Évaluation des effets métaboliques du jeûne isocalorique 2:1 intermittent chez les souris

L'article actuel décrit un protocole détaillé pour le jeûne intermittent isocalorique 2:1 pour protéger et traiter contre l'obésité et le métabolisme altéré de glucose dans les souris sauvages-type et ob/ob.

Le jeûne intermittent (IF), une intervention diététique impliquant la restriction périodique d'énergie, a été considéré pour fournir de nombreux avantages et contrecarrer des anomalies métaboliques. Jusqu'à présent, différents types de modèles IF ayant des durées variables de jeûne et de périodes d'alimentation ont été documentés. Cependant, l'interprétation des résultats est difficile, car bon nombre de ces modèles impliquent des contributions multifactorielles provenant à la fois de stratégies de restriction du temps et des calories. Par exemple, le modèle alternatif de jeûne de jour, souvent utilisé comme régime de FI de rongeur, peut avoir comme conséquence la sous-alimentation, suggérant que les avantages pour la santé de cette intervention sont probablement négociés par la restriction calorique et les cycles de jeûne-refeeding. Récemment, il a été démontré avec succès que 2:1 IF, comprenant 1 jour de jeûne suivi de 2 jours d'alimentation, peut fournir une protection contre l'obésité induite par l'alimentation et les améliorations métaboliques sans une réduction de l'apport calorique global. Présenté ici est un protocole de cette intervention isocalorique 2:1 IF chez les souris. On décrit également un protocole d'alimentation par paires (PF) nécessaire pour examiner un modèle de souris avec des comportements alimentaires modifiés, tels que l'hyperphagie. Utilisant le régime 2:1 DE IF, il est démontré que la FI isocaloric mène au gain de poids corporel réduit, à l'homéostasie améliorée de glucose, et à la dépense énergétique élevée. Ainsi, ce régime peut être utile pour étudier les impacts de la FI sur la santé sur diverses conditions de la maladie.

Le mode de vie moderne est associé à un temps d'apport alimentaire quotidien plus long et à des périodes de jeûne plus courtes¹. Cela contribue à l'épidémie mondiale actuelle d'obésité, avec des inconvénients métaboliques observés chez l'homme. Le jeûne a été pratiqué tout au long de l'histoire humaine, et ses divers avantages pour la santé comprennent une durée de vie prolongée, des dommages oxydatifs réduits, et l'homéostasie de l'énergie optimisée^2,3. Parmi plusieurs façons de pratiquer le jeûne, la privation d'énergie périodique, appelée jeûne intermittent (IF), est une méthode diététique populaire qui est largement pratiquée par la population générale en raison de son régime facile et simple. Des études récentes dans des modèles précliniques et cliniques ont démontré que la FI peut fournir des avantages pour la santé comparables à un jeûne prolongé et une restriction calorique, suggérant que la FI peut être une stratégie thérapeutique potentielle pour l'obésité et les maladies métaboliques^2,3,4^,5.

Les régimes IF varient en termes de durée et de fréquence de jeûne. Le jeûne de jour alternatif (c.-à-d., alimentation d'un jour/1 jour de jeûne ; 1:1 IF) a été le régime DE FI le plus couramment utilisé chez les rongeurs pour étudier ses impacts bénéfiques sur la santé sur l'obésité, les maladies cardio-vasculaires, les maladies neurodégénératives, etc.^2,3. Cependant, comme indiqué dans les études précédentes^6,7, et plus mécaniste confirmé dans notre analyse de l'apport énergétique⁸, 1:1 LES résultats DE SI dans la sous-alimentation (-80%) en raison du manque de temps d'alimentation suffisant pour compenser la perte d'énergie. Cela rend difficile à savoir si les avantages pour la santé conférés par 1:1 IF sont médiés par la restriction calorique ou la modification des habitudes alimentaires. Par conséquent, un nouveau régime DE FI a été développé et est montré ici, comprenant un modèle de jeûne de 2 jours/1 jour (2:1 IF), qui fournit aux souris le temps suffisant pour compenser l'apport alimentaire (99%) et le poids corporel. Ces souris sont ensuite comparées à un groupe ad libitum (AL). Ce régime permet d'examiner les effets de la FI isocalorique en l'absence de réduction calorique chez les souris de type sauvage.

En revanche, dans un modèle de souris qui présente un comportement alimentaire altéré, l'alimentation AL peut ne pas être une condition de contrôle appropriée pour comparer et examiner les effets de 2:1 IF. Par exemple, puisque les souris ob/ob (un modèle génétique couramment utilisé pour l'obésité) présentent l'hyperphagie due au manque de leptine régulant l'appétit et la satiété, ceux avec 2:1 SI présentent une consommation calorique réduite de 20% par rapport aux souris ob/ob avec l'alimentation D'AL. Ainsi, pour examiner et comparer correctement les effets de la FI chez les souris ob/ob, un groupe d'alimentation par paires comme un contrôle approprié doit être employé.

Dans l'ensemble, un protocole complet est fourni pour effectuer isocaloric 2:1 IF, y compris l'utilisation d'un contrôle de l'alimentation par paires. Il est en outre démontré que l'isocaloric 2:1 IF protège des souris contre l'obésité d'alimentation-induite de haut en graisse et/ou le dysfonctionnement métabolique dans les souris sauvages-type et ob/ob. Ce protocole peut être utilisé pour examiner les effets bénéfiques sur la santé de 2:1 IF sur diverses conditions pathologiques, y compris les troubles neurologiques, les maladies cardiovasculaires et le cancer.

Toutes les méthodes et protocoles ici ont été approuvés par les comités de soins aux animaux du Service de soins aux animaux et vétérinaires (SCVS) de l'Université d'Ottawa et du Centre de phénogénomique (TCP) et conformes aux normes du Conseil canadien sur les soins aux animaux. Il convient de noter que toutes les procédures décrites ici doivent être exécutées sous l'approbation institutionnelle et gouvernementale ainsi que par le personnel qui est techniquement compétent. Toutes les souris étaient logées dans des cages ventilées standard dans des pièces contrôlées par la température et l'humidité avec des cycles de lumière/obscurité de 12 h/12 h (21 à 22 oC, 30 % à 60 % d'humidité pour un logement normal) et un accès gratuit à l'eau. Des souris mâles de C57BL/6J et d'ob/ob ont été obtenues du laboratoire de Jackson.

1. 2:1 Régime isocalorique DE la FI

1. Pour les modèles de souris maigres et induits par l'alimentation, préparez un régime alimentaire normal (17 % de matières grasses, ND) ou un régime riche en matières grasses (45 % de matières grasses, HFD).
   REMARQUE : 60% HFD peut être employé pour induire l'obésité diète-induite grave ; pourtant, en raison de la douceur des granulés alimentaires, il est relativement difficile de mesurer avec précision l'apport alimentaire quotidien. Un système automatisé de mesure continue peut améliorer la polyvalence pour plusieurs types de régimes.
2. Mesurer le poids corporel de base et la composition corporelle de chaque souris à l'âge de 7 semaines à l'aide d'une balance et echoMRI, respectivement.
   REMARQUE: Consultez la section 3 pour mesurer la composition corporelle.
3. Basé sur le poids corporel et les résultats de composition corporelle, aléatoirement et également diviser 7 souris mâles de 7 semaines C57BL/6J en deux groupes : ad libitum (AL) et les groupes intermittents de jeûne (IF).
4. Placez deux à trois souris par cage et assurez-vous un accès gratuit à l'eau potable.
   REMARQUE: Le nombre de souris par cage peut affecter le comportement d'apport alimentaire. Il est recommandé de maintenir un nombre égal de souris par cage dans tous les groupes au cours de l'étude.
5. Fournir 1 semaine d'acclimatation au nouvel environnement de cage et de régime avant de commencer le régime DE IF.
6. Période de jeûne : déplacer les souris dans une cage propre avec literie fraîche à 12 h. N'ajoutez pas de nourriture pour le groupe SI, tout en fournissant une quantité de nourriture pesée au groupe AL.
   REMARQUE: Pour chaque cycle de jeûne, il est important de changer de cage pour les groupes AL et IF afin de s'assurer que les deux groupes sont exposés à la même quantité de temps de manipulation.
7. Après 24 h, mesurer le poids des souris dans les deux groupes et les restes de nourriture dans les cages AL.
   REMARQUE: Assurez-vous d'inclure le poids des miettes de nourriture sur la trémie et le fond de la cage, en particulier lorsque vous utilisez hFD, que les souris souvent enlever de petites pastilles ou des fragments de nourriture de la trémie et de les garder près des sites de nidification. L'apport énergétique moyen par souris à la fin de chaque cycle de 2:1 (3 jours) est d'environ 35 kcal, soit 10 g pour un régime alimentaire normal (3,3 kcal/g) et 7 g pour le HFD (4,73 kcal/g).
8. Période d'alimentation : fournir une quantité de nourriture pesée à 12 h pour les groupes AL et IF.
9. Après 48 h de fournir la nourriture, mesurer le poids des restes de nourriture et de souris.
10. Répétez les étapes 1,6 à 1,10 pour la durée de l'étude(p. ex. 16 semaines).

2. Groupe de contrôle de l'alimentation par paires (PF)

REMARQUE: Pour une expérience SI dans laquelle un changement de comportement alimentaire est observé dans un modèle de souris (par exemple, l'hyperphagie chez les souris ob/ob), il est nécessaire d'avoir un groupe d'alimentation par paires comme un contrôle pour une comparaison calorique-indépendante appropriée à IF.

1. Pour le groupe témoin PF, échelonner le calendrier d'expérience de telle sorte que la même quantité d'aliments consommées par le groupe SI est offerte au groupe PF (figure 2).
2. Mesurer la quantité d'aliments consommées par le groupe SI sur 2 jours de période de réalimentation.
3. Divisez cette quantité d'aliments consommés dans le groupe SI uniformément en trois proportions et fournissez-la quotidiennement au groupe PF à 12 h.
   REMARQUE: Fournir une quantité égale de nourriture par jour est essentiel. Dans le cas des souris atteintes d'hyperphagie, si les souris nourries en couple reçoivent une quantité de nourriture inférieure à leur consommation volontaire à la fois, elles consommeront probablement tous les aliments fournis et se feront un jeûne efficace. Cela peut alors empêcher la comparaison appropriée aux souris SI-traitées et confondre le résultat.
4. Répétez les étapes 2.1-2.3 pour la durée de l'étude.

3. Analyse de la composition corporelle

REMARQUE: Étant donné que la FI à long terme affecte le poids corporel chez la souris, la composition corporelle peut être mesurée à des cycles appropriés (p. ex., tous les 3 ou 4 cycles) à l'aide d'un analyseur de composition corporelle pour quantifier la graisse et la masse maigre chez les souris vivantes non anesthésiées.

1. Allumez l'analyseur de composition corporelle.
   REMARQUE: Avant de commencer le programme, laissez la machine allumée pendant au moins 2 à 3 h pour vous réchauffer.
2. Exécutez un test système sur l'analyseur de composition corporelle pour tester sa précision de mesure. Si nécessaire, calibrer le système à l'aide d'échantillons d'huile de canola et d'eau.
3. Mesurez le poids corporel de chaque souris.
4. Placez la souris dans un petit porte-bébé cylindrique animal.
5. Insérez un délimiter pour limiter le mouvement physique de la souris pendant la mesure et placez le support dans l'analyseur de composition corporelle.
6. Exécutez le programme de numérisation.
   REMARQUE: Il faut environ 90 à 120 s pour analyser.
7. Après la mesure, retirez le support de l'équipement et ramenez la souris dans la cage.
   REMARQUE: Un protocole plus détaillé peut être trouvé dans une publication précédente⁹.

4. Tests de tolérance au glucose et à l'insuline

1. Pour le test de tolérance au glucose (TGT), mesurez le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris avant de soumettre au jeûne et marquez la queue avec un marqueur permanent pour une indexation facile et rapide.
2. Placez les souris dans de nouvelles cages sans nourriture à 19 h pour le jeûne de nuit.
   REMARQUE: Le jeûne de nuit est le protocole standard, mais en raison de la physiologie de la souris (par exemple, l'utilisation accrue de glucose après le jeûne prolongé^10,11), le jeûne plus court (6 h) peut être utilisé comme décrit pour ITT.
3. Après le jeûne de 14 à 16 h (9 h le lendemain matin), mesurez le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris et calculez la quantité de dosage de glucose en fonction du poids corporel.
   REMARQUE: Pour éviter la surestimation de l'intolérance au glucose chez les souris obèses, la masse maigre obtenue à partir de l'analyse de la composition corporelle peut être utilisée pour calculer la dose de glucose^12,13.
4. Pour chaque souris, couper le bout de la queue (0,5 à 1,0 mm) à l'aide de ciseaux chirurgicaux propres. Après avoir essuyé la première goutte de sang, tirer une goutte de sang frais de la queue et de mesurer le taux de glycémie de base à jeun avec le glucomètre.
   REMARQUE: La coupe supplémentaire de queue n'est pas exigée pour chaque mesure de glucose sanguin pendant GTT ou ITT. La plaie peut être rafraîchie en l'abrasant avec de la gaze pour tirer une goutte de sang.
5. Soumettre les souris à une injection intrapéritonéale (i.p.) de glucose (1 mg/g de poids corporel).
   REMARQUE: Sur la base de l'objectif d'une expérience(p. ex., l'examen des effets de l'incrétine), l'administration orale du glucose peut être effectuée par gavage oral. Le protocole pour le GTT oral (OGTT) peut être trouvé dans une autre étude¹⁴.
6. Mesurez la glycémie de la queue à 0, 5, 15, 30, 60 et 120 min d'injection post-glucose.
7. Après avoir terminé le GTT, fournir une quantité suffisante de nourriture.
8. Pour le test de tolérance à l'insuline (ITT), retirer les aliments à 9h00.
   REMARQUE: Étant donné que gtT et ITT sont des expériences induisant le stress pour les souris qui peuvent élever les niveaux de glucose sanguin et changer la physiologie, il est recommandé d'effectuer ITT après avoir fourni au moins 2 à 3 jours de récupération après l'expérience GTT.
9. Après le jeûne pendant 6 h (3:00 PM), mesurez la glycémie de ligne de base de la queue comme décrit dans l'étape 4.4.
10. Sujets de souris à l'injection d'insuline (0,65 mU/g de poids corporel).
11. Mesurez la glycémie de la queue à 0, 15, 30, 60, 90 et 120 min d'injection post-insuline.
12. Après avoir terminé ITT, fournir une quantité suffisante de nourriture.

5. Calorimétrie indirecte

REMARQUE: Le métabolisme énergétique des souris traitées par IF peut être évalué davantage par calorimétrie indirecte sur un seul cycle de FI. Cela permettra de mesurer la consommation d'oxygène (VO_2),la production de dioxyde de carbone (VCO_2),le ratio d'échange respiratoire (RER) et la chaleur (kcal/h).

1. Activez la puissance du système calorimètre indirect d'au moins 2 h avant d'exécuter l'expérience.
   REMARQUE: Cet échauffement du système est important pour une mesure précise.
2. Préparer les cages avec une literie propre, remplir les bouteilles d'eau et ajouter la quantité pré-pesée de chow aux trémies de nourriture.
3. Vérifiez l'état du Drierite et du soda à la lime. Si un indicateur de couleur de la Drierite apparaît rose, ce qui indique que le Drierite a absorbé une grande quantité d'humidité, il est nécessaire de remplacer ou de garnir par drierite fraîche.
4. Calibrer le système à l'aide d'un gaz avec la composition spécifique (0,5% CO₂, 20,5% O₂).
5. Mesurer le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris, qui sera utilisé pour normaliser les données VO₂ et VCO_2.
6. Placez délicatement une souris par cage.
7. Assembler les cages métaboliques, les placer dans la chambre de l'environnement à température contrôlée, et se connecter aux conduites de gaz et au câble du capteur d'activité.
8. Après avoir mis en place le profil d'expérience en ajoutant des paramètres expérimentaux appropriés à l'aide du logiciel, exécutez le programme pour la mesure. Le but de la mesure du premier jour est de fournir une période d'acclimatation et de mesurer le métabolisme énergétique de base.
9. À 12 h le lendemain, soumettez les souris à 24 h de jeûne en enlevant les aliments et les miettes de la trémie et du fond de la cage. Si nécessaire, remplacer par une literie propre.
10. Après 24 h, ajouter la quantité pré-pesée de chow à la trémie de nourriture pour la période de réalimentation.
11. Continuer à mesurer pendant les 48 prochaines heures. Vérifiez régulièrement si le système fonctionne sans interruption matérielle ou logicielle.
12. Après avoir terminé la mesure, terminer le programme et ramener les souris à leurs cages d'origine. Mesurer la quantité de restes de nourriture pour examiner l'apport alimentaire.
13. Le protocole détaillé pour la calorimétrie indirecte peut être trouvé dans une étude précédente⁹.

La figure 1 montre les analyses d'alimentation après 24 h de jeûne et la comparaison entre 1:1 et 2:1 jeûne intermittent. Une période de jeûne de 24 h a entraîné une réduction de 10 % du poids corporel, qui a été entièrement rétabli après 2 jours de réalimentation (figure 1A). Une période de jeûne de 24 h a induit l'hyperphagie au cours des 2 jours suivants de réalimentation (Figure 1B). Néanmoins, la comparaison de l'apport énergétique entre 1:1 le jeûne alternatif de jour et le jeûne intermittent 2:1 a indiqué que le 1 jour de la période de réalimentation dans 1:1 IF n'était pas suffisant (-80%) pour compenser la perte calorique par le jeûne, par rapport à l'état AL (Figure 1C). D'autre part, 99% de l'apport énergétique a été entièrement compensé pendant 2 jours de réalimentation en 2:1 IF. Ce régime permet d'examiner les effets de la FI isocalorique qui sont indépendantes de la différence d'apport calorique.

La figure 2 illustre une chronologie schématique pour les régimes isocaloriques 2:1 IF et PF. Pour minimiser les différences dans l'apport calorique, une observation faite dans le jeûne de jour alternatif^6,7, ce protocole a établi un nouveau régime DE FI comprenant des périodes de jeûne de 2 jours et des périodes de jeûne de 1 jour (2:1 IF)⁸, qui a permis l'examen des effets de santé de la FI isocalorique chez les souris sauvages-type. Cependant, chez les souris ob/ob, qui ont montré le comportement hyperphagique, 2:1 les souris ob/ob SI-traitées ont montré une réduction calorique de 21% d'apport, comparée aux souris ob/ob AL^15. Puisque ceci empêche une comparaison calorique-indépendante appropriée, un groupe de commande de PF qui a maintenu la même prise calorique que les souris ob/ob IF-traitées a été employé. En bref, la quantité totale de nourriture consommée pendant 2 jours d'alimentation chez les souris 2:1 IF ont été divisées également en trois quantités quotidiennes, puis fournies au groupe PF.

Pour un aperçu complet sur les résultats métaboliques de 2:1 IF, nous avons comparé les effets de l'AL, IF, et PF dans le poids corporel, la prise de nourriture et la composition du corps chez les souris de type sauvage et ob/ob sous régime normal (ND) et HFD. Par rapport à l'AL, le traitement par FI a entraîné une augmentation plus faible du poids corporel chez les souris WT alimentées par la ND et la HFD sans différences significatives dans l'apport alimentaire(figure 3A,B). L'analyse de la composition corporelle a révélé que la FI a spécifiquement réduit la masse grasse sans changement de masse maigre chez les souris de type sauvage (Figure 3C). Il est possible qu'une diminution légèrement, mais pas de façon significative, de l'apport énergétique accumulé sur 16 semaines du programme SI puisse entraîner une réduction du gain de poids corporel des animaux SI. Cependant, l'expérience de SI avec le régime d'alimentation de paire a confirmé que le gain de poids corporel diminué par IF n'était pas dû à la prise d'énergie altérée (figure 3D,E). Contrairement aux animaux de type sauvage, le poids corporel des souris ob/ob soumises à if (Ob-IF) était inférieur à celui des souris Ob-AL (Figure 3G). Ceci est dû à l'hyperphagie (alimentation excessive) des souris ob/ob, conduisant à légèrement plus élevé (21%) l'apport alimentaire chez les souris AL, par rapport aux animaux traités par IF (figure 3H). Par conséquent, pour examiner spécifiquement l'effet métabolique de IF d'une manière calorique-indépendante, un groupe de contrôle de paire-alimentation a été employé. Cependant, contrairement aux souris de type sauvage⁸, les souris Ob-PF étaient indiscernables par rapport aux souris Ob-IF en poids corporel et en composition corporelle¹⁵ (Figure 3I). Ces résultats suggèrent que la leptine soit probablement impliquée dans la réduction isocaloric de poids corporel IF-négociée chez les souris.

L'avantage métabolique principal conféré par si isocaloric est l'homéostasie améliorée de glucose. Comme le montre la figure 4A,B,C,D, hFD-IF souris ont montré une amélioration significative de l'homéostasie du glucose. GTT a montré que la glycémie est plus rapidement effacée chez les souris traitées par IF, tandis que l'ITT a révélé une sensibilité plus élevée à l'insuline chez les souris HFD-IF, par rapport aux souris HFD-AL ou HFD-PF. De façon inattendue, malgré les échecs de la réduction du poids à médiation IF, les animaux Ob-IF ont montré une amélioration significative de la manipulation du glucose avec de plus petites excursions de glucose dans GTT, par rapport aux souris Ob-PF (Figure 4E), tandis que la sensibilité à l'insuline était indiscernable entre les souris Ob-IF et Ob-PF (Figure 4F). Cette homéostasie améliorée de glucose chez les souris Ob-IF est probablement médiée par des augmentations du niveau plasmatique du peptide-1 de glucagon-comme (GLP-1) et de la sécrétion d'insuline glucose-stimulée (données non^{montrées) 15.} Dans l'ensemble, en utilisant ce protocole 2:1 IF et le contrôle approprié calorique-indépendant de PF, nous avons montré les avantages métaboliques de la FI isocaloric dans les souris sauvages-type et ob/ob.

L'un des effets métaboliques de la FI chez les souris de type sauvage est la consommation totale plus élevée d'O_2, utilisée pour estimer la dépense énergétique (figure 5A,B). Cette élévation dans la consommation d'O₂ n'a été trouvée que pendant la période d'alimentation chez les souris SI, mais pas la période de jeûne, par rapport aux souris AL. L'augmentation de la dépense énergétique a été largement médiée par la thermogenèse adipeuse, comme le brunissement des tissus adipeux blancs et l'activation du tissu adipeux brun (données non montrées)^8,16. La thermogenèse adipeuse à médiation FI expliquerait vraisemblablement comment les souris de type sauvage soumises à la FI ont montré le gain de poids corporel réduit sans différence dans la prise de nourriture, comparé aux souris d'AL. D'autre part, LA FI n'a pas réussi à augmenter la consommation d'O₂ chez les souris ob/ob (figure 5C-D),et a même conduit à une réduction de la dépense énergétique pendant la période de jeûne. Constamment, la thermogenèse adipeuse INDUITe par IF a été complètement supprimée chez les souris ob/ob (données non montrées). Ces données suggèrent une limitation possible de la FI car elle peut fonctionner différemment pour les personnes ayant des antécédents génétiques et environnementaux différents.

Figure 1 : Analyses d'alimentation après 24 h de jeûne et comparaison entre 1:1 et 2:1 IF. (A) Changements quotidiens de poids corporel des souris avant et après 24 h de jeûne (n ' 10). (B) Consommation quotidienne d'énergie avant et après 24 h de jeûne (n 5 cages; 2 souris par cage). (C) Comparaison de l'apport énergétique entre le jeûne de jour alternatif (c.-à-d.1 jour d'alimentation/1 jour de jeûne, 1:1 IF) et 2:1 jeûne intermittent (c.-à-d., alimentation de 2 jours/jeûne de 1 jour). Dans le régime 1:1 IF, seulement 80 % de l'apport alimentaire a été compensé au cours de la journée subséquente de réalimentation par rapport à l'apport alimentaire de plus de 2 jours d'alimentation. D'autre part, 99% de l'apport énergétique a été atteint lorsque 2 jours de réalimentation a été donnée, par rapport à celle de plus de 3 jours d'alimentation. Les données sont exprimées comme étant moyennes et SEM. Ce chiffre a été reproduit avec la permission de Kim et coll.⁸. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Illustration schématique du régime isocalorique 2:1 IF. Pour le contrôle du PF, la quantité de nourriture consommée pendant les 2 jours d'alimentation par les souris traitées par IF est divisée en trois portions égales, qui sont ensuite fournies quotidiennement aux souris PF au cours du cycle suivant. AL et ad libitum; PF et alimentation en couple. Une partie de ce chiffre a été reproduite avec la permission de Kim et coll.⁸. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : Comparaison des effets AL, IF et PF sur le poids corporel, l'apport alimentaire et la composition corporelle entre les souris de type sauvage et les souris ob/ob. (A,B,C) Poids corporel, apport alimentaire et composition corporelle chez les souris de type sauvage traitées par AL ou IF selon un régime alimentaire normal (ND) ou riche en graisses (HFD) pendant 16 semaines de régime IF. Les données sont exprimées en moyenne - SEM. (ND-AL: n '7; ND-IF: n '8; HFD-AL: n ' 7; et HFD-IF: n '8); ANOVA à sens unique ou bidirectionnel avec analyse post-hoc Student-Newman-Keuls; p 'lt; 0.01 vs. HFD-AL. (D,E,F) Poids corporel, prise de nourriture, et composition de corps dans PF contre les souris de SI alimentées avec le régime riche en graisses (HFD) pendant 12 semaines du régime de IF. (PF : n ' 6 et IF : n '6); test de t-testd'étudiant non apparié à deux queues; p lt; 0,05 vs. HFD-PF; NS - pas significatif. (G,H, I) Poids corporel, apport alimentaire et composition corporelle chez les souris ob/ob traitées par aL, PF ou IF traitées avec du chow normal (Ob-AL : n ' 4; Ob-PF: n '7; Ob-IF: n ' 6); Ob-AL vs. Ob-PF: p'lt; 0.05; Ob-AL vs. Ob-IF: 'p 'lt; 0.05; Ob-PF vs. Ob-IF. Les panneaux A-F ont été reproduits avec la permission de Kim et coll.⁸. Les panneaux G-I ont été reproduits avec la permission de Kim et coll.¹⁵. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4 : Amélioration de l'homéostasie du glucose par IF chez les souris de type sauvage et ob/ob. (A,B) Intraperitoneal GTT et ITT chez les souris de type sauvage HFD-AL et HFD-IF après 16 semaines de régime IF. L'enset montre la zone sous courbe (AUC); 0,05 vs HFD-AL. (C,D) GTT et ITT dans HFD-PF par rapport aux souris de type sauvage HFD-IF après 12 semaines de régime IF. L'enset montre AUC; 0,05 vs HFD-PF. (E,F) GTT et ITT en Ob-IF par rapport aux souris Ob-PF après 16 semaines de régime IF. L'enset montre AUC (lt p; 0.05 vs. Ob-PF). Les panneaux A-D ont été reproduits avec la permission de Kim et coll.⁸. Les panneaux E et F ont été reproduits avec la permission de Kim et coll.¹⁵. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5 : Analyse des dépenses énergétiques chez les souris de type sauvage et ob/ob traitées par IF. (A) Traces de consommation d'O₂ au cours d'un cycle de 2:1 IF chez les souris de type sauvage (c.-à-d. 1 jour de jeûne suivi de 2 jours d'alimentation). (B) Moyenne de la consommation d'O₂ par heure pendant le jeûne, l'alimentation, et un cycle de 2:1 IF. Les données sont exprimées en moyenne : SEM (HFD-AL : n - 6 ; et HFD-IF : n ' 12); p lt; 0,05 vs. HFD-AL. (C) O₂ traces de consommation de souris ob/ob au cours d'un cycle de 2:1 IF. (D) Moyenne de la consommation d'O₂ par heure pendant le jeûne, l'alimentation, et un cycle de 2:1 IF (Ob-PF: n ' 7; Ob-IF: n ' 6); p lt; 0,05 vs. Ob-PF. Le panneau B a été reproduit avec la permission de Kim et coll.⁸. Les panneaux C et D ont été reproduits avec la permission de Kim et coll.¹⁵. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Il a été bien documenté que la FI fournit des effets bénéfiques sur la santé sur diverses maladies chez les humains et les animaux^{8,15,16,17,18,19}. Ses mécanismes sous-jacents, tels que l'autophagie et le microbiome intestinal, ont récemment été élucidés. Le protocole présenté décrit un régime isocalorique 2:1 IF chez les souris pour étudier les avantages métaboliques calorie-indépendants de IF contre l'obésité diète-induite et le dysfonctionnement métabolique associé. Contrairement au protocole de jeûne de jour alternatif (1:1 IF) qui se traduit par une réduction de l'apport calorique global^6,7, fournissant 1 jour de plus de réalimentation dans le régime 2:1 IF permet le maintien d'une condition isocalorique chez les souris de type sauvage.

En outre, par rapport à 1:1 IF, le régime 2:1 IF peut réduire le stress ou la torpeur à médiation de jeûne possible chez les souris²⁰ et est également comparable à une méthode diététique populaire, le régime 5:2². Bien que ses effets n'aient pas été testés, le régime peut être modifié en fournissant des jours supplémentaires de réalimentation (p. ex., 3:1 ou 4:1 IF). En outre, ce protocole présenté peut être facilement ajusté à une échelle horaire appelée alimentation limitée dans le temps (TRF), dans laquelle l'accès à la nourriture est limité à 8 h par jour pendant la phase active²¹, qui est connu pour atteindre un régime alimentaire isocalorique et fournir des avantages métaboliques contre l'obésité induite par la DHH et le diabète^19,21,22.

Comme le montre l'analyse de l'alimentation (Figure 1B), le comportement hyperphagique immédiatement après 24 h de jeûne diminue progressivement chez les souris de type sauvage, ce qui permet si isocalorique. Cependant, cette condition isocalorique ne peut pas être atteinte chez les souris ob/ob, car elles manquent de satiété et de métabolisme énergétique à médiation de signalisation de leptine, conduisant à un phénotype hyperphagique continu^23,24. Par conséquent, avant d'effectuer une expérience SI, il est recommandé d'examiner le comportement d'alimentation du modèle de souris d'intérêt. Pour examiner les effets de la FI à l'aide d'un modèle de souris hyperphagique (p. ex., ob/ob, db/db, Sim1^-, MC4R^-/-)^24,25,26, comme décrit dans ce protocole, l'emploi d'un groupe d'alimentation par paires comme un contrôle expérimental isocalorique est important pour faire des comparaisons appropriées. Il nécessite également une planification minutieuse lors de l'essai d'un modèle de souris avec un phénotype hypophagique (par exemple, la mélanine contenant des souris KO hormone)²⁷.

Un facteur important à considérer pour les études DE FI est la température de logement, qui affecte divers paramètres physiologiques et comportementaux chez les souris. En particulier, l'exposition au froid (4 à 6 oC) augmente considérablement l'apport énergétique pour maintenir la température corporelle du noyau²⁸. En revanche, dans des conditions thermoneutres (30 oC) dans lesquelles le gain de chaleur est compensé par la perte de chaleur, la réduction de la consommation alimentaire est nettement réduite^{de 8}. En ce qui concerne les résultats métaboliques, l'exposition au froid induit la thermogenèse adipeuse, qui est entravée par l'état thermoneutre. Par conséquent, on s'attend à ce que la température de logement influence les phénotypes métaboliques de IF et le rapport approprié d'alimentation:jeûne pour réaliser si isocaloric.

En effet, il a été précédemment démontré que l'isocaloric 2:1 IF peut être réalisé dans des conditions thermoneutres, menant à la santé métabolique améliorée dans l'obésité diète-induite et le dysfonctionnement métabolique sans différences dans la prise de nourriture entre les groupes de IF et d'AL^8. Cependant, la FI isocalorique peut ne pas être réalisable avec le rapport 2:1 aux températures froides parce que les souris sous exposition au froid montreront un phénotype hyperphagique, qui mène à la sous-alimentation dans le groupe de SI. Puisque l'exposition au froid et l'exposition de SI montrent des résultats métaboliques et des mécanismes comparables (c.-à-d., thermogenèse adipeuse et homéostasie améliorée de glucose) qui aident à combattre l'obésité, il y a l'intérêt à combiner ces deux interventions pour maximiser l'impact métabolique. Par conséquent, pour tester correctement ceci, effectuer l'analyse d'alimentation avant d'exécuter une expérience de FI et en utilisant un groupe témoin de paire-alimentation sous l'exposition au froid sont recommandés.

D'autres facteurs qui peuvent potentiellement influer sur les résultats des études de FI incluent la densité de logement. Semblable à l'étude précédente, qui a montré la consommation réduite de nourriture dans les souris plus densément logées^29,les souris d'une cage de cinq ont consommé sensiblement moins de nourriture que ceux d'une cage de deux (résultats non publiés). En outre, il a été démontré que la densité du logement affecte de manière significative la température ambiante, car la température à l'intérieur d'une cage abritant cinq souris est de 1 à 2 oC plus élevée que celles qui abritent une à deux souris³⁰. Bien que cette étude ait conclu que la densité de logement n'a pas affecté de manière significative l'apport alimentaire (examiné pendant 5 semaines), dans une étude de FI durant 12-16 semaines, la température à l'intérieur de la cage affectée par la densité de logement peut toujours influencer la prise de nourriture et le métabolisme énergétique. Ensemble, il est important de garder le même nombre de souris logées dans une cage et de minimiser le changement du nombre par cage au cours d'une étude.

En résumé, ce rapport montre un protocole simple et reproductible pour l'essai isocaloric 2:1 IF chez les souris. Bien que l'étude actuelle se concentre sur les avantages métaboliques de la FI dans l'obésité induite par l'alimentation et le dysfonctionnement métabolique, il peut être facilement adapté pour étudier les effets protecteurs et thérapeutiques de la FI isocalorique contre d'autres conditions, telles que les maladies cardiovasculaires et les maladies neurologiques.

Les auteurs n'ont rien à révéler.

K.-H.K a reçu l'appui de la Fondation canadienne des maladies du cœur (G-18-0022213), de la Fondation J. P. Bickell et du Fonds de démarrage de l'Institut de cardiologie de l'Université d'Ottawa; H.-K.S. a reçu l'appui de subventions des Instituts de recherche en santé du Canada (PJT-162083), du boursier Reuben et Helene Dennis et du Prix de recherche sur le diabète de la Financière Sun Life pour la recherche sur le diabète du Banting and Best Diabetes Centre (BBDC) et des Sciences naturelles. et Le Conseil de recherches en génie (CRSNG) du Canada (RGPIN-2016-06610). R.Y.K. a reçu l'appui d'une bourse du Fonds de dotation pour la recherche en cardiologie de l'Université d'Ottawa. J.H.L. a reçu l'appui de la Bourse de doctorat du CRSN et de la Bourse d'études supérieures de l'Ontario. Y.O. a reçu le prix uOHI de deuxième cycle et la bourse d'études supérieures en sciences et technologie de la reine Elizabeth II.