Valutare Miogenica risposta e Vasoactivity nelle arterie di resistenza mesenteriche Utilizzando Myography Pressione

Myography pressione è utilizzato per valutare vasoactivity di piccole arterie che si sviluppano costrizione sostenuta quando sotto pressione. Questo manoscritto fornisce un protocollo dettagliato per valutare in segmenti isolati di piccole arterie mesenterici di ratto, vasoactivity e l'effetto della pressione intraluminale del diametro vascolare.

Le piccole arterie di resistenza restringono e si dilatano rispettivamente in risposta ad un aumento o diminuzione della pressione endoluminale; questo fenomeno noto come risposta miogenico è un regolatore chiave di flusso ematico locale. In condizioni isobariche piccole arterie di resistenza sviluppano sostenuti costrizione noto come tono miogenico (MT), che è un importante determinante di resistenze vascolari sistemiche (SVR). Quindi, ex vivo preparazioni pressione di piccole arterie di resistenza sono i principali strumenti per studiare la funzione microvascolare negli stati vicini-fisiologico. Per ottenere questo, un segmento intatto fresco isolato di una piccola arteria resistenza (diametro ~ 260 micron) è montata su due cannule piccolo vetro e pressurizzato. Queste preparazioni arteriose conservano più a caratteristiche vivo e la valutazione permesso del tono vascolare in tempo reale. Qui forniamo un protocollo dettagliato per la valutazione vasoactivity in pressurizzati piccole arterie resistenza mesenterici di ratti; queste arterie sviluppanovasocostrizione sostenuta - circa il 25% del diametro massimo - quando sotto pressione a 70 mmHg. Queste preparazioni arteriose possono essere utilizzati per studiare l'effetto dei composti in fase di sperimentazione in relazione tra pressione intra-arteriosa e vasoactivity e determinare alterazioni della funzione microvascolare in modelli animali di varie malattie.

Arterie piccola resistenza sono i principali determinanti di SVR e svolgono un ruolo importante nella fisiopatologia di molte malattie ^1,2. Condizioni come il diabete ^3, la gravidanza ^4, ischemia-riperfusione ^5, obesità e ipertensione ^6,7 sono spesso associati con la funzione microvascolare alterata. Myography vascolare può fornire non solo importanti conoscenze cambiamenti nella funzione microvascolare in varie malattie, ma anche aiutare a identificare target terapeutici e di valutare l'efficacia di composti vasoattivi. Funzione vascolare è stata studiata utilizzando isolate piccole arterie in condizioni di nave isometriche o isobariche ^8. Descrizione dettagliata di myography isometrica è fornito altrove ^9. Tuttavia ci sono differenze tra i dati ottenuti da isometrica contro preparazioni isobariche ^10-12. Poiché preparazioni arteriosi pressurizzati permettono lo studio della funzione microvascolare in condizioni pressoché fisiologiche, larisultati ottenuti possono correlare meglio con il comportamento in vivo del letto vascolare ^8,13.

Nel 1902 Bayliss descrisse per primo l'effetto della pressione transmurale del diametro vascolare ^14. Si osserva in piccole arterie di resistenza di vari distretti vascolari di conigli, cani e gatti che una diminuzione della pressione è stata seguita da vasodilatazione, e un aumento della pressione è stata seguita da vasocostrizione. Questo fenomeno è noto come risposta miogenico. Bayliss e gli investigatori successivi hanno osservato che in condizioni isobariche arterie piccola resistenza sviluppano costrizione sostenuta chiamato MT ^15,16. Sia risposta miogenica e MT possono essere valutati utilizzando myography pressione (PM) tecnica. PM viene utilizzato principalmente per determinare vasoactivity delle piccole arterie, vene e altre imbarcazioni. Oltre a valutare l'effetto dei composti vasoattivi sul diametro vascolare, PM - come indica il nome - viene utilizzato per valutare intravascolare ch-mediata pressioneanges del diametro vascolare. Nel corso degli ultimi decenni i progressi nel software per computer, che ha migliorato la microscopia video e pipetta di vetro tirando, hanno reso PM più facile da eseguire. Tuttavia, la dissezione di segmenti intatti vitali di piccoli vasi sanguigni rimane noiosa e talvolta impegnativo. Qui descriviamo un protocollo dettagliato per studiare la risposta miogenico nelle piccole arterie di resistenza mesenteriche isolati da ratti.

Gli esempi qui riportati sono da esperimenti approvati dal IACUC presso la Georgia Regents University - Protocollo n: # 2011-0408

1. Preparazione dei reagenti

1. Preparare la soluzione dissezione magazzino: per 500 ml di soluzione madre dissezione (5x), sciogliere 21,18 g NaCl, 0,875 g KCl, 0,739 g _MgSO4, 1.049 g MOPS e 0.019 g di EDTA in 450 ml di acqua Milli-Q. Regolare il pH a 7,3-7,4 con 1 N NaOH. Portare al volume di 500 ml con acqua Milli-Q. Soluzione madre può essere conservata fino a 7-10 giorni. Vedi Tabella 1 per un elenco delle sostanze chimiche e dei loro fornitori. Vedere la Tabella 2 per la concentrazione in mm.
2. Preparare la soluzione dissezione di lavoro: Preparare la soluzione dissezione di lavoro fresco ogni giorno. Per 100 ml di soluzione di lavoro, sciogliere 0,091 g di glucosio, 0,016 g NaH ₂ PO ₄ e 0,022 g di sodio piruvato in 79,8 ml di acqua Milli-Q. Aggiungere la soluzione 0,2 dissezione ml 1M CaCl ₂ e 20 ml di brodo di portare volume a 100 ml.
3. Preparare soluzione salina fisiologica (PSS): Per preparare 1.000 ml PSS, sciogliere 0,365 g KCl, 6,545 g di NaCl, 0,296 g _MgSO4, 0,163 g KH ₂ PO _4, 2.072 g di glucosio, 2.184 g NaHCO ₃ e 2.383 g HEPES a 950 ml di acqua Milli-Q. Regolare il pH a 7,3-7,4 con 1 N NaOH. Portare al volume di 1000 ml con acqua Milli-Q. Rimuovere 2 ml di soluzione e sostituirlo con 2 ml di 1 M CaCl _2. (Fresh PSS deve essere preparato al giorno)
4. Preparare calcio (Ca ²⁺⁾ PSS libero: per 100 ml PSS senza Ca ^2+, sciogliere 0,036 g KCl, 0,654 g di NaCl, 0,029 g _MgSO4, 0.016 g KH ₂ PO _4, 0,207 g di glucosio, 0.218 g NaHCO _3, 0.238 g HEPES, 0,015 g EGTA e 0,0026 g di sodio nitroprussiato (SNP) in 95 ml di acqua Milli-Q. Regolare il pH a 7,3-7,4 con 1 N NaOH. Portare al volume di 100 ml con acqua Milli-Q.

2. Preparazione di vetro cannule

1. Pull pipette di vetroper generare i 100-150 micron cannule capovolti con un estrattore pipetta secondo le linee guida del produttore.
2. Bevel le punte della cannula di vetro con un beveller microelettrodo, fuoco li lucidare e piegare le punte della cannula di vetro da ~ 45 ° con una sonda di riscaldamento.
3. Caricare le cannule nel supporto micropipetta e fissare il supporto micropipetta al camera di perfusione.

3. Preparazione di perfusione Camera

1. Sciacquare camera di perfusione con acqua Milli-Q seguita da dissezione soluzione per 5 minuti ciascuno. Caricare la camera con 2 ml di soluzione di dissezione.
2. Soluzione dissezione di aspirazione attraverso cannula utilizzando siringa da 10 ml e compilare accuratamente l'intera cannula e il tubo attaccato senza bolle. Applicare delicatamente aspirazione per impedire la produzione di bolle.
3. Preparare due punti di sutura con un mezzo nodo ciascuno con pinze smussato. Poiché suture monofilamento di nylon oftalmiche (10-0, 0,2 metrico) vengono utilizzati per preparare i nodi che sono solo1-2 mm di diametro, può essere necessario microscopio dissezione.
4. Visualizzare al microscopio dissezione, usare il forcipe dissezione per caricare entrambe le cannule con nodi di sutura parzialmente chiuse un po 'lontano dalla punta. In seguito questi nodi verranno fatti scorrere con attenzione sulle estremità arteriose cannulate e chiuso completamente.

4. Raccolta di mesenterica Arcade di ratti Sprague-Dawley

1. Cercate approvazione dell'Ordinario del luogo Istituzionale Cura e Comitato uso degli animali (IACUC) prima di effettuare questi esperimenti. Animali Casa nella struttura animale con temperatura controllata e l'illuminazione e consentire il libero accesso all'acqua e un chow roditore commerciale.
2. Anestetizzare topi mediante iniezione intraperitoneale di ketamina (80 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). Confermare profonda anestesia da punta pinch e se amministra necessario anestetici supplementari.
3. Dopo aver confermato l'anestesia chirurgica, eutanasia dell'animale per decapitazione. Seguire le linee guida AAALAC per utilizing metodi appropriati per l'eutanasia degli animali.
4. Utilizzare una forbice dissezione e una pinza per eseguire una laparotomia linea mediana da bacino a sterno. Questo viene fatto in due fasi: in primo luogo, incidere la pelle e il secondo, incise lo strato muscolare sottostante. Bisogna fare attenzione a non danneggiare gli organi intra-addominali.
5. Tagliare l'estremità prossimale dell'intestino pressi piloro e l'estremità distale vicino alla giunzione ileo-cecale. Tie entrambe le estremità separatamente per evitare perdite di chimo e feci evitando così la contaminazione di soluzione di balneazione extracellulare. Incidere il mesentere alla sua base, vicino al alimentazione vascolare cioè, arteria mesenterica superiore e trasferire l'intero piccolo letto mesenterica intestinale per un bicchiere da 50 ml contenente soluzione di dissezione ghiacciata.
6. Lasciare che il tessuto raccolto per rimanere in ghiaccio soluzione dissezione a freddo per 5 minuti e risciacquare con soluzione dissezione fresco per sbarazzarsi di sangue.

5. Isolamento e Incannulazione di 4 ^° Ordine mesenterica

1. Definire con precisione l'estremità prossimale dell'intestino sul lato destro in un piatto Sylgard rivestite. Estendere l'intestino rimanente in un percorso antiorario, pinning segmento giù per diffondere mesentere ed esponendo i vasi sanguigni (Figura 1). Nota: isolare segmenti arteriosi a temperatura ambiente. In caso contrario, abbiamo posto l'arcata mesenterica contenente piatto sul ghiaccio. Alcuni laboratori, comprese quelle presso il nostro istituto, utilizzano refrigeratori di sezionare le arterie a 4 ° C.
2. Al microscopio zoom stereo sezionare fuori 3 ^° e 4 ^° ordine piccole arterie mesenteriche (~ 260 micron) parallelo al piccolo intestino utilizzando piccole forbici. Prima sezionare via tutto il grasso di copertura. Poi sezionare fuori la vena e isolare l'arteria con punto di diramazione a forma di V. Fare attenzione a non forare il segmento selezionato. Avviare sviscerare il grasso nei pressi di una filiale per 2 ^° e trovare il modo di 3 ^° e 4 ^° ordvasi er.
   1. Nota: arterie e le vene si distinguono in base alla loro spessore della parete - parete arteriosa è più spessa di vena di. Inoltre, quando adiacente il tessuto connettivo è tirato delicatamente perpendicolarmente alla navi, vene crollo prontamente mentre le arterie non lo fanno. Poiché arterie con diametro del lume <400 micron sono maggiori siti di resistenza vascolare sistemica, per questo protocollo abbiamo usato 4 ^° ordine ratto arterie mesenteriche (lume diametro <300 micron).
3. Isolare una sezione 4-5 mm dell'arteria parallelo al piccolo intestino. Visualizza tutte le 5 filiali ^° ordine incorporamento in tenue e tagliarli un po 'lontano dall'origine di rami e di preservare una porzione. Queste porzioni conservati di rami servono come possesso siti (con una pinza dissezione) per il trasferimento di segmenti arteriosi in una camera di perfusione e, successivamente, la loro guida incannulamento.
4. Poi tagliare i segmenti arteriosi facendo 2 incisioni distaleIl ⁵ ° rami ordine su ogni lato dell'arteria e trasferirlo alla camera di perfusione (Figura 1C e legenda).
5. Cannulate una estremità dei vasi su uno dei micropipetta di vetro (diametro: 100-150 micron) con pinze dissezione tenendo le punte del segmento arterioso con una pinza per dissezione. Far scorrere il precedentemente caricato sutura parzialmente chiusa sull'estremità cannulato e fissarlo. Nota: Estremità prossimale dell'arteria può essere incannulata sulla cannula di vetro che è collegato al dispositivo di regolazione della pressione servocomandato per simulare in ambiente situ.
6. Fissare una soluzione dissezione caricata siringa da 10 ml al rubinetto collegato a questo cannula tale soluzione dissezione nel tubo di collegamento della cannula e rubinetto si fonde con quella nella siringa. Alzare delicatamente la siringa. La forza gravitazionale sulla soluzione rimuoverà il sangue vascolare intra dall'estremità aperta del recipiente. Dopo aver rimosso il sangue intra-arteriosa, Chiudere il rubinetto.
   Nota: Alternativamente, collegare il rubinetto al regolatore di pressione, accenderlo e aumentare leggermente la pressione di 5-10 mm Hg per ottenere lo stesso risultato.
7. Tie la estremità distale dei vasi su una seconda cannula vetro portando lentamente l'altro cannula il più vicino possibile alla fine slegato del segmento arterioso. Far scorrere il precedentemente caricato sutura parzialmente chiusa sull'estremità cannulato e fissarlo. Bisogna fare attenzione a non tirare o tirare sui segmenti arteriosi. Assicurarsi che rubinetti collegati a entrambe le cannule sono chiusi.
8. Trasferire camera di perfusione alla fase di microscopio invertito dotato di registrazione video dal vivo.
9. Collegare il rubinetto della cannula legata all'estremità prossimale del segmento arteriosa ad un dispositivo di regolazione della pressione servocomandato e assicurarsi che rubinetto collegato a altra cannula rimane chiuso per mantenere la pressione intraluminale stabile.
10. Quindi, collegare il tubo di vuoto alla bocca di aspirazione unnd la perfusione tubazione alla porta della camera di perfusione.
    Nota: la porta ago smussato viene utilizzato per l'aspirazione e la porta smussata ago per perfusione.
11. Avviare perfusione del vaso con calda PSS attraverso riscaldatore singola soluzione linea (37 ° C, equilibrata con miscela di gas: 5% CO _2, 5% O ₂ e 90% N per mantenere il pH neutro e un'adeguata ossigenazione ¹⁷⁾ a 2 ml / min usando una pompa peristaltica. Accendere il vuoto su pure. Inserire un termistore nella camera per controllare la temperatura in continuo.
12. Come la temperatura del PSS nella camera avvicina ~ 37 ° C (di solito entro 5 min), lentamente aumentare la pressione intraluminale da 20 a 100 mmHg e controllare vasi eventuali perdite. Questo viene fatto usando l'impostazione automatica della pressione del regolatore di pressione. Eliminare le navi con perdita e sostituirlo con un altro segmento. I vasi con perdite non saranno in grado di mantenere la pressione.
13. Valutare il segmento arterioso per curve mantenendo la pressione a 100 mmHg.Utilizzando la vite leva, spostare la cannula per raddrizzare il segmento arterioso. Non più di allungare i segmenti arteriosi; l'obiettivo è quello di simulare in vivo lunghezza segmento arterioso.
14. Ridurre la pressione a 70 mmHg (per imitare in pressione vivo nella galleria mesenterica ¹⁸⁾ e permettere al segmento arterioso per stabilizzare e sviluppare il tono miogena. Le arterie possono essere sotto pressione variabile (40-70 mmHg) in base alla strategia sperimentale e letto vascolare. Una revisione precedentemente pubblicato fornisce un'eccellente recensione di variabilità in MT in segmenti arteriosi provenienti da diversi distretti vascolari ^8.

6. Misurazione del diametro arterioso

1. Guarda le arterie a obiettivo 10X su un microscopio dotato di una fotocamera dispositivo video in bianco e nero ad accoppiamento di carica. Misurare il diametro luminale usando frame video grabber e il sistema di bordo di rilevamento in tempo reale. Un elenco delle attrezzature utilizzate sono riportate nella tabella 3.
2. Monitorare e registrare nave diameter continuamente.
3. Osservare per lo sviluppo di MT. Nota: Abbiamo osservato che nel ratto arterie di resistenza mesenteriche, a 70 mmHg, sviluppo di MT è caratterizzata da ~ 20% di diminuzione di diametro. MT varia secondo letto e animali vascolari specie.
4. Confermare la vitalità vascolare valutando vasocostrittori e vasodilatatori risposte a 1 micron fenilefrina (Phe) e 1 micron acetilcolina (ACh).
5. Al termine di ogni esperimento, determinare diametro passiva (PD) incubando arterie Ca ²⁺ -free PSS per 20 min.

7. Risposta Miogenica

1. Ridurre la pressione a 20 mm Hg e consentire il diametro si stabilizzi. Aumentare la pressione intraluminale in passi incrementali (20, 40, 60, 80 e 100) e ad ogni passo pressione consentono arterie per raggiungere un diametro stabile (di solito entro 5 min).
2. Ridurre la pressione endoluminale a 20 mmHg e incubare il segmento arterioso in Ca ^{2 +} -free PSS contenente 0.39 mMSNP mM EGTA e 0.1. Lasciare che il diametro delle arterie di stabilizzarsi (15 min).
3. Ripetere la risposta pressoria passo a Ca PSS ^{2 +} -free contenente 0.39 mM EGTA e 0,1 SNP mm.

8. Interpretazione dei risultati e calcolo dei dati

1. Calcolare la MT come differenza percentuale di diametro osservato per Ca ²⁺ -contenenti rispetto Ca ²⁺ -free PSS ad ogni pressione secondo la seguente formula:
   
2. Per arterie sottoposti vasomotricità diametro può essere calcolato facendo la media della fase di plateau per 1 min. Esprimere i dati raccolti come percento di relax massima (% PD) secondo la relazione:% Pd = 100 x [ΔD / PD]; ΔD è la differenza tra il diametro prima e dopo l'aggiunta di qualsiasi composto sperimentale (es Phe); PD è diametro passivo (anche ildiametro massimo).

Rappresentazione schematica di un miografo pressione tipico set-up è mostrata in Figura 1. Le due estremità del recipiente sono cannulati con una micropipetta di vetro e fissati con suture su entrambi i lati. Via tubo e un rubinetto aperto, una cannula viene collegato ad un regolatore di pressione servocomandato; l'altra cannula è collegata ad un rubinetto chiuso. La camera è perfuso con PSS e diametro vascolare cambiamenti sono osservati da un microscopio invertito collegato ad una telecamera CCD.

Il segmento arterioso pressurizzato a 70 mmHg è incubato in appena preparato caldo PSS, che scorre attraverso la camera arteriosa di 2-4 ml / min e aspirata. Diametro arterioso viene monitorato e registrato usando videomicroscopia e il rilevamento dei bordi software. Dopo circa 40 min, segmenti arteriosi restringono spontaneamente del 20-40% del loro diametro iniziale (Figura 2A). Nelle nostre mani arterie di resistenza piccolo ratto costrizione del 25-30% (media varies secondo le impostazioni, operatore, e bed arteriosa). Poi, la vitalità funzionale è valutata vasodilatatori e vasocostrittori risposte ACh (1 pM) e Phe (1 mM), rispettivamente (Figura 2A). Mentre possono essere utilizzati per altri vasodilatatori, ACh induce vasodilatazione endotelio-dipendente e, quindi, è utile per valutare sia endoteliale così come la vitalità della muscolatura liscia vascolare. Successivamente il segmento arterioso viene nuovamente incubato in PSS e una volta il diametro stabilizza, è pronto per l'esperimento. Al termine di ogni esperimento, segmenti arteriosi sono incubati in Ca ²⁺ libera PSS misurare PD (Figura 2B). I diametri registrate nella Figura 2A e 2B sono tabulati in Figura 2C. Absolute MT è la differenza tra PD e diametro stabile realizzato su vasocostrizione spontanea a 70 mmHg. Quindi, il MT osservata dal tracciato mostrato è 33% del PD. Come si vede qui, la risposta a ACh (1 micron) è ge nerally simile a quello osservato per Ca ²⁺ gratis PSS. Si noti che in esperimenti valutare vasodilatazione, previa aggiunta di un vasocostrittore può essere necessaria.

Per determinare la risposta miogenico, ratto segmenti arteriosi mesenterici sono sottoposti ad aumentare passi pressione intraluminale tra 20 e 100 mmHg. Un esempio è mostrato in Figura 3A. Le arterie possono raggiungere un diametro stabile dopo ogni passo (~ 5 min; linee tratteggiate). Successivamente, il segmento arterioso stesso è sottoposto a pressione in risposta Ca ²⁺ -free PSS con 0.39 mM EGTA e 0,1 mM SNP (Figura 3A). Il diametro raggiunto alla fine di ogni passo di pressione può essere visualizzata come un grafico lineare (Figura 3B). MT calcolato come la differenza percentuale di diametro per Ca ²⁺ -contenenti vs Ca ²⁺ -free PSS ad ogni pressione può essere visualizzato come linea o grafico a barre (Figura 3C).

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Figura 2: (A) Come indicato dal tracciato, diametro di arteriole mesenterici di ratti, quando pressurizzato a 70 mmHg, diminuisce spontaneamente. L'aggiunta di ACh (1 mM) ha aumentato il diametro (diametro quasi iniziale). L'aggiunta di Phe (1 micron) a bagno il tessuto riduce il diametro delle arterie. (B) L'incubazione in Ca2 ⁺ -free PSS aumenta il diametro delle arterie. (C) Il diametro di un segmento arterioso pressione singola in varie perfusates indicate in A e B è tabulato.

Figura 3: (A) Diametro arteriosa viene registrata in modo continuo mentre aumenta la pressione intraluminale incrementale in presenza di PSS e Ca ²⁺ -freePSS. (B) della curva linea di diametro arteriosa ottenuta al passo ogni pressione. (C) Diagramma della MT raggiunto ad ogni passo pressione. Clicca qui per ingrandire la figura .

Passaggi critici, risoluzione dei problemi e modifiche

In una preparazione tipica imbarcazione isobarica, l'arteria viene pressurizzato a 70 mmHg tra due cannule di vetro perfusi con acqua calda (37 ° C) PSS. Dopo 30-45 min, arterie sviluppano MT, caratterizzato dalla riduzione spontanea di diametro che stabilizza in 20-30 min. Le arterie di resistenza dai vari distretti vascolari sviluppano MT variabile. Per esempio resistenza ratto arterie mesenteriche sviluppano MT ~ 25% di PD, mentre le arterie cremastric possono raggiungere MT ~ 40% del PD. Le arterie che non sviluppano MT entro 60 min deve essere eliminata; tale durata può variare a seconda letto vascolare e specie. Le arterie con risposta inadeguata al PHE e ACh dovrebbero essere scartati.

pH e temperatura del PSS hanno un impatto significativo sullo sviluppo della MT. pH di PSS, che si trova per lunghi periodi senza aerazione, può aumentare. Inoltre, presso la sala arterie temperatura è improbabile che dEvelop MT. Quindi il PSS deve essere aerato appena possibile mediante la miscela gas indicato nella sezione del protocollo e della temperatura della camera di perfusione devono essere monitorati in continuo e mantenuta a ~ 37 ° C utilizzando un riscaldatore flusso.

Da questi esperimenti sono 3-5 ore di durata, camere di perfusione e tubazioni associate sono esposti a PSS per lunghi periodi; saline precipitati possono accumularsi sia nella camera e il tubo può interferire con i successivi esperimenti. Quindi è fondamentale per lavare accuratamente la camera di perfusione e risciacquare il tubo con acqua deionizzata dopo ogni esperimento. Allo stesso modo, la cura deve essere presa per pulire a fondo il piatto Sylgard rivestita usato per la dissezione con acqua deionizzata dopo ogni dissezione.

Limitazioni

Nonostante la sua importanza, PM ha diverse limitazioni. In primo luogo, il costo collettivo di procurarsi materiale PM è elevato (~ $ 22.000) e che può essere proibitivo per certo labs; un elenco dettagliato delle attrezzature è mostrato nella Tabella 3 Secondo, sono necessarie navi fresche per la maggior parte degli esperimenti.; quindi un nuovo animale è eutanasia per ogni esperimento, aggiungendo al costo complessivo. In terzo luogo, la dissezione delle piccole arterie mesenteriche è noioso e richiede altri strumenti quali microscopio dissezione e di microdissezione strumenti, che sono soggetti a danni. In quarto luogo, vi è una curva di apprendimento; guadagnando esperienza e stabilire PM in un laboratorio richiede personale dedicato, tempo e fatica.

Importanza rispetto ad altri metodi e applicazioni future

Protocolli sperimentali isobariche e isometriche sono due principali approcci utilizzati per determinare la reattività vascolare. Contrariamente ai preparati isobariche, vasoactivity in preparazioni isometrici è determinata misurando la tensione muscolare liscia vascolare utilizzando un sistema di fili miografo. Oltre alle differenze nelle attrezzature necessarie per questi due protocolli sperimentali agonist-icontrazione nduced è diverso tra questi approcci sperimentali in materia di magnitudo, tempo-corso e la direzione della tensione della parete vascolare ^11,19. A causa delle convenienze tecniche e limitazioni, entrambe le preparazioni sono destinate ruoli importanti. Ad esempio, perché è più facile mantenere la concentrazione microscopica sulla preparazione isometrico, che sono spesso utilizzati per la misurazione simultanea di reattività vascolare e cambiamenti nella muscolatura liscia vascolare Ca ^2+. D'altra parte, l'attività miogenica è meglio valutata in preparati in pressione che sono considerati per imitare stato fisiologico in vivo da vicino. Una rassegna dettagliata delle differenze tra queste preparazioni è fornito in precedenza ^19.

In conclusione, myography pressione è una tecnica affidabile per studiare risposta miogenico in piccoli vasi di resistenza a condizioni quasi fisiologiche. Nonostante i suoi limiti, PM ha fornito un contributo significativo per la comprensione dei cambiamenti infunzione vascolare in condizioni normali e patologiche ^3-7,20-23. Regolazione del tono vascolare sistemica è molto complesso e coinvolge fattori locali e neuro-ormonali quindi che isolano il ruolo dei meccanismi specifici che regolano il tono di posti letto vascolare in vivo è difficile. A questo proposito, ex vivo preparazioni arteriosi pressurizzati servono come ottimi surrogati. Chi è interessato ai meccanismi di trasduzione di MT e di risposta miogenica sono indicati precedentemente pubblicati ottime recensioni ^15,19. In futuro potremmo vedere progressi nelle apparecchiature che integrano la valutazione della risposta miogenica e cambiamenti di messaggeri a valle, come Ca ²⁺ anche se è altamente improbabile che avremmo visto una riduzione dei costi delle attrezzature. Tuttavia, dato che questa tecnica viene adottata dagli scienziati con sfondo variegato, ci sarà probabilmente vedere la sua applicazione per valutare i cambiamenti nella funzione microvascolare in malattie diverse da ipertensione, diabete e shock come la cirrosi, dedemenza etc.

Gli autori non hanno conflitti finanziari.

Sandeep Khurana è supportato dal NIH (K08DKO81479). Vikrant Rachakonda è supportato da (T32DK067872).