نود أن نشكر أنتوني وينهولد والعديد من الطلاب الذين عملوا معنا على مر السنين للدعم التقني، فضلا عن اقتراحات لتحسين أعمالنا الحشرات تربية الإجراءات.

1-البيض جمع (الشكل 1)
<ol><li>إعداد كأس التحريض، ووضع نهاية واحدة من القماش في الكأس ~ 500 مل مليئة بالمياه الدافئة (~ 40 درجة مئوية). تتداخل مع الجانبين من الكأس وإصلاحها مع شريط المطاطي. أمثال نهاية فضفاض من القماش مرة أخرى عبر الجزء العلوي من الكأس.</li>
	<li>وسوف أوفيبوسيت مكان الذباب كأس التحريض في قفص من الذباب يوم 8 – 10 القديمة للإناث جرابيد ~ 2 حاء مستقرة على القماش.</li>
	<li>إزالة كأس التحريض من القفص وشطف البيض الخروج من القماش اجينج في مقلاة صغيرة مع الضغط زجاجة الغسيل.</li>
</ol>2-إعداد عموم تربية اليرقات
<ol><li>
تعد المتوسطة (الكميات لعموم تربية 1)
	<ol>
<li>الجمع بين نخالة القمح (500 غرام)، ونجارة الخشب (200 غرام)، ومسحوق السمك (115 ز) في عموم الطبق البلاستيك ل 10 ومزيج جيد.</li>
		<li>إضافة بيكربونات الأمونيوم (50 غ) إلى الماء (~ 25 درجة مئوية، ومل 1600) وتخلط حتى يذوب.</li>
		<li>إضافة حل الماء إلى المكونات الجافة ومزيج للتأكد من لا مواد أونويتيد. من المستوى المتوسط في عموم ولكن لا ضغط.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إضافة البيض يطير مستقرة
	<ol>
<li>تجعل ثلم ضحلة في المتوسط طول العموم.</li>
		<li>إيداع 1 مل بيض يطير مستقرة (~ 8,000 البيض) في ثلم مع البيض ماصة (الشكل 2). ملاحظة: مش ماصة البيض أدلى به قطع ماصة تخرج من بلاستيك في النقطة المطلوبة، إدراج 100 الشاشة وماصة الالتصاق معا مرة أخرى.</li>
		<li>تغطية البيض بطبقة رقيقة من المتوسطة لمنع جفاف.</li>
		<li>تغطي عموم مع قضية وسادة، أغلق مع الشريط المطاطي والتسمية. وضع الأحواض في غرفة اليرقات (23 ± 2 درجة مئوية، ورطوبة نسبية 30 – 50% و 12:12 [L:D] كبيرة h). ملاحظة: يتم تطوير اليرقات 10 – 14 يوما من وقت أوفيبوسيشن.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3-تجهيز الخوادر، اليرقات الانتقال إلى حافة المتوسط 7 – 9 أيام بعد أوفيبوسيشن وبوبارياتي بيوم 13 أو 14
<ol><li>بابريا حلج القطن، تقع أساسا حول حواف المقلاة تحت القشرة تشكل على سطح المتوسط، بها ووضعها في وعاء نظيف.</li>
	<li>ملء عموم، مع بابريا، ½ إلى ¾ مليئة بالمياه. كسر كتل من بابريا والمتوسطة. مكونات البروتين ونخالة القمح المتوسطة غرقت بينما بوباريا > عوامة 1 يوم من العمر19.</li>
	<li>إزالة المواد العائمة وبابريا وبعض مكونات متوسطة مع مصفاة والمياه والصرف الصحي من خلال سلسلة من ثقب سيتا (#5، #7، #12، #20) لإزالة المتوسطة المتبقية. غربال #12 يجمع بابريا ويبقى #20 النفايات الصلبة من دخول استنزاف. أغسل بابريا بين ثقب سيتا مع بخاخ بالوعة.</li>
	<li>أشطف بوباريا، في غربال #12، في عموم نظيفة. ملء عموم ½ الكامل للمياه. صب بابريا العائمة في مصفاة والسماح لاستنزاف المياه الزائدة.</li>
	<li>نقل استنزفت بابريا لتجفيف الشاشة مع المروحة وترك حتى الجاف (الشكل 3).</li>
</ol>4-الخوادر الجرف، طريقة بديلة لجمع بوباريا الجرف الخوادر18
ملاحظة: الجرف ومصنوع من قطعة من قطع البلاستيك من نهاية مقلاة الطبق 10 لتر (10.2 سم × 10.2 سم × سم 31.9 طويلة).
<ol><li>تعد المتوسطة كما هو موضح في 2.1. تفتق المتوسطة في عموم ~2.5 سم عمق على واحدة من نهاية لسم ~7.5 عميق على الآخر.</li>
	<li>
ضع الجرف في المتوسط في نهاية المطاف الضحلة عموم تربية والشريط لمنع اليرقات من الزحف إلى جانب الجرف (الشكل 4).
	<ol>
<li>تشبع الأسفنج (~14.5 x 9.0 x 4.5 سم3من السيليلوز المجددة) والانتهاء من ذلك في الماء ينقع القماش (30.5 x 42 سم2، والقطن) ووضع على الرف حوالي نصف بوصة من المتوسط.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
إضافة البيض كما هو موضح في 2.2 والمضي قدما كما كان من قبل.
	<ol>
<li>راجع مقالي يوميا لضمان بقاء الاسفنجة رطبة.</li>
	</ol>
</li>
	<li>عموم بابريا شطف من الجرف، والإسفنج والقماش في صحن نظيف وتصب في مصفاة مدة 14 يوما بعد أوفيبوسيشن.</li>
</ol>5-مراقبة الجودة
<ol><li>وزن كل من بوباريا المنتجة في عموم (الوزن الإجمالي).</li>
	<li>عزل بابريا 100 وتزن ووضعها في سم 9 طبق بيتري.</li>
	<li>عدد ونوع الجنس الكبار ~ 5 – 8 أيام في وقت لاحق لتحديد معدل ظهور ونسبة الجنس. تخزين أطباق بيتري مع البالغين ظهرت في ثلاجة لعد في وقت لاحق إذا لزم الأمر. يتم مسحه الذباب بشكل عيونهم وعرض لوحة فرونتو المداري20 أو الأعضاء التناسلية تحت تكبير منخفضة.</li>
	<li>سجل مجموع الوزن، وزن 100 بابريا، وعدد من الناشئة من الذكور والإناث.</li>
</ol>6-إعداد الدم
<ol><li>جمع الدم البقري الطازج من المسالخ محلية في دلاء ل 19 تحتوي على 70 غ من سترات الصوديوم ثنائي هيدرات تريباسيك في 500 مل الماء. إثارة الدم قوة لمدة 5 – 10 دقيقة وعادت إلى المختبر.</li>
	<li>ضغط الدم من خلال مصفاة لإزالة يتخثر وتقسيمه إلى حاويات ل 2، تسمية بالتاريخ لجمع وتخزين في ثلاجة (-20 درجة مئوية).</li>
	<li>إزالة حاوية من الثلاجة ومكان في الثلاجة اللازمة قبل يومين. يمكن استخدام الدم لأسابيع ~ 2 مرة مذاب وتخزينها في الثلاجة لمدة تصل إلى سنة واحدة.</li>
</ol>7-صيانة الكبار
<ol><li>إعداد الأقفاص، خط أسفل القفص مع ورقة جزار لتسهيل التنظيف.</li>
	<li>ضع 50 غ الخوادر يطير مستقرة الجافة (~ 3,500) في كل قفص. اكلس بضع ساعات إلى بضعة أيام بعد تجهيز الخوادر من الكبار.</li>
	<li>مكان دم الطازج غارقة منديل المؤنث على رأس كل قفص للتغذية. تبدأ التغذية خلال 24 ساعة اكلوسيون الكبار وكرر يوميا حتى يوم واحد قبل أوفيبوسيتيون (9-10 أيام بعد ظهور).</li>
	<li>بعد أوفيبوسيشن (القسم 1)، ضع القفص في الثلاجة ح 4 – 8 ونظيفة ثم إزالة الورق والشطف فراس من الجانبين والكلمة مع الماء الساخن وتنقية جميع الأسطح مع منظفات الغسيل والكلور. شطف أقفاص مع الماء الساخن والسماح لتجف.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

يمكن العثور على وضع في مجموعة متنوعة واسعة من ركائز في طبيعة الذباب مستقرة ويمكن تربيتها في العديد من أنواع الوسائط في المختبر. وقد استخدمنا نجارة الخشب والفيرميكوليت يستكثر وكلاء. الفيرميكوليت عملت بشكل جيد، ولكن فصل بابريا من تربية متوسطة الصعوبة وكانت باهظة الثمن (~$0.60/pan). ربما بسبب صرامة المضافة لفصل بابريا من المتوسط، اكلوسيون كان أيضا أقل مع الفيرميكوليت، 57% مقابل 75% لنجارة الخشب. كانت ملامح الأشجار قابلة للمقارنة إلى الفيرميكوليت، ولكن في بعض الأوقات الصعبة لشراء. يبدو أن أهم مكونات المواد السليلوزية أو الخضري الهياج والاحتفاظ نيتروجين أمونياكال والمتوسطة "فتح" أو جيد التهوية21،22. لم يتم العثور على يرقات ذبابة مستقرة في دونج نقية، مفضلين دونج عمره مختلطة مع الخضر في هذه المسألة. مع هذه الأفكار في الاعتبار، يمكن تكييفها للمواد المتاحة محلياً لوضع إجراءات غير مكلفة لتربية الذباب مستقرة تربية الإجراءات المذكورة هنا.
الذباب تمت تربيتها في استخدام هذه الأساليب قابلة للمقارنة في حجم إلى الذباب الميدانية التي تم جمعها. طول الجناح يرتبط ب وزن جسم يطير مستقرة23. لأنه كثيرا ما يتم المتوترة أجنحة الذباب البرية، يمكننا استخدام طول الخلية قرصي الآنسي كمؤشر على طول الجناح. كان متوسط طول الخلية قرصي الآنسي من الذباب 249 تربى مع هذا الأسلوب 2.49 ±0.15 مم (المدى 1.96-2.81) بينما الذباب 3,713 جمعت في الفخاخ لزجة خلال الصيف من 2011 و 2012 القرب إيثاكا، ني 2.52 ±0.21 مم (المدى 1.80 – 3.58) (أونبوبل-البيانات). وزن بابريا تربى مع هذا الأسلوب هو أعلى من التي ذكرت لتربية السابق البروتوكولات14،24 والبقاء على قيد الحياة، البيض للكبار، أعلى من 5% في الميدان25.
يمكن استخدام أساليب مشابهة لتربية الذباب موسكويد الأخرى بما في ذلك الوجه الذباب والذباب القرن والذباب البيت. الوجه اليرقات يطير يطير والقرن الأفريقي تتطلب وسيلة روث البقر طازجة. المتوسطة ذبابة المنزل مصنوع من تغذية العجل ز 470 ونخالة القمح 500 غرام، ومل 1,600 المياه (~ 25 درجة مئوية). مثل الذباب مستقرة، تغذية البالغين ذبابة القرن في الدم. تواجه يطير يطير ودار الكبار يمكن تغذية خليط جاف من الحليب المجفف والسكر. تواجه يطير يطير ودار الكبار بحاجة أيضا إلى مصدر للمياه. نحن نستخدم 100 مل الزجاجات البلاستيكية مع فتيلة أسنان مرورا بالغطاء.

مستقرة الذباب، Stomoxys calcitrans (لام)، هي هيماتوفاجوس الذباب الذي لدغات مؤلمة تعطيل سلوك رعي الماشية، وتسبب الألم والمعاناة لرفيق الحيوانات وتعطيل الأنشطة الترفيهية البشرية في جميع أنحاء العالم. وضع الذباب مستقرة غير ناضجة في تخمير المسألة الخضري، غالباً ما تكون ملوثة بالنفايات الحيوانية. تغيير الممارسات الزراعية والمحاصيل قد أسفرت عن موجات خطيرة من الذباب مستقرة في مخلفات المحاصيل والخضروات في أستراليا1وقصب السكر في البرازيل2، والأناناس في كوستاريكا3. على الرغم من أن فقط 14 الذباب مستقرا للحيوان الواحد تعتبر العتبة الاقتصادية4، ملاحظات ذباب أكثر من 2,000 للحيوان الواحد قد بذلت خلال الآونة الأخيرة تفشي5. تقليل الإنتاجية المضيف القرب من الصفر مثل مستويات الإصابة ويمكن أن تتسبب في وفيات6. نتيجة لتفشي زراعياً المرتبطة بها، الذباب مستقرة تحظى باهتمام متجدد، وازداد الطلب على المستعمرات مختبر كبير.
أما بالنسبة لجميع هولوميتامورفيك الحشرات والذباب مستقرة الحصول على جميع العناصر الغذائية اللازمة للنمو خلال المرحلة غير ناضجة أو اليرقات. ولذلك، هو عنصرا هاما في نظام تربية اليرقات في النظام الغذائي أو الركازة. يرقات ذبابة مستقرة وقد لوحظت النامية في مجموعة واسعة من ركائز في الميدان7 وأنها تعتمد على المجتمع الميكروبي ل الركيزة8،9. ركائز اليرقات الطبيعية تتكون أساسا من المتحللة أو تخمر المواد النباتية التي غالباً ما تكون ملوثة بالنفايات النيتروجينية.
لمختبر تربية، ركائز اليرقات يطير مستقرة عادة ما تتألف من مواد النباتية ومصدر نيتروجين المضافة. وقد استخدمت مواد عديدة للحمية اليرقات يطير مستقرة. يحاكي ركائز الطبيعية حمية اليرقات الأولى وشملت تخمير الشوفان سترو والحصان أو البقرة السماد10،11. وتشمل مصادر الكربوهيدرات القمح نخالة12،،من1314، البرسيم الوجبة12،،من1314 ووضعت صيغة تجارية حسب "التخصصات الكيميائية" الشركات المصنعة للرابطة (كسما، 33% نخالة القمح، وجبة البرسيم 27 في المائة، وحبيبات الخميرة 40 ٪)13،14،15،16. وتشمل مصادر النيتروجين الخميرة تعليق12ومسحوق السمك وبيكربونات الأمونيوم17. غالباً ما يتم تضمين مواد خاملة يستكثر في الوجبات الغذائية، بما في ذلك الشوفان بدن12وتفل قصب السكر13، الفيرميكوليت16، ورقائق الخشب13،18 وقشر الفول السوداني الأعلاف14.
هو هدف أساسي لتربية مختبر لإنتاج منتج شبيه الناحية الفسيولوجية "نوع البرية" ممكن بالتجارب المعملية سوف تسفر عن نتائج تعكس أولئك السكان الحقل. وهذا يتطلب أن التقليل في تربية والتحديد للحفاظ على الوراثية التنوع والموارد الغذائية، تكون مماثلة لتلك الموجودة في الميدان. الثانوي تهدف إلى تقليل العمل والنفقات. عنصرا رئيسيا للتقليل من النفقات هو استخدام مكونات النظام الغذائي المتاحة محلياً. ووضعت الطاير مستقرة تربية النظام قدم للوفاء بهذه الأهداف.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

مستقرة الذباب، Stomoxys calcitrans، آفات خطيرة من الماشية والبشر، رفيق الحيوانات والحياة البرية في جميع أنحاء العالم. خلال آخر 20 + السنوات، أدت التغييرات في الممارسات الزراعية في موجات خطيرة من الذباب مستقرة في العديد من البلدان. اندلاع هذه تعطل الإنتاج الحيواني والترفيه البشرية أدى إلى المطالب العامة لزيادة جهود البحث وإدارة لمكافحة هذه الآفات. ويرد إجراء بسيطة وغير مكلفة لتربية الذباب مستقرة للدراسات المختبرية. يستخدم الإجراء مكونات النظام الغذائي المتاحة محلياً، والمعدات واللوازم. الإجراء الذي يمكن تكييفها لتربية الذباب موسكويد الأخرى بما في ذلك الوجه يطير يطير (أوتومناليس الذبابة)، ذبابة القرن (irritans المانسونيه)، وبيت (مستأنسة الذبابة). الإجراء ينتج مستقرة بوباريا ذبابة المتوسط البيض 12.5 ملغ و ~ 35% للكبار البقاء على قيد الحياة. يتم إنتاج حوالي 3000 الذباب في كل عموم.

اليرقات بوبارياتي 10 – 14 يوما والبالغين تظهر بعد أوفيبوسيشن أيام 14 – 16. الوقت جيل، البيض للبيض، ~ 24 يوما. تعرض بيانات تربية لأيار/مايو 2013 إلى كانون الثاني/يناير عام 2017 مع ثلاثة من عملاء يستكثر مختلفة والمستعمرات اثنين في الشكل 5. الأشجار تعطي أفضل عائد، 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> </img> ± الانحراف المعياري) الخوادر تزن 12.5 ملغ ±1.6 مع ±19 74% اكلوسيون إنتاج 2,872 ±1294 الذباب الكبار لمختبر أنشئت المستعمرة. النسبة بين الجنسين كانت منحازة قليلاً الطالبات الإناث (الذكور: الإناث، 77,141 الذباب مسحه من الأحواض 1,184). بيضة لبقاء الكبار هو حوالي 36%. ولسوء الحظ، نجارة الأشجار أصبحت أكثر صعوبة للحصول على تجبرنا على استخدام نجارة باين بشكل متكرر. على الرغم من انخفاض الإنتاج مع الصنوبر، الكبار ~ 1,700 الواحدة والقومية، وحجم قليلاً أكبر، 13 ملغ.
استخدام أسلوب الجرف الخوادر، ترحيل حوالي 85% اليرقات على الرف وبابريا أنظف وأكثر من المتوسط التي تم جمعها على الرف إزالة بسهولة عن طريق تعويم. يمكن أيضا استخدام هذا الأسلوب لرصد معدل التنمية اليرقات عند مقارنة أساليب تربية. والعيب أن الأحواض يجب رصدها يوميا أن أؤكد أن الاسفنجيات تظل رطبة.
التكلفة الحالية للمكونات المتوسطة أنتج الذباب مستقرة 1.17 دولار/عموم أو $0.39/1000 (الجدول 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>المكون</td>
			<td>الكمية</td>
			<td>التكلفة/Pan</td>
		</tr>
<tr>
<td>نخالة القمح</td>
			<td>500 غرام</td>
			<td>$0.35</td>
		</tr>
<tr>
<td>نجارة الخشب</td>
			<td>200 غ</td>
			<td>0.06 دولار</td>
		</tr>
<tr>
<td>مسحوق السمك</td>
			<td>ز 115</td>
			<td>0.27 دولار</td>
		</tr>
<tr>
<td>المياه (إيتش تو فايف درجة مئوية)</td>
			<td>1600 مل</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>بيكربونات الأمونيوم</td>
			<td>50 غ</td>
			<td>0.48 دولار</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 1: استقرارا تطير حمية اليرقات. الجمع بين المكونات الجافة باستثناء بيكربونات الأمونيوم ومزيج دقيق. إضافة بيكربونات الأمونيوم إلى الماء وتخلط حتى يذوب. إضافة حل بيكربونات الأمونيوم الجافة المكونات ومزيج للتأكد من لا مواد أونويتيد. الكمية لعموم واحد.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig1.jpg"> رقم 1: المواد المستخدمة لجمع البيض يطير مستقرة. التحريض كأس، ضغط زجاجة الغسيل وعموم الصغيرة للحصول على البيض. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig2.jpg"> رقم 2: بيض يجري تطبيقها على استعداد المتوسطة في pan. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig3.jpg"> الشكل 3: جهاز يستخدم لتجفيف بابريا. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig4.jpg"> الشكل 4: عموم تربية اليرقات مع الجرف الخوادر. ملاحظة تراكم بابريا أعلى وبالقرب من القماش. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57341/57341fig5.jpg"> الرقم 5: ملخص تربية البيانات. يعني عدد من بابريا في عموم (A)، بابريا الوزن (ب)، وعدد من الكبار في عموم (ج) بالنسبة للطيران مستقرة تربية من أيار/مايو 2013 إلى كانون الثاني/يناير عام 2017 باستخدام ثلاثة من عملاء يستكثر ونجارة الأشجار ونجارة الصنوبر والفيرميكوليت والمستعمرات اثنين . تم تربيتها مستعمرة مختبر باستمرار في المختبر لمدة 10 سنوات. وأنشئت مستعمرة رر من الذباب البرية التي تم جمعها في منتجات ألبان في "شركة لانكستر"، ني، الولايات المتحدة الأمريكية في خريف عام 2014. أشرطة الخطأ تمثل الانحرافات المعيارية. N تمثل عدد الأحواض التي تستند إليها البيانات. <a href="/files/ftp_upload/57341/57341fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

ويرد إجراء لتربية الذباب مستقرة (Stomoxys calcitrans). يستخدم الإجراء المواد المتاحة محلياً لمكونات النظام الغذائي، والمعدات واللوازم.

مختبر تربية الذباب مستقرة وأخرى ديبتيرا موسكويد

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Views.  ARS-USDA. ويرد إجراء لتربية الذباب مستقرة (Stomoxys calcitrans). يستخدم الإجراء المواد المتاحة محلياً لمكونات النظام الغذائي، والمعدات واللوازم.

Video: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Microbial Communities in Nature and Laboratory - Interview

المجتمعات الميكروبية في الطبيعة ومختبر -- مقابلة

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

بروتوكول للتربية البعوض (A. الغامبية)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

الحصاد وإعداد ذبابة الفاكهة الأجنة لتسجيل الكهربية وغيرها من الإجراءات

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

DNA Stable-Isotope Probing (DNA-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and nutrients into cellular biomass. As such, this cultivation-independent technique has been an important methodology for assigning metabolic function to the diverse communities inhabiting a wide range of terrestrial and aquatic environments. Following the incubation of an environmental sample with stable-isotope labelled compounds, extracted nucleic acid is subjected to density gradient ultracentrifugation and subsequent gradient fractionation to separate nucleic acids of differing densities. Purification of DNA from cesium chloride retrieves labelled and unlabelled DNA for subsequent molecular characterization (e.g. fingerprinting, microarrays, clone libraries, metagenomics). This JoVE video protocol provides visual step-by-step explanations of the protocol for density gradient ultracentrifugation, gradient fractionation and recovery of labelled DNA. The protocol also includes sample SIP data and highlights important tips and cautions that must be considered to ensure a successful DNA-SIP analysis.

DNA Stable-Isotope Probing DNA-SIP

DNA stable-isotope probing is a cultivation-independent method to identify and characterize active communities of microorganisms that are capable of utilizing specific substrates. Assimilation of substrate enriched in heavy isotope leads to incorporation of labelled atoms into microbial biomass. Density gradient ultracentrifugation retrieves labelled DNA for downstream molecular analyses.

DNA - النظائر المستقرة جس (DNA - SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

بروتوكول الأمثل لتربية Fopius arisanus ، وهو الطفيل من الفاكهة Tephritid الذباب

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies on the ability of a scientist to sterilize work surfaces and equipment as well as prevent contact of sterile instruments and solutions with non-sterile surfaces. Here we present the steps for several plating methods routinely used in the laboratory to isolate, propagate, or enumerate microorganisms such as bacteria and phage. All five methods incorporate aseptic technique, or procedures that maintain the sterility of experimental materials. Procedures described include (1) streak-plating bacterial cultures to isolate single colonies, (2) pour-plating and (3) spread-plating to enumerate viable bacterial colonies, (4) soft agar overlays to isolate phage and enumerate plaques, and (5) replica-plating to transfer cells from one plate to another in an identical spatial pattern. These procedures can be performed at the laboratory bench, provided they involve non-pathogenic strains of microorganisms (Biosafety Level 1, BSL-1). If working with BSL-2 organisms, then these manipulations must take place in a biosafety cabinet. Consult the most current edition of the Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) as well as Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances to determine the biohazard classification as well as the safety precautions and containment facilities required for the microorganism in question. Bacterial strains and phage stocks can be obtained from research investigators, companies, and collections maintained by particular organizations such as the American Type Culture Collection (ATCC). It is recommended that non-pathogenic strains be used when learning the various plating methods. By following the procedures described in this protocol, students should be able to: 
 
&#9679; Perform plating procedures without contaminating media. 
&#9679; Isolate single bacterial colonies by the streak-plating method. 
&#9679; Use pour-plating and spread-plating methods to determine the concentration of bacteria. 
&#9679; Perform soft agar overlays when working with phage. 
&#9679; Transfer bacterial cells from one plate to another using the replica-plating procedure. 
&#9679; Given an experimental task, select the appropriate plating method.

When working with media and reagents used to culture microorganisms, aseptic technique must be practiced to ensure contamination is minimized. A variety of plating methods are routinely used to isolate, propagate, or enumerate bacteria and phage, all of which incorporate procedures that maintain the sterility of experimental materials.

مختبر تقنيات العقيم: طرق تصفيح

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

أدوات بسيطة محلية الصنع للتعامل مع ذباب الفاكهة -دروسوفيلا ميلانوجاستر

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>تشريح الكيس اللمفاوي من الفئران

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

تشريح الكيس اللمفاوي من الفئران

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules derived from the parental cells. EVs function as intra- and inter-species communication vectors while also contributing to the interaction between bacteria and host organisms in the context of infection and colonization. Given the multitude of functions attributed to EVs in health and disease, there is a growing interest in isolating EVs for in vitro and in vivo studies. It was hypothesized that the separation of EVs based on physical properties, namely size, would facilitate the isolation of vesicles from diverse bacterial cultures. 
The isolation workflow consists of centrifugation, filtration, ultrafiltration, and size-exclusion chromatography (SEC) for the isolation of EVs from bacterial cultures. A pump-driven tangential flow filtration (TFF) step was incorporated to enhance scalability, enabling the isolation of material from liters of starting cell culture. Escherichia coli was used as a model system expressing EV-associated nanoluciferase and non-EV-associated mCherry as reporter proteins. The nanoluciferase was targeted to the EVs by fusing its N-terminus with cytolysin A. Early chromatography fractions containing 20-100 nm EVs with associated cytolysin A - nanoLuc were distinct from the later fractions containing the free proteins. The presence of EV-associated nanoluciferase was confirmed by immunogold labeling and transmission electron microscopy. This EV isolation workflow is applicable to other human gut-associated gram-negative and gram-positive bacterial species. In conclusion, combining centrifugation, filtration, ultrafiltration/TFF, and SEC enables scalable isolation of EVs from diverse bacterial species. Employing a standardized isolation workflow will facilitate comparative studies of microbial EVs across species.

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Bacteria secrete nanometer-sized extracellular vesicles (EVs) carrying bioactive biological molecules. EV research focuses on understanding their biogenesis, role in microbe-microbe and host-microbe interactions and disease, as well as their potential therapeutic applications. A workflow for scalable isolation of EVs from various bacteria is presented to facilitate standardization of EV research.

عزل وتنقية الحويصلات خارج الخلية من الإشريكية القولونية والبكتيريا الأخرى قابلة للتطوير

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules ...

مختبر تربية الذباب مستقرة وأخرى ديبتيرا موسكويد

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

المجتمعات الميكروبية في الطبيعة ومختبر -- مقابلة

بروتوكول للتربية البعوض (A. الغامبية)

الحصاد وإعداد ذبابة الفاكهة الأجنة لتسجيل الكهربية وغيرها من الإجراءات

DNA - النظائر المستقرة جس (DNA - SIP)

بروتوكول الأمثل لتربية Fopius arisanus ، وهو الطفيل من الفاكهة Tephritid الذباب

مختبر تقنيات العقيم: طرق تصفيح

أدوات بسيطة محلية الصنع للتعامل مع ذباب الفاكهة -دروسوفيلا ميلانوجاستر

تشريح الكيس اللمفاوي من الفئران

تشريح الكيس اللمفاوي من الفئران

عزل وتنقية الحويصلات خارج الخلية من الإشريكية القولونية والبكتيريا الأخرى قابلة للتطوير