The authors have no acknowledgements.

Tüm çalışmalar, düzenleyici ve kurumsal kurallarına uygun olarak tamamlanmıştır. Bu çalışmanın hayvan yönleri Purdue Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (PACUC) tarafından onaylanan Kent Scientific Corporation Hayvan Kullanım Programı tarafından değerlendirilir ve Laboratuvar Hayvanları 22 Bakımı ve Kullanımı için Kılavuz uygun olarak yapıldı. Not: Bu protokolde kullanılan düşük akımlı dijital anestezi sistemi entegre pulse oksimetre ile donatılmıştır. 1. Entegre Pulse Oksimetre Düşük akımlı Anestezi Sistemi Kurma <ol><li> İsofluranın Teslim <ol><li> Bir taşıyıcı gaz kaynağı seçin. İç hava pompası kullanmak için, emme oda havası iç pompa izin arkasındaki Giriş Noktası sökün. </li><li> port egzoz kömür teneke kutu bağlayın. </li><li> düşük akım, dijital anestezi sistemi ön Y adaptörünü bağlayın. t beyaz dalları bağlamak için renk kodlu klipleri kullanınO burun konisi ve indüksiyon odasına mavi dalları. </li><li> Kapat beyaz klip kelepçeler ve açık mavi klibi odasına hava akışını yönlendirmek için kelepçeler. </li><li> 2 ml şırınga seçin. </li></ol></li><li> Fizyolojik İzleme, Entegre pulse oksimetre kullanılması <ol><li> &quot;AUX&quot; etiketli düşük akımlı anestezi sisteminin arkasında, bağlantı noktasına pulse oksimetre pençe sensörünü bağlayın. </li></ol></li></ol> 2. Ayarlarını Yapılandırma <ol><li> Anestezi <ol><li> anestezi sistemi üzerinde güç ve Kurma menüsüne erişmek. Basın kırmızı Ana Menü&gt; Anestezi&gt; Ayarlar erişmek için Kurma. </li><li> anestezik madde seçin. Basın Set Up kırmızı Tipi Anest vurgulamak için. İsofluranın seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. </li><li> Şırınga boyutunu ayarlayın. Basın Siri Boyutu vurgulamak için Kurma. 2 ml şırınga seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. </li><li> Boş pozisyon ayarlayın. Basın h Kurmaighlight kırmızı Boş ayarlayın. Şırınga Holding Kelepçe şırınga metal yaka oturacak şekilde şırınga koyarak Şırınga Tutma Blok boş, tamamen basılı cam şırınga edin. İtici Blok şırınga pistonu üst ışık temas edinceye kadar İtici Blok taşımak için Yukarı veya Aşağı oklarına basın. Basın boş konumunu ayarlamak için seçin. </li><li> Basın kırmızı kaldır vurgulamak için Kurma. şırıngayı çıkarın ve şişe üst adaptörü kullanarak izofluran ile şırınga doldurun. </li><li> anestezi sistemine Şırınga bağlayın. </li><li> Başbakan anestezik teslim boru. Basın kırmızı Başbakan Tube vurgulamak için Kurma. anestezi kadar basın Aşağı şırınga yoluyla ve buharlaştırıcı blokta siyah montaj içine geçecek. </li><li> anestezi etkinleştirin. Basın kırmızı Enable vurgulamak için Kurma. Evet seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın Run / Geri Ana Menüye dönmek için. </li><li> a seçinir arz ve dakika hacmi. Basın Set Up kırmızı Hava İkmal vurgulamak için. İç Pompası seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın kırmızı Dakika Vol vurgulamak için Kurma. 250 ml / dak sabit akış hızı. </li></ol></li><li> Fizyolojik İzleme <ol><li> Fare (240) minimum tespit kalp atış hızını ayarlayın. Ana menüye erişmek için Kurma&gt; tuşuna basın MouseStat. Yukarı ve aşağı oklarını kullanın asgari kalp hızını ayarlamak için. </li></ol></li></ol> 3. Anestezi Teslimat başlayın <ol><li> Fare indükleyin <ol><li> Basın Run / Geri iki kez çalıştırmak moduna girmek ve hava akışını başlatmak için. </li><li> sıkıca kapağını kapatarak, indüksiyon odasında fare yerleştirin. % 3 Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmesini ayarlayın. </li><li> Fare refleksi kaybı ile tespit anestezi istenen düzlemi, ulaşana kadar izleyin. gerektiği gibi Anestezik Ajan Konsantrasyon ayarlayın. </li><li> Hayvan kendi düzeltilmesi refleks a kaybeder keznd yeterince anestezi,% 0 Anestezi konsantrasyon düğmesini çevirin. Yazarlar, daha önce hava akımı sağlayan 30-60 sn anestezi derinliği 1 ters olmayacak şekilde odayı temizlemek için yeterli olan endüksiyon odası temizlemesini bulmuşlardır. </li><li> Hızla yüz maskesine hava yönlendirmek için beyaz kelepçeler açın ve indüksiyon odasına giden mavi kelepçeleri kapatın. </li><li> Araştırmacı uzak odasına açın fareyi çıkarın ve hemen burun konisi uygun. </li><li> Bir geri besleme döngüsü üzerinde bir rektal prob ile 37 ° C&#39;de vücut ısısını korumak için ayarlanmış bir kızılötesi ısınma pad üzerinde hayvan ortalayın. </li><li> Fare burun konisi istikrarlı olduğunda Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmesini çevirerek bakım gerektiği gibi,% 1.5 izofluran konsantrasyonu ayarlayabilir veya. </li><li> bakım için dakika hacmini azaltmak. hayvan desteklemek için minimum akış hızı, 30 g fare için 1.5-2.2 kat hayvanın dakika hacmi (eşittir52 ml / dakika) ve en az. burun konisi stiline özgü ayar önerilen akış hızı için üreticinin talimatlarına bakın ve gerektiği gibi ayarlayın. Ana Menüye erişmek için Kurma ve ardından Dakika Vol kırmızı vurgulanır kadar Kurma tuşuna basın. Hedef akışını ayarlamak için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın Run / Geri ana ekrana dönmek için. </li><li> Bir birlisme tutam sırasında geri çekme refleksi eksikliği ile belirlenen anestezi derinliği onaylayın. anestezi sırasında kurumasını önlemek için gözleri oftalmik merhem sürün. </li></ol></li></ol> 4. Fizyolojik İzleme başlayın <ol><li> arka ayak pedi üzerinde sensörü yerleştirin. kırmızı ışık pençe altında olduğunu ve pençe aydınlatır böylece sensörü yerleştirin. oxiwave görüntülemek için ekranda yukarı ve aşağı okları kullanın. Hayvan şimdi güvenle düşük akış, şırınga odaklı, dijital buharlaştırıcı kullanılarak anestezi. </li></ol> 5. Hayvan kaldır <ol><li> KapatmaAnestezi Dağıtım. <ol><li> anestezi teslim durdurmak için, Min (ya da% 0) için Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmeyi çevirin ve yüz maskesi hayvan kaldırmak. </li><li> Anestezi kurtarma sırasında fare izleyin. Fare tamamen ayaktan hale geldikten sonra, kafes iade. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 335 (2011).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+principles+and+maintenance.">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury.">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li></ol>

Bu proje Kent Scientific Corporation, CJ Goergen Amerikan Kalp Derneği (SDG18220010) ve Purdue Üniversitesi tarafından ekipman ve finansmanı ile desteklenmiştir. Yazarlar Krista Bigiarelli ve Irina Toore Bu makalede kullanılan ekipman üreten Kent Scientific Corporation çalışanlarıdır. Bu yazının açık erişim yayın Kent Scientific Corporation tarafından desteklenmektedir.

Dijital düşük akımlı anestezi sistemi kullanıcı etkin bir şekilde herhangi bir sıkıştırılmış gaz kullanmadan çok düşük akış hızlarında fareler uyutmak için izin verir. Bu yaklaşık 500 ml / dakika minimum akış hızlarında sıkıştırılmış bir gaz kaynağına ihtiyaç olan standart pasif püskürteç, büyük ölçüde farklılık gösterir. Standart püskürteç geçişleri arasındaki kesinlikten yoksun aramalar kullanmak ve onlar doğruluğunu sağlamak için her yıl bakımı yapılmalıdır. Bir şırınga tahrik anestezi sistemi şırınga pompası tam gerekli hızını hesaplamak için sabit akış hızında anestetik için belirli bir konsantrasyonu sağlayabilir. Rutin kalibrasyonlar ek maliyet ve zaman tasarrufu ile sonuçlanan gereksizdir. önerilen minimum debisi olmayan bir geri soluma devresinde bir hayvan korumak için 1.5-2.2 kat hayvanın dakika hacmi olduğunu. Bu çalışmada kullanılan 100 ml / dakika akış hızı, hayvanlar için yeterli anesteziğin verilmesinde, bu en az aştı. akış hızı AyarAkış hızı doğrudan belirli bir süre için kullanılan izofluran miktarına bağlı olarak gs, bu anestezik teslim tekniği için kritik öneme sahiptir. Düşük akış hızlarında kullanıldığında hayvan hala etkili 1,19-21 anestezi ise, bu teknik büyük ölçüde kullanımı sırasında gerekli izofluran miktarını azaltabilirsiniz. Geleneksel vaporizers ve düşük akımlı dijital vaporizers arasında yeni ekipman maliyetleri karşılaştırılabilir. Ancak, dijital düşük akımlı anestezi sistemi izofluran ve sevofluran teslim etmek yeteneğine sahiptir. Bu belirlenen izofluran ve sevofluran hassas püskürteç, anestezik ajanlar her ikisini de kullanarak grup için ilk ekipman maliyetlerinin düşürülmesi ihtiyacını ortadan kaldırır. Düşük akış dijital buharlaştırıcı 1,19,20 kullanırken buharlaştırıcı teknolojileri arasındaki son yayınlanan karşılaştırmalar zamanla maliyet tasarrufu ettiler. Bu karşılaştırmaların sonuçları, bir yıl boyunca potansiyel maliyet tasarrufu yaklaştığı kullanılabilir. Gibi52 hafta boyunca haftada 2 saat aralıklarla, 5 gün içinde yapılan tipik kullanım ayarlarını tüketen, geleneksel izofluran buharlaştırıcı izofluran 3.8 L, ya da on iki 250 ml&#39;lik şişe tüketecektir. aynı frekansta kullanılan düşük akımlı dijital buharlaştırıcı sadece 0.32 L, ya da iki 250 ml&#39;lik şişe tüketmek olacaktır. Kömür bidonu tüketimi de azalır. Her kutu yaşlandırma atık gazın 50 gr tutan varsayarsak, geleneksel buharlaştırıcı bir yıl boyunca yaklaşık 21 kömür kutuları dolduracaktır. Buna karşılık, düşük akımlı dijital buharlaştırıcı 6 veya daha az gerektirir. Geleneksel buharlaştırıcı 9500 L. dijital düşük akım buharlaştıcıların bazı modellerde mevcut iç hava pompası, kapasiteli yılda yaklaşık 5 büyük gaz tüpleri, her gerektirir, sıkıştırılmış gaz gereksinimini ortadan kaldırır. Sıkıştırılmış gaz kullanılacak olsaydı, sistem yıllık 1 başına sadece 1 silindir kullanmak istiyorsunuz. teknik ihtiyaca göre değiştirilebilir. Düşük akımlı dijital vaporizers kullanıcı hızlı ve hassas anestezi derinliğini ayarlamak için izin verir. anestetik derinliği artırılabilir veya azaltılabilir gerekiyorsa, kullanıcı sistemi üstündeki kadranı kullanarak% 0.1 artışlarla anestezik konsantrasyonunu artırabilir. işlem boyunca gerektiğinde akış oranı da ayarlanabilir. daha büyük bir şırınga boyutları daha uzun işlemler için uygun olmasına rağmen, bu protokol, 2 ml şırınga kullanmaktadır. İç hava pompası kullanıcılara sıkıştırılmış gaz kaynağı gerektirmeden hayvanları uyutmak için bir seçenek sunar. Sıkıştırılmış gaz veya oksijen desteği gerektiren işlemler için, kullanıcı yerine çevredeki havayı kullanarak daha düşük akış sistemi bir gaz kaynağı bağlamak için seçeneği vardır. kullanıcı işlem boyunca seçilen hava kaynağı sağlamak için devam edebilir, ya da iç pompa ve gerektiği gibi sıkıştırılmış bir gaz kaynağı arasında geçiş yapabilirsiniz. Örneğin, kullanıcı indüksiyon ve bakım sırasında iç pompa vasıtasıyla oda havasını sunmak için sistem kurulumu, ancak ek oksi teslim edebilirkurtarma sırasında gen. Düşük akımlı dijital buharlaştırıcı kullanmanın birçok avantajı olmasına rağmen, aynı zamanda sınırlamalar vardır. Bir vana dahil değildir, çünkü elle açmadan önce temiz hava odasına kızarma indüksiyon odasına temizlemek için tek yoldur. Bu sistem sadece düşük akış hızlarında çalışacak şekilde tasarlanmıştır ve geleneksel püskürteç 10 L / dk&#39;ya kadar akış hızlarında kullanılabilir 800 ml / dk, akış oranlarının üzerinde anestezi teslim etmez. Bu özel sistem bu nedenle küçük hayvan türleri için uygundur. Ayrıca, sistem geleneksel bir buharlaştırıcı ile karşılaştırıldığında daha az anestetik madde tutar. Şırınga bir prosedür sırasında yenilenmeleri gerekir durumlar olabilir. Ancak, dolum sırasında gecikmeler boş şırıngayı yerine yakın bir ikinci şırınga önceden doldurarak azaltılabilir. 10 ml kadar şırınga boyutları orta prosedür şırıngalar dolum ihtiyacını azaltmak için kullanılabilir. Son olarak, geleneksel bir buharlaştırıcı farklı olarak, düşük-fow dijital buharlaştırıcı elektrik gerektirir. elektrik kullanılamaz veya güç kesintisi durumunda olduğu Piller durumlarda kullanım için mevcuttur. Önceki çalışmalar, düşük akımlı dijital sistemler geleneksel anestezi sistemine 1,19,20 kıyasla daha az izofluran, taşıyıcı gaz ve kömür metal kapları tüketmek olduğunu göstermiştir. daha fazla çalışma bu alanlarda ihtiyaç duyulan olsa kirleticilerin alınmasına yönelik anestezik gaz azalma da, atık anestezik gaz bir azalma tespit olabilir. Kızılötesi gaz spektroskopisi atık izofluran üretimini izlemek için kullanılabilir, ve dozimetre rozetleri gelecek karşılaştırmalarda laboratuvar personeline izofluran maruz kalma ölçmek için kullanılabilir. Özetle, anestezi teslimat için bu teknik sayesinde geleneksel sistemler üzerinde geliştirilmiş güvenlik, etkinlik ve hassas kemirgen anestezi yapmadan gruplarına yararlı olacaktır.

0.5-10 L / dk 2 akış oranları arasında yapmaktadır veteriner kullanımı için uygun bir çok hassas vaporizörler vardır. aralık kendi küçük solunum dakika hacmi ile karşılaştırıldığında yüksek olduğu gibi bu debileri, kemirgenler için ideal değildir. Yüksek debi nedeniyle hipotermi ve solunum yolu 3,4 kurutulması kendi tanıtımına veteriner pratikte tavsiye edilmez. Ayrıca, pek çok ortak veteriner buharlaştırıcı üretici kılavuzları yüksek akış oranları karşı basınç dalgalanmaları meydana artışa neden olabileceğini uyarısında bulunuyor. Aynı zamanda, pek çok standart püskürteç 500 ml / dakika akış hızları aşağıda doğru hale olduğu gösterilmiştir ve bu oran, veterinerlik alanında 5-7 küçük bir akış oranı olarak kabul edilir. Bir hayvan, bir T-parçası devresi üzerinde bulunan veya 1.5-2.2 katı hayvanın dakika hacmi 8-10 kadar düşük bir akış oranı kullanılarak, Bain devre değiştirilebilir. Bu akış oranları sufficien kabul edilirt süresi dolmuş gazların geri solunumunu engeller ve kan karbondioksit konsantrasyonları 8 artış önlemek için. Bu akış hızı tavsiye kullanarak, 30 g fare 52 ml kadar düşük bir akış oranında muhafaza edilebilir / dakika, geleneksel bir buharlaştırıcı kabul 500 ml / dakika minimum göre yaklaşık on kat daha az. Geleneksel buharlaştırıcı gaz akışı ve pasif anestezik buharlaşma için atmosferik basınç bağlı iken, direkt enjeksiyonlu buharlaştırıcı toplam taze gaz akışını ölçer ve gaz akımına 2 doğrudan buhar enjekte eder. Bazı direkt enjeksiyon püskürteç gaz akımına anestezi yönetmek için bir şırınga pompası kullanmaktadır. Bilgisayarlı kontroller bu sistemler otomatik olarak anestezik istenen konsantrasyona ulaşmak için gerekli olan sıvı maddenin hacmini enjekte şırınga pompası hızını ayarlamak için izin verir. Şırınga tahrik püskürteç mevcut klinik ve pediatrik kullanım için onaylanmış ve birçok benzer yapılandırmaları bir olarak kabul edilirestetik klinik pratikte 11-16 cihazları koruyucu. Kısa bir süre onaylandıktan sonra, şırınga pompası vaporizers ile anestezik olan koruyucu cihazlar hayvan çalışmalarında 8,17,18 kullanılmak üzere adapte edilmiştir. Geleneksel bir buharlaştırıcı farklı olarak, bir şırınga pompası kullanılarak, bir doğrudan enjeksiyon sistemi doğruluğunu sağlamak için, küçük bir akış oranı ile sınırlı değildir. Bu nedenle, bu teknoloji, kemirgen anestezi ve düşük akış oranları gerekli olan diğer durumlarda kullanım için idealdir. Bu buharlaştırıcı tasarımı ile bağlantılı faydalar ve potansiyel maliyet tasarrufu kemirgenler 1,19,20 için özel olarak tasarlanmış yeni anestezi sistemlerinin geliştirilmesi ilham kaynağı oldu. Bu yeni sistem, aynı zamanda içeren dahili bir hava pompası, kullanıcı bir sıkıştırılmış gaz kaynağı gerektirmeden anestezi yönetmek için izin. Ek bir fayda olarak, sistem önceden kalibre edilmiş izofluran ve sevofluran hem kullanım içindir. laboratuar hayvanları alanında bu buharlaştırıcı teknolojisinin başlamasıyla, bent sıkıştırılmış gaz için gerek kalmadan yakın önerilen düzeylere akış hızlarında küçük laboratuar hayvanları uyutmak için artık mümkün.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="873">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Anesthetic Equipment</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO</td>
			<td style="width:340px;">Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Pulse Oximeter &#38; Heart Rate Monitor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SS-MSTAT-Module</td>
			<td style="width:340px;">Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">MSTAT-MSE</td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">2mL Glass Syringe</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-2ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low-Cost Induction Chamber, 0.5L</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low Profile Facemask, x-small</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Animal Warming</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:283px;">PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">PS-RT</td>
			<td style="width:340px;">Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Anesthetic Agents 
			and Medications</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Isoflurane (250mL bottle)</td>
			<td style="width:131px;">Piramal Healthcare</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Puralube Opthalmic Ointment</td>
			<td style="width:131px;">Perrigo</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Hayvanlar 3 yetişkin C57 / BL6NTac dişi fareler (Taconic, yaş 6-7 hafta; ağırlık 15 +/- 1 gr) anestezi ve kalp hızı, oksijen doygunluğu, ve solunum hızı izlendi ise 1.3-1.5% izofluran ile korundu. tesise gelmeden önce rutin satıcı testi ile belirlenen tüm fareler Fare Patojen Free idi. Hayvanlar grubu yerleştirilmiş microisolation kafes ve şişe standart kemirgen yemi ve su serbest erişim sağlanmıştır. İsofluranın Kullanımı düşük akımlı anestezi sistemi kullanım sırasında şırınga kalan anestezik madde miktarını ölçer. Anestezi sistemi ile ölçülmüş hayvan bakım döneminin sonunda tekrar burun konisi aktarılmış ve gibi şırıngaya hacmi, not edilmiştir. Nihai hacim Bbaşlangıç ​​hacminin çıkarılır şekilde idame periyodu (Şekil 1) sırasında tüketilen anestezi miktarını belirlemek için. fizyolojik Parametreler Kalp hızı, SpO 2, ve solunum hızı pulse oksimetre (- 4 Şekil 2) üzerinden bakım sırasında izlendi. Vücut sıcaklığı, bir kızıl ötesi ısıtma yastığı ile 37.5 ° C &#39;de muhafaza edilmiştir. Bir interdijital tutam gelen geri çekme refleksi eksikliği ile tespit edilen her bir fare başarıyla 60 dakika boyunca anestezi cerrahi düzlemi altında oda hava / dakika, 100 ml, düşük akış hızlarında tutuldu. Fare uyanık vermedi ya da bakım döneminde aralıklı olarak uygulanan birlisme tutam yanıt. Hayvanların kalp hızları (Şekil 2), kan oksijen (Şekil 3) ve solunum sayısı (Şekil 4) relat kalmıştırÇalışma boyunca ively istikrarlı. Nedeniyle hayvan ve sensör konumlandırma, Fare 1 ve fare 3 den solunum hızı sinyali aralıklı ve ölçüm kesildi. Hayvanın konumlandırma ayarlandı, sinyal geliştirilmiş ve ölçülen solunum oranı benzer zaman noktalarında başkalarına karşılaştırılabilir. Düşük akımlı bir dijital anestezi cihazı idame periyodu (Şekil 1), 60 dakika boyunca izofluran 0.63 ml&#39;lik bir ortalama kullanılmıştır. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Şekil 1:.. İsofluranın Kullanımı dijital düşük akımlı anestezi sistemi kullanılarak anestezi bakım 1 saat boyunca üç farklı fareler için ml kullanılan izofluran miktarı <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Şekil 2:.. Nabız dakika (bpm) dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk başına atım üç farelerin kalp hızı <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Şekil 3:.. Oksijen Doygunluk üç fareler dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk kan oksijen doygunluğu seviyesi (%) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Şekil 4:.. Solunum Hızı min (bpm) dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk başına nefes üç farelerin solunum hızı <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Fare ve Sıçanlarda için düşük akış Dijital Anestezi Sistemi Kullanımı

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Görüntüleme.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A Novel Rescue Technique for Difficult Intubation and Difficult Ventilation

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which works especially well with poor mask fit.
Can not intubate, can not ventilate" (CICV) is a potentially life threatening situation. In this video we present a simulation of the technique we used in a case of CICV where oxygenation and ventilation were maintained by inserting an endotracheal tube (ETT) nasally down to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.
A 13 year old patient was taken to the operating room for incision and drainage of a neck abcess and direct laryngobronchoscopy. After preoxygenation, anesthesia was induced intravenously. Mask ventilation was found to be extremely difficult because of the swelling of the soft tissue. The face mask could not fit properly on the face due to significant facial swelling as well. A direct laryngoscopy was attempted with no visualization of the larynx. Oxygen saturation was difficult to maintain, with saturations falling to 80%. In order to oxygenate and ventilate the patient, an endotracheal tube was then inserted nasally after nasal spray with nasal decongestant and lubricant. The tube was pushed gently and blindly into the hypopharynx. The mouth and nose of the patient were sealed by hand and positive pressure ventilation was possible with 100% O2 with good oxygen saturation during that period of time. Once the patient was stable and well sedated, a rigid bronchoscope was introduced by the otolaryngologist showing extensive subglottic and epiglottic edema, and a mass effect from the abscess, contributing to the airway compromise. The airway was secured with an ETT tube by the otolaryngologist.This video will show a simulation of the technique on a patient undergoing general anesthesia for dental restorations.

We describe a technique to maintain oxygenation and ventilation using an endotracheal tube inserted nasally to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.

Zor entübasyon ve zor Havalandırma için Roman Kurtarma Tekniği

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which ...

Tıp

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

Seçmeli Pediatrik Fiberoptik Entübasyon için rehber

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. Cardioprotection by ischemic preconditioning (IP) remains an area of intense investigation. To further elucidate its molecular basis, the use of knockout mouse studies is particularly important 7, 14, 30, 39. Despite the fact that previous studies have already successfully performed cardiac ischemia and reperfusion in mice, this model is technically very challenging. Particularly, visual identification of the coronary artery, placement of the suture around the vessel and coronary occlusion by tying off the vessel with a supported knot is technically difficult. In addition, re-opening the knot for intermittent reperfusion of the coronary artery during IP without causing surgical trauma adds additional challenge. Moreover, if the knot is not tied down strong enough, inadvertent reperfusion due to imperfect occlusion of the coronary may affect the results. In fact, this can easily occur due to the movement of the beating heart.
Based on potential problems associated with using a knotted coronary occlusion system, we adopted a previously published model of chronic cardiomyopathy based on a hanging weight system for intermittent coronary artery occlusion during IP 39. In fact, coronary artery occlusion can thus be achieved without having to occlude the coronary by a knot. Moreover, reperfusion of the vessel can be easily achieved by supporting the hanging weights which are in a remote localization from cardiac tissues.
We tested this system systematically, including variation of ischemia and reperfusion times, preconditioning regiments, body temperature and genetic backgrounds39. In addition to infarct staining, we tested cardiac troponin I (cTnI)
as a marker of myocardial infarction in this model. In fact, plasma levels of cTnI correlated with infarct sizes (R2=0.8). Finally, we could show in several studies that this technique yields highly reproducible infarct sizes during murine IP and myocardial infarction6, 8, 30, 40, 41. Therefore, this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in cardioprotection by IP using a genetic approach in mice with targeted gene deletion. Further studies on cardiac IP using transgenic mice may consider this technique.

A murine model for myocardial ischemia and ischemic preconditioning is an important tool study cardioprotective mechanisms in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for cardiac IP using a hanging-weight system for coronary artery occlusion.

Asma Ağırlık Sistemi Fare Koroner Arter Tıkanıklığı için kullanın

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. ...

Use of a Hanging-weight System for Isolated Renal Artery Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients revealed that only a mild increase in serum creatinine levels (0.3 to 0.4 mg/dl) is associated with a 70% greater risk of death than in persons without any increase 1. Along these lines, surgical procedures requiring cross-clamping of the aorta and renal vessels are associated with a renal failure rates of up to 30% 4. Similarly, AKI after cardiac surgery occurs in over 10% of patients under normal circumstances and is associated with dramatic increases in mortality. AKI are also common complications after liver transplantation. At least 8-17% of patients end up requiring renal replacement therapy 5. Moreover, delayed graft function due to tubule cell injury during kidney transplantation is frequently related to ischemia-associated AKI 6. Moreover, AKI occurs in approximately 20% of patients suffering from sepsis 6.The occurrence of AKI is associated with dramatic increases of morbidity and mortality 1. Therapeutic approaches are very limited and the majority of interventional trials in AKI have failed in humans. Therefore, additional therapeutic modalities to prevent renal injury from ischemia are urgently needed 3, 7-9. 
To elucidate mechanisms of renal injury due to ischemia and possible therapeutic strategies murine models are intensively required 7-13. Mouse models provide the possibility of utilizing different genetic models including gene-targeted mice and tissue specific gene-targeted mice (cre-flox system). However, murine renal ischemia is technically challenging and experimental details significantly influence results. We performed a systematic evaluation of a novel model for isolated renal artery occlusion in mice, which specifically avoids the use of clamping or suturing the renal pedicle 14. This model requires a nephrectomy of the right kidney since ischemia can be only performed in one kidney due to the experimental setting. In fact, by using a hanging-weight system, the renal artery is only instrumented once throughout the surgical procedure. In addition, no venous or urethral obstruction occurs with this technique. We could demonstrate time-dose-dependent and highly reproducible renal injury with ischemia by measuring serum creatinine. Moreover, when comparing this new model with conventional clamping of the whole pedicle, renal protection by ischemic preconditioning is more profound and more reliable. Therefore his new technique might be useful for other researchers who are working in the field of acute kidney injury.

A precise murine model for acute kidney injury (AKI) due to ischemia is an important tool to investigate acute kidney injury and possibly find therapeutic tools to treat renal injury. The hanging weight system offers a tool for immediate and reliable renal artery occlusion and reperfusion without causing renal congestion.

İzole Renal Arter Tıkanıklığı Asılı ağırlık Sistemi

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients ...

Use of a Hanging-weight System for Liver Ischemia in Mice

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and can result in liver failure which has a high mortality rate1-2. Therefore murine studies of hepatic ischemia have become an important field of research by providing the opportunity to utilize pharmacological and genetic studies3-9. Specifically, conditional mice with tissue specific deletion of a gene (cre, flox system) provide insights into the role of proteins in particular tissues10-13 . Because of the technical difficulty associated with manually clamping the portal triad in mice, we performed a systematic evaluation using a hanging-weight system for portal triad occlusion which has been previously described3. By using a hanging-weight system we place a suture around the left branch of the portal triad without causing any damage to the hepatic lobes, since also the finest clamps available can cause hepatic tissue damage because of the close location of liver tissue to the vessels. Furthermore, the right branch of the hepatic triad is still perfused thus no intestinal congestion occurs with this technique as blood flow to the right hepatic lobes is preserved. Furthermore, the portal triad is only manipulated once throughout the entire surgical procedure. As a result, procedures like pre-conditioning, with short times of ischemia and reperfusion, can be easily performed. Systematic evaluation of this model by performing different ischemia and reperfusion times revealed a close correlation of hepatic ischemia time with liver damage as measured by alanine (ALT) and aspartate (AST) aminotransferase serum levels3,9. Taken together, these studies confirm highly reproducible liver injury when using the hanging-weight system for hepatic ischemia and intermittent reperfusion. Thus, this technique might be useful for other investigators interested in liver ischemia studies in mice. Therefore the video clip provides a detailed step-by-step description of this technique.

We established a novel murine model of a hanging weight system for portal triad occlusion. This technique may be useful for future investigations of ischemia in murine hepatic models.

Farelerde Karaciğer İskemi için Asılı ağırlık Sistem Kullanımı

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and ...

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Roman Bitkisel Tedaviler Değerlendirmek için Sepsis Hayvan Modeli kullanımı

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Hafif Endometriozis İntraoperatif Algılama: Periton Bütünlüğü Kaybı ile İlişkili Pelvik Ağrı Tespiti ve Tedavisi İçin Yeni Bir Paradigma

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Manken Circumlimbal dikiş sıçanlar ve fareler tarafından indüklenen glokom

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ortootopik kalp transplantasyonunun klinik öncesi porcine modeli

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Kemirgenler için Entegre Düşük Akışlı Anestezik Buharlaştırıcı, Ventilatör ve Fizyolojik İzleme Sisteminin Kullanımı

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...