 10 min de sang et retournés au laboratoire.</li>
	<li>Souche sang à travers une passoire pour éliminer des caillots et partitionné en conteneurs de 2 L, étiquette avec la date de la collection et le magasin dans un congélateur (-20 ° C).</li>
	<li>Conteneur de retirer du congélateur et le placer dans le réfrigérateur 2 jours avant nécessaire. Sang peut être utilisé pour environ 2 semaines une fois décongelés et stockés au congélateur jusqu'à 1 an.</li>
</ol>7. adult Maintenance
<ol><li>Préparer les cages, fond de cage de ligne avec du papier de boucher pour faciliter le nettoyage.</li>
	<li>Placer 50 g des pupes de mouches à secs stables (~ 3 500) dans chaque cage. Eclose adultes quelques heures à quelques jours après la transformation pupale.</li>
	<li>Place un sang frais imbibés serviette féminine sur le dessus de chaque cage pour se nourrir. Commence à se nourrir dans les 24h d’eclosion adulte et répéter tous les jours jusqu'à un jour avant la ponte (9 à 10 jours après la levée).</li>
	<li>Après la ponte (section 1), placez la cage dans le congélateur pendant 4 à 8 h et puis nettoyer en retirant le papier, le rinçage des excréments sur les côtés et le plancher avec de l’eau chaude et frotter toutes les surfaces avec un détergent à lessive et eau de Javel. Rincer les cages à l’eau chaude et laisser pour sécher.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les mouches stables se trouve dans une large variété de substrats dans la nature et peuvent être élevés dans de nombreux types de médias dans le laboratoire. Nous avons utilisé des copeaux de bois et de la vermiculite comme agents gonflants. La vermiculite a bien fonctionné, mais fait séparation puparia d’élevage moyennement difficile et était cher (~$0.60/pan). Peut-être à cause de la rigueur supplémentaire de séparation puparia du milieu, eclosion était également plus faible avec la vermiculite, 57 % contre 75 % pour les copeaux de bois. Copeaux de peuplier ont été comparables à la vermiculite, mais parfois difficile à se procurer. Éléments les plus importants semblent être matériel végétatif ou cellulosique à fermenter et à maintenir un « ouverte » ou aérée moyenne et ammoniacal azote21,22. Les larves de mouches stables ne se trouvent pas dans la pure bouse, préférant âgé bouse mélangée à des matières végétales. Avec ces pensées à l’esprit, élevage procédures décrites ici peuvent être adaptées aux matériaux disponibles localement pour développer des procédures peu coûteux pour l’élevage des mouches stables.
Mouches élevées à l’aide de ces méthodes sont comparables en taille à mouches de terrain recueillie. Longueur de l’aile est en corrélation avec le corps de mouche stable poids23. Parce que les ailes de mouches sauvages sont souvent effilochés, nous utilisons la longueur de la cellule discale-medial comme un indicateur de longueur de l’aile. La longueur moyenne de la cellule discale-medial de 249 mouches élevés avec cette méthode était 2.49 ±0, 15 mm (gamme 1,96 – 2,81) alors que celui des 3 713 mouches collectées sur des pièges collants au cours de l’été 2011 et 2012 près de Ithaca, NE 2.52 ±0.21 mm (gamme 1,80 – 3.58) (données non publiées). Poids de puparia élevé avec cette méthode est plus élevé que celui rapporté pour précédent élevage protocoles14,24 et survie, oeuf à l’adulte, est plus élevé que les 5 % observés dans la zone25.
Méthodes semblables peuvent être utilisées pour l’élevage des autres mouches muscoid y compris les mouches domestiques, mouches des cornes et des mouches de visage. Larves de mouche et la mouche des cornes visage nécessitent un support de fumier de bovin frais. Moyen de mouche maison faite de 470 g veau feed, son de blé 500 g et 1 600 mL d’eau (environ 25 ° C). Comme des mouches stables, la mouche des cornes adultes se nourrissent de sang. Face à la mouche et la mouche domestique adultes peuvent être nourris avec un mélange sec de lait en poudre et le sucre. Face à la mouche et la mouche domestique adultes également besoin d’une source d’eau. Nous utilisons des bouteilles en plastique de 100 mL avec une mèche dentaire en passant par le couvercle.

Les mouches stables, Stomoxys calcitrans (L.), sont des mouches hématophages dont les piqûres douloureuses perturbent le comportement de pâturage du bétail, causent des douleurs et souffrances aux animaux de compagnie et perturbent les activités récréatives humaines dans le monde entier. Immatures mouches stables se développent dans la fermentation de matière végétale, souvent contaminé par des déchets animaux. Cultures et modification des pratiques agronomiques ont produit des graves éclosions de mouches stables dans des résidus de cultures, légumes en Australie1, canne à sucre au Brésil2et ananas au Costa Rica,3. Bien que seulement 14 mouches stables par animal sont considérés comme le seuil économique4, observations de plus de 2 000 mouches par animal ont été faites au cours de récentes éclosions5. Ces niveaux d’infestation réduire la productivité hôte à près de zéro et peut causer la mortalité6. À la suite de flambées associées sur le plan agronomique, mouches stables reçoivent le regain d’intérêt et demande des colonies de laboratoire a augmenté de façon spectaculaire.
En ce qui concerne tous les holometamorphic insectes, mouches stables obtenir tous les éléments nutritifs nécessaires à sa croissance durant le stade immature ou larvaire. Par conséquent, un élément important d’un système d’élevage est l’alimentation larvaire ou le substrat. Les larves de mouches stables ont été observés dans un large éventail de substrats dans la zone7 et ils dépendent de la communauté microbienne du substrat8,9. Substrats naturels de larves sont principalement composées de décomposition ou de fermentation matériel végétatif souvent contaminés par des déchets azotés.
Pour l’élevage de laboratoire, des substrats de larves mouches stables sont généralement composées d’un matériau végétal et une source d’azote supplémentaire. Nombreux matériaux ont été utilisés pour un regime de larve mouche stable. La première alimentation larvaire a imité substrats naturels et inclus la fermentation paille d’avoine et de10,du fumier de cheval ou vache11. Sources de glucides incluent blé bran12,13,14, luzerne repas12,13,14 , et une formulation commerciale développée par Chemical Specialties Manufacturers Association (CSMA, 33 % du son de blé, farine de luzerne de 27 %, 40 % de levure granulés)13,14,15,16. Sources d’azote comprennent de suspension de levure12, de farine de poisson et de bicarbonate d’ammonium17. Gonflement des matériaux inertes figurent souvent dans les régimes dont avoine coques12, bagasse13, vermiculite16, copeaux de bois13,18 et granulés coques d’arachides14.
Des principaux objectifs de l’élevage de laboratoire sont de produire un produit qui est aussi physiologiquement similaire à « type sauvage » que possible, afin que des expériences en laboratoire produira des résultats reflétant celles des populations naturelles. Cela nécessite que l’élevage et la sélection être minimisé pour maintenir génétique, diversité et ressources nutritionnelles être comparables à ceux dans le domaine. Les objectifs secondaires sont à minimiser le travail et les dépenses. Une composante majeure de la réduction des dépenses est l’utilisation de composants d’alimentation disponibles localement. La mouche stable SYSTEME présenté d’élevage a été développée afin d’atteindre ces objectifs.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

Les mouches stables, Stomoxys calcitrans, sont des ravageurs importants des animaux, les humains, animaux de compagnie et la faune dans le monde entier. Durant les dernières 20 années +, changements dans les pratiques agronomiques a entraîné de graves flambées de mouches stables dans plusieurs pays. Ces flambées perturbé la production animale et humaine loisirs aboutissant à des demandes de la population pour accroître les efforts de recherche et de la gestion de cet organisme nuisible. Une procédure simple et peu coûteuse pour l’élevage des mouches stables pour des études en laboratoire est présentée. La procédure utilise des fournitures, des équipements et des composants de l’alimentation disponible localement. La procédure peut être adaptée pour l’élevage des autres mouches muscoid dont mouche faciale (Musca autumnalis), mouche des cornes (Haematobia irritans) et mouche domestique (Musca domestica). La procédure produit puparia mouche stable, avec une moyenne de 12,5 mg et environ 35 % des œufs à la survie des adultes. Environ 3000 mouches sont produites dans chaque casserole.

Les larves pupariate 10 – 14 jours et les adultes émergent de 14 à 16 jours après la ponte. Générationnel, oeuf d’oeuf, est ~ 24 jours. Données d’élevage pour mai 2013 à janvier 2017 avec trois différents agents gonflants et deux colonies sont présentées à la Figure 5. Cottonwood a donné le meilleur rendement, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> </img> ± écart-type) pesant 12,5 mg 1,6 avec 74 ±19 % éclosion de nymphes pour la colonie établie laboratoire produisant 2 872 ±1294 mouches adultes. Sex-ratio était légèrement biaisé vers les femelles 0.97:1 (mâle : femelle, 77 141 mouches sexés de 1 184 casseroles). Oeuf à la survie des adultes est d’environ 36 %. Malheureusement, les copeaux de peuplier est devenus plus difficiles à obtenir, nous forçant à utiliser fréquemment les copeaux de pin. Bien que la production avec le pin est plus faible, ~ 1 700 adultes par pan, taille est légèrement plus grande, 13 mg.
En utilisant la méthode de pupes plateau, environ 85 % des larves migrent sur le plateau, le puparia sont plus propres et la plupart du milieu recueilli sur le plateau est facilement enlever par flottation. Cette méthode peut également être utilisée pour surveiller le taux de développement larvaire lors de la comparaison des méthodes d’élevage. L’inconvénient est que les casseroles doivent être surveillés quotidiennement afin de s’assurer que les éponges restent humides.
Le coût actuel de composants moyennes est 1,17 $/ pan ou 0,39/1 000 $ des mouches stables produit (tableau 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Composant</td>
			<td>Quantité</td>
			<td>Coût/Pan</td>
		</tr>
<tr>
<td>Son de blé</td>
			<td>500 g</td>
			<td>0,35 $</td>
		</tr>
<tr>
<td>Copeaux de bois</td>
			<td>200 g</td>
			<td>0,06 $</td>
		</tr>
<tr>
<td>Farine de poisson</td>
			<td>115 g</td>
			<td>0,27 $</td>
		</tr>
<tr>
<td>Eau (≈25 ° C)</td>
			<td>1 600 mL</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Bicarbonate d’ammonium</td>
			<td>50 g</td>
			<td>0,48 $</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Stable fly alimentation larvaire. Combiner les ingrédients secs, à l’exclusion de bicarbonate d’ammonium et bien mélanger. Ajouter le bicarbonate d’ammonium dans l’eau et mélanger jusqu'à dissolution. Ajouter la solution de bicarbonate d’ammonium pour faire sécher les ingrédients et mélanger pour n’assurer aucune matière unwetted. Quantité pour un pan.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig1.jpg"> Figure 1 : matériaux utilisés pour la collecte des œufs de mouche stables. Egging coupe, presser la pissette et petite casserole pour la réception des oeufs. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig2.jpg"> Figure 2 : oeufs appliquées au milieu préparé en Pan. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig3.jpg"> Figure 3 : appareil utilisé pour le séchage puparia. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig4.jpg"> Figure 4 : larve pan d’élevage avec étagère pupal. Notez l’accumulation de puparia au-dessus d’et autour de la toile. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig5.jpg"> Figure 5 : Résumé des données d’élevage. Nombre moyen de puparia par pan (A), poids puparia (B) et le nombre d’adultes par cuve (C) pour stable fly de mai 2013 à janvier 2017, à l’aide de trois agents gonflants, de copeaux de peuplier, de copeaux de pin et de vermiculite et de deux colonies d’élevage . La colonie de laboratoire a été élevée en permanence dans notre laboratoire pour une dizaine d’années. La colonie PL a été établie à partir des mouches sauvages prélevés à une laiterie dans Lancaster Co., NE, é.-u., à l’automne 2014. Barres d’erreur représentent des écarts-types. N représente le nombre de plateaux sur lesquels reposent les données. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig5large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

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Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Une procédure pour l’élevage des mouches stables (Stomoxys calcitrans) est présentée. La procédure utilise des matériaux disponibles localement pour les composants de l’alimentation, de matériel et de fournitures.

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K vues.  ARS-USDA. Une procédure pour l’élevage des mouches stables (Stomoxys calcitrans) est présentée. La procédure utilise des matériaux disponibles localement pour les composants de l’alimentation, de matériel et de fournitures.

Vidéo: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Microbial Communities in Nature and Laboratory - Interview

Les communautés microbiennes dans la Nature et de laboratoire - Interview

Recherche

Biologie

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocole pour l&#39;élevage des moustiques (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

La récolte et la préparation Drosophile Les embryons destinés à l&#39;enregistrement électrophysiologique et autres procédures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

DNA Stable-Isotope Probing (DNA-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and nutrients into cellular biomass. As such, this cultivation-independent technique has been an important methodology for assigning metabolic function to the diverse communities inhabiting a wide range of terrestrial and aquatic environments. Following the incubation of an environmental sample with stable-isotope labelled compounds, extracted nucleic acid is subjected to density gradient ultracentrifugation and subsequent gradient fractionation to separate nucleic acids of differing densities. Purification of DNA from cesium chloride retrieves labelled and unlabelled DNA for subsequent molecular characterization (e.g. fingerprinting, microarrays, clone libraries, metagenomics). This JoVE video protocol provides visual step-by-step explanations of the protocol for density gradient ultracentrifugation, gradient fractionation and recovery of labelled DNA. The protocol also includes sample SIP data and highlights important tips and cautions that must be considered to ensure a successful DNA-SIP analysis.

DNA Stable-Isotope Probing DNA-SIP

DNA stable-isotope probing is a cultivation-independent method to identify and characterize active communities of microorganisms that are capable of utilizing specific substrates. Assimilation of substrate enriched in heavy isotope leads to incorporation of labelled atoms into microbial biomass. Density gradient ultracentrifugation retrieves labelled DNA for downstream molecular analyses.

L&#39;ADN des isotopes stables de palpage (ADN-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

Un protocole optimisé pour l&#39;élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies on the ability of a scientist to sterilize work surfaces and equipment as well as prevent contact of sterile instruments and solutions with non-sterile surfaces. Here we present the steps for several plating methods routinely used in the laboratory to isolate, propagate, or enumerate microorganisms such as bacteria and phage. All five methods incorporate aseptic technique, or procedures that maintain the sterility of experimental materials. Procedures described include (1) streak-plating bacterial cultures to isolate single colonies, (2) pour-plating and (3) spread-plating to enumerate viable bacterial colonies, (4) soft agar overlays to isolate phage and enumerate plaques, and (5) replica-plating to transfer cells from one plate to another in an identical spatial pattern. These procedures can be performed at the laboratory bench, provided they involve non-pathogenic strains of microorganisms (Biosafety Level 1, BSL-1). If working with BSL-2 organisms, then these manipulations must take place in a biosafety cabinet. Consult the most current edition of the Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) as well as Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances to determine the biohazard classification as well as the safety precautions and containment facilities required for the microorganism in question. Bacterial strains and phage stocks can be obtained from research investigators, companies, and collections maintained by particular organizations such as the American Type Culture Collection (ATCC). It is recommended that non-pathogenic strains be used when learning the various plating methods. By following the procedures described in this protocol, students should be able to: 
 
&#9679; Perform plating procedures without contaminating media. 
&#9679; Isolate single bacterial colonies by the streak-plating method. 
&#9679; Use pour-plating and spread-plating methods to determine the concentration of bacteria. 
&#9679; Perform soft agar overlays when working with phage. 
&#9679; Transfer bacterial cells from one plate to another using the replica-plating procedure. 
&#9679; Given an experimental task, select the appropriate plating method.

When working with media and reagents used to culture microorganisms, aseptic technique must be practiced to ensure contamination is minimized. A variety of plating methods are routinely used to isolate, propagate, or enumerate bacteria and phage, all of which incorporate procedures that maintain the sterility of experimental materials.

Techniques de laboratoire aseptiques: Méthodes de placage

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Outils faits maison simples pour manipuler les mouches des fruits—Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>Dissection du sac endolymphatique de souris

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

Dissection du sac endolymphatique de souris

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules derived from the parental cells. EVs function as intra- and inter-species communication vectors while also contributing to the interaction between bacteria and host organisms in the context of infection and colonization. Given the multitude of functions attributed to EVs in health and disease, there is a growing interest in isolating EVs for in vitro and in vivo studies. It was hypothesized that the separation of EVs based on physical properties, namely size, would facilitate the isolation of vesicles from diverse bacterial cultures. 
The isolation workflow consists of centrifugation, filtration, ultrafiltration, and size-exclusion chromatography (SEC) for the isolation of EVs from bacterial cultures. A pump-driven tangential flow filtration (TFF) step was incorporated to enhance scalability, enabling the isolation of material from liters of starting cell culture. Escherichia coli was used as a model system expressing EV-associated nanoluciferase and non-EV-associated mCherry as reporter proteins. The nanoluciferase was targeted to the EVs by fusing its N-terminus with cytolysin A. Early chromatography fractions containing 20-100 nm EVs with associated cytolysin A - nanoLuc were distinct from the later fractions containing the free proteins. The presence of EV-associated nanoluciferase was confirmed by immunogold labeling and transmission electron microscopy. This EV isolation workflow is applicable to other human gut-associated gram-negative and gram-positive bacterial species. In conclusion, combining centrifugation, filtration, ultrafiltration/TFF, and SEC enables scalable isolation of EVs from diverse bacterial species. Employing a standardized isolation workflow will facilitate comparative studies of microbial EVs across species.

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Bacteria secrete nanometer-sized extracellular vesicles (EVs) carrying bioactive biological molecules. EV research focuses on understanding their biogenesis, role in microbe-microbe and host-microbe interactions and disease, as well as their potential therapeutic applications. A workflow for scalable isolation of EVs from various bacteria is presented to facilitate standardization of EV research.

Isolement et purification évolutifs de vésicules extracellulaires à partir d’Escherichia coli et d’autres bactéries

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules ...

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

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Dissection du sac endolymphatique de souris

Dissection du sac endolymphatique de souris

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