Administração de Composto IV

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidade de Notre Dame, IN

Existem muitas rotas comumente usadas para administração composta em ratos e ratos de laboratório. Os protocolos podem, no entanto, exigir o uso das rotas menos utilizadas: intracardiac, footpad e injeções retro-orbitais. O treinamento especializado é essencial para que esses procedimentos sejam realizados com sucesso. A justificativa para essas rotas pode precisar ser fornecida para obter a aprovação do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC).

A administração intracardiac tem sido usada em uma variedade de aplicações, incluindo o desenvolvimento de um modelo animal de metástase do câncer ósseo, bem como um exame dos efeitos da entrega direta de intracardiac no resultado do infarto do miocárdio. Este procedimento é frequentemente feito através do uso de um ultrassom para guiar a agulha para o local correto no coração. ² No entanto, quando realizado corretamente utilizando os marcos adequados, este procedimento pode ser realizado sem o uso de visualização de ultrassom.

Devido à natureza invasiva do procedimento, o uso da injeção intracardiac deve ser cientificamente justificado em um protocolo da IACUC. Só uma injeção de sobrevivência deve ser permitida. Este procedimento requer o uso de um anestésico geral, inalador ou injetável, conforme as diretrizes estabelecidas dentro de uma organização. A seleção da agulha deve ser o menor tamanho possível que permitirá a viscosidade do material injetado; geralmente, uma agulha de calibre 27-30 é usada. Os volumes de injeção variam de 100 μL a um máximo de 300 μL.

Injeções intravenosas na cauda de camundongos são desafiadoras e muitas vezes mal sucedidas. Uma rota alternativa de administração intravenosa é através do plexo retro-orbital. Embora esta técnica exija treinamento e habilidade para ser exetre, estudos têm mostrado que há uma taxa de sucesso maior com a injeção retro-orbital do que com injeção lateral da veia da cauda. ^{3, 4, 5} A anestesia é necessária para evitar que o rato se mova durante o procedimento. A anestesia inalante geral entregue através de um frasco de sino ou de uma câmara de indução anexada a um vaporizador de precisão é eficaz. No entanto, se o inalador for utilizado, saiba que o animal começará a se recuperar rapidamente assim que for retirado da câmara, por isso deve-se estar pronto para realizar a injeção. Recomenda-se um anestésico oftalmológico tópico (tetracaína ou procaína) quando múltiplas injeções devem ser realizadas.

A estrutura venosa orbital do rato e do rato são diferentes. O camundongo tem um seio ou convergência de várias naves, incluindo a veia supraorbital, veia nasal dorsal, a veia palpebral inferior, e as veias temporais superficiais que preenchem o espaço na órbita ao redor do olho. Na área orbital do rato, há uma rede ou plexo de vasos. Como em todas as injeções, a agulha selecionada deve ser o menor tamanho possível; geralmente uma agulha calibre 27-30. Embora tenha havido relatos de volumes maiores, o volume máximo é de 150 μL por olho. ^{3, 4, 5} Recomenda-se uma injeção por olho, por dia, com um total de duas injeções por olho para procedimentos de sobrevivência. Além disso, deve haver pelo menos um intervalo de um dia entre as injeções. Para um procedimento não-supergêvival, podem ser administrados volumes de até 500 μL.

Apesar da controvérsia, o uso da almofada para o pé como local de injeção ainda é necessário para alguns estudos. Foi demonstrado que quando injetado através da almofada do pé, a resposta de anticorpos em algumas cepas de camundongos foi significativamente mais forte do que quando injetado no hock. ⁶ Todos os animais devem ser monitorados de perto para sinais de dor, nível de consumo alimentar e para ambulação normal. A automutilação do pé pode ocorrer na medida em que o pé está sendo destruído. Isso é um sinal de dor crônica. Qualquer animal que demonstre automutilação deve ser chamado imediatamente à atenção da equipe veterinária.

As medições do footpad devem ser feitas diariamente assim que o inchaço óbvio ocorrer. Os pontos finais devem estar em vigor de acordo com as diretrizes da IACUC. Geralmente, o animal deve ser eutanizado quando a lesão ou tumor interfere na capacidade do animal de ambulagar ou alcançar alimentos e água. O volume máximo que pode ser injetado em um footpad é de 50 μL. Recomenda-se uma agulha calibre 29-30 para a injeção.

1. Injeção de intracardiac

1. Marcos e posicionamento: Posicione o rato ou rato na recumbência lateral direita (com o lado esquerdo voltado para cima) ou em recumbência dorsal, e identifique os marcos.
   1. Posicione o coração aproximadamente nivelado com o ponto do cotovelo e apenas à esquerda do esterno.
   2. Insira a agulha entre as costelas na ponta do cotovelo.
   3. Em um animal em recumbência dorsal, insira a agulha no peito paralelo à mesa.
   4. Em um animal em recumbência lateral, insira a agulha no perpendicular do peito à mesa.
2. Injeção do artigo
   1. Certifique-se de que há um movimento mínimo da agulha uma vez que ela é inserida no coração para evitar que o músculo seja rasgado e cause sangramento no saco pericárdico, pois isso compromete a função cardíaca.
   2. Aspire a seringa para determinar a colocação adequada. Muitas vezes há um flash de sangue no centro da seringa.
   3. Segure a seringa para que a mão não seja reposicionada na seringa para injeção uma vez que a agulha tenha sido posicionada no coração.
   4. Injete o artigo de forma lenta e constante.
   5. Retire a agulha lentamente para minimizar o sangramento.
   6. Camundongos que experimentam problemas respiratórios, convulsões, cianose, ataxia prolongada ou outras sequelas relacionadas ao trauma de injeção devem ser avaliados pela equipe veterinária e eutanásia de acordo com sua recomendação.

Figura 1. Injeção intracardiac em camundongos.

2. Injeção intravenosa utilizando o plexo retro-orbital

1. Marcos de injeção e posicionamento
   1. Coloque o animal sobre uma superfície plana em recumbência lateral.
   2. Insira a agulha no canthus medial do olho em um ângulo de 45° no nariz.
   3. A profundidade da agulha deve ser suficiente para penetrar os tecidos conjuntivistas e avançar atrás da órbita ocular e para o plexo ocular. Ao colocar a agulha, ela não deve encontrar o osso na parte de trás da órbita.
   4. Coloque o dedo indicador na parte superior da cabeça com o polegar na mandíbula.
   5. Puxe suavemente para trás e para baixo para apertar a pele e saliência do globo ocular.
   6. Tome cuidado para não aplicar pressão sobre a traqueia e restringir o fluxo de ar.
2. Injecção
   1. Coloque a agulha atrás do olho e não intra-ocularmente.
   2. Certifique-se de que a agulha tenha um movimento mínimo uma vez inserido no plexo retro-orbital, ou os vasos se romperão causando sangramento e perda do agente nos tecidos atrás do olho. Segure a seringa para que a mão não seja reposicionada na seringa para injeção uma vez que a agulha tenha sido posicionada no plexo retro-orbital.
   3. Não aspire com a seringa, pois você vai colapsar os vasos.
   4. Injete o artigo de forma lenta e constante.
   5. Retire a agulha e aplique pressão leve no olho para controlar o sangramento e proporcionar hemostasia.
   6. Camundongos que experimentam inchaço, conjuntivite ou outras sequelas relacionadas ao trauma de injeção devem ser avaliados pela equipe veterinária e tratados ou eutanásiados de acordo com sua recomendação

Figura 2. Injeção orbital retrô em camundongos.

3. Injeção de footpad

1. Para a contenção, coloque o animal em um tubo de contenção com um pé traseiro isolado, e estenda-se segurando a pele acima do sufoto.
2. Limpe o pé com água ou álcool para remover detritos antes de injetar.
3. Injete subcutâneamente no centro do pé traseiro formando uma pequena sangria no local da injeção. Para evitar o vaso sanguíneo que percorre o comprimento do pé, injete apenas fora da linha média paralela ao vaso.

Figura 3. Injeção de footpad em ratos e ratos.

A administração de compostos em animais pode ter um efeito significativo tanto no bem-estar do animal quanto no resultado dos dados experimentais e do valor científico. O método adequado de entrega é essencial para o sucesso do experimento. Muitos fatores devem ser considerados para determinar o melhor caminho, incluindo o objetivo científico do estudo, o pH da substância, o volume de dosagem necessário, a viscosidade da substância e o bem-estar dos animais. A perícia técnica também é um requisito para todos os métodos de injeção.

1. Morton, D.A., Jennings, M., Buckwell, A., Ewbank, R., Godfrey, C., Holgate, B., Inglis, I., James, R., Page, C., Sharman, I., Verschoyle, R., Westall, L., and Wilson, A.B. 2001. Refining procedures for the administration of substances Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Members of the Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals. 35. 1-41
2. Prendiville , T.W., Qing, M., Lin, Z., Zhou, P., He, A., and Pu, W.T. 2014. Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice. Journal of Visualized Experiments. 90 | e51566.
3. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H.D., Huizing, M., and Hoogstraten-Miller, S. 2001. Retro-orbital injection in mice. Lab Animal. 40:5. 155-171.
4. Steel, C., Stephens, A., Hahto, S., Singletary, S., Ciavarra, R. 2008. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim. 37. 26-31.
5. Timm, K.I. 1989. Orbital venous anatomy of the Mongolian gerbil, with comparison to the mouse, hamster, and rat. Laboratory Animal Science. 39:3. 262-265.
6. Kamala, T. 2007. Hock immunization: a humane alternative to mouse footpad injections. Journal of Immunological Methods. 328. 204-214.