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Nous présentons ici un protocole basé sur le système d’appât du ver de farine (Tenebrio molitor) qui a été utilisé pour isoler et sélectionner les champignons entomopathogènes (EPF) à partir d’échantillons de sol. Une formule de nombre de conidies efficaces (ECN) est utilisée pour sélectionner un EPF à haute tolérance au stress en fonction des caractéristiques physiologiques de la lutte microbienne des ravageurs sur le terrain.
Les champignons entomopathogènes (FPE) sont l’un des agents de lutte microbienne pour la lutte intégrée contre les ravageurs. Pour lutter contre les ravageurs locaux ou envahissants, il est important d’isoler et de sélectionner les FPE indigènes. Par conséquent, la méthode de l’appât du sol combinée au système d’appât d’insecte (ver de farine, mouoliteur Tenebrio) a été utilisée dans cette étude avec quelques modifications. Les EPF isolés ont ensuite été soumis au test de virulence contre le ravageur agricole Spodoptera litura. De plus, les souches EPF potentielles ont été soumises à des identifications morphologiques et moléculaires. En outre, la production de conidies et le test de thermotolérance ont été effectués pour les souches EPF prometteuses et comparés; ces données ont ensuite été substituées dans la formule du nombre de conidies effectives (ECN) pour le classement en laboratoire. Le système appât-ver de farine du sol et la formule ECN peuvent être améliorés en remplaçant les espèces d’insectes et en intégrant plus de facteurs de stress pour l’évaluation de la commercialisation et l’application sur le terrain. Ce protocole fournit une approche rapide et efficace pour la sélection des FPE et améliorera la recherche sur les agents de lutte biologique.
Actuellement, les champignons entomopathogènes (FPE) sont largement utilisés dans la lutte microbienne contre les ravageurs agricoles, forestiers et horticoles. Les avantages de l’EPF sont ses larges gammes d’hôtes, sa bonne adaptabilité environnementale, sa nature écologique et le fait qu’il peut être utilisé avec d’autres produits chimiques pour montrer l’effet synergique de la lutte intégrée contre les ravageurs1,2. Pour l’application en tant qu’agent antiparasitaire, il est nécessaire d’isoler un grand nombre d’EPF des insectes malades ou de l’environnement naturel.
L’échantillonnage de ces organismes à partir de leurs hôtes aide à comprendre la répartition géographique et le taux de prévalence de la FPE chez les hôtes naturels3,4,5. Cependant, la collecte d’insectes infectés par des champignons est généralement limitée par des facteurs environnementaux et des populations d’insectes sur le terrain4. Étant donné que les insectes hôtes meurent après une infection par le FPE et tombent ensuite dans le sol, l’isolement du FPE à partir d’échantillons de sol pourrait être une ressource stable3,6. Par exemple, les saprophytes sont connus pour utiliser l’hôte mort comme ressource pour la croissance. Les systèmes d’appâts de sol et de milieux sélectifs ont été largement utilisés pour détecter et isoler les FPE du sol3,4,7,8,9,10.
Dans la méthode du milieu sélectif, la solution de sol diluée est plaquée sur un milieu contenant des antibiotiques à large spectre (p. ex. chloramphénicol, tétracycline ou streptomycine) pour inhiber la croissance des bactéries2,3,9,11. Cependant, il a été rapporté que cette méthode peut déformer la diversité et la densité de la souche et peut provoquer une surestimation ou une sous-estimation de nombreuses communautés microbiennes6. De plus, les souches isolées sont moins pathogènes et rivalisent avec les saprophytes pendant l’isolement. Il est difficile d’isoler le PEF de la solution de sol diluée3. Au lieu d’utiliser un milieu sélectif, la méthode d’appât du sol isole l’EPF des insectes morts infectés, qui peuvent être stockés pendant 2-3 semaines, fournissant ainsi une méthode de séparation EPF plus efficace et standard3,4,7,6. Parce que la méthode est facile à utiliser, on peut isoler une variété de souches pathogènes à faible coût4. Par conséquent, il est largement utilisé par de nombreux chercheurs.
En comparant les différents types de systèmes d’appâts à insectes, Beauveria bassiana et Metarhizium anisopliae sont les espèces d’EPF les plus courantes que l’on trouve chez les insectes appartenant aux hémiptères, aux lépidoptères, aux blattella et aux coléoptères6,12,13,14. Parmi ces appâts d’insectes, Galleria mellonella (ordre des lépidoptères) et Tenebrio molitor (ordre des coléoptères) montrent des taux de récupération plus élevés de Beauveria et de Metarhizium spp., par rapport à d’autres insectes. Par conséquent, G. mellonella et T. molitor sont couramment utilisés pour l’appâtage des insectes. Au fil des ans, le Département de l’Agriculture des États-Unis (USDA) a créé une bibliothèque EPF (Agricultural Research Service Collection of EPF cultures, ARSEF) qui contient une grande variété d’espèces, dont 4081 espèces de Beauveria spp., 18 espèces de Clonostachys spp., 878 espèces de Cordyceps spp., 2473 espèces de Metarhizium spp., 226 espèces de Purpureocillium spp., et 13 espèces de Pochonia spp. entre autres15. Une autre bibliothèque EPF a été construite par le Laboratoire de recherche en entomologie (ERL) de l’Université du Vermont aux États-Unis pendant environ 30 ans. Il comprend 1345 souches d’EPF en provenance des États-Unis, d’Europe, d’Asie, d’Afrique et du Moyen-Orient16.
Pour lutter contre les ravageurs locaux ou d’invasion à Taïwan, l’isolement et la sélection des FPE indigènes sont nécessaires. Par conséquent, dans ce protocole, nous avons modifié et décrit la procédure de la méthode d’appât du sol et l’avons combinée avec le système d’appât d’insecte (ver de farine, Mouebrio molitor)17. Sur la base de ce protocole, une bibliothèque EPF a été créée. Deux cycles de dépistage (quantification de l’inoculation) ont été effectués pour les isolats préliminaires de FPE. Les isolats d’EPF ont montré une pathogénicité pour les insectes. Les souches potentielles ont été soumises à des identifications morphologiques et moléculaires et analysées plus avant par le test de thermotolérance et de production conique. En outre, un concept de nombre de conidies effectives (ECN) a également été proposé. À l’aide de la formule ECN et de l’analyse en composantes principales (APC), les souches potentielles ont été analysées sous pression environnementale simulée pour compléter le processus d’établissement et de criblage de la bibliothèque EPF. Par la suite, la pathogénicité des souches prometteuses de FPE a été testée pour le ravageur cible (p. ex., Spodoptera litura). Le protocole actuel intègre les données de thermotolérance et de production conique dans la formule ECN et l’analyse PCA, qui peuvent être utilisées comme système de classement standard pour la recherche liée à l’EPF.
REMARQUE : L’organigramme complet est illustré à la figure 1.
1. Isolement et sélection des champignons entomopathogènes potentiels (FPE)
2. Identification moléculaire de l’EPF
3. Identification morphologique du FPE
4. Étude de la productivité condescendante et de la thermotolérante
5. Classement du nombre effectif de conidies (ECN)
Isolement et sélection de champignons entomopathogènes potentiels (EPF)
En utilisant la méthode de construction de la bibliothèque de champignons entomopathogènes à médiation molitoreuse (EPF) de Tenebrio, le nombre de champignons sans activité de destruction d’insectes serait exclu; ainsi, l’efficacité de l’isolement et la sélection du FPE pourraient être largement augmentées. Au cours de l’application de cette méthode, les informations sur les sites d’échantillonnage, les échantillons de sol et les taux de germination fongique ont été enregistrés (tableau 2). D’après nos données antérieures, un total de 101 isolats fongiques ont été obtenus à partir de 172 échantillons de sol, ce qui indique une efficacité d’isolement élevée de 64 %. Parmi les 101 isolats fongiques, 26 isolats ont montré une activité insecticide contre T. molitor (mortalité de 100%) après le 1er dépistage de la pathogénicité, d’où l’élimination des isolats fongiques était de 26/101 = 25,7%. Dans le 2ème test de virulence, la virulence élevée des 26 isolats fongiques contre T. molitor a été démontrée, dont 12 ont montré une pathogénicité élevée contre les larves de T. molitor (mortalité de 100% à 5 jours après l’inoculation) (Figure 2A). Ceux-ci ont été utilisés pour évaluer le test de virulence contre le ravageur agricole. Sur la base des données du 3e test de mortalité par virulence et de LT50, un total de six isolats fongiques (NCHU-9, 11, 64, 69, 95 et 113) ont révélé une activité rapide de destruction des insectes contre Spodoptera litura (LT50 = 2,94, 2,22, 2,84, 2,57, 2,96 et 1,13), évalués à l’aide du dosage physiologique et du nombre de conidies efficaces (ECN) (Figure 2B).
Identification moléculaire de l’EPF
Pour mieux comprendre les positions taxonomiques fongiques, 26 isolats issus du 1er dépistage de la pathogénicité ont été soumis à une analyse moléculaire basée sur la région ITS (Figure 3A). Le résultat a montré que ces isolats fongiques pouvaient être clairement divisés en sept genres, dont Beauveria, Clonostachys, Fusarium, Cordyceps, Penicillium, Purpureocillium et Metarhizium (Figure 3A). Sur la base de la région ITS1-5.8S-ITS2, la classification des genres de PEF a été confirmée avec précision, alors que le niveau d’espèce est encore impossible à distinguer. Par conséquent, la séquence de la région de tef est utilisée pour classer clairement le niveau d’espèce pour 12 isolats EPF prometteurs du test de virulence contre le ravageur agricole. L’identification moléculaire des 12 isolats a montré que 11 isolats appartiennent à Metarhizium et contenaient quatre espèces, dont M. lepidiotae (NCHU-9, NCHU-102), M. pinghaense (NCHU-10, NCHU-11, NCHU-30, NCHU-32, NCHU-64), M. brunneum (NCHU-27, NCHU-29) et M. anisopliae (NCHU-69, NCHU-95). L’isolat restant a été identifié comme étant B. australis (NCHU-113) (Figure 3B,C). Selon le résultat ci-dessus, la région de séquence du tef peut distinguer efficacement le genre Metarhizium au niveau de l’espèce, tandis que d’autres espèces ont besoin de trouver d’autres régions de séquence comme marqueurs moléculaires pour distinguer l’espèce.
Identification morphologique de l’EPF
Grâce à la méthode de nettoyage (étape 3.2.3) des observations morphologiques des champignons, les structures des conidiophores ont pu être clairement vues avec une solution tween 80 à 0,1 % (figure 4A), et ces observations ont pu servir de référence pour mesurer la taille de la structure et prendre une photo. La couleur, la forme et la disposition des conidies peuvent être vues par des observations microscopiques des conidies de la colonie (Figure 4B, C). Après observation, les tailles des conidies et des formes de conidiophores ont pu être mesurées plus avant et comparées statistiquement (tableau 3).
Étude de la productivité cidiosiale, de la thermotolérance et du classement ECN
La formule ECN, qui a été proposée par le rapport précédent21, pourrait aider à la sélection d’un caractère physiologique basé sur l’EPF à haute tolérance au stress. L’ECN combine les données de production de conidies et de thermotolérance de chaque EPF (Figure 5A,B), ce qui signifie une viabilité élevée de la déformation fongique lorsque la valeur ecN est élevée (Figure 5). De plus, la visualisation de l’analyse en composantes principales (APC) a été utilisée pour vérifier les résultats de la formule ECN. Le résultat a révélé une coordination élevée entre l’APC et l’ECN, ce qui suggère que la formule ecN pourrait être utilisée pour évaluer la hiérarchie des paramètres liés à la viabilité et le potentiel de développement des champignons pour une application sur le terrain et une commercialisation ultérieure (Figure 5C, D).
Figure 1 : Illustration de la construction de la bibliothèque de champignons entomopathogènes (EPF) à médiation molitoreuse de Tenebrio. Partie 1 : Isolement fongique à partir d’un échantillon de sol; Partie 2 : Dépistage et identification fongiques fondés sur la pathogénicité et la virulence; Partie 3. Caractérisation physiologique et classement fongique. ECN = Nombre de conidies effectives; et APC = Analyse en composantes principales. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Mortalité des vers de farine et des Spodoptera litura pour la sélection d’isolats prometteurs de champignons entomopathogènes (EPF). (A) 26e test de virulence fongique sélectionné pour le 2e ver de farine; Les mycoses de 12 isolats fongiques à mise à mort rapide et à haute virulence sont montrées en parallèle. (B) 12 isolats fongiques ont été sélectionnés pour le test de virulence contre S. litura. Le test sur chaque souche fongique a été répété trois fois. d.p.i. = jours après l’inoculation. Figure et légende modifiées reproduites avec la permission du Fronteris21. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : L’analyse phylogénétique des souches de champignons entomopathogènes (EPF) au niveau du genre (A) en fonction de la région ITS et (B-C) au niveau de l’espèce en fonction du tef. L’analyse phylogénétique de la région ITS et du tef a été construite en utilisant les méthodes de probabilité maximale (ML), d’évolution minimale (ME) et de jonction de voisinage (NJ). Des analyses Bootstrap ont été effectuées pour évaluer la robustesse des phylogénies à l’aide de 1 000 répétitions, et des proportions bootstrap supérieures à 50 % sont indiquées au-dessus des branches. Gras = Souches de type Ex. Les flèches rouge et verte indiquent le FPE prometteur. Figure et légende modifiées reproduites avec la permission du Fronteris21. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Examen microscopique de la morphologie des champignons entomopathogènes (EPF) (M. anisopliae). Observation des conidiophores (A) après lavage. (B) L’observation de la forme et de la couleur des conidies. C) Disposition des conidies et des faisceaux de cordes de spores (SS) de M. anisopliae; Cp = conidiophores; cc = conidies cylindriques. Barre d’échelle = 10 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5 : Caractérisation physiologique de six isolats potentiels et analyse du nombre efficace de conidies (ECN). (A) Essai de production de conidiales. B) Essai de thermotolérance. (C) Le diagramme à barres des valeurs ECN. (D) L’analyse des composantes principales a montré la distribution de chaque souche. Figure et légende modifiées reproduites avec la permission du Fronteris21. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Nom de l’amorce | Taille de l’amplicon (pb) | Séquence(5'-3') | Région | Référence | |
ITS1F | 550 | TCCGTAGGTGAACCTGCGG | SON | 25 | |
ITS4R | TCCTCCGCTTATTGATATGC | ||||
tef-983F | 1000 | GCYCCYGGHCAYCGTGAYTTYAT | Tef | 26, 27, 41, 42 | |
tef-2218R | ATGACACCRACRGCRACRGTYTG |
Tableau 1 : Paires d’amorces pour l’identification fongique.
Tableau 2 : Les paramètres enregistrés pour la méthode de construction de la bibliothèque EPF à médiation molitor tenebrio sont énumérés ci-dessous. NIU = le campus de l’Université nationale d’Ilan. NCHU = le campus de l’Université nationale Chung Hsing. Tableau modifié et légende reproduits avec la permission du Fronteris21. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Espèce | Filtrer | Phialides μm±SD* | Conidies μm±SD* |
Metarhizium lepidiotae | NCHU-9 | Cylindrique, 7.3±0.67b×2.4±0.36a | Cylindrique, 6.5±0.45a×2.7±0.13b |
Metarhizium pinghaense | NCHU-11 | Cylindrique, 8.6±0.68ab×2.6±0.30a | Cylindrique, 6.3±0.41b×2.7±0.16b |
Metarhizium pinghaense | NCHU-64 | Cylindrique, 10.5±1.54a×2.4±0.32a | Cylindrique, 6.8±0.53a×2.9±0.31a |
Metarhizium anisopliae | NCHU-69 | Cylindrique, 9.4±1.58a×2.7±0.32a | Cylindrique, 6.3±0.34b×2.6±0.19b |
Metarhizium anisopliae | NCHU-95 | Cylindrique, 9.6±0.87a×2.6±0.29a | Cylindrique, 6.0±0.82b×2.9±0.29a |
Beauveria australis | NCHU-113 | Ellipsoïde, NA×2.6±0.57 | Globose, 2.3±0.24×2.3±0.24 |
*L’analyse statistique a été réalisée sur la base du test ANOVA de Welch en utilisant le studio R. | |||
§ Tableau modifié et légende reproduits avec l’autorisation des Fronteris (23). |
Tableau 3 : Un exemple d’observations morphologiques de six isolats fongiques entomopathogènes prometteurs. L’analyse statistique a été réalisée sur la base du test ANOVA de Welch en utilisant le studio R. Tableau modifié et légende reproduits avec la permission du Fronteris21.
Les champignons entomopathogènes (EPF) ont été utilisés pour la lutte contre les insectes. Il existe plusieurs méthodes pour isoler, sélectionner et identifier les FPE30,31,32. En comparant les différents types de méthodes d’appâts à insectes, Beauveria bassiana et Metarhizium anisopliae ont été couramment trouvés dans les appâts à insectes6,12,13,14. Parmi ces appâts d’insectes, Galleria mellonella et Tenebrio molitor ont montré des taux de récupération élevés de Beauveria et Metarhizium spp. En fait, l’utilité de la méthode d’appât du ver de farine (T. molitor) a été démontrée comme méthode pratique pour isoler l’EPF à partir d’échantillons de sol17,21. Néanmoins, il a été rapporté que l’utilisation d’insectes comme appâts montrerait le biais d’isoler des espèces fongiques spécifiques3,33. Par conséquent, la combinaison de différentes espèces d’insectes (c.-à-d. Galleria mellonella et T. molitor ensemble) pour appâter l’EPF à partir des échantillons de sol pourrait augmenter la diversité de l’EPF34.
Pour évaluer l’activité de destruction des insectes, il y a deux séries de dépistage par ver de farine (T. molitor) dans le protocole actuel pour sélectionner les souches fongiques prometteuses pour une étude plus approfondie. À la suite de ce processus, le nombre d’isolats fongiques, qui sont isolés à partir d’échantillons de sol, pourrait être considérablement réduit et limité aux isolats fongiques qui ont montré une activité insecticide élevée après les 1er et 2e dépistages. Une réduction importante des isolats fongiques pour la prochaine série de dépistage permet d’économiser du temps et de la main-d’œuvre. On peut également noter que les isolats fongiques sélectionnés présentaient des tendances similaires en matière de pathogénicité entre le ver de farine (T. molitor) et le ver gris du tabac (Spodoptera litura), démontrant un test cohérent de la pathogénicité de différentes espèces d’insectes et pouvant être étendus à d’autres ravageurs des cultures21. En outre, le calcul de l’ECN sur la base des tests physiologiques pourrait faciliter la sélection des souches fongiques potentielles à utiliser dans les champs de culture. Des méthodes sélectives similaires ont été mentionnées par d’autres rapports, tandis que les facteurs tels que les caractéristiques abiotiques et de souche n’ont pas été inclus12,8,31,35,36,37. Par conséquent, ces souches peuvent être affectées par des facteurs environnementaux entraînant une influence sur la performance de la germination fongique et donc la difficulté d’être commercialisées. Cette conséquence est également la principale raison de l’inapplicabilité des souches de laboratoire sur le terrain38.
À partir de l’identification morphologique, d’autres efforts devraient être dirigés vers la recherche de la structure claire des conidiophores et l’observation des différentes caractéristiques de chaque souche fongique. Les études peuvent inclure diverses méthodes pour résoudre l’identification morphologique difficile39. Cependant, l’identification morphologique ne permet pas de distinguer les espèces fongiques étroitement apparentées; par conséquent, il est nécessaire d’intégrer les données d’identification moléculaire. La région interne de l’espaceur transcrit (ITS) a montré la discrimination au niveau du genre, tandis que d’autres marqueurs moléculaires (c.-à-d. tef pour Metarhizium, bloc pour Beauveria) sont nécessaires pour l’identification au niveau de l’espèce26,40,41.
Dans la caractérisation physiologique, pour réduire l’écart-type des expériences, la machine ou le vortex manuel pendant au moins 10 minutes à régime maximal est suggéré21. Une suspension de conidies soigneusement mélangée augmenterait la consistance des résultats du test de thermotolérance et du test de production de conidial. D’autre part, dans le test de production conique, le nombre de conidies comptées sous une zone fixe (bloc de 5 mm dans la partie centrale de la colonie fongique dans cette étude) sur la plaque cultivée à différents moments de croissance a soulevé le problème que différentes espèces fongiques et même différentes souches ont révélé des performances différentes de la compacité de croissance des hyphes, ce qui pourrait conduire à la non-représentativité de l’échantillonnage. Par conséquent, une méthode d’essai rigoureuse pour la production de conidies peut améliorer le problème, comme compter avec précision le nombre de conidies de la colonie fongique entière et normaliser avec la zone de croissance42.
La formule du nombre efficace de conidies (ECN) est conçue en fonction de l’influence du stress environnemental contre les conidies EPF, c’est-à-dire simuler des conidies dans des conditions d’environnement sauvage pour sélectionner les souches fongiques prometteuses pour la commercialisation21. Dans ce protocole, les données de production de conidies et de traitement thermique ont été utilisées pour le calcul de la valeur ECN totale de chaque souche fongique prometteuse, à la suite de l’étude précédente21. De plus, dans un environnement naturel, à l’exception de la température, d’autres stress environnementaux, tels que l’humidité, le rayonnement ultraviolet (UV) et l’hôte, pourraient influencer la germination des conidies. En particulier, le stress UV est un facteur principal affectant la germination des conidies, car les radicaux libres à haute énergie (tels que les peroxydes, les groupes hydroxyles et l’oxygène singulet) générés par les UV peuvent réduire la pathogénicité et la persistance des pesticides microbiens43. Ainsi, le stress UV pourrait être davantage inclus dans la formule ECN à l’avenir. Pour éviter le stress UV, la formule doit contenir de l’huile ou de l’alginate de sodium pour augmenter la tolérance aux UV des conidies44,45,46, ce qui confirme que les souches potentielles ont un caractère pratique pour la lutte antiparasitaire47.
Le présent protocole fournissait une méthode d’isolation rapide et précise des souches EPF potentielles afin de construire une bibliothèque EPF médiée par T. molitor. C’est la base et c’est nécessaire pour le développement de la recherche en lutte biologique. En outre, la formule ecN pourrait être améliorée de manière flexible pour aider les chercheurs à saisir le potentiel du FPE et à le développer en un produit destiné à être utilisé dans les systèmes agricoles.
Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts impliqué dans ce travail.
Cette recherche a été soutenue par la subvention 109-2313-B-005 -048 -MY3 du ministère de la Science et de la Technologie (MOST).
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Agar Bacteriological grade | BIOMAN SCIENTIFIC Co., Ltd. | AGR001 | Suitable in most cell culture/molecular, biology applications. |
AGAROSE, Biotechnology Grade | BIOMAN SCIENTIFIC Co., Ltd. | AGA001 | For DNA electrophoresis. |
BioGreen Safe DNA Gel Buffer | BIOMAN | SDB001T | |
Brass cork borer | Dogger | D89A-44001 | |
Canon kiss x2 | Canon | EOS 450D | For record strain colony morphology |
Constant temperature incubator | Yihder Co., Ltd. | LE-509RD | Fungal keeping. |
cubee Mini-Centrifuge | GeneReach | MC-CUBEE | |
DigiGel 10 Digital Gel Image System | TOPBIO | DGIS-12S | |
Finnpipette F2 0.2 to 2 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642010 | |
Finnpipette F2 1 to 10 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642030 | |
Finnpipette F2 10 to 100 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642070 | |
Finnpipette F2 100 to 1000 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642090 | |
Finnpipette F2 2 to 20 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642060 | |
Finnpipette F2 20 to 200 µL Pipette | Thermo Scientific | 4642080 | |
GeneAmp PCR System 9700 | Applied Biosystems | 4342718 | |
GenepHlow Gel/PCR Kit | Geneaid | DFH100 | |
Genius Dry Bath Incubator | Major Science | MD-01N | |
Graduated Cylinder Custom A 100mL | SIBATA | SABP-1195906 | Measure the volume of reagents. |
Hand tally counter | SDI | NO.1055 | |
Hemocytometer | bioman | AP-0650010 | Calculate the number of spore |
Inoculating loop | Dogger | D8GA-23000 | |
lid | IDEAHOUSE | RS92004 | |
Micro cover glass | MUTO PURE CHEMICALS CO.,LTD | 24241 | |
Microscope imaging system | SAGE VISION CO.,LTD | SGHD-3.6C | |
Microscope Slides | DOGGER | DG75001-07105 | |
Mupid-2plus DNA Gel Electrophoresis | ADVANCE | AD110 | |
Nikon optical microscope | SAGE VISION CO.,LTD | Eclipse CI-L | |
Plastic cup | IDEAHOUSE | CS60016 | |
Presto Mini gDNA Yeast Kit | Geneaid | GYBY300 | Fungal genomic DNA extraction kit |
Sabouraud Dextrose Broth (Sabouraud Liquid Medium) | HiMedia Leading BioSciences Company | M033 | Used for cultivation of yeasts, moulds and aciduric microorganisms. |
Scalpel Blade No.23 | Swann-Morton | 310 | |
Scalpel Handle No.4 | AGARWAL SURGICALS | SSS -FOR-01-91 | |
Shovel | Save & Safe | A -1580242 -00 | |
Silwet L-77 | bioman(phytotech) | S7777 | Surfactant |
Sorvall Legend Micro 17 Microcentrifuge | Thermo Scientific | 75002403 | |
Steel Tweezers | SIPEL ELECTRONIC SA | GG-SA | |
Sterile Petri Dish | BIOMAN SCIENTIFIC Co., Ltd. | 1621 | Shallow cylindrical containers with fitted lids, specifically for microbiology or cell culture use. |
ThermoCell MixingBlock | BIOER | MB-101 | |
Tween 80 | FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation | 164-21775 | |
TwinGuard ULT Freezer | Panasonic Healthcare Holdings Co., Ltd. | MDF-DU302VX | -80°C sample stored. |
Vertical floor type cabinet | Chih Chin | BSC-3 | Fungal operating culturing. |
Vortex Genie II | Scientific | SIG560 | |
Zipper storage bags | Save & Safe | A -1248915 -00 | |
100 bp DNA Ladder | Geneaid | DL007 | |
-20°C Freezer | FRIGIDAIRE | Frigidaire FFFU21M1QW | -20°C sample and experimental reagents stored. |
2X SuperRed PCR Master Mix | TOOLS | TE-SR01 | |
50X TAE Buffer | BIOMAN | TAE501000 |
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