We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

1. Preparación de las larvas <ol><li> Una semana antes de grabar el comportamiento, configure una cruz (mínimo de 25 vírgenes y 5 machos). Mantener todos los cruces y la progenie a 25 ° C. NOTA: La temperatura de las condiciones de cultivo puede ser alterado, pero tendría que ser ajustado para tener en cuenta los cambios en la velocidad del desarrollo de la línea de tiempo se describe a continuación. </li><li> 5 días antes de la grabación, a primera hora de la mañana, colocar la cruz en una jaula de recogida con una cápsula de agar / jugo y un lenguado (0,5-1 ml) de pasta de levadura en el centro de la tapa de agar / jugo. <ol><li> Para hacer una jaula de recogida, hacer agujeros en un 6 oz. polietileno cuadrada botella de Drosophila. </li><li> Para hacer que las tapas agar / jugo, mezclar 18 g de agar con 600 ml de agua en un matraz cónico. En un matraz de mezcla 20 g de sacarosa por separado con jugo de manzana 200 ml. Microondas hasta que los sólidos se disuelven. Combinar y agitar, permitiendo mezcla se enfríe a 60 ° C. Añadir 20 ml de 10% de metil-p-hidroxibenzoato de etanol al 95% y se agita. Añadir 7 ~ml a la media parte inferior de una placa de Petri redonda 35 x 10 mm. Permitir agar / jugo se solidifique durante 1 hora a RT. Almacenar a 4 ° C. </li><li> Para hacer la pasta de levadura, añadir partes iguales por volumen de levadura seca y el agua. Almacenar a 4 ° C. </li></ol></li><li> Comprobar el estado de las colecciones de larvas. <ol><li> Por la mañana, 4 y 3 días antes de la grabación, retire la tapa y coloque una tapa fresca en la jaula. Cambiar las tapas al mismo tiempo cada día para conseguir una colección de 24 horas de los huevos y larvas recién eclosionadas. </li><li> Después se retira cada tapa, examinarlo para ver cuántos huevos la cruz está sentando. Esperar entre 500-2.000 huevos. Ajustar el número de adultos, si es necesario. NOTA: Algunas huevos deberían haber eclosionado en larvas, y las larvas recién nacida se encuentran lejos de la pasta de levadura. </li><li> Envejecer cada tapa durante 24 horas. Volver a examinar la tapa para determinar si las larvas son saludables. NOTA: La mayoría de los huevos deben han eclosionado en larvas, y las larvas deberían haber metido en la ospasta de AST. Los signos de mala salud incluyen un gran número de huevos sin eclosionar, los cuerpos de larvas muertas de distancia de la pasta de levadura, y las larvas con importantes manchas oscuras en el abdomen, lo que indica una reacción inmune. Si las larvas no son saludables, cambiar la jaula, hacer tapas frescas / pasta de levadura, y comprobar el genotipo. </li><li> Desechar las viejas tapas. </li></ol></li><li> Recoger las larvas para las grabaciones de comportamiento. <ol><li> En ambos 2 y 1 día antes de la grabación, retire la tapa y reemplazar con una tapa fresca. </li><li> Etiqueta de cada tapa retirada y mantener a 25 ° C. Esto producirá una serie de etapas de larvas para las grabaciones de comportamiento. Las larvas recién nacidas de (0-4 hr después de la eclosión) a través de segundo instar (24-48 hr después de la eclosión) se puede utilizar en los canales. Guarde los casquillos para las grabaciones en días consecutivos. </li><li> Deseche todos los tapones después de 48 horas. </li><li> Si es necesario, repita los pasos 1.4.1-1.4.3 para un máximo de 5 d adicional. Después de que menos producen huevos fertilizados. </li></ol></li></ol><ol><li> Preparar el PDMS canal lineal (polidimetilsiloxano, un elastómero de silicona) molde de fundición (Figura 1A). PDMS moldes de fundición están disponibles en el laboratorio de Heckscher bajo petición. <ol><li> Limpiar el molde de fundición con alcohol isopropílico. Deje secar al aire, séquelo con toallitas de laboratorio, o usar aire comprimido. </li><li> Colocar el molde de colada en un Petri tapa 10 cm plato u otro recipiente. </li></ol></li><li> Preparar y verter solución de agarosa. <ol><li> Hacer una solución 3% de agarosa en agua (3 g en 100 ml) en el microondas hasta que esté completamente disuelto. </li><li> Enfriar a 55 ° C, lo que permite burbujas suban a la superficie. </li><li> Verter la mezcla de agarosa en la placa de Petri que contiene el molde de colada de manera que el molde quede cubierto. Deje conjunto de agarosa hasta que se solidifique. </li></ol></li><li> Quitar los canales de agarosa a partir del molde de fundición. Recortar los bordes del disco de agarosa con una hoja de afeitar. <ol><li> Ponga el canals en un plato de 10 cm Petri sumergido en agua. Se pueden conservar a 4 ° C durante 7 días. </li></ol></li></ol> 3. Carga de una larva en un canal de Comportamiento Registro NOTA: Si la memorización de canales a 4 ° C, permiten que los canales que alcanzara la temperatura ambiente antes de usar para la grabación del comportamiento. <ol><li> Utilice una hoja de afeitar limpia para cortar un único canal de los preparado en la Etapa 2 (Figura 2A). </li><li> Use un par de pinzas para colocar el canal ranurado de lado sobre un cubreobjetos de vidrio (Figura 2B). El tamaño y el grosor del cubreobjetos depende del alcance específico utilizado para la imagen. </li><li> Utilice unas pinzas finas para seleccionar una larva de la tapa de agar / jugo preparado en el Paso 1 y el lugar en el canal de corte (Figura 2C). <ol><li> No apriete la larva. Recogerlo suavemente con la punta del diente fórceps. También es posible manipular larva con un pincel con una punta fina. NOTA: Esto es importante ya que las larvas son muy sensitive al tacto. Si no se manejan con cuidado, las respuestas nociceptivas pueden dominar su comportamiento durante los primeros segundos del experimento. </li><li> Lavar las larvas sumergiendo brevemente en agua. </li><li> Después de colocar la larva en el canal de corte, utilice la punta del diente fórceps para burlarse suavemente la larva en el bosque de canal. NOTA: Para la mayoría de las aplicaciones de la anchura de la larva y la anchura del canal deben coincidir. La anchura media de larvas en diferentes etapas de desarrollo de la siguiente manera: 0 horas después de la eclosión - 140 micras, 24 horas después de la eclosión - 180 micras, 48 horas después de la eclosión - 320 micras, 72 horas después de la eclosión - 500 micras, 96 horas después de la eclosión - 750 micras 8. Los canales vienen en los siguientes anchos: 100, 150, 200, 250, y 300 micras, y todos los canales son 150 micras de profundidad. </li><li> Use la punta de un diente con fórceps o un pincel para ajustar la posición de la larva dentro del canal. Se puede orientarse en cualquier dirección: ventralarriba, abajo ventral, ventral a un lado, dependiendo de lo que es la estructura a explorar. </li></ol></li><li> Con unas pinzas, mueva suavemente sobre el canal de tal manera que la larva se encuentra ahora en la cubierta de vidrio. Coloque una o dos gotas de agua en los extremos del canal para que se llena de agua (Figura 2D). <ol><li> levantar suavemente los lados del canal para eliminar las burbujas de aire. </li><li> Ajustar la orientación de la larva. Para ello, empujar suavemente el canal pero no el vidrio de cubierta para rodar la larva. Si esto no cambia la orientación, retire la cubierta de vidrio y ajustar la posición de las larvas. La larva está listo para ser fotografiado. </li><li> Image el canal / cubreobjetos en un microscopio invertido. Si las imágenes en un microscopio vertical, sólo tiene que invertir el canal / cubreobjetos. </li></ol></li></ol> 4. Medir característica de interés en la grabación del Comportamiento <ol><li> Para una estructura de interés (por ejemplo, cola, CNS), mida una característica de interés (por ejemplo,, La intensidad de fluorescencia, la ubicación) con el tiempo. NOTA: Estructuras tales como la cabeza y la cola se pueden anotar manualmente. Por ejemplo, la cabeza puede ser identificado como que contiene ganchos de la boca en forma de H oscuros, y la cola puede ser identificado como que contiene spiricles traqueal posterior. Este documento se centra en el cordón nervioso. Utilice la línea de GAL4 neuronal elav-GAL4 para conducir un transgén UAS-MYR-GFP (elav&gt; GFP) 9,10 para etiquetar de manera fluorescente del sistema nervioso central (SNC). El SNC contiene dos lóbulos del cerebro anterior conectado al cable de nervio, que se extiende a la parte posterior (Figura 3). </li><li> Medir la intensidad de los píxeles de la cordón nervioso (f (NC)) en cada punto de tiempo (t). A continuación se describe un método manual de anotación, pero este paso podría ser automatizado. <ol><li> En Fiji (o software similar) en el menú &quot;Analizar&quot; utilizar el &quot;conjunto Mediciones ...&quot; cuadro de diálogo para informar el valor de gris medio y SLICposición e. </li><li> Extraer manualmente una caja en el centro del cordón nervioso en el primer fotograma de la película (Figura 3). Este paso también podría automatizarse con segmentación de imágenes y algoritmos de registro. </li><li> Utilice el comando &quot;medida&quot; en el menú &quot;Analizar&quot; para informar de la intensidad media de píxeles en la región en caja de interés. Esto genera una ventana &quot;Resultados&quot;. </li><li> En el siguiente cuadro, vuelva a colocar manualmente el cuadro sin cambiar el tamaño mediante el uso de las teclas de flecha. Utilice el comando &quot;medida&quot; de nuevo. Los resultados actualizados se muestran en la &quot;Resultados&quot; de la ventana. Repita este paso para cada trama de intereses. </li><li> Guarde los &quot;Resultados&quot; utilizando la opción &#39;Guardar como ...&#39; comando desde el menú Archivo. Los resultados se pueden exportar como un archivo .xls. </li></ol></li></ol> 5. Analizar las mediciones <ol><li> Normalizar cada f (NC) valor a un valor entre 0 y 1 (z (t) &lt;/ Em&gt;). <ol><li> En la hoja de cálculo (u otro programa), abra el archivo Results.xls. Este archivo tendrá dos columnas que representan número de cuadro y la intensidad media de fluorescencia. </li><li> Hacer una nueva columna y utilice la fórmula z (t) = f (NC [t]) -min (f [NC]) / max (f [NC]) -min (f [NC]) para generar un valor de fluorescencia normalizada correspondiente a cada punto de tiempo. </li></ol></li><li> Determinar el período de paso para cada paso en la grabación. NOTA: Un ciclo de zancada es la unidad de movimiento repetitivo de todo el cuerpo para adelante (y revertir) el rastreo. Por convención se inicia un delantero del paso grande (y termina) con el movimiento de avance de la cola, la cabeza, y otros órganos internos tales como el intestino o el sistema nervioso central 1. <ol><li> Inspeccionar manualmente la grabación del comportamiento y registrar los tiempos de iniciación (i) de cada paso (i (Stride Ciclo [n])). NOTA: En el siguiente ejemplo, el movimiento hacia adelantedel sistema nervioso central como se utilizó el inicio de un ciclo de paso (Figura 3). </li><li> Por cada paso que calcular el periodo: Δ t (ciclo de zancada) = i (Stride Ciclo [n + 1]) -i (Stride Ciclo [n]). </li></ol></li><li> Calcular el porcentaje de ciclo de zancada transcurrido para cada punto de la grabación del tiempo. <ol><li> Hacer una columna adicional en el archivo de hoja de cálculo que representa el tiempo transcurrido desde el inicio de un ciclo de paso (c). Tiempo establecido desde el inicio paso a cero al inicio de cada paso (c (Stride Ciclo [n]) = 0). Ajuste veces después de la iniciación en consecuencia. </li><li> Hacer una columna adicional en el archivo de hoja de cálculo que representa el ciclo ciento zancada transcurrido (ciclo de zancada%) Dividir tiempos ajustados por el período de zancada y se multiplica por 100 para convertir a porcentaje de ciclo de zancada transcurrido:. Ciclo% zancada = (c (Stride Ciclo [n] )) / (Δ t (Ciclo de zancada) * 100). </li></ol></li></ol> 6. Generar coordenadas polares Parcelas para representar dinámica de las estructuras de interés durante el ciclo de rastreo <ol><li> En MATLAB, utilice el diálogo &quot;Importar datos&quot; en la pestaña Inicio para importar el Results.xls actualizada. </li><li> Hacer una nueva matriz &quot;Theta&quot; valores del ciclo de zancada que contiene ciento (% ciclo de zancada). ( &quot;Theta = Var1&quot; donde Var1 representa ciclo de zancada%). </li><li> Hacer una nueva matriz &quot;Rho&quot; contiene los valores de fluorescencia normalizados (z (t)). ( &quot;Rho = Var2&quot; donde Var2 representa z (t)). </li><li> Utilice el comando &#39;PolarPlot&#39; para hacer de coordenadas polares parcelas con el ciclo ciento zancada como el ángulo, y la fluorescencia como el radio ( &quot;PolarPlot (Theta, Rho)&quot;). </li></ol>

<ol>
	<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism,+segment,+and+somatic+body+wall+musculature.">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li><li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation.">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).</li><li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+swimming+behavior:+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems.">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li><li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila.">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped(+)+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude.">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li><li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae.">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li><li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rover/Sitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development,+Food-Patch+Quality,+and+Starvation.">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+/+MAPK+Pathway.">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li><li>Chen, T. -. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The visual display of quantitative information. , (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Un dispositivo de microfluidos se construyó para hacer canales de agarosa lineales que pueden alojar las larvas de Drosophila (Figura 1). Cuando las larvas de Drosophila se colocan en estos canales de agarosa lineales su repertorio de comportamiento se limita a rastreo, que permite la observación detallada de la dinámica de estructuras de larvas durante el ciclo de rastreo. Una grabación exitosa ocurre cuando una larva de realizar una serie de pasos rítmicos (Figura 3). Si esto no ocurre, compruebe si hay obstáculos como una burbuja de aire en el canal, y comprobar el estado de la larva. Otro elemento importante de una grabación exitosa es que la larva se orienta de manera óptima para visualizar estructuras de interés. Si la larva no está orientada correctamente, o si la larva se arrastra fuera del canal, basta con quitar el cubreobjetos y volver a montar la larva. En nuestra experiencia, ~ 20% de las larvas montado inicialmente rendimiento excelentes grabaciones de comportamiento Without ajuste. En el pasado, se tomaron mediciones de la posición de las estructuras de las larvas como el gancho de la boca, el intestino, y segmentos abdominales durante el rastreo comportamiento. Para visualizar el movimiento de estas estructuras durante el ciclo de paso de rastreo, se generaron de coordenadas diagramas polares. En este trabajo, se midió la intensidad de fluorescencia del cordón nervioso y coordinar diagramas polares utiliza para visualizar la dinámica de fluorescencia a lo largo del ciclo de paso el rastreo (Figura 4). Hay varias ventajas a la representación de los datos en coordenadas polares parcelas: elimina de marcha lenta como una variable, se puede resumir datos de muchos animales y muchos pasos, y que permite la visualización de las dos tendencias generales y la variación en los datos 11. En particular, es posible medir la dinámica de cualquier estructura de marcado con fluorescencia de interés. En principio, este análisis es aplicable a cualquier tipo de seguimiento de los cambios dinámicos que se produce en un ciclo de rastreo. </p&gt; Hay una amplia gama de aplicaciones de los métodos descritos en el presente documento. En el pasado, los canales de agarosa lineales se han utilizado para registrar el comportamiento de las larvas en el organismo entero, segmento y musculares individuales niveles 1. Estos datos mostraron que las larvas de utilizar un mecanismo de &quot;visceral-efecto pistón&quot; tanto para avance y retroceso que se arrastra, y permitieron que el mecanismo neuromuscular conducción directa e inversa se arrastra por determinar 1. En el futuro, los investigadores pueden utilizar para estudiar los canales de rastreo en diferentes fondos genéticos. Además, debe ser posible utilizar canales para analizar la actividad de las neuronas de larvas utilizando imágenes de calcio durante el rastreo. Esto debería conducir a la comprensión de los cuales neuronas se disparan en fase con los movimientos particulares del ciclo de rastreo. Por último, no hay ninguna razón por la que los canales deben seguir el diseño lineal presentado en este documento; el uso de canales de diferentes dimensiones, sin duda, ayudar a responder a una variety de pregunta sobre Drosophila locomoción de las larvas y de control del motor como un todo.

El objetivo general de este método es el estudio de Drosophila rastreo de larvas en detalle. Los experimentos sobre la locomoción han jugado un papel importante en el desarrollo y prueba las teorías sobre el control del motor 2. Tradicionalmente se ha estudiado la locomoción de los animales acuáticos (por ejemplo, sanguijuela, lamprea, renacuajo) 3. La naturaleza repetitiva de la locomoción en estos animales ha permitido el estudio de rhythmogenesis, para el análisis de los eventos biofísicos locomoción de conducción, y para el seguimiento de los patrones de activación neural que acompañan a la locomoción. El uso de las larvas de Drosophila para los estudios de locomoción presenta una combinación única de ventajas sobre otros sistemas de modelos: genética Facile, desarrollo bien caracterizado, un cuerpo que es ópticamente claro en estadios primero y segundo, y una reconstrucción microscópico electrónico de transmisión en curso de la entera 4-6 sistema nervioso. Sin embargo, Drosophila larval locoel movimiento en superficies planas abiertas es algo complejo que incluye pausas, giros y meandros arrastra 7. Esta publicación presenta un método para utilizar canales de agarosa lineales para guiar el comportamiento locomotor Drosophila larvas de tal manera que las larvas Realizar sostenida, el comportamiento de rastreo rítmica recta. El estudio de comportamiento de las larvas de Drosophila en los canales de agarosa, en lugar de comportamiento en superficies planas abiertas, tiene varias ventajas. En primer lugar, permite a los investigadores para seleccionar específicamente el comportamiento de rastreo de los muchos movimientos que forman parte del repertorio del comportamiento de las larvas. En segundo lugar, mediante el ajuste de la anchura del canal en comparación con el tamaño del cuerpo de las larvas, la velocidad de rastreo se puede ajustar. En tercer lugar, los canales permiten la larva a ser vista desde dorsal, ventral, o en el lado lateral en función de cómo se carga el larva y orientada dentro del canal. Esta versatilidad en la orientación de las larvas permite que cualquier estructura de interés que estar continuamente visibles durante el rastreo. Cuarto,canales son susceptibles para su uso con una amplia variedad de microscopios y objetivos. Por ejemplo, los canales lineales pueden ser utilizados para formación de imágenes de baja resolución en estereoscopios de campo brillante y / o de imágenes de alta resolución en la hilatura de discos microscopios confocales 1. En quinto lugar, este método se puede utilizar en combinación con manipulaciones neuronales optogenética / thermogenetic en cualquier fondo genético. Por último, debido a que tanto el cuerpo de las larvas (en estadios primera y segunda) y los canales de agarosa son ópticamente claro, los canales se pueden utilizar en el estudio de los movimientos dinámicos, o cambios en la intensidad de fluorescencia de las estructuras de larvas etiquetados por sondas fluorescentes codificadas genéticamente. El método descrito es apropiado para estudios detallados de cinemáticas primera y segunda instar Drosophila comportamiento de las larvas. Esta publicación analiza los cambios dinámicos en la intensidad fluorescente de la CNS durante el rastreo larval hacia adelante para demostrar el uso de los canales y como un precursor de neuRonal imágenes de calcio.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="643">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">6 oz square Drosophila bottle</td>
			<td style="width:101px;">Scimart</td>
			<td style="width:119px;">DR-103</td>
			<td style="width:212px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agar</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">A1296</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">sucrose</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">apple juice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>not from concentrate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Tegosept</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>T2300</td>
			<td>methyl-p-hydroxybenzoate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">35 x 10 mm round petri dish</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td align="right">351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">baker&#39;s yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">PDMS casting mold</td>
			<td style="width:101px;">FlowJem</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>can be requested from authors</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">A417-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">laboratory wipes</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">06-666-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">canned air</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">18-431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">10 cm petri dish</td>
			<td style="width:101px;">BioPioneer</td>
			<td style="width:119px;">GS82-1473-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agarose</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-444-176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">razor blade</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">forceps</td>
			<td style="width:101px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">11241-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">22 x 40 cover glass, #1.5</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-365-605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Fiji (version 1.51d)</td>
			<td style="width:101px;">NIH</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>fiji.sc</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Excel 2016</td>
			<td style="width:101px;">Microsoft</td>
			<td></td>
			<td>www.microsoftstore.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">MATLAB R2016</td>
			<td style="width:101px;">Mathworks</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>www.mathworks.com</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

Drosophila rastreo de las larvas se está convirtiendo en un poderoso modelo para estudiar el control neural de la conducta sensoriomotriz. Sin embargo, el comportamiento de rastreo de larvas en las superficies planas abiertas es complejo, incluyendo: hacer una pausa, girando, y meandros. Esta complejidad en el repertorio de movimiento dificulta el análisis detallado de los acontecimientos que ocurren durante un solo ciclo de rastreo zancada. Para superar este obstáculo, se hicieron canales de agarosa lineales que limitan el comportamiento de las larvas al sostenida, arrastre de la recta, rítmica. En principio, porque los canales de agarosa y el cuerpo de la larva de Drosophila son tanto ópticamente transparente, el movimiento de las estructuras de larvas marcadas por las sondas fluorescentes codificadas genéticamente se puede controlar en, las larvas se mueven libremente intacta. En el pasado, las larvas se colocaron en canales lineales y arrastrándose a nivel de todo el organismo, segmento, y el músculo se analizaron 1. En el futuro, las larvas que se arrastra en los canales se puede utilizar para imágenes de calcio para controlar neurola actividad final. Además, estos métodos se pueden utilizar con larvas de cualquier genotipo y con cualquier canal investigador-diseñado. Así, el protocolo se presenta a continuación es ampliamente aplicable para los estudios que utilizan la larva de Drosophila como un modelo para comprender el control motor.

Este artículo describe un método para guiar el comportamiento de las larvas de Drosophila utilizando canales de agarosa y para medir la dinámica de estructuras de larvas en un ciclo de rastreo. Las larvas en los canales lineales realizar combates sostenidos de rastreo rítmica (Figura 3). Debido a que tanto las larvas y los canales son ópticamente claro, los canales se pueden utilizar con larvas expresar sondas fluorescentes expresados ​​en cualquier estructura de interés. Registramos larvas que expresan GFP en todas las neuronas (elav-Gal4 / +; UAS-MYR-GFP / +) y un seguimiento de los cambios dinámicos en la intensidad de fluorescencia en el cordón nervioso durante el ciclo de rastreo. Se demuestra que el SNC se mueve hacia adelante casi al mismo tiempo que la cabeza y la cola de larvas (Figura 4A-B). Como una onda de contracción muscular pasa a lo largo del eje del cuerpo, el sistema nervioso central se mueve dentro y fuera del plano de foco haciendo que la fluorescencia del cordón nervioso de cambiar (Figura 4). Para cuantificar Chan<html> GES en la intensidad de fluorescencia cordón nervioso durante varios avances en varios animales que representan los datos en una parcela de coordenadas polares (Figura 4C). Trazado de los datos sobre parcelas de coordenadas polares muestra que la dinámica de la fluorescencia cordón nervioso durante el ciclo de paso sigue un patrón reproducible. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig1.jpg" /> Figura 1: Diseño de canales lineales para guiar el comportamiento de las larvas de Drosophila de arrastre (A) El diseño del dispositivo de microfluidos utilizado para hacer canales de agarosa lineales se muestra.. Las anchuras de los canales en este dispositivo varían desde 100 hasta 300 micras en incrementos de 50 m. La profundidad es de 150 micras. (B) A Drosophila larva se carga en un canal de agarosa. Una vista dorsal se muestra con anterior (cabeza) a la derecha. Barra de escala = 200 micras.4892 / 54892fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig2.jpg" /> Figura 2:. Diagrama que ilustra Cómo cargar una larva en un canal Ver sección del protocolo 3 para más detalles <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig3.jpg" /> Figura 3:. Un marcado con fluorescencia Drosophila Larva Realiza sostenido, rítmica, de arrastre lineal cuando se coloca en un canal de agarosa A la izquierda, una vista esquemática de una larva que expresan GFP en todas las neuronas se muestra (elav&gt; GFP). Una caja muestra la región en la intensidad de fluorescencia del cordón nervioso (distingue por sumorfología alargada) se puede medir. A la derecha es un ejemplo de una larva que se arrastra a través de un canal a intervalos de un segundo. Una vista dorsal se muestra con hasta anterior. Las flechas indican el inicio de un paso. Barra de escala = 200 micras. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig4.jpg" /> Figura 4: Dinámica de los cambios de fluorescencia en el cordón nervioso lo largo del ciclo de rastreo se presentan en Coordenadas Polares Solares (A) Un diagrama de un solo paso.. Los porcentajes se refieren al porcentaje de ciclo de zancada completado. Por convención movimiento hacia delante de la cola, la cabeza y los órganos internos tales como el sistema nervioso central marca el inicio de un paso (o 0% de ciclo de zancada). Tenga en cuenta que el CNS (blanco) se mueve hacia adelante y hacia atrás, así como arriba y abajo. Un lado view se muestra con anterior a la derecha. (B) A quimógrafo muestra el movimiento de la cabeza, cola, y CNS. Tenga en cuenta que la intensidad de fluorescencia del cordón nervioso durante el ciclo de paso es dinámica. (C) A coordenadas polares gráfica muestra los cambios dinámicos en la intensidad de fluorescencia normalizada de la cordón nervioso durante el ciclo de paso. Cada punto representa una intensidad de fluorescencia normalizada de una sola larva en un solo punto de tiempo (n = 3 larvas, 3 pasos cada uno). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig4large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

La larva de Drosophila es un sistema poderoso modelo para estudiar el control neural de la conducta. Esta publicación describe el uso de canales lineales de agarosa para provocar combates sostenidos de rastreo y métodos lineales para cuantificar la dinámica de las estructuras de larvas durante el rastreo comportamiento repetitivo.

Uso de los canales lineales de agarosa para estudiar<em&gt; Drosophila</em&gt; Comportamiento de las larvas de arrastre

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.3K vistas.  University of Chicago.  La larva de Drosophila es un sistema poderoso modelo para estudiar el control neural de la conducta. Esta publicación describe el uso de canales lineales de agarosa para provocar combates sostenidos de rastreo y métodos lineales para cuantificar la dinámica de las estructuras de larvas durante el rastreo comportamiento repetitivo. 

Video: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

Láser microdisección de captura de Drosophila Neuronas periféricas

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

La visualización de larvas Nervios segmentarios en 3 Rd Instar Drosophila Preparación de larvas

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Análisis morfológico de Drosophila Larvas dendritas neurona sensorial periférica y axones Con mosaicos genéticos

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

La disección e inmunohistoquímica de larva, pupa y adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

Imágenes en vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larvales neuroblastos

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their worlds when trying to understand their behavior and ecology. Sensitivity to the ultraviolet spectrum (UV; 300 - 400 nm) is found across multiple genera of birds, fish, reptiles, amphibians, and even mammals. This protocol describes a technique for examining organisms for the presence of UV-reflecting structures and a method for testing whether these cues are used as social signals in the context of mate choice. A spectrophotometer is used to detect the presence of UV reflectance and variation in reflective intensity between individuals and sexes. An example of this technique is presented in which a dichotomous mate choice test exposes sexually receptive individuals to opposite sex individuals whose visual appearance can be manipulated by filters that either transmit full spectrum or block UV wavelengths. This system allowed for the determination that female, but not male, sailfin mollies (Poecilia latipinna) were using UV markings as part of their mating decisions. These types of studies serve to expand our knowledge of the range of organisms that utilize UV and provide insight into how UV plays a role in their lives.

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

This protocol outlines the use of spectrophotometry to detect ultraviolet-reflecting structures on organisms (in this example, the sailfin molly Poecilia latipinna) and describes dichotomous choice tests for fish that allow inferences to be made on the role of ultraviolet cues during mate selection.

Los ensayos para detectar estructuras que refleja los rayos UV y determinar su importancia en la selección del compañero usando el Sailfin Molly<em&gt; Poecilia Poeci</em

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...