1. 펩타이드 직렬 희석 <ol><li> 분석 완충액을 준비 : 행크스 25 mM의 HEPES, 0.1 % BSA 및 0.5 mM의 3- 이소 부틸 -1- 메틸 크 (IBMX), pH를 7.4로 보충 된 염 용액 (HBSS)에 버퍼링. </li><li> 체계적 다섯 384 웰 저용량 분석 플레이트의 각 웰에 분석 완충액 5 μL를 추가 벌크 시약 디스펜서를 사용한다. <ol><li> 제조업체의 지침에 따라 384 웰 플레이트의 각 웰에 5 μL 볼륨 추가를위한 분배 프로그램을 만들기 위해 내부 소프트웨어를 사용합니다. </li><li> 분석 버퍼와 주요 유체에 카세트 튜브를 분배 빠져. </li><li> 플레이트 캐리어 384도 낮은 볼륨 분석 플레이트를 놓습니다. </li><li> 를 눌러 시작. </li></ol></li><li> 100X 펩티드 스톡을 생성하는 분석 완충액에 관계없이 기억 차량의 모든 펩티드 시료를 희석. 주 : 스크리닝을 요구하는 펩타이드는 예를 들어, DMSO w (적절한 것으로 간주 포스페이트 완충 식염수 (PBS) 또는 디메틸 설폭 사이드 (DMSO)에 제공 될 수있다병이 같은 PEG 화와 같은 보조 수정)과 펩티드에 해로운 영향을 미친다. </li><li> 열 음향 자격을 갖춘 384 웰 폴리 프로필렌 마이크로 1-5로 25 μL를 100 배 펩타이드 주식을 분배. 이 판은 &#39;소스 판 A&#39;지정됩니다. 해당 소스 판을 확인 있지만 대상 플레이트, 평면 바닥하고 어쿠스틱 악기의 제조 업체에 의해 정의 된 특정 음향 허용 오차를 준수합니다. </li><li> 우물 A23에 25 μL의 100 배 기준 제어를 분배 및 소스 판 A의 A24 </li><li> 소스 A. 플레이트의 컬럼에 컬럼 21-22 11-15 30 μL의 분석 완충액으로 10 ㎕의 분석 완충액을 분배 </li><li> 열 번째 음향 정규화 384- 웰 폴리 프로필렌 마이크로 6-10 및 16-20 칼럼에 10 μL의 분석 완충액을 분주한다. 이 판은 &#39;소스 판 B&#39;를 지정한다. </li><li> 1 분 300 XG에 원심 분리기 소스 판 A와 B. 적절한 균형 플레이트를 포함합니다. </li><li> 음향 flui를 사용하여소스 A에 열 1에서 100 배 펩타이드 주식 (분석 버퍼) (100) 중간 희석 : D 디스펜서는 세 연속 1을 제조 자동화 로봇 시스템에 통합 참고 : 프로그래밍 소스 A와 소스 B (플레이트 레이아웃 그림 1 참조) 사이의 세 가지 음향 전송을 허용하는 판 포맷하고 (음향 유체 디스펜서의 제조 업체에 의해 제공) 용량 반응 소프트웨어가 필요합니다. 구체적으로는 1.9 상세 자동화 로봇 제어하에,이 실험에서 사용되는 액체 분배기의 사용 단계 (재료 표 참조) : <ol><li> 로봇의 판 호텔 섹션에로드 소스 접시와 분석 플레이트. </li><li> 오픈 자동화 된 로봇 소프트웨어 및로드 플레이트 재 포맷 및 용량 반응 프로그램 확장 프로토콜. &#39;실행&#39;을 클릭합니다. 참고 : 자동화 소스 플레이트 B의 열 6-10로 소스 플레이트 (A)의 열 1-5에서 250 NL을 전송하는 음향 유체 디스펜서를 지시하고, 두 번째 ACOUSTI섞어 15 ㎕의 분석 완충액으로 백필 더 큰 유체 볼륨을 처리 할 수있는 C 액 디스펜서. 자동화는 통합 원심 분리기 1 분 동안 300 XG에 원심 분리기 (적절한 균형 판은 모든 원심 분리 단계를 포함)에 소스 판 B를 전송합니다. 소스 플레이트 B 소스 판 A의 열 11-15로 소스 플레이트 B의 열 6-10에서 250 NL의 전송을 위해 음향 유체 분배기로 돌아 혼합 15 μl를 분석 버퍼 백필됩니다. 통합 원심 분리기 1 분 동안 300 XG에 원심 분리기에 자동화 전송 소스 플레이트를했다. 소스 플레이트 (A)는 다음 소스 판 B의 열을 16-20로 소스 플레이트 (A)의 열이 11 ~ 15에서 250 NL의 전송을 위해 음향 유체 분배기로 돌아 혼합 15 μl를 분석 버퍼 백필됩니다. 자동화는 1 분 300 XG에 통합 원심 분리기 및 원심 분리기에 소스 판 B를 전송합니다. 주 : 마지막 투여 량 반응 프로토콜을 전송하는 탄성 분배 지시(소스 플레이트 A와 소스 플레이트 B 모두에서) 4 직렬 희석 소스 판 우물의 각에서 필요한 볼륨을 분석 플레이트에 중복으로 전체 11 점 곡선을 구성하는 (위의 단계 1.2에서 5 ㎕를 분석 버퍼로 미리 채워진 ). 자동화 통합 원심 분리기에 전송 분석 플레이트 및 원심 분리기 1 분 300 XG에. </li></ol></li></ol> 2. 셀 준비 <ol><li> 20 mL의 분석 완충액에서 37 ºC 수욕 재현 탁하고 빠르게 목표 마우스 GLP-1 수용체를 발현 녹여 동결 보존 중국 햄스터 난소 (CHO) 세포. </li><li> 실온에서 200 XG (RT)에서 5 분 동안 원심 분리 세포 현탁액. 적절한 균형을 포함합니다. </li><li> 뜨는을 취소하고 10 ml의 분석 버퍼에 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 트리 판 블루 1 및 자동 세포 계수기를 사용하여 생존 세포 밀도를 결정 : 세포 스톡 1 희석. 아 당 8,000 세포 (동등한 ml의 1.6 × 10 6 세포에서 분석 버퍼에 재현 탁 세포분석 판 리터). </li><li> 실온에서 30 분 동안 (5 μL를 분석 완충액에 희석 한 펩티드를 포함)을 분석 플레이트의 각 웰에 세포 현탁액을 5 μL를 추가 배양 벌크 시약 디스펜서를 사용한다. </li></ol> 3. HTRF 캠프 탐지 분석 <ol><li> 사용하기 전에 30 분 동안 실온 HTRF의 cAMP 분석 키트를 준비한다. </li><li> (캠프 검출법의 제조자에 의해 제공된 고유의 제제) 용해 완충액에 희석 1시 20분 별도로 각 HTRF 시약 (크립 테이트 및 D2)을 준비한다. 참고 :주의 : 용해 버퍼가 칼륨 독성 플루오 라이드 (KF)과 기형 (13)를 포함한다. 폐기, KF를 포함하는 분석 플레이트를 밀봉하고 소각 및 액체 폐기물은 이전 싱크대 아래로 폐기 물 &lt;1 밀리몰 / L로 희석해야한다. </li><li> 분석 플레이트의 모든 웰에 5 μL의 크립 테이트 시약을 추가 벌크 시약 디스펜서를 사용합니다. </li><li> 콜럼 5 μL의 D2 시약을 추가 벌크 시약 디스펜서를 사용NS 분석 판 1-22. </li><li> 수작업의 비 - 특이 적 결합 (NSB) 대조군 웰과 웰 E23-P24에 D2 시약 5 μl를 제공하기 위해 분석 플레이트의 웰 A23-D24에 5 ㎕의 용해 완충액을 피펫. </li><li> 우물을 섞어 실온에서 200 XG에서 1 분 동안 분석 플레이트를 원심 분리기. </li><li> 증발 및 사진 표백을 최소화하고 1 시간 동안 실온에서 배양 분석 플레이트를 커버. </li><li> 620 nm에서 플레이트 리더를 사용하여 665 nm에서 320 nm의 여기 및 발광을 사용하여 형광 공명 에너지 전달 (FRET) 신호를 측정한다. </li></ol> 4. 데이터 분석 <ol><li> 모든 우물에서 배경을 뺄 NSB을 의미합니다. </li><li> 다음과 같이 665 나노 미터 / 620 nm의 비율에서 % 델타 F를 계산합니다 : 비율 = (A 665nm / A 620 ㎚)는 10 (4) X 델타 F = ((샘플 비율 - 비율 NSB) / 비율 NSB는)) × 100 여기서 비율 NSB없이 D2 시약 우물을 =. </li><li> %의 activat을 계산다음 자극되지 않은 세포와 세포 사이의 이온 최대 GLP-1을 리간드로 자극 : % 활성 = (% Fsample 델타가 - %가 DeltaFunstimulated 셀) / (%의 DeltaFGLP-1 세포 자극 - % DeltaF 자극되지 않은 세포) × 100 </li><li> 기준 제어부 (1)에 의해 정의 된 바와 같은 활성 % 4- 매개 변수 병참 분석 그래프를 통해 농도 - 반응 곡선을 분석한다. </li></ol>

<ol>
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G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unlocking+the+potential+of+high-throughput+drug+combination+assays+using+acoustic+dispensing.">Unlocking the potential of high-throughput drug combination assays using acoustic dispensing.</a> J.Lab.Autom. 21 (1), 125-132 (2016).</li><li>Roberts, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implementation+and+challenges+of+direct+acoustic+dosing+into+cell-based+assays.">Implementation and challenges of direct acoustic dosing into cell-based assays.</a> J.Lab.Autom. 21 (1), 76-89 (2016).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

이 프로토콜은 직렬 샘플의 1 μl를 필요로하는 3 × 106의 농도 범위 펩티드 시료를 희석하는 자동 분배 탄성의 성공적인 적용을 설명한다. 이 방법의 가장 큰 장점은 일반적으로 시약 전송 및 믹싱에 필요한 실험 용기 (예 : 피펫 팁 등) plasticware에 샘플 감소 노출을 통해 plasticware에 펩타이드의 흡착을 최소화를 통해 데이터 품질을 높이는 것입니다. 탄성 분배 완전히 plasticware의 사용을 배제하지 않지만, 상당히 감소를 않는다. 또한, 팁 기반 피펫의 제거는 샘플 이월을 제거하고 오차의 농도 - 반응 곡선 (14, 15) 모두 안정적이고 재현성있게 제조, 전체 용액을 희석에 전파되지 않는다. 다른 그룹에 DMSO에 용해 시험 화합물의 직접 음향 전송을보고시간 (16, 17)을 통해 분석 플레이트 및 배양 반전 이외의 필요없이 혼합 단계와 장기 분석 (&gt; 48 시간)에 대한 세포. DMSO는 매우 극성이고 더 많은 의무 준비하고 PBS에 저장해야합니다 생물학적 시료보다 수용액과 혼합하는 것입니다. 펩티드 시료의 음향 전송을위한 자동화 된 방법을 채택하는 경우에 따라서는 정확한 시료 용액을 희석을 허용 완전한 혼합을 보장하기 위해 추가로 백필 원심 분리 단계를 사용 하였다. 우리의 경험은 &#39;젖은 전사 &quot;방법의 15 μL 백필이어서 수성 완충액 기존 10 ㎕의 부피로 탄성 전송 이루어지는 개발되었으며, 따라서 단독 원심 수성 샘플의 완전한 혼합을 보장하기 위해 충분하지 않은 것으로 표시하며 같은 수성 버퍼입니다. 것입니다 빠르게 에바 수성 펩타이드 솔루션으로, 건조 소스 플레이트에 펩티드를 발사 한 다음 다시 작은 분자 하나의 힘으로 입력 할 수 없습니다porate과 펩타이드는 비가 역적으로 건조 플라스틱 판에 흡착됩니다. 이 샘플 수용액의 혼합에 도움되지 않지만, 원심 분리는 여전히 음향 전송 레벨 샘플 메 니스 커스를 보장 할 필요가있다. 이하 설명서 샘플의 다수의 제조 및 자동화를 사용하도록하는 자율보다 처리량을 허용하지만 여러 중간 전사, 백필 원심 분리 단계를 포함은 다소 시간이 소요된다. 다른 96- 웰 플레이트 (17)에 서, 혼합 화합물의 필요성을보고 하였다. 여기서 우리는 완전한 공정 자동화 및 DMSO의 사용이 가능하지 않을 때 수동 개입에 대한 필요성을 제거했다. 계측 및 소모품의 비용 일부 설정에서이 프로세스의 사용을 제한한다. 이 경우, 우리는 시료의 특성이 (예를 들어, 합성 펩티드) 의무가있는 경우 팁 기반 연속 희석 항상 DMSO 수행되는 추천한다. 샘플 (DMSO로 처리 할 수없는 경우에는 예를 들면,PEG화된 펩티드) 효능 데이터를 해석 할 때, 우리는 이전에 완전히 흡착 한 방지하지 BSA의 농도가 증가에도 포함을 도시했기 때문에주의가 사용되어야한다. 어쿠스틱 팁없는 전송들은 동물 또는 인간의 생체 시료의 경우와 같은 샘플 / 한정된 희소 한 경우 필수적인 분석 소형화와 관련된 추가적인 이점을 갖고, 우리는 이전에 선도 동물 시료의 양을 감소시키는 잠재 성을 기술 하였다 연구 1 당 더 적은 수의 동물에 대한 요구 사항. 이 펩티드는 생물학적 시료는 등으로 처리되어야한다는 것을 기억하는 것이 중요하다; 무결성 반복 동결 - 해동 사이클을 유지하기 위하여 방지되어야한다. 생물은 신규 한 치료제의 급성장 영역이며, 펩타이드의 제조를위한 자동화 된 고 처리량 방법이 용이하게 재조합 단백질 및 항체를 포함하는 다른 생물 작용제에 적용될 수있다.

GLP-1R은 제 2 형 당뇨병 (2)의 처리에서 설정된 약물 표적이다. 이 수용체에 대한 천연 펩티드 작용제, GLP-1은 2-3 분 (3)의 생체 내 반감기를 갖는다. 아데 닐 레이트 사이 클라 제의 활성화에 네이티브 G 단백질의 커플 링을 통해 제 메신저는 cAMP의 하류 생산의 G 단백질 결합 수용체 표적 결과 GLP-1의 결합. 축적 된 캠프의 측정은 강력한 분석 수용체 활성화를 모니터링하고 선호하는 물리 화학적 특성을 가진 활성 GLP-1 유사체에 대한 선별을 제공합니다. 이러한 분석은 농도 - 반응 곡선을 구성하기 시험 샘플의 일련의 희석을 필요로하고, 펩티드 샘플 나눠 때 특히 복잡하다. 팁 기반 일련 희석 준비에서 잠재적 인 오류는 이전에 1,4,5 설명 하였다. 펩타이드는 신뢰할 수없는 힘 추정 결과, plasticware에 흡착됩니다. 펩티드 손실 t 통해 최소화 될 수있다그는 소 혈청 버퍼에서 알부민 (BSA)와 실리콘 처리 plasticware의 사용, 아직 결합 단백질의 포함은 예측할 수없는 남아 있습니다. 특히, 실험 용기에 GLP-1의 결합의 편차가 6을 설명 하였다. 수성 분석 완충액으로 팁, 마이크로 타이 터 플레이트에서 침출 단백질 기능 (7, 8)을 방해 할 수 실험실 plasticware에 사용 된 안정 화제의 또 다른 합병증이있다. 따라서, 방법 plasticware 노출을 감소시키기는 측정의 정확성을 증가시킬 필요가있다. 어쿠스틱 액체 디스펜서 인접 분석 플레이트 (9)로 정밀한 나노 리터 액적 토출의 결과, 유체 시료의 표면에 고주파 음향 신호를 집중한다. 탄성 분사의 사용은 제조 및 대형 합성 화합물 라이브러리의 스크리닝을위한 제약 산업 표준 및 기술은 잘 작은 molecul 대한 검증되었습니다에스 10. 우리의 지식, 우리는 재조합 및 합성 펩타이드의 제조를위한 음향 분배를 설명하는 첫 번째 그룹이며, 우리는 이전에 기존의 팁 기반의 방법 1에 비해 향상된 정확도를보고했다. 이 문서에서는 완전히 자동화 된 플레이트 처리 로봇 시스템에 비접촉 음향 전송에 의한 펩타이드 직렬 및 직접 희석의 준비의 통합을 설명합니다. 샘플 음향 전달을 감싸는 다수의 방법은 이전에 11 설명되었다. 우리는 2 단계 방법의 중간 스톡 농도를 준비하고 직렬의 전체 용량 - 반응 곡선의 생성에 대한 펩타이드 유사체 희석을 이용한다. 제조 된 펩타이드는 세포를 대상 마우스 GLP-1R 발현과 함께 배양하고, 우리는 펩티드 작동 제의 액티브의 판독 이러한 세포 내에서의 cAMP 축적을 측정하기 위해, 시판 균질 시간 - 분해 형광 (HTRF) 분석을 사용하여성만. 상기 분석은 견고하고 높은 처리량 384- 웰 포맷 의무 일상적 모두 분석법 개발에 적용되는 약물 스크리닝 (12)을 투사한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1339">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Hanks&#8217; Balanced Salt solution</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H8264</td>
			<td style="width:517px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">HEPES</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Bovine Serum Albumin</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">A9418</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">3-Isobutyl-1-methylxanthine</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I7018</td>
			<td>Prepared as a 0.5 M stock in DMSO</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">GLP-1 (7-36) amide</td>
			<td style="width:235px;">Bachem</td>
			<td>H-6795</td>
			<td>Prepared as a 1 mg/ml stock in PBS, referred to as &#39;100X reference control&#39;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Test peptides</td>
			<td style="width:235px;">Produced in-house at MedImmune</td>
			<td></td>
			<td>Supplied at various concentrations in DMSO or PBS as appropriate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">100X peptide stock</td>
			<td style="width:235px;">Produced in-house at MedImmune</td>
			<td></td>
			<td>Test peptide diluted into assay buffer to 100X final required concentration</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Trypan Blue Solution, 0.4%</td>
			<td style="width:235px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">15250-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Cedex XS Cell Analyzer</td>
			<td style="width:235px;">Innovatis</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Corning 384 well plates, low volume</td>
			<td style="width:235px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">4514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Echo Qualified 384-Well Polypropylene Microplate</td>
			<td style="width:235px;">Labcyte Inc.</td>
			<td style="width:119px;">P-05525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Echo Qualified Reservoir</td>
			<td style="width:235px;">Labcyte Inc.</td>
			<td style="width:119px;">ER-0055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Echo 550 Liquid Handler</td>
			<td style="width:235px;">Labcyte Inc.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Droplet transfer volumes in increments of 2.5 nl</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Echo 525 Liquid Handler</td>
			<td style="width:235px;">Labcyte Inc.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Droplet transfer volumes in increments of 25 nl</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">ACell Benchtop Automation&#160;</td>
			<td style="width:235px;">HighRes Biosolutions</td>
			<td style="width:119px;">MC522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">Cellario Lab Automation Scheduling software for Life Science Robotics</td>
			<td style="width:235px;">HighRes Biosolutions</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">MultidropCombi Reagent Dispenser</td>
			<td style="width:235px;">ThermFisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">5840300</td>
			<td>Referred to as &#39;bulk reagent dispenser&#39;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">HTRF cAMP Dynamic 2 kit</td>
			<td style="width:235px;">Cisbio Bioassays</td>
			<td style="width:119px;">62AM4PEJ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:469px;">EnVision Multilabel Reader</td>
			<td style="width:235px;">PerkinElmer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated acoustic dispensing for the serial dilution of peptide agonists in potency determination assays

소분자 약물 발견과 같이, 펩티드 작동 선별하여 농도 - 반응 곡선을 생성하는 펩티드의 일련의 희석을 필요로한다. 펩티드를 스크리닝 종래 팁 기반 시료 처리 방법을 통해 흡착 펩티드 손실 증가 된 기회를 제공 plasticware 큰 표면적에 노출 펩티드로 복잡한 계층을 제공한다. plasticware 과도한 노출을 방지하는 플라스틱에 대한 밀착성을 통해 펩티드 손실을 감소시키고, 따라서 효능 예측의 부정확성을 최소화하고, 우리는 이전 펩티드 작동 (1)의 시험 관내 높은 처리량 스크리닝 분배 비접촉 탄성의 장점을 설명하고있다. 여기서는 마우스 글루카곤 유사 펩타이드 -1 수용체 (GLP-1R)에 펩티드 작동 스크리닝의 예를 이용하여 마이크로 타이 터 플레이트 펩티드 계열 희석 비접촉 탄성 제조 완전히 통합 된 자동화 솔루션을 논의한다. 우리의 방법은 높은 허용-throughput 작용제에 대한 화면을 분석 세포 기반 쉽게 증가 시료 처리를 지원하기 위해, 또는 (기타 표적 세포주 패널, 예) 분석 플레이트 사본 수가 증가를 허용하도록 확장 가능하다.

<html> 우리는 일상적 탄성 송금 펩티드 희석 두 단계 방법을 사용한다. 첫 번째 단계의 경우, 자동으로 정렬 음향 디스펜서는 두 개의 소스 판에서 네 재고 펩타이드 중간 희석액을 만드는 데 사용됩니다 (그림 1A, B). 두 번째 단계에서, 우리는 상기 각 테스트 펩티드 (도 1C)에 대한 11 점의 농도 범위를 만들기 위해 소스 판 A 및 B에서 스톡 희석 희석 음향 디스펜서를 사용한다. 각 펩타이드의 농도 범위는 16 개의 서로 다른 펩티드 384- 웰 분석 플레이트 (도 1C)에 따라 스크리닝 될 수 있도록 분석 플레이트 왼쪽에서 오른쪽으로, 이중에서 소성한다. 어 세이 버퍼 채움을 분석 플레이트 (도 1D)에 걸쳐 잘 당 일정한 양을 보장하기 위해 수행된다. 참조 펩타이드 양성 대조군은 최대 유효 농도에서 대상 플레이트로 전송됩니다. 천만에. &quot;FO : 유지-together.within 페이지는 =&quot;1 &quot;&gt; 플레이트가 표시됩니다 (그림 2a)를 형광 플레이트 리더, 중복 16 펩타이드를 포함하는 예를 판에 대한 열 맵을 사용하여 읽기 캠프 축적 분석은 사용 (퍼플로 표시됨) 반전 경쟁 분석, 따라서 낮은 값 데이터는 농도 - 반응 곡선으로 표현 될 때 중복 포인트 재현성 분명 캠프. 고농도 표현이다 (도 2B). 시료 1 (로우 A,도 2a) 분석을위한 양성 대조군을 나타낸다. 샘플 2, 3, 4 (행 B, C 각각 D,도 2a)는 비활성이었고도 2b에 평면 선 동일시. 샘플 5-16 (P 개의 행 E) 활성 나타낸다 테스트 펩티드.이 방법은 넓은 범위에 걸쳐 역가 완전한 농도 - 반응 곡선의 생성을 허용한다. 전체 작업 흐름을 상세히 흐름도에 도시 <str옹&gt; 그림 3. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54542/54542fig1.jpg" /> 그림 1 :. 직렬 희석 방법을 분배 음향의 플레이트 레이아웃 설명. (A, B) 384 잘 소스 판 A의 레이아웃 및 백업 광고에 대한, 100 배 양성 대조군, 분석 완충액 전용 우물 (소스 접시 당 수 80 펩타이드 예) 각 펩타이드의 100 배 재고 농도의 25 μl를 포함하는 B, 및 세 1 : 모두 소스 판 사이 자동 음향 전송 및 백업 광고에 의해 제조 된 각각의 펩타이드의 100 연속 희석. (c) 단일 분석 플레이트 레이아웃은 플레이트에 걸쳐 중복되는 16 개 펩티드에 대해 11 점의 농도 범위를 도시. (d) 10 ㎕를 최종 분석 부피에서 11 점의 농도 범위에 대한 일반적인 분배 프로토콜. 모든 대상 웰 일정한 최종 전 VO을 제공하는 분석 완충액 백필을<html> 100 NL 당의 LUME 잘. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54542/54542fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54542/54542fig2.jpg" /> 그림 2 : 열지도 및 용량 - 반응 곡선 A665의 nm에서 형광을 나타내는 열지도.. 접시에 걸쳐 중복 16 펩타이드에 대한 (가) 11 점 농도 범위. 퍼플 캠프 (최대)의 높은 농도를 나타내고, 적색 캠프 (분)의 낮은 농도를 나타낸다. (b)는 세포 (16 화합물)을 발현하는 마우스 GLP-1R에 대한 GLP-1 수용체 작용제 펩타이드 활동의 범위를 보여주는 하나의 플레이트 분석에서 대표 펩타이드 농도 - 반응 곡선. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54542/54542fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 콘텐츠 &quot;FO : 유지-together.within 페이지 =&quot;1 &quot;&gt; <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54542/54542fig3.jpg" /> 그림 3 :.. 전체 워크 플로우의 심사 과정의 세부 흐름 차트 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54542/54542fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Automated Acoustic Dispensing for the Serial Dilution of Peptide Agonists in Potency Determination Assays

Peptide adsorption to plasticware during traditional tip-based serial dilutions can significantly impact potency determination and confound the understanding of structure-activity relationships used for lead identification and lead optimization phases of drug discovery. Here methods for automated acoustic non-contact serial dilution of peptide samples are described.

효능 판별 분석에서 펩타이드 작용제의 직렬 희석에 대한 분배 자동 음향

As with small molecule drug discovery, screening for peptide agonists requires the serial dilution of peptides to produce concentration-response curves. ...

automated-acoustic-dispensing-for-serial-dilution-peptide-agonists

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

7.6K 조회수.  MedImmune. Peptide adsorption to plasticware during traditional tip-based serial dilutions can significantly impact potency determination and confound the understanding of structure-activity relationships used for lead identification and lead optimization phases of drug discovery. Here methods for automated acoustic non-contact serial dilution of peptide samples are described. 

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Preparation and Delivery of Protein Microcrystals in Lipidic Cubic Phase for Serial Femtosecond Crystallography

Membrane proteins (MPs) are essential components of cellular membranes and primary drug targets. Rational drug design relies on precise structural information, typically obtained by crystallography; however MPs are difficult to crystallize. Recent progress in MP structural determination has benefited greatly from the development of lipidic cubic phase (LCP) crystallization methods, which typically yield well-diffracting, but often small crystals that suffer from radiation damage during traditional crystallographic data collection at synchrotron sources. The development of new-generation X-ray free-electron laser (XFEL) sources that produce extremely bright femtosecond pulses has enabled room temperature data collection from microcrystals with no or negligible radiation damage. Our recent efforts in combining LCP technology with serial femtosecond crystallography (LCP-SFX) have resulted in high-resolution structures of several human G protein-coupled receptors, which represent a notoriously difficult target for structure determination. In the LCP-SFX technique, LCP is recruited as a matrix for both growth and delivery of MP microcrystals to the intersection of the injector stream with an XFEL beam for crystallographic data collection. It has been demonstrated that LCP-SFX can substantially improve the diffraction resolution when only sub-10 &#181;m crystals are available, or when the use of smaller crystals at room temperature can overcome various problems associated with larger cryocooled crystals, such as accumulation of defects, high mosaicity and cryocooling artifacts. Future advancements in X-ray sources and detector technologies should make serial crystallography highly attractive and practicable for implementation not only at XFELs, but also at more accessible synchrotron beamlines. Here we present detailed visual protocols for the preparation, characterization and delivery of microcrystals in LCP for serial crystallography experiments. These protocols include methods for conducting crystallization experiments in syringes, detecting and characterizing the crystal samples, optimizing crystal density, loading microcrystal laden LCP into the injector device and delivering the sample to the beam for data collection.

We describe procedures for the preparation and delivery of membrane protein microcrystals in lipidic cubic phase for serial crystallography at X-ray free-electron lasers and synchrotron sources. These protocols can also be applied for incorporation and delivery of soluble protein microcrystals, leading to substantially reduced sample consumption compared to liquid injection.

준비 및 직렬 펨토초 결정학에 대한 지질 큐빅 단계에서 단백질 미세 배달

Membrane proteins (MPs) are essential components of cellular membranes and primary drug targets. Rational drug design relies on precise structural ...

연구

생화학

Automated Protocols for Macromolecular Crystallization at the MRC Laboratory of Molecular Biology

When high quality crystals are obtained that diffract X-rays, the crystal structure may be solved at near atomic resolution. The conditions to crystallize proteins, DNAs, RNAs, and their complexes can however not be predicted. Employing a broad variety of conditions is a way to increase the yield of quality diffraction crystals. Two fully automated systems have been developed at the MRC Laboratory of Molecular Biology (Cambridge, England, MRC-LMB) that facilitate crystallization screening against 1,920 initial conditions by vapor diffusion in nanoliter droplets. Semi-automated protocols have also been developed to optimize conditions by changing the concentrations of reagents, the pH, or by introducing additives that potentially enhance properties of the resulting crystals. All the corresponding protocols will be described in detail and briefly discussed. Taken together, they enable convenient and highly efficient macromolecular crystallization in a multi-user facility, while giving the users control over key parameters of their experiments.

Automated systems and protocols for the routine preparation of a large number of screens and nanoliter crystallization droplets for vapor diffusion experiments are described and discussed.

분자 생물학의 MRC 실험실에서 고분자 결정에 대 한 프로토콜을 자동

When high quality crystals are obtained that diffract X-rays, the crystal structure may be solved at near atomic resolution. The conditions to crystallize ...

Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field of 3D templates is rising due to the potential resemblance of those materials to the natural extracellular matrix. Protein-based hydrogels are particularly promising because they can easily be functionalized and can achieve defined structures with adjustable physicochemical properties. However, the production of macroporous 3D templates for cell culture applications using natural materials is often limited by their weaker mechanical properties compared to those of synthetic materials. Here, different methods were evaluated to produce macroporous bovine serum albumin (BSA)-based hydrogel systems, with adjustable pore sizes in the range of 10 to 70 &#181;m in radius. Furthermore, a method to generate channels in this protein-based material that are several hundred microns long was established. The different methods to produce pores, as well as the influence of pore size on material properties such as swelling ratio, pH, temperature stability, and enzymatic degradation behavior, were analyzed. Pore sizes were investigated in the native, swollen state of the hydrogels using confocal laser scanning microscopy. The feasibility for cell culture applications was evaluated using a cell-adhesive RGD peptide modification of the protein system and two model cell lines: human breast cancer cells (A549) and adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells (MCF7).

Different methods to manipulate three-dimensional architecture in protein-based hydrogels are evaluated here with respect to material properties. The macroporous networks are functionalized with a cell-adhesive peptide, and their feasibility in cell culture is evaluated using two different model cell lines.

셀 문화 응용 프로그램에 대 한 단백질 기반 Hydrogels 아키텍처의 쉬운 조작

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field ...

Analysis of Histone Antibody Specificity with Peptide Microarrays

Post-translational modifications (PTMs) on histone proteins are widely studied for their roles in regulating chromatin structure and gene expression. The mass production and distribution of antibodies specific to histone PTMs has greatly facilitated research on these marks. As histone PTM antibodies are key reagents for many chromatin biochemistry applications, rigorous analysis of antibody specificity is necessary for accurate data interpretation and continued progress in the field. This protocol describes an integrated pipeline for the design, fabrication and use of peptide microarrays for profiling the specificity of histone antibodies. The design and analysis aspects of this procedure are facilitated by ArrayNinja, an open-source and interactive software package we recently developed to streamline the customization of microarray print formats. This pipeline has been used to screen a large number of commercially available and widely used histone PTM antibodies, and data generated from these experiments are freely available through an online and expanding Histone Antibody Specificity Database. Beyond histones, the general methodology described herein can be applied broadly to the analysis of PTM-specific antibodies.

This manuscript describes methods for applying peptide microarray technology to specificity profiling of antibodies that recognize histones and their post-translational modifications.

펩티드 Microarrays를 가진 Histone 항체 특이성의 분석

Post-translational modifications (PTMs) on histone proteins are widely studied for their roles in regulating chromatin structure and gene expression. The ...

Semi-automated Biopanning of Bacterial Display Libraries for Peptide Affinity Reagent Discovery and Analysis of Resulting Isolates

Biopanning bacterial display libraries is a proven technique for peptide affinity reagent discovery for recognition of both biotic and abiotic targets. Peptide affinity reagents can be used for similar applications to antibodies, including sensing and therapeutics, but are more robust and able to perform in more extreme environments. Specific enrichment of peptide capture agents to a protein target of interest is enhanced using semi-automated sorting methods which improve binding and wash steps and therefore decrease the occurrence of false positive binders. A semi-automated sorting method is described herein for use with a commercial automated magnetic-activated cell sorting device with an unconstrained bacterial display sorting library expressing random 15-mer peptides. With slight modifications, these methods are extendable to other automated devices, other sorting libraries, and other organisms. A primary goal of this work is to provide a comprehensive methodology and expound the thought process applied in analyzing and minimizing the resulting pool of candidates. These techniques include analysis of on-cell binding using fluorescence-activated cell sorting (FACS), to assess affinity and specificity during sorting and in comparing individual candidates, and the analysis of peptide sequences to identify trends and consensus sequences for understanding and potentially improving the affinity to and specificity for the target of interest.

Biopanning bacterial display libraries is a proven technique for discovery of peptide affinity reagents, a robust alternative to antibodies. The semi-automated sorting method herein has streamlined biopanning to decrease the occurrence of false positives. Here we illustrate the thought process and techniques applied in evaluating candidates and minimizing downstream analysis.

펩 티 드 선호도 시 약 검색 및 분석 결과 분리의 세균성 디스플레이 라이브러리의 반자동된 Biopanning

Biopanning bacterial display libraries is a proven technique for peptide affinity reagent discovery for recognition of both biotic and abiotic targets. ...

Determination of the Glycogen Content in Cyanobacteria

Cyanobacteria accumulate glycogen as a major intracellular carbon and energy storage&#160;during photosynthesis. Recent developments in research have highlighted complex mechanisms of glycogen metabolism, including the diel cycle of biosynthesis and catabolism, redox regulation, and the involvement of non-coding RNA. At the same time, efforts are being made to redirect carbon from glycogen to desirable products in genetically engineered cyanobacteria to enhance product yields. Several methods are used to determine the glycogen contents in cyanobacteria, with variable accuracies and technical complexities. Here, we provide a detailed protocol for the reliable determination of the glycogen content in cyanobacteria that can be performed in a standard life science laboratory. The protocol entails the selective precipitation of glycogen from the cell lysate and the enzymatic depolymerization of glycogen to generate glucose monomers, which are detected by a glucose oxidase-peroxidase (GOD-POD) enzyme coupled assay. The method has been applied to Synechocystis sp. PCC 6803 and Synechococcus sp. PCC 7002, two model cyanobacterial species that are widely used in metabolic engineering. Moreover, the method successfully showed differences in the glycogen contents between the wildtype and mutants defective in regulatory elements or glycogen biosynthetic genes.

Here, we present a reliable and easy assay to measure the glycogen content in cyanobacterial cells. The procedure entails precipitation, selectable depolymerization, and the detection of glucose residues. This method is suitable for both wildtype and genetically engineered strains and can facilitate the metabolic engineering of cyanobacteria.

시아 노 박테리아의 글리코겐 함량 측정

Cyanobacteria accumulate glycogen as a major intracellular carbon and energy storage&#160;during photosynthesis. Recent developments in research have ...

Personalized Peptide Arrays for Detection of HLA Alloantibodies in Organ Transplantation

In organ transplantation, the function and longevity of the graft critically rely on the success of controlling immunological rejection reactivity against human leukocyte antigens (HLA). Histocompatibility guidelines are based on laboratory tests of anti-HLA immunity, which presents either as pre-existing or de novo generated HLA antibodies that constitute a major transplantation barrier. Current tests are built on a single-antigen beads (SAB) platform using a fixed set of ~100 preselected recombinant HLA antigens to probe transplant sera. However, in humans there exist a far greater variety of HLA types, with no two individuals other than identical twins who can share the same combination of HLA sequences. While advanced technologies for HLA typing and direct sequencing can precisely capture any mismatches in DNA sequence between a donor's and recipient's HLA, the SAB assay, due to its limited variety in sequence representation, is unable to precisely detect alloantibodies specifically against the donor HLA mismatches. We sought to develop a complementary method using a different technology to detect and characterize anti-donor HLA antibodies on a personalized basis. The screening tool is a custom peptide array of donor HLA-derived sequences for probing post-transplant sera of the organ recipient to assess the risk for antibody-mediated rejection. On a single array for one donor-recipient pair, up to 600 unique peptides are made based on the donor's HLA protein sequences, each peptide carrying at least one mismatched residue in a 15-amino acid sequence. In our pilot experiments to compare antigen patterns for pre- and post-transplant sera on these arrays, we were able to detect anti-HLA signals with the resolution that also allowed us to pinpoint the immune epitopes involved. These personalized antigen arrays allow high-resolution detection of donor-specific HLA epitopes in organ transplantation.

Mismatches in human leukocyte antigen (HLA) sequences between organ donor and recipient pairs are the major cause of antibody-mediated rejection in organ transplantation. Here we present the use of custom antigen arrays that are based on individual donors' HLA sequences to probe anti-donor HLA alloantibodies in organ recipients.

장기 이식에서 HLA Alloantibodies의 검출에 대 한 펩 티 드 배열 맞춤

In organ transplantation, the function and longevity of the graft critically rely on the success of controlling immunological rejection reactivity against ...

Growing Protein Crystals with Distinct Dimensions Using Automated Crystallization Coupled with In Situ Dynamic Light Scattering

The automated crystallization device is a patented technique1 especially developed for monitoring protein crystallization experiments with the aim to precisely maneuver the nucleation and crystal growth towards desired sizes of protein crystals. The controlled crystallization is based on sample investigation with in situ Dynamic Light Scattering (DLS) while all visual changes in the droplet are monitored online with the help of a microscope coupled to a CCD camera, thus enabling a full investigation of the protein droplet during all stages of crystallization. The use of in situ DLS measurements throughout the entire experiment allows a precise identification of the highly supersaturated protein solution transitioning to a new phase &#8211; the formation of crystal nuclei. By identifying the protein nucleation stage, the crystallization can be optimized from large protein crystals to the production of protein microcrystals. The experimental protocol shows an interactive crystallization approach based on precise automated steps such as precipitant addition, water evaporation for inducing high supersaturation, and sample dilution for slowing induced homogeneous nucleation or reversing phase transitions.

Growing Protein Crystals with Distinct Dimensions Using Automated Crystallization Coupled with In Situ Dynamic Light Scattering

Here we present a protocol for controlled production of protein microcrystals. The process uses an automated device allowing controlled manipulation of several crystallization parameters. The protein crystallization is carried-out by controlled and automated addition of crystallization solutions while monitoring and investigating the radius distribution of particles in the crystallization droplet.

사용 하 여 다른 크기와 성장 단백질 결정 자동화 현장에서 동적 산란과 함께 결정 화

The automated crystallization device is a patented technique1 especially developed for monitoring protein crystallization experiments with the aim to ...

Enabling Real-Time Compensation in Fast Photochemical Oxidations of Proteins for the Determination of Protein Topography Changes

Fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) is a mass spectrometry-based structural biology technique that probes the solvent-accessible surface area of proteins. This technique relies on the reaction of amino acid side chains with hydroxyl radicals freely diffusing in solution. FPOP generates these radicals in situ by laser photolysis of hydrogen peroxide, creating a burst of hydroxyl radicals that is depleted on the order of a microsecond. When these hydroxyl radicals react with a solvent-accessible amino acid side chain, the reaction products exhibit a mass shift that can be measured and quantified by mass spectrometry. Since the rate of reaction of an amino acid depends in part on the average solvent accessible surface of that amino acid, measured changes in the amount of oxidation of a given region of a protein can be directly correlated to changes in the solvent accessibility of that region between different conformations (e.g., ligand-bound versus ligand-free, monomer vs. aggregate, etc.) FPOP has been applied in a number of problems in biology, including protein-protein interactions, protein conformational changes, and protein-ligand binding. As the available concentration of hydroxyl radicals varies based on many experimental conditions in the FPOP experiment, it is important to monitor the effective radical dose to which the protein analyte is exposed. This monitoring is efficiently achieved by incorporating an inline dosimeter to measure the signal from the FPOP reaction, with laser fluence adjusted in real-time to achieve the desired amount of oxidation. With this compensation, changes in protein topography reflecting conformational changes, ligand-binding surfaces, and/or protein-protein interaction interfaces can be determined in heterogeneous samples using relatively low sample amounts.

Fast photochemical oxidation of proteins is an emerging technique for the structural characterization of proteins. Different solvent additives and ligands have varied hydroxyl radical scavenging properties. To compare the protein structure in different conditions, real-time compensation of hydroxyl radicals generated in the reaction is required to normalize reaction conditions.

단백질 지형 변화의 측정을 위한 단백질의 빠른 광화학 산화에 실시간 보상 가능하게

Fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) is a mass spectrometry-based structural biology technique that probes the solvent-accessible surface area ...

Optimizing the Growth of Endothiapepsin Crystals for Serial Crystallography Experiments

Here, a protocol is presented to facilitate the creation of large volumes (&#62; 100 &#181;L) of micro-crystalline slurries suitable for serial crystallography experiments at both synchrotrons and XFELs. The method is based upon an understanding of the protein crystal phase diagram, and how that knowledge can be utilized. The method is divided into three stages: (1) optimizing crystal morphology, (2) transitioning to batch, and (3) scaling. Stage 1 involves finding well diffracting, single crystals, hopefully but not necessarily, presenting in a cube-like morphology. In Stage 2, the Stage 1 condition is optimized by crystal growth time. This strategy can transform crystals grown by vapor diffusion to batch. Once crystal growth can occur within approximately 24 h, a morphogram of the protein and precipitant mixture can be plotted and used as the basis for a scaling strategy (Stage 3). When crystals can be grown in batch, scaling can be attempted, and the crystal size and concentration optimized as the volume is increased. Endothiapepsin has been used as a demonstration protein for this protocol. Some of the decisions presented are specific to endothiapepsin. However, it is hoped that the way they have been applied will inspire a way of thinking about this procedure that others can adapt to their own projects.

The aim of this article is to give the viewer a solid understanding of how to transform their small-volume, vapor-diffusion protocol, for growing large, single protein crystals, into a large-volume batch micro-crystallization method for serial crystallography.