Un modello chirurgico di insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata nei maialini tibetani

Il presente protocollo descrive una procedura passo-passo per stabilire un modello minipig di insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata utilizzando la costrizione aortica discendente. Vengono inoltre presentati i metodi per valutare la morfologia cardiaca, l'istologia e la funzione di questo modello di malattia.

Più della metà dei casi di insufficienza cardiaca (HF) sono classificati come insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata (HFpEF) in tutto il mondo. I modelli animali di grandi dimensioni sono limitati per studiare i meccanismi fondamentali dell'HFpEF e identificare potenziali bersagli terapeutici. Questo lavoro fornisce una descrizione dettagliata della procedura chirurgica di costrizione aortica discendente (DAC) nei minipig tibetani per stabilire un modello animale di grandi dimensioni di HFpEF. Questo modello ha utilizzato una costrizione controllata con precisione dell'aorta discendente per indurre un sovraccarico di pressione cronica nel ventricolo sinistro. L'ecocardiografia è stata utilizzata per valutare i cambiamenti morfologici e funzionali nel cuore. Dopo 12 settimane di stress DAC, il setto ventricolare era ipertrofico, ma lo spessore della parete posteriore era significativamente ridotto, accompagnato da dilatazione del ventricolo sinistro. Tuttavia, la frazione di eiezione ventricolare sinistra dei cuori modello è stata mantenuta al >50% durante il periodo di 12 settimane. Inoltre, il modello DAC ha mostrato danni cardiaci, tra cui fibrosi, infiammazione e ipertrofia dei cardiomiociti. I livelli dei marcatori di insufficienza cardiaca erano significativamente elevati nel gruppo DAC. Questo HFpEF indotto da DAC nei minipig è un potente strumento per lo studio dei meccanismi molecolari di questa malattia e per i test preclinici.

L'insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata (HFpEF) rappresenta più della metà dei casi di insufficienza cardiaca ed è diventata un problema di salute pubblica in tutto il mondo¹. Le osservazioni cliniche hanno indicato diverse caratteristiche critiche dell'HFpEF: (1) disfunzione diastolica ventricolare, accompagnata da aumento della rigidità sistolica, (2) frazione di eiezione normale a riposo con prestazioni fisiche compromesse e (3) rimodellamento cardiaco². I meccanismi proposti includono la disregolazione ormonale, l'infiammazione microvascolare sistemica, i disturbi metabolici e le anomalie nelle proteine sarcomeriche ed extracellulari^{della matrice 3}. Tuttavia, studi sperimentali hanno dimostrato che l'insufficienza cardiaca con frazione di eiezione ridotta (HFrEF) provoca queste alterazioni. Studi clinici hanno esplorato gli effetti terapeutici degli inibitori del recettore dell'angiotensina e dei farmaci per il trattamento dell'HFrEF nell'HFpEF ^4,5. Tuttavia, sono necessari approcci terapeutici unici per l'HFpEF. Rispetto alla comprensione dei sintomi clinici, le alterazioni nella patologia, nella biochimica e nella biologia molecolare dell'HFpEF rimangono poco definite.

Sono stati sviluppati modelli animali di HFpEF per esplorare i meccanismi, i marcatori diagnostici e gli approcci terapeutici. Gli animali da laboratorio, tra cui maiali, cani, ratti e topi, possono sviluppare HFpEF e diversi fattori di rischio, tra cui ipertensione, diabete mellito e invecchiamento, sono stati selezionati come fattori di induzione ^6,7. Ad esempio, il desossicorticosterone acetato da solo o in combinazione con una dieta ricca di grassi/zuccheri induce HFpEF nei suini ^8,9. Il sovraccarico di pressione ventricolare è un'altra tecnica utilizzata per sviluppare HFpEF in modelli animali di grandi e piccole dimensioni¹⁰. Inoltre, negli ultimi anni sono stati adottati in tutti i continenti valori di cut-off specifici per definire l'HFpEF, come si vede nelle linee guida della Società Europea di Cardiologia, nell'American College of Cardiology Foundation/American Heart Association¹¹, nella Japanese Circulation Society/Japanese Heart Failure Society¹². Pertanto, molti modelli precedentemente stabiliti possono diventare appropriati per gli studi sull'HFpEF se vengono adottati i criteri clinici. Ad esempio, Youselfi et al. hanno affermato che un ceppo di topo geneticamente modificato, Col4a3-/-, era un modello efficace di HFpEF. Questo ceppo ha sviluppato i sintomi cardiaci tipici dell'HFpEF, come la disfunzione diastolica, la disfunzione mitocondriale e il rimodellamento cardiaco¹³. Uno studio precedente ha utilizzato una dieta ad alto contenuto energetico per indurre il rimodellamento cardiaco con una gamma media di EF nelle scimmie di età¹⁴, caratterizzata da un disturbo metabolico, fibrosi e riduzione dell'actomiosina MgATPasi nel miocardio. La costrizione aortica trasversa (TAC) del topo è uno dei modelli più utilizzati per imitare la cardiomiopatia ventricolare indotta dall'ipertensione. Il ventricolo sinistro progredisce dall'ipertrofia concentrica con aumento della FE al rimodellamento dilatativo con riduzione della FE^15,16. I fenotipi di transizione tra questi due stadi tipici suggeriscono che la tecnica di costrizione aortica può essere utilizzata per studiare l'HFpEF.

Le caratteristiche patologiche, la segnalazione cellulare e i profili di mRNA di un modello di HFpEF suino sono stati precedentemente pubblicati¹⁷. Qui, viene presentato un protocollo passo-passo per stabilire questo modello e gli approcci per valutare i fenotipi di questo modello. La procedura è illustrata nella Figura 1. In breve, il piano chirurgico è stato realizzato congiuntamente dal ricercatore principale, dai chirurghi, dai tecnici di laboratorio e dal personale addetto alla cura degli animali. I maialini sono stati sottoposti a esami sanitari, tra cui test biochimici ed ecocardiografia. Dopo l'intervento chirurgico, sono state eseguite procedure antinfiammatorie e analgesiche. L'ecocardiografia, l'esame istologico e i biomarcatori sono stati utilizzati per valutare i fenotipi.

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Istituto di Monitoraggio degli Animali da Laboratorio del Guangdong (approvazione n. IACUC2017009). Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti seguendo la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (8a ed., 2011, The National Academies, USA). Gli animali sono stati ospitati in una struttura accreditata AAALAC presso il Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute (licenza n. SYXK (YUE) 2016-0122, Cina). Per sviluppare il modello HFpEF sono stati utilizzati sei maialini tibetani maschi (n = 3 ciascuno per il gruppo sham e il gruppo DAC, 25-30 kg di peso).

1. Preparazione degli animali e degli strumenti

1. Acclimatare gli animali alla struttura per 14 giorni prima dell'intervento.
2. Eseguire esami sanitari, inclusi test biochimici ed ecocardiografia, prima dell'intervento chirurgico. Escludere gli animali con anomalie cardiache nella struttura (dilatazione ventricolare o ipertrofia) e nella funzione (EF <50%) secondo il T/CALAS85-2020 Animali da laboratorio - Linee guida per la valutazione della salute dei principali organi, come cuore, fegato, reni e cervello di grandi animali da laboratorio (Associazione cinese per le scienze degli animali da laboratorio, Cina).
3. Digiunare gli animali per più di 12 ore prima dell'anestesia non alimentandoli il giorno dell'intervento.
4. Preparare la sala operatoria e i dispositivi (Figura 2). Controllare la stazione di ventilazione per estesia, i monitor veterinari e paziente, l'ecografo veterinario, l'aspiratore e altri dispositivi chirurgici. Autoclavare le forbici, le pinze, i divaricatori, i manici del bisturi, la testa dell'aspiratore, gli aghi chirurgici, ecc. (vedi Tabella dei Materiali).

2. Sedazione, intubazione tracheale e incannulamento venoso

1. Pesare gli animali e calcolare i farmaci anestetici. Sedare i minipig con 1 mg/kg di zoletil iniettabile (tiletamina e zolazepam iniettabile) e 0,5 mg/kg di xilazina cloridrato iniettabile (vedere Tabella dei materiali).
2. Trattenere e posizionare i minipig nella posizione sdraiata laterale destra sul tavolo operatorio. Accendere il sistema di riscaldamento per mantenere la temperatura corporea degli animali.
3. Eseguire l'ecocardiografia (fase 5) e raccogliere 2 mL di campioni di sangue.
4. Intubare i minipig con un tubo endotracheale collegato a una stazione di ventilazione per anestesia veterinaria (Figura 3A) (vedere la tabella dei materiali).
5. Iniziare la ventilazione a 8 ml/kg di volume corrente e 30 respiri/min. Mantenere gli animali con l'1,5%-2,5% di isoflurano durante la procedura chirurgica.
6. Stabilire l'incannulamento endovenoso utilizzando un catetere endovenoso periferico (26 G) (vedere Tabella dei materiali) da una vena dell'orecchio (di solito la vena marginale dell'orecchio, Figura 3B).
7. Collegare l'animale a un monitor veterinario.

3. Procedura chirurgica

1. Radere l'area toracica sinistra. Applicare lo 0,7% di iodio e il 75% di alcol per preparare in modo asettico la pelle dalla scapola al diaframma (Figura 3C).
2. Posizionare teli sterili sull'area chirurgica.
3. Somministrare propofol (5 mg/kg) (vedere Tabella dei materiali) per iniezione endovenosa per mantenere l'anestesia generale.
4. Segnare l'incisione (~15 cm di lunghezza) lungo il 4° spazio intercostale prima dell'incisione cutanea con l'elettrocauterizzazione.
5. Aprire il torace usando una combinazione di cauterizzazione e dissezione contundente del muscolo e del tessuto connettivo. Utilizzare un aspiratore per rimuovere il sangue durante l'operazione.
6. Utilizzare un divaricatore per le costole per allargare le costole (Figura 3D).
7. Individuare il segmento dell'aorta discendente toracica e determinare il sito di costrizione (Figura 3E). Utilizzare due punti di sutura chirurgici 3-0 per avvolgere due volte il segmento (Figura 3F). Posizionare tre strati di garza medica tra la sutura e l'aorta per evitare danni ai tessuti causati dalle suture.
8. Impostare le unità di misura della pressione per determinare il grado di costrizione (Figura 3F-H).
   NOTA: L'unità include un catetere che perfora la parete del vaso, un tubo di collegamento, un trasduttore di pressione e un monitor paziente.
9. Stringere gradualmente la sutura chirurgica che circonda il segmento discendente dell'aorta per ottenere il grado di costrizione desiderato. Lasciare che le letture della pressione si stabilizzino per 20 minuti e stringere in modo permanente i nodi chirurgici.
10. Utilizzare un tubo toracico di drenaggio per evacuare l'aria e i liquidi in eccesso nella cavità toracica.
11. Chiudere la parete toracica a strati, riapprossimare le costole e dividere i muscoli con punti di sutura riassorbibili.
12. Verificare la presenza di eventuali emorragie e assicurarsi che l'emostasi sia corretta.
13. Applicare un flacone di benzilpenicillina (800.000 unità) (vedere Tabella dei materiali) sull'area operatoria dopo l'intervento.
14. Monitorare la presenza di battito delle palpebre e il movimento degli arti dell'animale. Scollegare il ventilatore ma lasciare il tubo endotracheale. Monitorare la presenza di respirazione spontanea.
15. Riporta l'animale nella sua stanza di stabulazione e lascialo svegliare automaticamente.

4. Cure post-operatorie

1. Applicare la benzilpenicillina ogni giorno per 1 settimana (20.000 U/kg).
2. Applicare 1 mg/kg di flunixin meglumina (vedere Tabella dei materiali) ogni giorno per 1 settimana.
   NOTA: Gli analgesici oppioidi e FANS devono essere somministrati intra e post-operatoriamente.

5. Ecocardiografia transtoracica

1. Sedare l'animale con 1 mg/kg di zoletil.
2. Collocare l'animale in un'unità di ritenuta mobile con una copertura in tela.
   NOTA: L'unità di ritenuta mobile (vedi Tabella dei materiali) ha quattro aperture progettate per estendere gli arti anteriori e posteriori dell'animale.
3. Radere il torace sinistro dell'animale.
4. Posiziona le dita al centro sinistro del torace per sentire il polso apicale. Applicare il gel ad ultrasuoni sull'area circostante.
5. Posizionare il trasduttore phased array (3-8 Hz) del sistema a ultrasuoni nel terzo spazio intercostale. Spostare il trasduttore verso una direzione anteriore o posteriore e regolare l'angolo di tacca.
6. Identifica gli atri, i ventricoli e l'aorta. Registrare le immagini parasternali dell'asse lungo in modalità B e M.
   NOTA: L'immagine in modalità B rappresenta la sezione trasversale del ventricolo sinistro a livello del muscolo papillare e l'immagine in modalità M mostra il movimento del ventricolo sinistro nel tempo.
7. Ruotare la testa del trasduttore di 90° in senso orario per ottenere la vista parasternale sull'asse corto. Identifica il ventricolo sinistro, il ventricolo destro e il muscolo papillare. Registrare le immagini in modalità B e M.
8. Utilizzare la workstation fornita dal produttore dell'ecografo per valutare la struttura e la funzione cardiaca.

Ecocardiografia
La struttura e la funzione cardiaca sono state valutate alle settimane 0, 2, 4, 6, 8, 10 e 12. Le registrazioni in modalità B e M della vista parasternale sull'asse corto sono mostrate nella Figura 4A. La misurazione ecocardiografica includeva lo spessore del setto ventricolare (VST), lo spessore della parete posteriore (PWT) e la dimensione interna del ventricolo sinistro (LVID). Il VST all'end-diastole è aumentato nei cuori DAC, mentre il PWT all'end-diastole è aumentato e poi diminuito durante il periodo di osservazione, suggerendo che il rimodellamento ipertrofico era presente nel ventricolo sinistro dei minipig DAC (Figura 4B,C). L'LVID alla fine della diastole è diminuito nelle settimane 4 e 6 e poi è aumentato gradualmente dopo la settimana 8, suggerendo che i ventricoli hanno subito un'ipertrofia concentrica prima della dilatazione (Figura 4D). La LVEF dei cuori modello è stata mantenuta al >50% durante il periodo di 12 settimane (Figura 4E).

Morfologia e marcatore di scompenso cardiaco
Dopo la settimana 12, i cuori sono stati raccolti come descritto^{in precedenza 17}. Rispetto a quelli dei cuori fittizi, è stato osservato un allargamento dei cuori DAC (Figura 5A). La concentrazione sierica di troponina I cardiaca (cTnI) è stata determinata utilizzando un kit di test di immunoassorbimento enzimatico alle settimane 0, 4, 8 e 12 seguendo le istruzioni del produttore (vedere la tabella dei materiali). La densità ottica è stata misurata a 450 nm utilizzando un lettore di micropiastre. Il marcatore di insufficienza cardiaca cTnI era significativamente più alto alle settimane 4, 8 e 12 nel gruppo DAC rispetto al gruppo sham nei punti temporali corrispondenti (Figura 5B).

Esame istologico
I tessuti delle pareti libere dei ventricoli sinistro e destro, del setto ventricolare, dell'atrio sinistro e destro, della valvola mitrale e dell'aorta sono stati raccolti e fissati con paraformaldeide al 4%. I tessuti sono stati incorporati, tagliati in sezioni e colorati con ematossilina ed eosina (H & E) dopo il precedente rapporto¹⁷. I cardiomiociti ipertrofici, la fibrosi, le cellule infiammatorie, i nuclei picnotici e altre strutture sono stati identificati con un microscopio ottico. I cardiomiociti negli atri, nel setto ventricolare e nei ventricoli hanno mostrato ipertrofia con picnosi (Figura 6A). Gli strati muscolari sono stati ridotti nella valvola mitrale (Figura 6B) e l'iperplasia endoteliale vascolare è stata osservata nell'aorta (Figura 6C). Inoltre, la DAC ha indotto un'estesa fibrosi nel miocardio dei minipig (Figura 7A), accompagnata da infiltrazione di cellule infiammatorie nei ventricoli sinistri, nell'atrio destro e nelle pareti aortiche (Figura 7B).

Figura 1: Disegno sperimentale. Il piano sperimentale è stato realizzato in collaborazione dal ricercatore principale, dai chirurghi, dai tecnici di laboratorio e dal personale addetto alla cura degli animali. I maialini sono stati sottoposti a esami sanitari, tra cui test biochimici ed ecocardiografia. Dopo l'intervento sono state eseguite procedure antinfiammatorie e analgesiche. L'ecocardiografia, l'esame istologico e il test dei biomarcatori hanno valutato i fenotipi di insufficienza cardiaca. Il numero di animali, n = 3 ciascuno, era per i gruppi sham e DAC. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2. Dispositivi chirurgici. I dispositivi necessari (A) per l'intervento DAC includevano l'aspiratore (a), il tavolo operatorio (b), il monitor veterinario (c), le lampade scialitiche a LED (d) e la stazione di ventilazione per estetica (e). Un sistema ad ultrasuoni veterinario è stato utilizzato per valutare la struttura e la funzione dei cuori degli animali prima e dopo l'intervento chirurgico (B). Gli strumenti chirurgici includevano un laringoscopio (C) e varie pinze, manici di bisturi e forbici (D). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Procedura chirurgica. Dopo la sedazione, l'animale è stato intubato con un tubo endotracheale (A) e l'incannulamento endovenoso è stato stabilito attraverso una vena dell'orecchio (B). Il sito chirurgico era al torace sinistro dell'animale (C). Dopo aver esposto l'aorta discendente (D,E), sono stati determinati il sito di costrizione (SB) e i siti invasivi per il monitoraggio della pressione (SA, SC) (F,G) e la pressione aortica è stata misurata utilizzando un monitor paziente (H). Una vignetta mostra la panoramica della strategia di costrizione (I). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: Valutazione dell'ecocardiografia transtoracica. Le immagini rappresentative in modalità B e M dei cuori da sovraccarico di pressione dalla settimana 0 alla settimana 12 sono visualizzate in (A). Vengono visualizzate le immagini in modalità M registrate per 4 s. La barra della scala rosa indica la lunghezza record di 1 s. Lo spessore del setto ventricolare (VST) alla diastole terminale è aumentato nei cuori DAC (B). Al contrario, lo spessore della parete posteriore (PWT) alla diastole terminale è gradualmente aumentato e diminuito durante il periodo di osservazione (C). La dimensione interna ventricolare sinistra (LVID) all'estremità della diastole è diminuita nella settimana 4 e nella settimana 6 e poi è aumentata gradualmente dopo la settimana 8 (D). La LVEF dei cuori modello è stata mantenuta al >50% durante il periodo di 12 settimane (E). Il numero di animali, n = 3 ciascuno, era per i gruppi sham e DAC. I test t non accoppiati sono stati utilizzati per determinare le differenze tra i gruppi. *P < 0,05 contro Il gruppo fittizio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 5: Morfologia del cuore e cTnI sierico. Le dimensioni del cuore sembravano aumentare (A). Il marcatore di insufficienza cardiaca cTnI era significativamente più alto alle settimane 4, 8 e 12 nel gruppo DAC rispetto al gruppo sham nei punti temporali corrispondenti (B). Il numero di animali, n = 3 ciascuno, era per i gruppi sham e DAC. I test t non accoppiati sono stati utilizzati per determinare le differenze tra i gruppi. *P < 0,05 contro Il gruppo fittizio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 6: Istologia del miocardio, della valvola mitrale e della parete aortica. La colorazione H & E è stata utilizzata per esaminare il tessuto cardiaco alla fine dell'esperimento. I cardiomiociti negli atri, nel setto ventricolare e nei ventricoli mostravano ipertrofia (frecce in verde; A), accompagnata da pirosi (frecce in giallo; A). Gli strati muscolari sono stati ridotti nella valvola mitrale (frecce in blu; B). È stata osservata iperplasia endoteliale vascolare nell'aorta (area all'interno delle linee blu; C). Asterischi rossi: tessuti esaminati; L. ventricolo, ventricolo sinistro; R. ventricolo, ventricolo destro; L. atrio, atrio sinistro; R. atrio, atrio destro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 7: Fibrosi e infiammazione nei cuori DAC. L'esame istologico ha mostrato un'estesa fibrosi miocardica nei minipig DAC. È stata visualizzata un'area fibrotica nel ventricolo sinistro (asterischi e frecce in giallo; A). L'infiltrazione di cellule infiammatorie è stata osservata nei ventricoli sinistri, nell'atrio destro e nelle pareti aortiche (asterischi in verde; B). Asterischi rossi: tessuti esaminati; frecce in blu, eosinofili; L. ventricolo, ventricolo sinistro; R. atrio, atrio destro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Questo studio ha utilizzato tecniche DAC per sviluppare un modello HFpEF per i maialini tibetani. Qui viene presentato un protocollo di preparazione passo-passo dell'animale e dello strumento, tra cui sedazione, intubazione tracheale, incannulamento venoso, procedura chirurgica e assistenza post-chirurgica. Vengono inoltre presentate le tecniche di registrazione per le immagini cardiache ecocardiografiche B-mode e M-mode. Dopo la DAC, il cuore ha subito ipertrofia ventricolare sinistra durante le settimane 4 e 6 e dilatazione dopo la settimana 8. LVEF è stato conservato durante il periodo di 12 settimane. Fibrosi e infiammazione sono state osservate nei cuori DAC.

La combinazione di operazione a torace aperto e costrizione aortica è stata utilizzata per sviluppare modelli di insufficienza cardiaca in animali grandi e piccoli. Ad esempio, l'ipertensione indotta dalla costrizione aortica dei roditori è stata segnalata già negli anni '50¹⁸. La costrizione dell'aorta ascendente nei suini ha indotto una lieve ipertrofia ventricolare sinistra nei suini di 2-4 settimane. Per quanto riguarda il sito dell'intervento per la localizzazione dell'aorta ascendente, alcuni studi hanno selezionato il terzo spazio intercostale^19,20, mentre un altro studio ha selezionato il quarto spazio intercostale per la toracotomia laterale²¹. Si è scoperto che la costrizione dell'aorta discendente era pratica nei maialini tibetani adulti. Il segmento aortico discendente era situato proprio sotto il quarto spazio intercostale e circondato da poco tessuto connettivo.

Il grado di costrizione può essere cruciale per l'induzione delle caratteristiche chiave dell'HFpEF. Melleby et al. hanno riportato che una dimensione dell'anello più piccola ha accelerato l'ipertrofia, mentre le dimensioni dell'anello più grandi hanno portato a una FE conservata per 8-20 settimane nei topi con costrizione aortica ascendente²². Massie et al. hanno impostato un gradiente di pressione di 20 mmHg per la chirurgia a torace aperto nei suini per indurre l'ipertrofia ventricolare²¹. Charles et al. hanno adottato l'inflazione progressiva della cuffia per generare HFpEF nelle femmine di suini Yorkshire-Landrace²³. Nel presente studio, un aumento del 20% della pressione nell'aorta discendente per 12 settimane ha portato a HFpEF. I ricercatori hanno anche combinato tecniche di costrizione aortica con acetato di desossicorticosterone o dieta occidentale per indurre HFpEF nelle femmine di suino Ossabaw^10,24. I gradi di costrizione sono in genere stimati dalla pressione misurata utilizzando un catetere micromanometrico o un'ecocardiografia. Era stato modificato uno strumento per misurare la pressione aortica. Per registrare la pressione nell'aorta discendente è stato utilizzato un catetere con trasduttori di pressione sanguigna monouso collegati a un monitor paziente.

Il nostro studio precedente presentava immagini tipiche dell'asse lungo parasternale dei cuori HFpEF nei minipig¹⁷; Qui vengono aggiunte immagini rappresentative dell'asse corto parasternale. Coerentemente con i risultati precedenti, il modello DAC minipig ha mostrato due fasi distinte di rimodellamento cardiaco, ipertrofia concentrica e dilatazione, durante il periodo di osservazione di 12 settimane. Questi fenotipi sono coerenti con i sintomi clinici dell'HFpEF. In questo lavoro vengono rivelati anche nuovi risultati istologici nel modello HFpEF. Si riscontra ipertrofia dei cardiomiociti negli atri, nel setto ventricolare e nei ventricoli. Inoltre, si ottiene una grave infiltrazione di cellule infiammatorie nel ventricolo sinistro, nell'atrio destro e nella parete aortica. Ciò integra i risultati precedenti, che hanno dimostrato la sovraregolazione delle interleuchine -6 e -1β, NFκB e della produzione di citochine nel miocardio^{DAC 17}. Lo strato muscolare è scomparso nella valvola mitrale del maiale HFpEF, suggerendo che le anomalie nella valvola mitrale hanno contribuito alla disfunzione cardiaca.

Stabilire una procedura chirurgica asettica è fondamentale per ottenere modelli di suini stabili e di successo. L'intervento chirurgico di costrizione aortica nei suini richiede più operatori rispetto a quello nei roditori. Di solito richiede un'équipe chirurgica esperta composta da due chirurghi, un anestesista, due infermieri di sala operatoria. Questi ruoli possono essere ricoperti da veterinari, chirurghi umani e/o tecnici ben addestrati. Rispetto a un intervento chirurgico sui roditori che richiede circa 30 minuti per completare una procedura di costrizione aortica, possono essere necessarie più di 3 ore per completare una procedura simile nei suini. In pratica, l'insufficienza delle strutture e del personale qualificato per la chirurgia dei grandi animali limita l'applicazione dei modelli chirurgici suini.

Gli autori dichiarano di non avere interessi concorrenti.

Questo lavoro è stato sostenuto dal Guangdong Science and Technology Program (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), dal Guangzhou Science and Technology Program (201804010206), dalla National Natural Science Foundation of China (31672376, 81941002) e dal Guangdong Provincial Key Laboratory of Laboratory Animals (2017B030314171).