Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

The authors have no acknowledgements.

모든 연구는 규제 및 제도적 지침에 따라 완료되었다. 이 연구의 동물 측면은 퍼듀 동물 관리 및 사용위원회 (PACUC)가 승인 한 켄트 과학 회사 동물 사용 프로그램, 평가 및 실험 동물 (22)의 관리 및 이용에 대한 안내에 따라 수행 하였다. 참고 :이 프로토콜에 사용되는 저 유량 디지털 마취 시스템이 통합 된 맥박 산소 측정기가 장착되어 있습니다. 1. 통합 맥박 산소 측정기와 저 유량 마취 시스템 설정 <ol><li> 아이소 플루 란 납품 <ol><li> 캐리어 가스 소스를 선택합니다. 내부 공기 펌프를 이용하려면 흡입 실내 공기에 내부 펌프를 허용, 뒷면에 입구 포트를 풉니 다. </li><li> 포트 배기 숯 용기를 연결합니다. </li><li> 낮은 흐름, 디지털 마취 시스템의 전면에 Y 어댑터를 연결합니다. T로 흰색 지점을 연결하기 위해 색으로 구분 클립을 사용하여그는 코 콘 및 유도 챔버에 푸른 나뭇 가지. </li><li> 닫기 흰색 클립 클램프 및 오픈 파란색 클립이 챔버에 공기 흐름을 직접 클램프. </li><li> 2 ML의 주사기를 선택합니다. </li></ol></li><li> 생리 학적 모니터링의 경우, 통합 맥박 산소 측정기를 사용하여 <ol><li> &quot;AUX&quot;로 표시된 저 유량 마취 시스템의 뒷면에 포트에 맥박 산소 측정기의 발 센서를 연결합니다. </li></ol></li></ol> 2. 설정 구성 <ol><li> 마취에 대한 <ol><li> 마취 시스템의 전원 및 설정 메뉴에 액세스 할 수 있습니다. 를 눌러 빨간색으로 메인 메뉴&gt; 마취&gt; 설정에 액세스 할 수 설정. </li><li> 마취 에이전트를 선택합니다. 를 눌러 설정까지 빨간색으로 유형 ANEST을 강조 표시합니다. 아이소 플루 란을 선택하려면 위쪽 및 아래쪽 화살표를 사용합니다. </li><li> 주사기의 크기를 설정합니다. 눌러 시르 크기를 강조하기 위해 설정. 2 ML의 주사기를 선택하려면 위쪽 및 아래쪽 화살표를 사용합니다. </li><li> 비어 위치를 설정합니다. 를 눌러 시간을 설정ighlight 빨간색으로 빈 설정합니다. 시린지 지주 클램프 주사기의 금속 고리에 장착되도록 주사기를 배치하여 주사기 유지 블록 빈, 완전 우울 유리 주사기를 고정합니다. 푸셔 블록 주사기 플런저의 상부와 빛 접촉하도록 푸셔 블록을 이동하려면 위쪽 또는 아래쪽 화살표를 누릅니다. 를 눌러 빈 위치를 설정을 선택합니다. </li><li> 눌러 빨간색으로 제거 강조하기 위해 설정. 주사기를 제거하고 병 상단 어댑터를 사용 이소 플루 란과 주사기를 입력합니다. </li><li> 마취 시스템에 주사기를 연결합니다. </li><li> 프라임 마취 배달 튜브. 를 눌러 빨간색 프라임 튜브를 강조하기 위해 설정. 마취 될 때까지 아래를 눌러 주사기를 통해 기화기 블록에 검은 피팅으로 이동한다. </li><li> 마취를 사용합니다. 눌러 빨간색으로 사용을 강조하기 위해 설정. 예를 선택하려면 위쪽 및 아래쪽 화살표를 사용하십시오. 를 눌러 실행 / 돌아 가기 메인 메뉴로 돌아갑니다. </li><li> ㄱ을 선택IR 공급 및 분 볼륨. 를 눌러 설정 위쪽은 빨간색으로 공기 공급을 강조 표시합니다. 내부 펌프를 선택하려면 위쪽 및 아래쪽 화살표를 사용합니다. 를 눌러 빨간색 분 권을 강조하기 위해 설정. 250 ml / 분으로 설정 유량. </li></ol></li><li> 생리 학적 모니터링을위한 <ol><li> 마우스 (240)에 최소 검출 심장 박동을 설정합니다. 메인 메뉴에 액세스하기 위해 설정을 눌러&gt; MouseStat. 최대 사용하고 아래쪽 화살표 최소 심박수를 설정할 수 있습니다. </li></ol></li></ol> 3. 마취 납품 시작 <ol><li> 마우스를 유도 <ol><li> 를 눌러 실행 / 뒤로 두 번 실행 모드를 입력하고 공기 흐름을 시작합니다. </li><li> 단단히 뚜껑을 닫고, 유도 챔버에 마우스를 놓습니다. 3 %에 마취제 농도 노브를 조정합니다. </li><li> 마우스가 반사를 바로 잡고 손실에 의해 결정 마취의 원하는 평면에 도달 할 때까지 모니터링합니다. 필요에 따라 마취제의 농도를 조정합니다. </li><li> 동물은 복원력 반사 a를 잃게되면차 충분히 마취 0 %로 마취 농도 다이얼을 돌립니다. 저자는 이전의 공기 흐름을 허용하는 30 내지 60 초 마취 깊이 1을 반전하지 않고 챔버를 제거하기에 충분한 유도 ​​챔버를 세척하는 것을 발견 하였다. </li><li> 빨리 안면 마스크에 공기를 직접 흰색 클램프를 열고 유도 챔버로 이어지는 푸른 클램프를 닫습니다. </li><li> 연구원에서 멀리 챔버를 열고 마우스를 제거하고 바로 코 콘을 장착한다. </li><li> 피드백 루프에 직장 프로브로 37 ℃에서 체온을 유지하기 위해 설정 적외선 온난화 패드의 동물 센터입니다. </li><li> 마우스가 코 콘 안정 때 마취제 농도 노브를 돌려 유지 보수를 위해 필요에 따라 1.5 %로 이소 플루 란의 농도를 조정하거나. </li><li> 유지 보수를 위해 분 볼륨을 줄입니다. 동물을 지원하기위한 최소 유속은 30g의 마우스 1.5-2.2 배 동물의 분 양 (같다52 ㎖ / 분)의 최소. 코 콘 스타일의 특정 설정을 권장 유량 제조업체의 지침을 참조하고 필요에 따라 조정합니다. 를 눌러 메인 메뉴에 액세스하기 위해 설정 한 다음 분 집이 빨간색으로 강조 표시 될 때까지 설정 키를 누릅니다. 대상 흐름을 조절하기 위해 위쪽 및 아래쪽 화살표를 사용합니다. 를 눌러 실행 / 돌아 가기 메인 화면으로 돌아갑니다. </li><li> 인터 핀치 동안 철수 반사의 부족에 의해 결정되는 마취의 깊이를 확인합니다. 마취 동안 건조를 방지하기 위해 눈에 안과 연고를 적용합니다. </li></ol></li></ol> 4. 생리 모니터링 시작 <ol><li> 뒷발의 패드에 센서를 놓습니다. 붉은 빛이 발 아래에 있고 발을 조명하도록 센서를 배치합니다. oxiwave을 표시 화면의 위, 아래 화살표를 사용합니다. 동물은 이제 안전하게 저 유량, 주사기 기반, 디지털 기화기를 사용하여 마취됩니다. </li></ol> 5. 동물을 제거 <ol><li> 끄고마취 배달. <ol><li> 마취의 전달을 중지하려면, 최소 (0 %)에 마취제 농도 노브를 돌려 및 보호구에서 동물을 제거합니다. </li><li> 마취 회복하는 동안 마우스를 모니터합니다. 마우스 완전히 외래하게되면, 케이지로 돌아갑니다. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 335 (2011).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+principles+and+maintenance.">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury.">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li></ol>

이 프로젝트는 켄트 과학 공사, CJ Goergen에 미국 심장 협회 (SDG18220010)과 퍼듀 대학에서 장비와 자금을 지원했다. 저자 크리스타 Bigiarelli와 이리나 Toore이 문서에 사용 된 장비를 생산 켄트 과학 회사의 직원입니다. 이 문서의 오픈 액세스 출판은 켄트 과학 주식회사가 후원한다.

디지털 저 유량 마취 시스템은 사용자가 효율적으로 압축 된 가스를 사용하지 않고 매우 낮은 유속 쥐를 마취 할 수있다. 이것은 약 500 ㎖ / 분의 최소 유속 압축 가스 공급원을 필요로 대부분의 표준 수동 기화기에서 크게 다르다. 일반 기화기는 계조 간의 정밀도 부족 다이얼을 활용하고 정확도를 유지하기 위해 매년 서비스되어야한다. 주사기 마취 구동 시스템은 주사기 펌프의 정확한 필요한 속도를 계산하기 위해 설정 유량 마취제의 특정 농도를 제공 할 수있다. 일상적인 교정은 추가 비용과 시간 절감 효과 불필요하다. 권장 최소 유량 비 호흡 낭 회로에 동물을 유지하는 것은 시간 1.5-2.2 동물의 분 양이다. 본 연구에 사용 된 100 ㎖ / 분의 유량은 동물에 충분한 마취를 제공하기 위해 최소 초과. 유량 settin유량 직접 소정 기간 사용 이소 플루 란의 양에 관련 될 때 GS이 마취제 전달 기술에 중요하다. 낮은 유속에서 사용되는 경우, 동물은 여전히 유효 1,19-21 마취 상태에서,이 기술은 크게, 사용 중에 필요한 이소 플루 란의 양을 줄일 수있다. 기존 기화기 및 저 유량 디지털 기화기 사이에 새로운 장비 비용은 비교할 수 있습니다. 그러나, 디지털 저 유량 마취 시스템은 이소 플루 란 또는 세보를 전달하는 기능을 갖는다. 이는 지정된 이소 플루 란 및 세보 정밀 기화기, 마취제를 모두 사용하여 그룹의 초기 장비 비용을 감소시키기위한 필요성을 제거한다. 저 유동 디지털 기화기 1,19,20 사용시 증발기 기술 간의 최근 발표 된 비교는 시간이 지남에 비용 절감 효과를 제시 하였다. 이러한 비교의 결과는 일년에 걸쳐 잠재적 인 비용 절감을 근사화하는데 사용될 수있다. 같이52주을 위해 일주일에 2 시간 씩 5 일에서 수행 일반적인 사용 설정을 suming, 전통적인 이소 플루 란 기화기는 이소 플루 란의 3.8 L, 또는 12 250 ml의 병을 소비합니다. 동일한 주파수를 사용하는 낮은 흐름 디지털 기화기는 0.32 L, 2 250ml의 병을 소비 할 것이다. 숯 용기 소비도 감소된다. 각 캐니스터가 청소할 배기 가스의 50g를 보유하고 있다고 가정하면, 기존의 기화기 년에 걸쳐 약 21 숯 통을 채울 것입니다. 비교에서, 저 유량 디지털 기화기 6 개 이하를 필요로 할 것이다. 전통적인 기화기는 9,500 L. 디지털 저 유량의 기화기의 일부 모델에서 사용할 수있는 내부 공기 펌프의 용량으로 연간 약 5 대형 가스 실린더 각을 필요로, 압축 가스에 대한 요구 사항을 제거합니다. 압축 가스를 사용한다면, 시스템은 1 년 당 단지 하나의 실린더를 사용한다. 이 기술은 필요에 따라 변경 될 수있다. 저 유량 디지털 vaporizERS는 사용자가 빠르고 정확하게 마취 깊이를 조정할 수 있습니다. 마취 깊이가 증가되거나 감소되어야하는 경우, 사용자는 시스템의 상부에, 다이얼을 사용하여 0.1 % 씩 마취 농도를 증가시킬 수있다. 절차 내내 필요 유량도 조절할 수있다. 큰 주사기 크기 이상 절차에 사용할 수 있지만이 프로토콜은, 2 ML의 주사기를 사용합니다. 내부 공기 펌프 사용자에게 압축 된 가스 공급원을 요구하지 않고 동물을 마취하는 옵션을 제공한다. 압축 가스 또는 산소 공급을 필요로하는 절차는 사용자가 아니라 주변 공기를 사용하는 것보다 낮은 유동 시스템에 가스 공급원에 연결하기위한 옵션을 갖는다. 사용자는 과정에 걸쳐 선택된 공기 공급원을 지속적으로 제공 할 수 있고, 또는 내부 펌프 및 필요에 따라 압축 가스 소스를 전환 할 수있다. 예를 들어, 사용자는 유도 및 유지하는 동안 펌프 내부를 통해 실내 공기를 제공하도록 시스템을 설정하지만, 보충 산소를 제공 할 수있다복구 중에 세대. 저 유동 디지털 증발기를 이용하여 많은 이점이 있기는하지만,도 한계가있다. 플러시 밸브가 포함되어 있지 않기 때문에, 수동 개방 전에 청정 공기 챔버를 세척하는 유도 챔버를 제거하는 유일한 방법이다. 이 시스템은 낮은 유속에서 작동하도록 설계되어 전통적인 기화기 10 L / min의 최대 유량으로 사용될 수 800 ㎖ / 분의 유량 이상으로 마취를 제공하지 않는다. 이 특별한 시스템은 따라서 작은 동물 종에만 적합합니다. 또한, 시스템은 기존의 기화기에 비해 적은 마취제를 보유하고있다. 주사기이 절차를 수행하는 동안 리필해야합니다 상황이있을 수 있습니다. 그러나, 재충전시 지연들은 빈 주사기를 교체 근처 초 주사기를 미리 작성하여 감소 될 수있다. 10 ml의 최대 주사기 크기는 중간 절차 주사기를 리필 할 필요성을 줄일 수 있습니다. 마지막으로, 기존의 기화기와는 달리, 저 FL유동 디지털 기화기는 전기를 필요로한다. 전력 사용할 수 없거나 정전의 경우에 어디 배터리는 경우에 사용할 수 있습니다. 이전 연구는 저 유량 디지털 시스템은 기존의 마취 시스템 1,19,20에 비해 작은 이소 플루 란, 캐리어 가스, 숯불 통을 소비하는 것으로 나타났습니다. 추가 작업은이 분야에 필요하다하더라도 청소했습니다 마취 가스의 감소는 또한 폐 마취 가스의 감소를 확인할 수 있었다. 가스 적외선 분광법은 이소 플루 란 폐기물 생성을 모니터링 할 수 있고, 선량계 배지는 앞으로의 비교에서 실험 인원을 이소 플루 란 노출을 정량화하는데 사용될 수있다. 요약하면, 마취 배달이 기술로 인해 기존 시스템보다 향상된 안전성, 효능 및 정밀도 설치류 마취를 수행하는 그룹에 도움이 될 것입니다.

0.5 L / 분 (2)의 유량 사이에서 동작 수의학 사용할 많은 정밀 기화기있다. 범위가 작은 호흡기 분 볼륨에 비해 높은 이러한 유량은 설치류에 적합하지 않습니다. 높은 유속으로 인해 저체온증과 호흡기 3,4 건조 자신의 승진 수의학 실제로 사용하지 않는 것이 좋습니다. 또한, 많은 일반적인 수의학 기화기 제조사 매뉴얼 높은 유량 배압 변동의 발생을 증가시킬 수 있다는 것을 경고한다. 또한 많은 표준 기화기 500 ㎖ / 분의 유속 이하 부정확해질 것으로 도시되었으며,이 속도는 수의학 분야 5-7 최소 유량으로 간주된다. 동물은 T 피스 회로에 유지되거나 1.5-2.2 배 동물의 부피 80-10 분만큼 낮은 유량을 사용하여 베인 회로를 수정할 수있다. 이 유량은 sufficien 간주됩니다t 만료 가스 호흡 낭을 방지하고 혈중 이산화탄소 농도 8의 증가를 방지 할 수있다. 이 유량 추천 정보를 사용하여 30g의 마우스를 52 ml의 낮은 유속에서 유지 될 수 / 분, 기화기 기존의 수락 500 ㎖ / 분의 최소값보다 거의 10 배 이하이다. 전통적인 기화 가스 유량 및 수동 마취 기화 대기압에 의존하지만, 직접 분사 기화기 총 신선한 기체 유동을 측정하고 가스 스트림이 직접 증기를 주입한다. 일부 직접 분사 기화기는 가스 스트림에 마취제를 투여하기위한 주사기 펌프를 사용한다. 컴퓨터 제어 시스템이 자동 마취제의 원하는 농도에 도달하는 데 필요한 액체 제제의 양을 주입하기 위해 주사기 펌프 속도를 조절하도록 허용한다. 주사기 구동 기화기를 사용할 수 임상 및 소아 사용 승인을하고, 많은 유사한 구성은으로 간주된다심미적 임상 11-16에서 장치를 보존. 곧 그 승인 후, 시린지 펌프 증발기로 마취을 보존하는 장치 8,17,18 동물 연구에서 사용하기에 적합 하였다. 전통적인 기화기 달리, 주사기 펌프를 이용하여 직접 분사 시스템의 정확도를 유지하기 위해 최소한의 유량에 의해 제한되지 않는다. 이러한 이유로,이 기술은 설치류 마취 저 유량 필요한 다른 경우에 사용하기에 적합하다. 이 기화기 설계와 관련된 장점과 잠재적 비용 절감 설치류 1,19,20 위해 특별히 설계된 새로운 마취 시스템의 개발을 고무. 이 새로운 시스템은 통합 내장 공기 펌프, 사용자는 압축 된 가스 공급원을 요구하지 않고 마취를 관리 할 수​​ 있도록. 추가적인 이점으로서, 상기 시스템은 미리 보정 된 이소 플루 란 및 세보 모두와 함께 사용하기위한 것이다. 실험실 동물 필드에이 기화기 기술의 도입, 난t는 압축 가스의 필요없이 가깝게 권장 수준 유량 작은 실험실 동물을 마취하는 것이 가능하다.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

동물 3 성인 C57 / BL6NTac 암컷 마우스 (코닉 나이 6~7주 중량 15 +/- 1 g)를 마취 심박수, 산소 포화도, 호흡 속도를 모니터링하는 동안 1.3-1.5 %의 이소 플루 란으로 유지시켰다. 시설에 도착하기 전에 루틴 공급 업체의 시험에 의해 결정되는 모든 마우스는 쥐 병원체 무료이었다. 동물들은 그룹 수납 microisolation의 caging에서 병에 의한 표준 쥐 차우와 물에 무료로 액세스를 제공했다. 이소 플루 란 사용법 저 유량 마취 시스템은 사용 중에 주사기에 남아 마취제의 양을 측정한다. 마취 시스템에 의해 측정 된 동물 유지 기간의 끝에서 다시 노즈콘에 옮기고,되었을 주사기 부피는, 주목 하였다. 최종 부피 w초기 볼륨으로부터 감산으로 유지 기간 (도 1) 동안에 소모 마취제의 양을 정량화한다. 생리 학적 매개 변수 심장 박동, SPO 2, 호흡 속도는 맥박 산소 측정기 (- 4 그림 2)을 통해 유지 보수 기간 동안 관찰 하였다. 몸의 온도를 적외선 온난화 패드를 통해 37.5 ° C를 유지 하였다. 인터 핀치 금단 반사의 부족에 의해 결정되는 각 마우스 성공적으로 60 분 동안, 수술 적 단계의 마취하에 실내 공기 / 분, 100 ㎖의 낮은 유속에서 유지 하였다. 마우스가 깨어하지 않았다 또는 유지 보수 기간 동안 간헐적으로 적용 인터 핀치에 응답합니다. 동물의 심장 박동수 (그림 2), 혈액 산소 (그림 3),과 호흡 (그림 4) relat 남아연구 전반에 걸쳐 ively 안정. 때문에 동물 및 센서 위치에 마우스 1 마우스 (3)로부터의 호흡 신호가 간헐적이고 측정이 중단되었습니다. 동물의 위치를​​ 조정했을 때, 신호 향상 및 호흡 측정 비슷한 시점에서 다른 비교 하​​였다. 저 유량 마취 디지털 시스템은 유지 기간 (도 1)의 60 분 동안 이소 플루 0.63 mL의 평균을 사용했다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> 그림 1 :.. 아이소 플루 란 사용법 디지털 저 유량 마취 시스템을 사용하여 마취 유지 보수 1 시간에 걸쳐 세 가지 다른 마우스에 대한 ㎖에 사용되는 이소 플루 란의 양 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 그림 2 :.. 심장 박동 분 (BPM) 디지털 저 유량 마취 시스템과 초기 마취 유도 후 5-60 분 당의 비트로 세 쥐의 심장 박동 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> 그림 3 :.. 산소 포화도 세 마우스 디지털 저 유량 마취 시스템과 초기 마취 유도 후 5-60 분의 혈중 산소 포화 농도 (%) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 그림 4 :.. 호흡 속도 분 (BPM) 디지털 저 유량 마취 시스템과 초기 마취 유도 후 5-60 분 당 호흡의 세 가지 마우스의 호흡 속도는 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

마우스 및 쥐에 대한 낮은 흐름 디지털 마취 시스템의 사용

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K 조회수.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

비디오: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

설치류 중추 신경계에 약물을 직접 심실 배달

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

연구

신경과학

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

적절 한 위치와 뼈 마이크로 아키텍처를 사용 하 여 생체 내에서 마이크로-단층의 집중된 고해상도 이미징 쥐 뒷 다리의 구속

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

생체공학

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

비 금지 EEG Radiotelemetry : 경막 외 및 깊은 뇌내 정위 EEG 전극 위치

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

동굴 같은 신경 자극 및 쥐에 Intracavernous 압력의 녹음

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

의학

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

마우스에 있는 Laminectomy 및 척수 창 이식

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

마우스 폐 내 선택적 에이전트 침착을 개선하기 위한 직접 기관내 투여

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

생체 내 마우스 열등올리브의 칼슘 이미징

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

설치류를 위한 통합 저유량 마취 기화기, 인공호흡기 및 생리적 모니터링 시스템 사용

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

자유롭게 움직이는 마우스에서 장 유래 미생물 대사 산물의 뇌실 내 전달

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

마우스에 압력 볼륨 루프 측정

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...