Evaluar Miogénica Respuesta y Vasoactividad En arterias mesentéricas Resistencia Usando Miografía Presión

Miografía de presión se utiliza para evaluar vasoactividad de las pequeñas arterias que se desarrollan constricción sostenida cuando se presuriza. Este manuscrito proporciona un protocolo detallado para evaluar en segmentos aislados de pequeñas arterias mesentéricas de ratas, vasoactividad y el efecto de la presión intraluminal del diámetro vascular.

Arterias de resistencia pequeños constreñir y dilatar, respectivamente, en respuesta a un aumento o disminución de la presión intraluminal; este fenómeno se conoce como respuesta miogénica es un regulador clave del flujo sanguíneo local. En condiciones isobáricas arterias de resistencia pequeños desarrollan sostenidas constricción conocido como tono miogénico (MT), que es un importante factor determinante de la resistencia vascular sistémica (SVR). Por lo tanto, los preparativos ex vivo a presión de las arterias de resistencia pequeñas son las principales herramientas para el estudio de la función microvascular en estados-cerca fisiológica. Para lograr esto, un segmento intacto recién aisladas de una arteria resistencia pequeña (diámetro ~ 260 micras) se monta sobre dos cánulas pequeño de vidrio y presurizado. Estas preparaciones arteriales conservan la mayor parte en las características in vivo y evaluación permiso del tono vascular en tiempo real. Aquí le ofrecemos un protocolo detallado para evaluar vasoactividad en presurizadas pequeñas arterias mesentéricas de resistencia de ratas; estas arterias desarrollanvasoconstricción sostenida - aproximadamente 25% del diámetro máximo - cuando presuriza a 70 mmHg. Estas preparaciones arteriales se pueden utilizar para estudiar el efecto de compuestos en investigación sobre la relación entre la presión intra-arterial y vasoactividad y determinar cambios en la función microvascular en modelos animales de diversas enfermedades.

Arterias de resistencia pequeños son los principales determinantes de la SVR y desempeñan un papel importante en la patofisiología de muchas enfermedades ^1,2. Condiciones como la diabetes ^3, embarazo ^4, isquemia-reperfusión ^5, la obesidad y la hipertensión ^6,7 se asocian frecuentemente con la función microvascular alterado. Miografía vascular no sólo puede proporcionar importantes conocimientos sobre los cambios en la función microvascular en diversas enfermedades, sino también ayudar a identificar dianas terapéuticas y evaluar la eficacia de los compuestos vasoactivos. La función vascular se ha estudiado el uso de pequeñas arterias aisladas en condiciones de buques isométricos o isobáricas ^8. Descripción detallada de miografía isométrica se proporciona en otro lugar ^9. Sin embargo, hay diferencias en los datos obtenidos a partir de isométrica frente a preparaciones isobáricas ^10-12. Desde preparaciones arteriales presurizados permiten el estudio de la función microvascular en condiciones casi fisiológicas, lahallazgos obtenidos pueden correlacionarse mejor con el comportamiento in vivo de la cama vascular ^8,13.

En 1902 Bayliss descrita por primera vez el efecto de la presión transmural del diámetro vascular ^14. Se observó en pequeñas arterias de resistencia de diversos lechos vasculares de los conejos, gatos y perros que una disminución en la presión fue seguido por la vasodilatación y un aumento en la presión fue seguido por la vasoconstricción. Este fenómeno se conoce como respuesta miogénica. Bayliss y posteriores investigadores observaron que, en condiciones isobáricas arterias pequeña resistencia desarrollan constricción sostenida conocida como MT ^15,16. Tanto la respuesta miogénica y MT pueden ser evaluados utilizando miografía presión (PM) técnica. PM se utiliza principalmente para determinar vasoactividad de pequeñas arterias, venas y otros vasos. Además de evaluar el efecto de compuestos vasoactivos en diámetro vascular, PM - como su nombre indica - se utiliza para evaluar ch presión intravascular mediadaanges en el diámetro vascular. Durante las últimas décadas los avances en los programas informáticos, que mejoran la microscopía de vídeo y pipeta de vidrio tirando, han hecho PM más fácil de realizar. Sin embargo, la disección de los segmentos intactos viables de pequeños vasos sanguíneos sigue siendo tedioso ya veces difícil. Aquí describimos un protocolo detallado para estudiar la respuesta miogénica en pequeñas arterias mesentéricas de resistencia aislados de ratas.

Los ejemplos que se muestran aquí son de experimentos aprobados por IACUC en Georgia Regents de la Universidad - Protocolo nº: # 2011-0408

1. Preparación de los reactivos

1. Prepare la solución de la disección de almacén: Para 500 ml de solución madre de disección (5x), se disuelven 21,18 g de NaCl, 0,875 g de KCl, 0,739 g _MgSO4, 1,049 g MOPS y 0,019 g de EDTA en 450 ml de agua Milli-Q. Ajustar el pH a 7.3 a 7.4 utilizando 1 N NaOH. Completar el volumen hasta 500 ml con agua Milli-Q. Solución de Stock se pueden almacenar hasta 7-10 días. Ver Tabla 1 para una lista de productos químicos y sus proveedores. Ver Tabla 2 para la concentración en mM.
2. Prepare la solución de la disección de trabajo: Preparar la solución de trabajo de disección fresco todos los días. Por 100 ml de solución de trabajo, se disuelven 0,091 g de glucosa, 0,016 g de NaH ₂ PO ₄ y 0,022 g de piruvato de sodio en 79,8 ml de agua Milli-Q. Añadir 0,2 ml de 1 M de _CaCl2 y 20 ml de solución de disección de acciones a llevar volume a 100 ml.
3. Preparar una solución salina fisiológica (PSS): Para preparar 1000 ml PSS, disuelven 0,365 g de KCl, NaCl 6,545 g, 0,296 g _MgSO4, 0,163 g de KH ₂ PO _4, 2,072 g de glucosa, 2,184 g de NaHCO ₃ y 2,383 g de HEPES en 950 ml de agua Milli-Q. Ajustar el pH a 7.3 a 7.4 utilizando 1 N NaOH. Completar el volumen a 1000 ml con agua Milli-Q. Retire 2 ml de solución y reemplazarla con 2 ml de 1 M de _CaCl2. (Fresh PSS tiene que estar preparado al día)
4. Preparar calcio (Ca2 ⁺⁾ PSS libre: Para 100 ml PSS sin Ca ^2+, se disuelven 0,036 g de KCl, NaCl 0,654 g, 0,029 g _MgSO4, 0,016 g de KH ₂ PO _4, 0,207 g de glucosa, 0,218 g de _NaHCO3, 0.238 g HEPES, 0,015 g EGTA y 0,0026 g Sodio nitroprusiato (SNP) en 95 ml de agua Milli-Q. Ajustar el pH a 7.3 a 7.4 utilizando 1 N NaOH. Completar el volumen hasta 100 ml con agua Milli-Q.

2. Preparación de la Copa cánulas

1. Tire de pipetas de vidriopara generar los 100 a 150 micras cánulas de punta utilizando un extractor de pipeta según las directrices del fabricante.
2. Bisel las puntas de la cánula de vidrio utilizando un beveller microelectrodos, fuego pulir ellos y doblar las puntas de la cánula de vidrio por ~ 45 ° utilizando una sonda de calor.
3. Cargue las cánulas en el soporte micropipeta y adjuntar el soporte micropipeta a la cámara de perfusión.

3. Preparación de cámara de perfusión

1. Cámara de perfusión Enjuague con agua Milli-Q seguido de solución de disección durante 5 minutos cada uno. Cargar la cámara con 2 ml de solución de disección.
2. Solución de disección de succión a través de la cánula utilizando 10 ml jeringa y llenar cuidadosamente toda la cánula y el tubo conectado sin burbujas. Aplicar succión suavemente para evitar la generación de burbujas.
3. Preparar dos suturas con un medio nudo cada uso de fórceps romos. Desde suturas de nylon de monofilamento oftálmicas (10-0, 0,2 métrico) se utilizan para preparar los nudos que son sólo1-2 mm de diámetro, puede ser necesaria microscopio de disección.
4. La visualización al microscopio de disección, utilizar pinzas de disección para cargar ambas cánulas con nudos de sutura parcialmente cerrados un poco lejos de la punta. Más tarde estos nudos se deslizaron con cuidado sobre los extremos arteriales canulados y cerraron por completo.

4. Recolección de la arteria mesentérica Arcade de ratas Sprague-Dawley

1. Buscar la aprobación del Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional local (IACUC) antes de realizar estos experimentos. Animales de la vivienda en las instalaciones de animales con temperatura controlada y la iluminación y permitir el libre acceso a agua y una comida para roedores comercial.
2. Anestesiar las ratas por inyección intraperitoneal de ketamina (80 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg). Confirmar profunda anestesia por toe-pinch y si Administrar necesaria anestésicos adicionales.
3. Después de confirmar la anestesia quirúrgica, la eutanasia a los animales por decapitación. Siga las directrices AAALAC para utilizing métodos apropiados para la eutanasia de animales.
4. Use una tijera de disección y una pinza para realizar una laparotomía línea media de la pelvis al esternón. Esto se hace en dos pasos: primero, haga una incisión en la piel y segundo, haga una incisión de la capa muscular subyacente. Se debe tener cuidado de no lesionar los órganos intraabdominales.
5. Cortar el extremo proximal del intestino cerca del píloro y el extremo distal cerca de la unión íleo-cecal. Tie ambos extremos por separado para evitar la fuga de quimo y las heces, evitando así la contaminación de solución de baño extracelular. Incisión en el mesenterio en su base, cerca de la alimentación vasculatura es decir, la arteria mesentérica superior y la transferencia de todo el intestino cama mesentérica intestinal a un vaso de precipitados de 50 ml que contenía solución de disección enfriado con hielo.
6. Permita tejido recogido de alojarse en el hielo solución de disección fría durante 5 minutos y enjuague con solución disección fresca para deshacerse de la sangre.

5. El aislamiento y la canulación de ^4º Solicitar mesentérica arteria

1. Pin hacia abajo el extremo proximal del intestino en el lado de la mano derecha en un plato Sylgard recubiertos. Extender el intestino restante en un camino en sentido antihorario, el fijar el segmento hacia abajo para difundir el mesenterio y la exposición de los vasos sanguíneos (Figura 1). Nota: Nos aislamos segmentos arteriales a temperatura ambiente. De lo contrario ponemos la arcada mesentérica contiene plato en hielo. Algunos laboratorios, incluidos los que en nuestra institución, utilizan unidades de refrigeración para diseccionar las arterias a 4 ° C.
2. Bajo el microscopio zoom estéreo diseccionar 3 ^{° y} 4 ^° de orden pequeñas arterias mesentéricas (~ 260 m) paralela al intestino delgado utilizando unas tijeras pequeñas. Primero diseccionar toda la grasa de cobertura. Entonces diseccionar la vena y aislar la arteria con punto de bifurcación en forma de V. Tenga cuidado de no perforar el segmento seleccionado. Iniciar la disección de la grasa cerca de una rama para ^2º y encontrar la manera de ^3º o ^4º ordvasos er.
   1. Nota: Las arterias y las venas se pueden distinguir en función de su espesor de pared - pared arterial es más gruesa que la de la vena. Además, cuando contiguo tejido conectivo se tira suavemente perpendicular a los vasos, venas colapso fácilmente mientras que las arterias no. Desde arterias con diámetro de la luz <400 micras son los principales sitios de la resistencia vascular sistémica, para este protocolo que utilizamos ^4º arterias mesentéricas fin de rata (diámetro de la luz <300 micras).
3. Aislar una sección de 4-5 mm de la arteria paralelo al intestino delgado. Visualice todas las 5 ramas de orden ^ª incrustación en el intestino delgado y se cortan un poco lejos del origen de las ramas y preservar una parte. Estas porciones conservadas de ramas sirven como sitios de la celebración (con unas pinzas de disección) para transferir segmentos arteriales a una cámara de perfusión y, posteriormente guiar su canulación.
4. A continuación, corte los segmentos arteriales al hacer 2 incisiones distallas ramas de orden 5 ^th en cada lado de la arteria y transferirla a la cámara de perfusión (véase la Figura 1C y la leyenda).
5. Canular un extremo de los vasos en una de micropipeta de vidrio (diámetro: 100-150 micras) utilizando pinzas de disección mediante la celebración de las puntas del segmento arterial con unas pinzas de disección. Deslice la sutura parcialmente cerrada previamente cargado en el extremo canulado y asegurarla. Nota: El extremo proximal de la arteria puede ser una cánula en la cánula de vidrio que está conectado al dispositivo de regulación de presión servo-controlado para imitar entorno in situ.
6. Adjuntar una solución disección cargado 10 ml jeringa para la llave de paso conectado a esta cánula de tal manera que la solución disección en el tubo de conexión de la cánula y se fusiona con llave de paso que en la jeringa. Levantar suavemente la jeringa. La fuerza gravitatoria sobre la solución eliminará la sangre vascular intra desde el extremo abierto del recipiente. Después de retirar la sangre intra-arterial, Cierre la llave de paso.
   Nota: Como alternativa, coloque la llave de paso para el controlador de presión, encenderlo y aumentar suavemente la presión de 5-10 mm Hg para conseguir el mismo resultado.
7. Ate el extremo distal de los vasos sobre una segunda cánula de vidrio trayendo cuidadosamente la otra cánula tan cerca como sea posible del extremo desatado del segmento arterial. Deslice la sutura parcialmente cerrada previamente cargado en el extremo canulado y asegurarla. Se debe tener cuidado no tirar o tirar de los segmentos arteriales. Asegúrese de que las llaves de paso unidas a ambas cánulas están cerrados.
8. Traslado cámara de perfusión a la etapa de microscopio invertido equipado con grabación de vídeo en directo.
9. Conectar la llave de paso de la cánula atada al extremo proximal del segmento arterial a un dispositivo de regulación de presión servo-controlado y asegúrese de que la llave de paso unido a la otra cánula permanece cerrada para mantener la presión intraluminal estable.
10. A continuación, conecte el tubo de vacío al puerto de succión de unaencontrar la perfusión tubería al puerto de la perfusión de la cámara.
    Nota: el puerto de aguja biselada se utiliza para la aspiración y el puerto aguja roma para la perfusión.
11. Iniciar la perfusión del recipiente con PSS caliente a través del calentador solución en línea única (37 ° C, equilibrada con mezcla de gas: 5% de CO _2, 5% O ₂ y 90% de N para mantener el pH neutro y una oxigenación adecuada ¹⁷⁾ en 2 ml / min utilizando una bomba peristáltica. Gire el vacío también. Coloque un termistor en la cámara para controlar la temperatura continuamente.
12. Como la temperatura del PSS en la cámara se acerca a ~ 37 ° C (generalmente dentro de 5 min), aumentar lentamente la presión intraluminal de 20 a 100 mmHg y comprobar si hay fugas de los vasos. Esto se hace usando el ajuste automático de la presión del regulador de presión. Deseche los vasos con fugas y reemplazar con otro segmento. Los vasos con fugas no será capaz de mantener la presión.
13. Evaluar el segmento arterial para curvas mientras se mantiene la presión a 100 mmHg.Utilizando el tornillo de la palanca, mueva la cánula para enderezar el segmento arterial. No más de estirar los segmentos arteriales; el objetivo es imitar en la longitud del segmento arterial vivo.
14. Reducir la presión a 70 mmHg (para imitar la presión en vivo en la arcada mesentérica ¹⁸⁾ y permitir que el segmento arterial para estabilizar y desarrollar tono miogénico. Las arterias pueden estar presurizados de forma variable (40-70 mmHg) de acuerdo con la estrategia experimental y lecho vascular. Una revisión publicada anteriormente proporciona una excelente revisión de la variabilidad en MT en segmentos arteriales de diferentes lechos vasculares ^8.

6. Medición de diámetro arterial

1. Ver arterias en objetivo 10x en un microscopio equipado con una cámara de dispositivo de carga acoplada de vídeo monocromo. Mida el diámetro luminal mediante capturadora de video y sistema de detección de bordes en tiempo real. Una lista de los equipos utilizados se proporciona en la Tabla 3.
2. Monitorear y buque registro diameter continuamente.
3. Observar para el desarrollo de la MT. Nota: Hemos observado que en las arterias mesentéricas de resistencia de ratas, a los 70 mmHg, desarrollo de MT se caracteriza por ~ 20% de disminución en el diámetro. MT varía según la especie de cama y animales vasculares.
4. Confirmar la viabilidad vascular mediante la evaluación de las respuestas vasoconstrictoras y vasodilatadoras a 1 M fenilefrina (Phe) y 1 M de acetilcolina (ACh).
5. Al final de cada experimento, determinar el diámetro pasiva (PD) mediante la incubación de las arterias en Ca ^{2 + libre} de PSS por 20 min.

7. Respuesta Miogénica

1. Reducir la presión a 20 mm Hg y permitir que el diámetro se estabilice. Aumentar la presión intraluminal en pasos incrementales (20, 40, 60, 80 y 100) y en cada etapa de presión permiten arterias para lograr un diámetro estable (normalmente dentro de 5 min).
2. Reducir la presión intraluminal a 20 mmHg e incubar el segmento arterial en Ca ^{2 + libre} PSS contiene 0,39 mMSNP mM EGTA y 0,1. Permitir que el diámetro arterial para estabilizar (por lo general 15 min).
3. Repetir la respuesta de la presión a paso en Ca ^{2 + libre} PSS contiene 0,39 mM EGTA y 0,1 mM SNP.

8. Interpretación de los resultados y cálculo de los datos

1. Calcular la MT como la diferencia porcentual de diámetro observado para el Ca ^{2 + que contienen} frente a Ca ^{2 + libre} PSS en cada presión según la siguiente cálculo:
   
2. Para arterias sometidos vasomoción el diámetro puede calcularse promediando la fase de meseta durante 1 min. Expresar los datos recogidos como por ciento de relajación máxima (% PD) de acuerdo con la relación:% de Pd = 100 x [Dd / PD]; Delta d es la diferencia entre el diámetro antes y después de la adición de cualquier compuesto en investigación (por ejemplo, Phe); PD es el diámetro pasiva (también eldiámetro máximo).

Representación esquemática de un myograph presión típica configuración se muestra en la Figura 1. Los dos extremos de la embarcación se canulan con una micropipeta de vidrio y se aseguran con suturas en ambos lados. Via tubería y una llave de paso abierto, una cánula está conectado a un regulador de presión servo-controlado; la otra cánula está conectado a una llave de paso cerrada. La cámara se perfundió con son observados por un microscopio invertido conectado a una cámara CCD PSS y diámetro vascular cambios.

El segmento arterial presurizado a 70 mmHg se incuba en recién preparada cálida PSS, que fluye a través de la cámara arterial a 2-4 ml / min y succiona. Diámetro arterial se controla y registra utilizando videomicroscopía y detección de bordes software. Después de ~ 40 min, segmentos arteriales se contraen espontáneamente en un 20-40% de su diámetro de partida (Figura 2A). En nuestras manos arterias de resistencia pequeña rata se contraen en un 25-30% (promedio varies de acuerdo a los ajustes de operador, y lecho arterial). Entonces, la viabilidad funcional se evaluó mediante respuestas vasodilatadoras y vasoconstrictoras a ACh (1 M) y Phe (1 M), respectivamente (Figura 2A). Mientras que otros vasodilatadores se pueden usar, ACh induce la vasodilatación dependiente del endotelio y por lo tanto es útil para evaluar tanto endotelial, así como la viabilidad del músculo liso vascular. Posteriormente, el segmento arterial se re-incubaron en PSS y una vez el diámetro estabiliza, está listo para el experimento. Al final de cada experimento, los segmentos arteriales se incuban en Ca ²⁺ libre PSS para medir PD (Figura 2B). Los diámetros registrados en la Figura 2A y 2B se tabulan en la Figura 2C. Absoluto MT es la diferencia entre PD y el diámetro estable logrado sobre la vasoconstricción espontáneo a 70 mmHg. Por lo tanto, el MT se observa desde el trazado que se muestra es 33% de PD. Como se ve aquí, la respuesta a ACh (1 M) es ge nerally similar a la observada para el Ca ²⁺ libre de PSS. Tenga en cuenta que en los experimentos de evaluación de la vasodilatación, se puede necesitar adición previa de un vasoconstrictor.

Para determinar la respuesta miogénica, segmentos arteriales mesentéricos de ratas se someten a la presión intraluminal creciente pasos entre 20 y 100 mmHg. Un ejemplo se muestra en la Figura 3A. Las arterias se les permite alcanzar un diámetro estable después de cada paso (~ 5 min; líneas discontinuas). Posteriormente, el mismo segmento arterial se somete a la presión de respuesta en Ca ^{2 + libre} de PSS con 0,39 mM EGTA y 0,1 mM SNP (Figura 3A). El diámetro alcanzado al final de cada etapa de presión se puede mostrar como un gráfico de líneas (Figura 3B). MT calculado como la diferencia porcentual de diámetro para el Ca ^{2 + que contienen} frente a Ca ^{2 + libre} PSS a cada presión se puede mostrar como la línea o de gráfico de barras (Figura 3C).

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Figura 2: (A) Como se indica por el trazado, el diámetro de las pequeñas arterias mesentéricas de ratas, cuando se presuriza a 70 mmHg, disminuye espontáneamente. La adición de ACh (1 M) aumentó el diámetro (diámetro a-cerca de partida). La adición de Phe (1 M) de baño de tejido disminuye el diámetro arterial. (B) La incubación en Ca ^{2 + libre} PSS aumenta el diámetro arterial. (C) El diámetro de un segmento arterial presión individual en diversas perfundidos mostrados en A y B se tabula.

Figura 3: (A) de diámetro arterial se registró continuamente mientras que el aumento de la presión intraluminal de forma incremental en presencia de PSS y Ca ^{2 + libre}PSS. (B) Curva Línea de diámetro arterial logrado en la etapa cada presión. (C) Gráfico de barras de MT logra en cada paso de presión. Haz clic aquí para ver la figura más grande .

Pasos crítico, solución de problemas y modificaciones

En una preparación típica embarcación isobárica, la arteria se presuriza a 70 mmHg entre dos cánulas de vidrio perfundidos con agua tibia (37 ° C) PSS. Después de 30-45 min, arterias desarrollan MT, caracterizado por disminución espontánea de diámetro que se estabiliza en 20-30 min. Las arterias de resistencia de varios lechos vasculares desarrollan MT variable. Por ejemplo la resistencia de rata arterias mesentéricas desarrollan MT ~ 25% de la EP, mientras que las arterias cremastric pueden lograr MT ~ 40% de la EP. Las arterias que no desarrollan MT dentro de 60 minutos deben ser descartados; esta duración puede variar de acuerdo a la cama y las especies vasculares. Las arterias con respuesta inadecuada a PHE y ACh también deben ser descartados.

pH y la temperatura de la PSS tienen un impacto significativo en el desarrollo de MT. pH de PSS, que se sienta por largos períodos sin aireación, puede aumentar. Además, en la sala es poco probable que d arterias de temperaturaesarrollar MT. De ahí que el PSS debe ser aireado tan pronto como sea posible utilizando la mezcla de gas indicado en la sección de protocolo y de la temperatura de la cámara de perfusión deben ser monitoreados continuamente y se mantiene a ~ 37 ° C mediante un calentador de paso.

Puesto que estos experimentos son 3-5 hr en duración, cámaras de perfusión y tubos asociados están expuestos a PSS durante largos períodos; sal-precipitados pueden acumularse en tanto la cámara y el tubo que puede interferir con los experimentos posteriores. Por lo tanto es fundamental para lavar a fondo la cámara de perfusión y enjuague el tubo con agua desionizada después de cada experimento. Del mismo modo, se debe tener cuidado para limpiar a fondo el plato Sylgard recubiertos utilizado para la disección con agua desionizada después de cada disección.

Limitaciones

A pesar de su importancia, PM tiene varias limitaciones. En primer lugar, el costo colectivo para procurar PM equipo es alta (~ 22.000 dólares) y puede ser prohibitivo para algunos labs; una lista detallada de los equipos se muestra en la Tabla 3 En segundo lugar, se necesitan vasos frescos para la mayoría de los experimentos.; por lo tanto, un nuevo animal es sacrificado para cada experimento, añadiendo al coste global. En tercer lugar, la disección de las pequeñas arterias mesentéricas es tedioso y requiere de otros instrumentos como el microscopio de disección y microdisección herramientas, que son propensos a los daños. En cuarto lugar, hay una curva de aprendizaje; ganando experiencia en el establecimiento y PM en un laboratorio requiere personal dedicado, tiempo y esfuerzo.

Importancia con respecto a otros métodos y aplicaciones futuras

Protocolos experimentales isobáricas e isométricas son dos enfoques principales que se utilizan para determinar la reactividad vascular. En contraste con las preparaciones isobáricas, vasoactividad en preparaciones isométricas se determina mediante la medición de la tensión del músculo liso vascular usando un sistema de myograph alambre. Además de las diferencias en los equipos requeridos para estas dos protocolos experimentales, agonista-icontracción nduced es diferente entre estos enfoques experimentales en cuanto a magnitud, tiempo de curso y la dirección de la pared vascular tensión ^11,19. Debido a las facilidades técnicas y limitaciones, ambas preparaciones sirven funciones importantes. Por ejemplo, debido a que es más fácil de mantener el enfoque microscópico en preparaciones isométricas, a menudo se utilizan para la medición simultánea de la reactividad vascular y cambios en el músculo liso vascular Ca ^2+. Por otro lado, la actividad miogénica se evalúa mejor en las preparaciones a presión que se consideran para imitar in vivo estado fisiológico de cerca. Una revisión detallada de las diferencias entre estas preparaciones se proporciona previamente ^19.

En conclusión, miografía de presión es una técnica fiable para estudiar la respuesta miogénica en pequeños vasos de resistencia en condiciones casi fisiológicas. A pesar de sus limitaciones, PM ha proporcionado importantes contribuciones a la comprensión de los cambios enla función vascular en condiciones normales y patológicas ^3-7,20-23. Regulación del tono vascular sistémica es muy compleja e involucra factores locales y neuro-hormonal, por lo tanto aislar el papel de los mecanismos específicos que regulan el tono de camas vasculares in vivo es difícil. En este sentido, las preparaciones arteriales ex vivo a presión sirven como excelentes sustitutos. Los interesados ​​en los mecanismos de transducción de MT y la respuesta miogénica se denominan publicados anteriormente excelentes críticas ^15,19. En el futuro podremos ver avances en los equipos que integran la evaluación de la respuesta miogénica y cambios en mensajeros intermedios tales como Ca2 ^+, aunque es muy poco probable que íbamos a ver una reducción en los costos de equipo. Sin embargo, ya que esta técnica es adoptada por los científicos con variados antecedentes, probablemente veremos su aplicación para evaluar los cambios en la función microvascular en enfermedades distintas de la hipertensión, la diabetes y el choque como la cirrosis, dedemencia, etc.

Autores no tienen conflictos financieros.

Sandeep Khurana está apoyado por el NIH (K08DKO81479). Vikrant Rachakonda es apoyado por (T32DK067872).