The authors have no acknowledgements.

Alle Untersuchungen wurden in Übereinstimmung mit den regulatorischen und institutionellen Richtlinien abgeschlossen. Die Tier Aspekte dieser Studie wurden von der Kent Scientific Corporation Tier Use Program ausgewertet, von der Purdue Animal Care und Use Committee (PACUC) genehmigt, und in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 22 durchgeführt. Hinweis: Das Low-Flow-Anästhesie digitale System in diesem Protokoll verwendet wird, mit einem integrierten Pulsoximeter ausgestattet. 1. Bis Stellen Sie den Low-Flow-Anästhesie-System mit integrierten Pulsoximeter <ol><li> Für Isofluran Lieferung <ol><li> Wählen Sie eine Trägergasquelle. Um die interne Luftpumpe verwenden, schrauben Inlet Anschluss auf der Rückseite, so dass die interne Pumpe Einlassraumluft. </li><li> Verbinden Kohlebehälter Port zu erschöpfen. </li><li> Schließen Sie Y-Adapter vor dem Low-Flow, digitale Anästhesiesystem. Verwenden Sie die farbcodierten Clips die weißen Zweige verbinden zu ter Bugnase und blau Zweige auf die Induktionskammer. </li><li> Schließen weißen Clip Schellen und offenen blauen Clip klemmt Luftstrom in die Kammer zu leiten. </li><li> Wählen Sie 2-ml-Spritze. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung, Verwendung des Pulse Oximeter Integrated <ol><li> Schließen Sie das Pulsoximeter paw Sensor-Anschluss auf der Rückseite des Low-Flow-Anästhesie-System, die mit &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Konfigurieren Sie die Einstellungen <ol><li> Für Anästhesie <ol><li> Schalten Sie das Anästhesiesystem, und rufen Sie das Einstellungsmenü. Drücken Sie Set Up für den Zugriff auf Hauptmenü&gt; Anästhesie&gt; Setup in rot. </li><li> Wählen Sie das Narkosemittel. Drücken Sie Set Up Typ Anest in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Isofluran auszuwählen. </li><li> Stellen Sie die Spritzengröße. Drücken Sie Set Up Syr Größe zu markieren. Verwenden Sie die Auf- und Ab-Pfeile, um eine 2-ml-Spritze zu wählen. </li><li> Stellen Sie die Leerposition. Drücken Sie Set Bis highlight leeren Satz in rot. Sicherung leer, voll gedrückten Glasspritze in die Spritzenhalteblock, indem die Spritze platziert, so dass die Spritze Clamp auf dem Metallring der Spritze sitzt. Drücken Sie die Auf- oder Ab-Pfeile, um den Schubblock zu bewegen, so dass der Pusher-Block mit der Spitze des Spritzenkolben Licht in Berührung kommt. Drücken Sie wählen leere Position zu setzen. </li><li> Drücken Sie Set in rot entfernen zu markieren Up. Entfernen Sie die Spritze und füllen Sie die Spritze mit Isofluran die Flasche oben Adapter verwenden. </li><li> Schließen Sie die Spritze mit dem Anästhesiesystem. </li><li> Prime das Anästhetikum Förderschlauch. Drücken Sie Set Up Prime Rohr in rot zu markieren. Drücken Sie, bis die Betäubung bewegt sich durch die Spritze und in den schwarzen Anschluss an der Verdampferblock. </li><li> Aktivieren Anästhesie. Drücken Sie Set in rot aktivieren zu markieren Up. Verwenden Sie die Auf- und Ab - Pfeile , um Ja auszuwählen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptmenü zurückzukehren. </li><li> Wählen Sie das einir Versorgung und Minutenvolumen. Drücken Sie Set Up Luftversorgung in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Interne Pumpe zu wählen. Drücken Sie Set Up zu Minute Vol in rot markieren. Durchflussrate einstellen auf 250 ml / min. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung <ol><li> Stellen Sie die minimale erfassten Herzfrequenz-Maus (240). Drücken Sie auf Hauptmenü auf&gt; MouseStat. Verwenden Sie nach oben und unten Pfeile Mindestherzfrequenz einzustellen. </li></ol></li></ol> 3. Beginnen Sie Anästhesie-Versorgung <ol><li> Induzieren die Maus <ol><li> Drücken Sie Run / Back zweimal Run-Modus zu wechseln und den Luftstrom zu beginnen. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Induktionskammer, den Deckel schließen fest. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration Knopf bis 3%. </li><li> Überwachen Sie bis der Maus auf die gewünschte Ebene der Anästhesie erreicht, bestimmt durch den Verlust der Reflex aufrichtenden. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration nach Bedarf. </li><li> Sobald das Tier verliert eine seiner aufrichtenden Reflexnd ausreichend betäubt ist, schalten Sie die Anesthesia Konzentration Wahl auf 0%. Die Autoren haben zuvor festgestellt , dass der Luftstrom so dass die Induktionskammer zu spülen 30-60 sec ausreicht, um die Kammer zu reinigen , ohne die Narkosetiefe 1 umgekehrt wird . </li><li> Schnell öffnen Sie die weißen Klammern die Luft zum facemask zu lenken, und schließen Sie die blauen Klemmen der Induktionskammer führt. </li><li> Öffnen Sie die Kammer vom Forscher, entfernen Sie die Maus, und sofort passen die Bugspitze. </li><li> Zentrieren Sie das Tier auf einer Infrarot-Wärmekissen, auf Körpertemperatur bei 37 ° C über eine rektale Sonde auf einer Rückkopplungsschleife aufrechtzuerhalten. </li><li> Wenn die Maus auf dem Nasenkonus stabil ist, auf 1,5%, die Konzentration von Isofluran einzustellen oder als für die Wartung benötigt, indem die Anästhetikum-Konzentration Drehen. </li><li> Reduzieren Sie das Minutenvolumen für die Wartung. Die Mindestdurchflussrate, das Tier zu unterstützen, ist gleich 1,5 bis 2,2-fache des Minutenvolumens des Tieres (für eine 30 g-Maus,ein Minimum von 52 ml / min). Wenden Sie sich an die Anweisungen des Herstellers für einen empfohlenen Durchflussrate auf die Bugnase Stil Festlegung spezifischer und ggf. einstellen. Drücken Sie Einrichten des Hauptmenü zu gelangen, und drücken Sie dann, bis die Einstellung Minute Vol rot markiert ist. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Zielfluss anzupassen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptbildschirm zurückzukehren. </li><li> Bestätigen Narkosetiefe durch einen Mangel an Rückzugsreflex während einer interdigitalen Prise bestimmt. Anwenden Augensalbe für die Augen Trockenheit während der Anästhesie zu verhindern. </li></ol></li></ol> 4. Beginnen Sie Physiologische Überwachung <ol><li> Sensor wieder über Pad Hinterpfote. Positionieren Sie den Sensor so, dass das rote Licht unter der Pfote ist und beleuchtet die Pfote. Mit den Auf- und Ab-Pfeile auf dem Bildschirm, um die oxiwave anzuzeigen. Das Tier wird nun anästhesiert sicher einen geringen Strömungs, Spritze gesteuerte, digitale Verdampfer verwendet wird. </li></ol> 5. Nehmen Sie das Tier <ol><li> AusschaltenAnästhesie-Versorgung. <ol><li> Um die Lieferung von Narkose stoppen, drehen Konzentration Betäubungsmittel-Agent Regler auf Min (oder 0%) und entfernen Tier aus facemask. </li><li> Überwachen Sie die Maus während der Narkose Erholung. Sobald die Maus vollständig ambulante geworden ist, schicken Sie es an den Käfig. </li></ol></li></ol>

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Dieses Projekt wurde mit Ausrüstung und Finanzierung von Kent Scientific Corporation, der American Heart Association zu CJ Goergen (SDG18220010) und der Purdue University unterstützt. Die Autoren Krista Bigiarelli und Irina Toore sind Mitarbeiter von Kent Scientific Corporation, die Ausrüstung in diesem Artikel verwendet produziert. Open Access Veröffentlichung dieses Artikels wird von Kent Scientific Corporation gesponsert.

Der digitale Low-Flow-Anästhesie-System ermöglicht es dem Benutzer effektiv Mäuse anästhesieren bei sehr niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten ohne die Verwendung irgendeines komprimiertes Gas. Dies unterscheidet sich stark von der Standard passive Verdampfern, von denen die meisten von etwa 500 ml / min bei minimalen Strömungsgeschwindigkeiten eine Druckgasquelle erforderlich ist. Standard-Verdampfern verwenden wählt, die Präzision zwischen Abstufungen fehlt, und sie müssen jährlich die Genauigkeit zu erhalten gewartet werden. Eine Spritze getrieben Narkosesystem kann bei der eingestellten Strömungsgeschwindigkeit eine bestimmte Konzentration des Anästhetikums liefern die genaue notwendige Geschwindigkeit der Spritzenpumpe zu berechnen. Routine-Kalibrierungen sind nicht erforderlich, was zu zusätzlichen Kosten und Zeitersparnis. Die empfohlene Mindestdurchflussmenge ein Tier auf einem Nicht-Rückatmungskreislauf aufrecht zu erhalten ist 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen des Tieres. Die Strömungsgeschwindigkeit von 100 ml / min in dieser Studie verwendet Überschreiten dieser Mindest ausreichend Anästhetikum an die Tiere zu liefern. Die Strömungsgeschwindigkeit settings sind für dieses Anästhetikum Abgabetechnik kritisch, da die Strömungsrate direkt mit der Menge von Isofluran für einen bestimmten Zeitraum verwendet zusammenhängt. Bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten verwendet wird , kann diese Technik stark die Menge des während des Gebrauchs erforderlich Isofluran zu reduzieren, während das Tier noch wirkungs 1,19-21 anästhesiert wird. Neue Ausrüstungskosten zwischen traditionellen Verdampfern und Low-Flow-digital Verdampfern sind vergleichbar. Jedoch hat das digitale Low-Flow-Anästhesie System die Fähigkeit entweder Isofluran oder Sevofluran zu liefern. Dadurch entfällt die Notwendigkeit für bestimmte Isofluran und Sevofluran Präzision Verdampfern, die Verringerung der Erstausrüstung Kosten für Gruppen beide Anästhetika verwenden. Kürzlich veröffentlichte Vergleiche zwischen Verdampfer Technologien haben Kosteneinsparungen im Laufe der Zeit vorgeschlagen , wenn ein Low-Flow - Digital - Verdampfer 1,19,20 verwenden. Die Ergebnisse dieser Vergleiche verwendet werden könnten potentielle Kosteneinsparungen im Laufe eines Jahres zu approximieren. WieSuming ausgeführt typische Nutzungseinstellungen in 2 Stunden-Schritten, 5 Tage pro Woche für 52 Wochen ein traditionelles Verdampfer Isofluran wird 3,8 l von Isofluran oder zwölf 250-ml-Flaschen verbrauchen. Ein Low-Flow-digital Verdampfer bei der gleichen Frequenz verwendet würde nur 0,32 L, oder zwei 250 ml-Flaschen verbrauchen. Kohlebehälter Verbrauch wird ebenfalls reduziert. Unter der Annahme, dass jeder Kanister 50 g gespülten Abgas hält, wird eine traditionelle Verdampfer etwa 21 Kohlekanister im Laufe eines Jahres zu füllen. Im Vergleich dazu wird ein Low-Flow-Digital-Verdampfer 6 oder weniger benötigen. Ein traditionelles Verdampfer etwa 5 große Gasflaschen pro Jahr erfordern würde, die jeweils mit einer Kapazität von 9.500 L. Die interne Luftpumpe, bei einigen Modellen verfügbar digitaler Low-Flow-Verdampfern, entfällt die Notwendigkeit für komprimiertes Gas. Wenn komprimiertes Gas verwendet werden, so würde das System nur ein Zylinder pro Jahr 1 verwenden. Die Technik kann je nach Bedarf modifiziert werden. Low-Flow digital vaporizers ermöglichen es dem Benutzer Narkosetiefe schnell und präzise einzustellen. Wenn der Narkosetiefe erhöht werden muss, oder verringert wird, kann der Benutzer die Anästhetikum-Konzentration in Schritten von 0,1% erhöhen die Wählscheibe auf der Oberseite des Systems verwendet wird. Die Strömungsgeschwindigkeit kann auch während des Verfahrens je nach Bedarf eingestellt werden. Dieses Protokoll verwendet eine 2-ml-Spritze, obwohl größere Spritzengrößen für längere Verfahren zur Verfügung stehen. Die interne Luftpumpe bietet dem Anwender die Möglichkeit, Tiere zu betäuben, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Verfahren für komprimiertes Gas oder zusätzlichen Sauerstoff erfordern, hat der Benutzer die Möglichkeit, eine Gasquelle an den Low-Flow-System zu verbinden, anstatt Umgebungsluft. Der Benutzer kann weiterhin die ausgewählte Luftquelle während des gesamten Verfahrens zu liefern oder zwischen der internen Pumpe und einer Druckgasquelle wie benötigt umschalten kann. Zum Beispiel kann der Benutzer das System so einstellen Raumluft über die interne Pumpe während der Induktion und Wartung zu liefern, sondern liefern zusätzliche Oxygen während der Genesung. Zwar gibt es auch viele Vorteile sind ein Low-Flow-Digital-Verdampfer, dort mit Einschränkungen. Da ein Spülventil nicht enthalten ist, manuell in die Kammer mit sauberer Luft vor dem Öffnen Spülung ist der einzige Weg, um die Induktionskammer zu spülen. Dieses System ist nur bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten zu betreiben und liefert keine Anästhesie über Flussraten von 800 ml / min, in denen traditionelle Vaporizer kann bis zu 10 l / min mit Flussraten verwendet werden. Dieses spezielle System eignet sich daher nur für kleine Tierarten. Darüber hinaus hält das System weniger Anästhetikum im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer. Es kann Situationen geben, in denen die Spritze während eines Verfahrens nachgefüllt werden muss. Um jedoch die leere Spritze zu ersetzen Verzögerungen beim Nachfüllen können in der Nähe von Vorfüllung eine zweite Spritze reduziert werden. Spritzengrößen von bis zu 10 ml sind verfügbar, um die Notwendigkeit zu reduzieren Spritzen Mitte Verfahren zum Nachfüllen. Schließlich, im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer der Nieder flow digitalen Verdampfer erfordert Strom. Batterien sind für die Verwendung in Fällen verfügbar, wo elektrische Leistung nicht verfügbar ist oder für den Fall eines Stromausfalls. Frühere Studien haben gezeigt , dass Low-Flow - Digitalsysteme verbrauchen weniger Isofluran, Trägergas und Kohle - Kanister im Vergleich zu einem herkömmlichen Anästhesiesystem 1,19,20. Die Reduktion der gespülten Narkosegas auch eine Verringerung der Abfallnarkosegas identifizieren konnte, obwohl die weitere Arbeit in diesen Bereichen erforderlich ist. Infrarot-Gasspektroskopie kann verwendet werden, um Abfall Isofluran Produktion überwachen und Dosimeter Abzeichen kann verwendet werden, Isofluran Exposition für das Laborpersonal in Zukunft Vergleiche zu quantifizieren. Zusammengefasst wird diese Technik für Betäubungsmittel Lieferung an Gruppen, die in Nagetieren Anästhesie durch verbesserte Sicherheit, Wirksamkeit und Präzision gegenüber herkömmlichen Systemen von Vorteil sein.

Es gibt viele Präzision Verdampfern für veterinärmedizinische Zwecke zur Verfügung , die 2 zwischen Flussraten von 0,5 bis 10 l / min betrieben werden . Diese Flussraten sind nicht ideal für Nager, da der Bereich hoch ist im Vergleich zu ihren kleinen Atemminutenvolumen. Hohe Strömungsgeschwindigkeiten sind nicht in der veterinärmedizinischen Praxis aufgrund ihrer Förderung der Hypothermie und Trocknen des Respirationstraktes 3,4 empfohlen. viele gemeinsame Veterinär Verdampfer Hersteller Handbücher warnen, dass hohe Durchflussraten führen kann eine Erhöhung des Auftretens von Rückstauschwankungen Ferner. Es hat sich auch gezeigt , dass viele Standard - Verdampfern unter Flussraten von 500 ml / min ungenau werden, und diese Rate als Mindestdurchflussmenge im Veterinärbereich 5-7 angesehen wird. Ein Tier kann auf einem T-Stück Schaltung oder modifizierte bain Schaltung mit einer Flussrate so günstig wie 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen 8-10 des Tieres gehalten werden. Diese Strömungsraten gelten als sufficient Rückatmungs abgelaufener Gasen zu verhindern , und eine Erhöhung des Blutkohlendioxidkonzentrationen 8 verhindern. Mit dieser Flussrate Empfehlung, eine 30 g-Maus mit einer Fließgeschwindigkeit so günstig wie 52 ml / min, fast zehnmal kleiner als die angenommen 500 ml / min mindestens einem traditionellen Verdampfer aufrecht erhalten werden konnte. Während einer traditionellen Verdampfer auf Gasstrom und Atmosphärendruck für passive Anästhetikum Verdampfung abhängt, misst eine direkte Injektion Verdampfer den gesamten Frischgasstrom und spritzt den Dampf direkt in den Gasstrom 2. Einige direkte Injektion Verdampfern verwenden eine Spritzenpumpe Anästhetikums in den Gasstrom zu verabreichen. Computerized Kontrollen erlauben diese Systeme automatisch die Spritzenpumpe Geschwindigkeit justieren das Volumen der flüssigen Mittel zu injizieren erforderlich, um die gewünschte Konzentration des Anästhetikums zu erreichen. Spritze angetrieben Verdampfern zur Verfügung stehen und für die klinische und pädiatrische Verwendung zugelassen und viele ähnliche Konfigurationen werden als angesehenästhetischen Konservierungsanlagen in der klinischen Praxis 16.11. Kurz nach ihrer Genehmigung Betäubungsmittel erhaltend Geräte mit Spritzenpumpe Verdampfern wurden 8,17,18 zur Verwendung in Tierstudien angepasst. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer, ein Direkteinspritzsystem einer Spritzenpumpe verwendet wird durch eine Mindestdurchflussmenge, um die Genauigkeit zu erhalten beschränkt. Aus diesem Grund ist diese Technologie ideal für den Einsatz in rodent Anästhesie und andere Fälle, in denen geringe Strömungsgeschwindigkeiten notwendig sind. Die Vorteile und das Potenzial mit diesem Verdampfer Design damit verbundenen Kosteneinsparungen inspiriert die Entwicklung neuer Anästhesiesysteme speziell für Nager 1,19,20. Dieses neue System enthält auch einen eingebauten Luftpumpe, sodass der Benutzer Anästhesie zu verabreichen, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Als zusätzlicher Vorteil ist das System vorkalibriert zur Verwendung sowohl mit Isofluran und Sevofluran. Mit der Einführung dieser Verdampfertechnologie im Labortier Feld it ist jetzt möglich, kleine Labortiere bei Durchflussraten näher empfohlenen Werte für komprimiertes Gas ohne die Notwendigkeit zu betäuben.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="873">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Anesthetic Equipment</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO</td>
			<td style="width:340px;">Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Pulse Oximeter &#38; Heart Rate Monitor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SS-MSTAT-Module</td>
			<td style="width:340px;">Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">MSTAT-MSE</td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">2mL Glass Syringe</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-2ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low-Cost Induction Chamber, 0.5L</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low Profile Facemask, x-small</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Animal Warming</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:283px;">PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">PS-RT</td>
			<td style="width:340px;">Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Anesthetic Agents 
			and Medications</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Isoflurane (250mL bottle)</td>
			<td style="width:131px;">Piramal Healthcare</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Puralube Opthalmic Ointment</td>
			<td style="width:131px;">Perrigo</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Tiere 3 erwachsenen C57 / BL6NTac weibliche Mäuse (Taconic, Alter 6-7 Wochen, Gewicht 15 +/- 1 g) wurden betäubt und mit 1,3-1,5% Isofluran während Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung und Atemfrequenz überwacht wurden beibehalten. Alle Mäuse waren Murine Pathogen Frei wie durch Routine Anbieter Tests vor der Ankunft in der Anlage bestimmt. Die Tiere waren in Gruppen gehalten in microisolation Caging und Frei Zugang zu Standard-Nagetierfutter und Wasser-Flasche zur Verfügung gestellt. Isofluran Usage Das Low-Flow-Anästhesie System misst die Menge an Anästhetikum restlichen in der Spritze während des Gebrauchs. Das Volumen in der Spritze, wie sie in der Anästhesiesystem gemessen, wurde festgestellt, als das Tier auf den Nasenkonus übertragen wurde, und wieder am Ende des Wartungszeitraums. Das Endvolumen wwie aus dem Anfangsvolumen abgezogen , um die Menge des Anästhetikums während der Wartungsperiode (Abbildung 1) verbraucht wird, zu quantifizieren. Physiologische Parameter Herzfrequenz, SpO 2 und Atemfrequenz wurden während der Wartung über die Pulsoximetrie (- 4 Figuren 2) überwacht. Die Körpertemperatur wurde bei 37,5 ° C über eine Infrarot-Erwärmung pad gehalten. Jede Maus wurde erfolgreich bei niedrigen Strömungsraten von 100 ml / min von Raumluft unter einem Operationsebene Anästhesie gehalten für 60 min, wie durch einen Mangel an Entzugs reflex aus einer interdigitalen pinch bestimmt. Die Maus erwachte nicht oder zu interdigitalen kneift intermittierend während der Wartungsperiode angewendet reagieren. Das Tierherzfrequenz (Abbildung 2), Blut Sauerstoff (Abbildung 3) und Atemfrequenz (Abbildung 4) blieb relathungsweise stabil während der gesamten Studie. Auf Grund der Tier und Sensorpositionierung wurde die Atemfrequenz-Signal von Maus 1 und Maus 3 war intermittierend und die Messung unterbrochen. Wenn die Positionierung des Tieres angepasst wurde, verbessert das Signal und die gemessene Atemfrequenz zu ähnlichen Zeitpunkten zu anderen vergleichbar. Das Low-Flow - Anästhesie digitalen System verwendet , um einen Durchschnitt von 0,63 ml Isofluran während der 60 min der Wartungsperiode (Abbildung 1). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Abbildung 1:.. Isofluran Verwendung Die Menge von Isofluran in ml verwendet für drei verschiedene Mäuse über 1 h Anästhesie Wartung des digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 2:.. Herzfrequenz Die Herzfrequenz von drei Mäusen in Schlägen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Abbildung 3:.. Sauerstoffsättigung des Blutsauerstoffsättigungswerte (%) von drei Mäusen 5-60 min nach dem anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 4:.. Respiration Rate Die Atmungsrate von drei Mäusen in Atemzügen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Aufrufe.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Serie: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A Novel Rescue Technique for Difficult Intubation and Difficult Ventilation

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which works especially well with poor mask fit.
Can not intubate, can not ventilate" (CICV) is a potentially life threatening situation. In this video we present a simulation of the technique we used in a case of CICV where oxygenation and ventilation were maintained by inserting an endotracheal tube (ETT) nasally down to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.
A 13 year old patient was taken to the operating room for incision and drainage of a neck abcess and direct laryngobronchoscopy. After preoxygenation, anesthesia was induced intravenously. Mask ventilation was found to be extremely difficult because of the swelling of the soft tissue. The face mask could not fit properly on the face due to significant facial swelling as well. A direct laryngoscopy was attempted with no visualization of the larynx. Oxygen saturation was difficult to maintain, with saturations falling to 80%. In order to oxygenate and ventilate the patient, an endotracheal tube was then inserted nasally after nasal spray with nasal decongestant and lubricant. The tube was pushed gently and blindly into the hypopharynx. The mouth and nose of the patient were sealed by hand and positive pressure ventilation was possible with 100% O2 with good oxygen saturation during that period of time. Once the patient was stable and well sedated, a rigid bronchoscope was introduced by the otolaryngologist showing extensive subglottic and epiglottic edema, and a mass effect from the abscess, contributing to the airway compromise. The airway was secured with an ETT tube by the otolaryngologist.This video will show a simulation of the technique on a patient undergoing general anesthesia for dental restorations.

We describe a technique to maintain oxygenation and ventilation using an endotracheal tube inserted nasally to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.

A Novel Rettungs-Technik für die schwierige Intubation und Beatmung Schwierige

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which ...

Forschung

Medizin

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

Richtlinien für die Wahlfächer Pediatric Fiberoptische Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. Cardioprotection by ischemic preconditioning (IP) remains an area of intense investigation. To further elucidate its molecular basis, the use of knockout mouse studies is particularly important 7, 14, 30, 39. Despite the fact that previous studies have already successfully performed cardiac ischemia and reperfusion in mice, this model is technically very challenging. Particularly, visual identification of the coronary artery, placement of the suture around the vessel and coronary occlusion by tying off the vessel with a supported knot is technically difficult. In addition, re-opening the knot for intermittent reperfusion of the coronary artery during IP without causing surgical trauma adds additional challenge. Moreover, if the knot is not tied down strong enough, inadvertent reperfusion due to imperfect occlusion of the coronary may affect the results. In fact, this can easily occur due to the movement of the beating heart.
Based on potential problems associated with using a knotted coronary occlusion system, we adopted a previously published model of chronic cardiomyopathy based on a hanging weight system for intermittent coronary artery occlusion during IP 39. In fact, coronary artery occlusion can thus be achieved without having to occlude the coronary by a knot. Moreover, reperfusion of the vessel can be easily achieved by supporting the hanging weights which are in a remote localization from cardiac tissues.
We tested this system systematically, including variation of ischemia and reperfusion times, preconditioning regiments, body temperature and genetic backgrounds39. In addition to infarct staining, we tested cardiac troponin I (cTnI)
as a marker of myocardial infarction in this model. In fact, plasma levels of cTnI correlated with infarct sizes (R2=0.8). Finally, we could show in several studies that this technique yields highly reproducible infarct sizes during murine IP and myocardial infarction6, 8, 30, 40, 41. Therefore, this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in cardioprotection by IP using a genetic approach in mice with targeted gene deletion. Further studies on cardiac IP using transgenic mice may consider this technique.

A murine model for myocardial ischemia and ischemic preconditioning is an important tool study cardioprotective mechanisms in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for cardiac IP using a hanging-weight system for coronary artery occlusion.

Die Verwendung eines Hanging Weight System für Okklusion in Mäuse

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. ...

Use of a Hanging-weight System for Isolated Renal Artery Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients revealed that only a mild increase in serum creatinine levels (0.3 to 0.4 mg/dl) is associated with a 70% greater risk of death than in persons without any increase 1. Along these lines, surgical procedures requiring cross-clamping of the aorta and renal vessels are associated with a renal failure rates of up to 30% 4. Similarly, AKI after cardiac surgery occurs in over 10% of patients under normal circumstances and is associated with dramatic increases in mortality. AKI are also common complications after liver transplantation. At least 8-17% of patients end up requiring renal replacement therapy 5. Moreover, delayed graft function due to tubule cell injury during kidney transplantation is frequently related to ischemia-associated AKI 6. Moreover, AKI occurs in approximately 20% of patients suffering from sepsis 6.The occurrence of AKI is associated with dramatic increases of morbidity and mortality 1. Therapeutic approaches are very limited and the majority of interventional trials in AKI have failed in humans. Therefore, additional therapeutic modalities to prevent renal injury from ischemia are urgently needed 3, 7-9. 
To elucidate mechanisms of renal injury due to ischemia and possible therapeutic strategies murine models are intensively required 7-13. Mouse models provide the possibility of utilizing different genetic models including gene-targeted mice and tissue specific gene-targeted mice (cre-flox system). However, murine renal ischemia is technically challenging and experimental details significantly influence results. We performed a systematic evaluation of a novel model for isolated renal artery occlusion in mice, which specifically avoids the use of clamping or suturing the renal pedicle 14. This model requires a nephrectomy of the right kidney since ischemia can be only performed in one kidney due to the experimental setting. In fact, by using a hanging-weight system, the renal artery is only instrumented once throughout the surgical procedure. In addition, no venous or urethral obstruction occurs with this technique. We could demonstrate time-dose-dependent and highly reproducible renal injury with ischemia by measuring serum creatinine. Moreover, when comparing this new model with conventional clamping of the whole pedicle, renal protection by ischemic preconditioning is more profound and more reliable. Therefore his new technique might be useful for other researchers who are working in the field of acute kidney injury.

A precise murine model for acute kidney injury (AKI) due to ischemia is an important tool to investigate acute kidney injury and possibly find therapeutic tools to treat renal injury. The hanging weight system offers a tool for immediate and reliable renal artery occlusion and reperfusion without causing renal congestion.

Die Verwendung eines Hanging-weight-System für Isolated Nierenarterie Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients ...

Use of a Hanging-weight System for Liver Ischemia in Mice

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and can result in liver failure which has a high mortality rate1-2. Therefore murine studies of hepatic ischemia have become an important field of research by providing the opportunity to utilize pharmacological and genetic studies3-9. Specifically, conditional mice with tissue specific deletion of a gene (cre, flox system) provide insights into the role of proteins in particular tissues10-13 . Because of the technical difficulty associated with manually clamping the portal triad in mice, we performed a systematic evaluation using a hanging-weight system for portal triad occlusion which has been previously described3. By using a hanging-weight system we place a suture around the left branch of the portal triad without causing any damage to the hepatic lobes, since also the finest clamps available can cause hepatic tissue damage because of the close location of liver tissue to the vessels. Furthermore, the right branch of the hepatic triad is still perfused thus no intestinal congestion occurs with this technique as blood flow to the right hepatic lobes is preserved. Furthermore, the portal triad is only manipulated once throughout the entire surgical procedure. As a result, procedures like pre-conditioning, with short times of ischemia and reperfusion, can be easily performed. Systematic evaluation of this model by performing different ischemia and reperfusion times revealed a close correlation of hepatic ischemia time with liver damage as measured by alanine (ALT) and aspartate (AST) aminotransferase serum levels3,9. Taken together, these studies confirm highly reproducible liver injury when using the hanging-weight system for hepatic ischemia and intermittent reperfusion. Thus, this technique might be useful for other investigators interested in liver ischemia studies in mice. Therefore the video clip provides a detailed step-by-step description of this technique.

We established a novel murine model of a hanging weight system for portal triad occlusion. This technique may be useful for future investigations of ischemia in murine hepatic models.

Die Verwendung eines Hanging-Gewicht-System für Leberischämie in Mäuse

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and ...

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Die Verwendung Tiermodell für Sepsis zu neuartigen Therapien zu beurteilen Herbal

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Intraoperative Detektion von Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection und Behandlung von Pelvic Pain mit dem Loss of Peritoneal Integrity-Zustellbare

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Ein Modell des Glaukoms induziert durch Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Einsatz eines integrierten Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator und Physiologisches Überwachungssystem für Nagetiere

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...