We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

애벌레 1. 준비 <ol><li> 일주일 행동을 기록하기 전에, 크로스 (25 처녀 5 남성의 최소)을 설정합니다. 25 ° C에서 모든 십자가와 자손을 유지한다. 주 : 배양 조건의 온도가 변경 될 수 있지만, 후술하는 타임 라인이 개발 속도의 변화를 고려하여 조절 될 필요가있다. </li><li> 오일 아침에 제일 먼저 녹음하기 전에, 한천 / 주스 캡과 한천 / 주스 캡의 중심에 효모 페이스트의 소량 (0.5 ml)로 수집 케이지에 십자가를 배치합니다. <ol><li> 컬렉션 케이지를 확인하려면 6온스에 구멍을 찌를. 광장 폴리에틸렌 초파리 병입니다. </li><li> , 한천 / 주스 캡을 원뿔형 플라스크에 600 ml의 물과 한천 18g을 혼합합니다. 200 ml의 사과 주스와 별도의 플라스크 믹스 20g 자당합니다. 고체 때까지 전자 레인지 용해된다. 혼합물을 60 ℃로 냉각 할 수 있도록 결합하고 교반한다. 95 % 에탄올 20 ml의 10 % 메틸 -p- 디 하이드 록시 벤조 에이트를 추가하고 약동하십시오. 추가 ~ 735 X 10mm 라운드 페트리 접시의 바닥 절반 ml의. 한천 / 주스 실온에서 1 시간 동안 응고하도록 허용합니다. 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 효모 페이스트을 볼륨 드라이 이스트와 물에 의해 동일한 부품을 추가합니다. 4 ℃에서 보관하십시오. </li></ol></li><li> 애벌레 컬렉션의 상태를 확인합니다. <ol><li> 아침에, 4 3 일 녹화 전에 캡을 제거하고 케이지에 신선한 캡을 배치합니다. 24 시간 계란의 수집 및 부화 유충을 얻기 위해 매일 같은 시간에 캡을 변경합니다. </li><li> 각각의 캡이 제거 된 후, 크로스 누워 얼마나 계란 참조하여 검토한다. 500 ~ 2,000 개의 알을 기대합니다. 필요한 경우, 성인의 수를 조정합니다. 주 : 몇 알이 유충으로 부화해야하고, 새로 부화 된 유충이 떨어져 효모 페이스트에서 발견됩니다. </li><li> 24 시간 동안 각각의 캡을 나이. 애벌레 건강 여부를 결정하기 위해 뚜껑을 다시 검토한다. 주 : 대부분의 알이 유충으로 부화해야하며, 유충은 너희로 크롤링해야AST 페이스트. 건강이 좋지의 징후는 면역 반응을 나타내는 복부에 상당한 어두운 패치와 깐 계란의 많은 수의, 멀리 효모 붙여 넣기에서 죽은 애벌레의 몸과 애벌레를 포함한다. 애벌레가 건강에 해로운 경우, 케이지를 변경 신선한 모자 / 효모 붙여 넣기를 확인하고 유전자형을 확인합니다. </li><li> 기존의 캡을 폐기하십시오. </li></ol></li><li> 행동 레코딩을위한 애벌레를 수집합니다. <ol><li> 녹화 전에 모두 2 일일에서, 캡을 제거하고 신선한 캡으로 교체합니다. </li><li> 각각의 제거 캡 레이블을 25 ° C로 유지합니다. 이 행동 레코딩을위한 유충의 단계적 시리즈를 생성합니다. 두 번째 령 (24 ~ 48 시간의 부화)을 통해 (0-4 시간의 부화) 새로 부화에서 애벌레는 채널에서 사용할 수 있습니다. 일 연속에 레코딩을위한 모자를 저장합니다. </li><li> 48 시간 후 모두 대문자를 폐기하십시오. </li><li> 필요한 경우, 최대 5 추가 일 동안 1.4.1-1.4.3 단계를 반복합니다. 그 적은 후 수정란이 생성된다. </li></ol></li></ol><ol><li> 선형 채널 PDMS (폴리 디메틸 실록산, 실리콘 엘라스토머) 주형 (도 1a)를 준비한다. 금형 주조 PDMS는 요청시 Heckscher 실험실에서 사용할 수 있습니다. <ol><li> 이소 프로필 알코올로 주조 금형을 청소합니다. 공기 건조, 소량 실험실 와이프 건조 또는 통조림 공기를 사용합니다. </li><li> 10cm의 페트리 접시 뚜껑 또는 다른 용기에 주조 금형을 놓습니다. </li></ol></li><li> 준비하고 아가로 오스 솔루션을 붓는다. <ol><li> 완전히 용해 될 때까지은 전자 레인지로 물에 3 % 아가로 오스 용액 (100 ㎖ 3 g)을 확인합니다. </li><li> 55 ° C로 냉각, 기포가 표면으로 상승 할 수. </li><li> 몰드 막 피복되도록 주형을 함유하는 페트리 접시로 오스 혼합물을 붓는다. 응고 될 때까지 아가로 오스 세트를 보자. </li></ol></li><li> 주형에서 아가로 오스 채널을 제거합니다. 면도날 아가 디스크의 가장자리 트림. <ol><li> 채널을 넣어물에 침지 10cm 페트리 접시에의. 이들은 7 일 동안 4 ℃에서 유지 될 수있다. </li></ol></li></ol> 기록 동작에 채널에 애벌레로드 (3) 참고 : 4 ° C에서 채널을 저장하는 경우, 채널 행동 기록을 위해 사용하기 전에 실온에 올 수 있습니다. <ol><li> 2 단계 (그림 2A)에서 제조 한 것과 하나의 채널을 잘라 깨끗한 면도날을 사용합니다. </li><li> 유리 커버 슬립 (그림 2B)에 채널 홈 측 업을 배치 포셉 한 쌍을 사용합니다. 커버 슬립의 크기와 두께가 촬상에 사용 된 특정의 범위에 따라 달라진다. </li><li> 1 단계에서 제조 된 한천 / 주스 캡에서 유충을 선택하고 절단 된 채널 (그림 2C)에 배치하는 미세 집게를 사용합니다. <ol><li> 유충을 짜내하지 마십시오. 겸자 타인의 끝으로 가볍게을 선택합니다. 좋은 점과 붓으로 유충을 조작 할 수있다. 참고 :이 중요하다 애벌레로 매우 센있다터치 sitive. 이들은 취급에주의하지 않으면, 통각 반응 실험의 처음 몇 초 동안 그 동작을 지배하는 것이다. </li><li> 간단히 물을 잠수하여 유충을 씻으십시오. </li><li> 절단 된 채널에 유충을 배치 한 후, 부드럽게 채널 숲에 유충을 애타게 겸자 타인의 팁을 사용합니다. 참고 : 대부분의 응용 프로그램 유충의 폭과 채널의 폭이 일치해야합니다. 개발의 다른 단계에서 유충의 평균 폭은 다음과 같습니다 : 0 시간의 부화 - 140 μm의, 24 시간 부화 - 180 μm의, 48 시간의 부화 - 320 μm의, 72 시간의 부화 - 500 μm의 96 시간의 부화 - 750 μm의 8. 다음 폭 올 채널 : 100, 150, 200, 250, 300 μm의 모든 채널은 150 ㎛의 깊이이다. </li><li> 채널 내의 유충의 위치를 ​​조정하는 셉 타인 또는 붓의 끝 부분을 사용합니다. 그것은 어떤 방향으로 배향 될 수있다 : 복부업, 복부 아래 복부 한쪽은, 어떤 구조에 따라서 묘화한다. </li></ol></li><li> 집게를 사용하여 부드럽게 유충 커버 유리 지금되도록 통해 채널 플립. 그것을 물 (도 2D)를 채우도록 채널의 단부에 물을 한두 방울을 놓는다. <ol><li> 부드럽게 공기 방울을 제거하기 위해 채널의 측면을 들어 올립니다. </li><li> 유충의 방향을 조정합니다. 이렇게하려면 부드럽게 채널이 아닌 유충을 롤 커버 유리를 슬쩍 찌르다. 이 방향을 변경하지 않는 경우, 커버 유리를 제거하고 유충의 위치를 ​​조정한다. 유충은 몇 군데 준비가되어 있습니다. </li><li> 이미지 채널 / 거꾸로 현미경에 coverslip에. 직립 현미경 촬상 경우 단순히 채널 / 커버 슬립을 반전. </li></ol></li></ol> 행동 기록에 대한 관심 4. 측정 기능 <ol><li> 관심의 구조 (예, 꼬리, CNS)가 관심의 기능을 측정 (예 :시간이 지남에, 형광 강도, 위치). 참고 사항 : 머리와 꼬리 등의 구조는 수동으로 주석 할 수있다. 예를 들어, 헤드 어두운 H 형 입 고리를 함유하는 것으로 확인 될 수 있고, 꼬리 후방 spiricles 기관을 포함하는 것으로 식별 될 수있다. 이 논문은 신경 코드에 초점을 맞추고있다. 형광 중추 신경계 (CNS)를 레이블하는 UAS-MYR-GFP 유전자 (elav&gt; GFP) 9,10를 구동하기 위해 신경 GAL4 라인 elav-GAL4를 사용합니다. 중추 신경계는 후방 (그림 3) 확장 신경 코드에 부착이 앞쪽 뇌 로브가 포함되어 있습니다. </li><li> 각 시점 (t)에서의 신경 코드 (F (NC))의 화소 강도를 측정한다. 아래 수동 주석 방법을 설명하지만,이 공정은 자동화 될 수있다. <ol><li> &#39;분석&#39;메뉴에서 피지 (또는 유사한 소프트웨어)에서 평균 회색 값과 SLIC를보고 &quot;세트 측정 ...&quot;대화 상자를 사용하여전자 위치입니다. </li><li> 수동 동영상 (도 3)의 첫 번째 프레임에 신경 코드의 중앙에 박스를 그리는. 이 단계는 또한 이미지 분할 및 등록 알고리즘을 자동화 할 수 있습니다. </li><li> 관심의 박스 영역의 평균 픽셀 강도를보고 &#39;분석&#39;메뉴에있는 &quot;측정&quot;명령을 사용하십시오. 이것은 &quot;결과&quot;창을 생성합니다. </li><li> 다음 프레임에서, 수동 화살표 키를 사용하여 크기를 변경하지 않고 위치를 상자. 다시 &quot;측정&quot;명령을 사용하십시오. 업데이트 된 결과는 &quot;결과&quot;창에 표시됩니다. 관심의 각 프레임에 대해이 단계를 반복합니다. </li><li> 파일 메뉴에서 상기 사용 &quot;결과&quot; &#39;다른 이름으로 저장 ...&#39;명령을 저장합니다. 결과는 .xls 파일로 내보낼 수 있습니다. </li></ol></li></ol> 5. 측정 분석 <ol><li> &lt;0과 1 (Z (t 사이의 값 (NC) 값)마다 F 정상화/ EM&gt;). <ol><li> 스프레드 시트 (또는 다른 프로그램)에서 Results.xls 파일을 엽니 다. 이 파일은 프레임 수와 평균 형광 강도를 나타내는 두 개의 열이있을 것이다. </li><li> 새 열을 확인하고 ([NC]를 F) 정규화 된 형광 값을 생성하는 식 Z (t) = F (NC [t])라는 우수한 성능을 나타내었다 (F [NC]) / 최대 (F [NC])라는 우수한 성능을 나타내었다를 사용 각 시점에 대응. </li></ol></li><li> 기록의 각 걸음의 보폭 기간을 결정합니다. 참고 : 보폭주기 앞으로에 대한 반복적 인 전신 운동의 단위이다 (그리고 역) 크롤링. 관례 등의 장 또는 CNS 1과 꼬리, 머리 및 기타 내부 장기의 전진과 함께 앞으로 보폭 시작 (및 종료). <ol><li> 수동으로 각 스트라이드의 개시 시간 (i)를 기록하는 행동을 조사하고 기록 (I (보폭 사이클 [N])). 참고 : 아래의 예에서, 전진중추 신경계의 스트라이드 사이클의 시작은 (도 3)으로 사용 하였다. </li><li> 각 보폭을 위해 기간 계산 : Δ의 t (보폭주기) = I (보폭주기 [N + 1]) -i (보폭주기 [N]). </li></ol></li><li> 기록의 각 시점에 대한 경과 스트라이드 사이클의 비율을 계산한다. <ol><li> 스트라이드 사이클 (c)의 개시부터 경과 시간을 나타내는 스프레드 시트 파일에 추가 열을 만든다. 설정 시간 각 걸음의 시작에서 0으로 보폭 개시 이후 (C (보폭주기 [N]) = 0). 이에 따라 개시 후 시간을 조정합니다. </li><li> . 경과 %의 보폭 사이클 (% 보폭 사이클) 경과 나타내는 스프레드 시트 파일에 추가 열을 확인 보폭 기간에 의해 조정 된 시간을 나누고 보폭주기의 비율로 변환 100을 곱 % 보폭주기 = (C (보폭주기 [N] )) / (Δ의 t (보폭주기) * 100). </li></ol></li></ol> 6. 극 크롤링주기에 걸쳐 관심의 구조 역학을 대표하는 플롯 좌표 생성 <ol><li> MATLAB에서, 업데이트 된 Results.xls을 가져 홈 탭의 &#39;데이터 가져 오기&#39;대화 상자를 사용합니다. </li><li> 확인 새로운 배열 &quot;시타&quot;를 포함 %의 보폭주기 값 (% 보폭주기). (VAR1는 % 보폭주기를 나타낸다 &quot;세타 = VAR1&quot;). </li><li> 새로운 배열 &quot;의 Rho는&quot;표준화 된 형광 값 (Z (t))를 포함합니다. (변수 2를 대입 할 때 변수가 Z (t을 나타냅니다 &quot;의 Rho = 변수 2를 대입 할 때 변수&quot;)). </li><li> 각도와 퍼센트 보폭주기 및 반경 ( &quot;polarplot (세타,의 Rho)&quot;)과 형광 극좌표 플롯을 만들기 위해 &#39;polarplot&#39;명령을 사용하십시오. </li></ol>

<ol>
	<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism,+segment,+and+somatic+body+wall+musculature.">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li><li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation.">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).</li><li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+swimming+behavior:+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems.">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li><li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila.">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped(+)+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude.">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li><li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae.">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li><li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rover/Sitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development,+Food-Patch+Quality,+and+Starvation.">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+/+MAPK+Pathway.">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li><li>Chen, T. -. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The visual display of quantitative information. , (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

미세 유체 장치는 초파리 유충을 수용 할 수있는 선형 아가로 오스 채널 (그림 1)을 만들기 위해 지어졌다. 초파리 애벌레 이러한 선형 아가로 오스 채널에 배치되면 자신의 행동 레퍼토리는 크롤링 사이클에 애벌레 구조의 역학에 대한 자세한 관찰을 허용하는 크롤링 제한됩니다. 유충 (그림 3) 리듬 발전의 시리즈를 수행 할 때 성공적인 녹화가 발생합니다. 이것이 발생하지 않는다면, 상기 채널에 기포 등의 장애물에 대해 확인하고, 유충의 상태를 확인한다. 성공적인 기록의 또 다른 중요한 요소는 유충 관심 구조를 시각화하기 위해 최적으로 배향되어 있다는 점이다. 유충의 방향이 올바르게되어 있지 않은 경우 유충이 채널에서 크롤링하는 경우 또는, 단순히 커버 슬립을 제거하고 유충을 다시 마운트합니다. 우리의 경험에 의하면, ~ 유충의 20 %는 초기에 수율이 우수한 행동 녹음을 장착 without 조정. 과거에는 측정이 그런 행동을 크롤링하는 동안 입 후크, 창자, 복부 세그먼트로 애벌레 구조의 위치의 촬영 하였다. 크롤링 스트라이드 사이클에 이들 구조의 운동을 가시화하기 위해, 극좌표 플롯을 생성 하였다. 본 논문에서는 신경 코드의 형광 강도를 측정하고, 극좌표 그래프는 크롤링 보폭주기 (그림 4)을 통해 형광의 역학을 시각화하는 데 사용됩니다. 극좌표 그래프의 데이터를 나타내는 몇 가지 장점이있다 : 그것은 변수 크롤링 속도 없어, 많은 동물 많은 진보의 데이터를 요약 할 수 있으며, 전체적인 경향 및 데이터 (11)의 변동 양자의 시각화를 허용한다. 특히, 이는 관심있는 형광 표지 된 구조의 역학을 측정 할 수있다. 원칙적으로, 이러한 분석은 탐색주기 동안 발생하는 동적 인 변화를 임의의 유형의 추적에 적용 가능하다. </P&gt; 이 문서에 설명 된 방법에 대한 응용 프로그램의 다양한 있습니다. 과거에는 선형 아가 채널은 전체 유기체 세그먼트 개별 근육 레벨 1 애벌레 행동을 기록하는 데 사용되어왔다. 이러한 데이터는 애벌레가 앞으로 모두에게 &quot;내장-pistoning&quot;메커니즘을 사용하여 크롤링 역 것으로 나타났다, 그들은 신경 근육 메커니즘은 앞으로 모두를 구동 1을 결정하는 크롤링 역있었습니다. 앞으로 연구팀은 서로 다른 유전 적 배경에 크롤링 공부 채널을 사용할 수 있습니다. 또한, 크롤 동안 칼슘 이미징을 사용 유생 뉴런의 활성을 분석하기 위해 채널을 사용하는 것이 가능해야한다. 이 신경 세포는 크롤링주기의 특정 움직임과 단계에서 발생하는 이해로 이어질 것이다. 마지막으로, 채널이 논문에서 제시 한 선형 디자인을 따라야합니다 이유가 없다; 서로 다른 크기와 채널을 사용하는 것은 의심의 여지 var에 대답 도움이되지 않습니다전체 초파리 애벌레 운동 및 모터 제어에 대한 질문에 iety.

이 방법의 전반적인 목표는 세부에서 초파리 애벌레 크롤링을 연구하는 것입니다. 운동 실험 개발 및 모터 제어 이론 2 테스트에서 중요한 역할을 해왔다. 전통적으로 운동은 수생 동물 (예를 들어, 거머리, 칠성 장어, 올챙이) 3에서 연구되어왔다. 이러한 동물의 운동의 반복적 인 특성은 운동 구동 생물 물리학 이벤트 분석 및 운동에 수반 신경 소성 패턴 모니터링, rhythmogenesis 연구 허용했다. 용이 한 유전 특성이 잘 개발, 제 1 및 제 2 령기에서 광학적으로 투명 인 몸 전체의 진행을 투과형 전자 현미경 재구성 : 운동의 연구 초파리 유충의 사용은 다른 모델 시스템에 비해 이점의 독특한 조합을 제공한다 신경계 4-6. 그러나, 초파리 애벌레로 코평면 오픈 표면에 운동은, 일시 정지를 포함하는 다소 복잡한 회전 및 사행 7을 크롤링합니다. 이 공보는 유충이 직선 리듬 크롤링 동작을 유지하도록 실시합니다 초파리 유충의 전위의 동작을 안내하는 리니어 아가 채널을 사용하는 방법을 제시한다. 대신 평면 오픈 표면에 행동, 아가로 오스 채널에서 초파리 유충의 행동을 연구, 몇 가지 장점이 있습니다. 첫째, 연구자들은 특히 애벌레 행동 레퍼토리의 일부인 많은 운동에서 동작을 크롤링 선택할 수 있습니다. 둘째, 유충의 신체 크기에 비해, 채널의 폭을 조정함으로써, 기어 속도를 조정할 수있다. 셋째, 채널 유충 유충로드 및 상기 채널 내에서 배향되는 방식에 따라 지느러미, 복부 또는 측면으로부터 볼 수 있도록 허용한다. 관심의 구조를 크롤링하는 동안 지속적으로 표시하는 애벌레 방향이 다재 다능 한 수 있습니다. 네번째,채널 현미경 목적의 다양한 사용하기위한 의무이다. 예를 들어, 선형 채널 / 또는 스피닝 디스크 공 초점 현미경 (1)의 고해상도 영상 및 밝은 필드 stereoscopes에서 저해상도 영상에 사용될 수있다. 다섯째, 이러한 방법은 임의의 유전 적 배경 optogenetic / thermogenetic 신경 조작과 함께 사용될 수있다. 제 (제 1 및 제 2 령충에서) 애벌레의 몸과 아가로 오스 채널 모두 광학적으로 투명하기 때문에 유전자 인코딩 된 형광 프로브에 의해 표시 애벌레 구조의 형광 강도의 동적 움직임, 또는 변화를 연구 할 때 마지막으로, 채널을 사용할 수있다. 기재된 방법은 제 1 및 제 2 령 유충 초파리 동작의 상세한 학적 연구에 적합하다. 이 출판물은 채널의 사용을 설명하기위한 순방향 유생 크롤링 동안 CNS의 형광 강도의 동적 변화를 분석하여 전구체 NEU 할RONAL 칼슘 이미징.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="643">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">6 oz square Drosophila bottle</td>
			<td style="width:101px;">Scimart</td>
			<td style="width:119px;">DR-103</td>
			<td style="width:212px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agar</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">A1296</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">sucrose</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">apple juice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>not from concentrate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Tegosept</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>T2300</td>
			<td>methyl-p-hydroxybenzoate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">35 x 10 mm round petri dish</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td align="right">351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">baker&#39;s yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">PDMS casting mold</td>
			<td style="width:101px;">FlowJem</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>can be requested from authors</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">A417-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">laboratory wipes</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">06-666-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">canned air</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">18-431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">10 cm petri dish</td>
			<td style="width:101px;">BioPioneer</td>
			<td style="width:119px;">GS82-1473-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agarose</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-444-176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">razor blade</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">forceps</td>
			<td style="width:101px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">11241-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">22 x 40 cover glass, #1.5</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-365-605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Fiji (version 1.51d)</td>
			<td style="width:101px;">NIH</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>fiji.sc</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Excel 2016</td>
			<td style="width:101px;">Microsoft</td>
			<td></td>
			<td>www.microsoftstore.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">MATLAB R2016</td>
			<td style="width:101px;">Mathworks</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>www.mathworks.com</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

초파리 애벌레 크롤링는 감각 운동 행동의 신경 제어를 연구하는 강력한 모델로 부상하고있다. , 일시 중지 전환 및 사행 : 그러나, 평면 오픈 표면에 애벌레 크롤링 동작을 포함하여 복잡하다. 운동의 레퍼토리에서 이러한 복잡성은 단일 크롤링 보폭주기 동안 발생하는 이벤트의 상세한 분석을 방해한다. 이 장애물을 극복하기 위해, 선형 아가로 오스 채널은 직선, 유지, 리듬 크롤링에 애벌레 행동에 제약을가 하였다. 아가 채널 초파리 애벌레 본체 모두 광학적으로 투명하기 때문에 원리 적으로, 유전자 코드에 의해 표지 된 형광 프로브 유생 구조의 움직임을 그대로 자유롭게 움직이는 유충으로 모니터링 할 수있다. 과거에는, 유충은 선형 채널에 배치하고, 전체 유기체 세그먼트 레벨 크롤링 근육 1을 분석 하였다. 앞으로 채널에서 크롤 유충 신경을 모니터링 칼슘 이미징에 사용될 수최종 활동. 더욱이, 이러한 방법은 어떤 유전자형의 유충 및 연구원 설계된 채널로 사용될 수있다. 따라서 아래 제시된 프로토콜은 모터 제어를 이해하는 모델로서 초파리 유충을 사용하여 연구에 널리 적용 할 수있다.

이 문서를 이용하여 아가로 오스 채널 초파리 애벌레 동작을 안내하고, 탐색 사이클 동안 유생 구조 역학을 측정하는 방법을 설명한다. 선형 채널에서 애벌레는 리듬 크롤링 (그림 3)의 지속적인 관찰을 수행합니다. 애벌레와 채널 모두 광학적으로 투명하기 때문에, 채널이 유충이 관심있는 임의의 구조로 표현 된 형광 프로브를 발현에 사용될 수있다. 우리는 (elav-GAL4 / +, UAS - MYR - GFP / +) 모든 뉴런에 GFP를 표현 애벌레를 기록 크롤링 사이클에 신경 코드에서 형광 강도의 동적 변화를 모니터링. 우리는 CNS는 애벌레 머리와 꼬리 (그림 4A-B)로 앞으로 거의 같은 시간을 이동하는 것을 보여줍니다. 근육 수축의 물결이 본체 축 방향으로 통과 할 때, CNS가 이동하고 초점 평면으로부터 (도 4) 변화 신경 코드의 형광을하게한다. 찬 정량화하기<html> 여러 동물에서 여러 진보를위한 신경 코드 형광 강도 GES 우리는 극좌표 플롯 (도 4C) 상에 데이터를 표시. 극좌표 플롯의 데이터를 플로팅하면 보폭 사이클에 신경 코드 형광의 역학이 재현 패턴을 따르는 것을 알 수있다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig1.jpg" /> 그림 1 : 선형 채널의 디자인은 초파리 애벌레 크롤링 동작을 안내하기 (A) 선형 아가로 오스 채널을 만들기 위해 사용되는 미세 유체 장치의 설계가 표시됩니다.. 이 장치의 채널 폭은 50 μm의 단위로 100 ~ 300 μm의 다릅니다. 깊이가 150㎛이다. (B) 초파리 유충은 아가 채널로 로딩된다. 지느러미보기는 오른쪽 전방 (헤드)로 표시됩니다. 스케일 바 = 200 μm의.4892 / 54892fig1large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig2.jpg" /> 그림 2 :. 채널에 애벌레를로드하는 방식을 나타낸 다이어그램 자세한 내용은 프로토콜 부 (3)를 참조하십시오 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig3.jpg" /> 그림 3 :. 아가로 오스 채널에서에 배치 할 때 찬란 표지 초파리 유충이, 리듬, 선형 크롤링을 지속 무를은 (elav&gt; GFP)이 표시됩니다 모든 뉴런에 GFP를 표현하는 애벌레의 개략을 떠났습니다. 상자가 신경 코드의 형광 강도 (구별 영역을 보여주고 그연장 된 형태)를 측정 할 수있다. 오른쪽 일초 간격으로 채널을 통해 크롤 링 애벌레의 예입니다. 지느러미보기는 전방까지 함께 표시됩니다. 화살표는 걸음의 시작을 나타냅니다. 스케일 바 = 200 μm의. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54892/54892fig4.jpg" /> 그림 4 : 크롤링주기 동안 신경 코드에서 형광 변화의 역 동성이 플롯 좌표 극에 발표된다 (A) 하나의 보폭의 다이어그램.. 백분율이 완료 보폭주기의 퍼센트를 참조하십시오. 꼬리 머리와 같은 CNS 내부 장기의 협약 전진함으로써 스트라이드 (스트라이드 또는 사이클 0 %)의 시작을 표시한다. 중추 신경계 (흰색)이 상하뿐만 아니라 앞뒤로 이동합니다. 측면은 경쟁w는 오른쪽 앞쪽으로 도시되어있다. (B)는 kymograph 머리, 꼬리 및 CNS의 이동을 나타낸다. 스트라이드 사이클 동안 신경 코드의 형광 강도가 동적 있습니다. (C)를 극좌표 플롯은 보폭 사이클에 신경 코드의 표준화 된 형광 강도의 역동적 인 변화를 보여줍니다. 각 점은 단일 시점 (N = 3 유충, 세 걸음마다)에서 하나의 유충의 정규화 된 형광 강도를 나타냅니다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54892/54892fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

초파리 유충 행동의 신경 제어를 연구하는 강력한 모델 시스템입니다. 이 책은 반복 크롤링 동작 중에 애벌레 구조의 역 동성을 정량화하는 선형 크롤링 및 방법의 지속적인 관찰을 유도하는 선형 아가로 오스 채널의 사용을 설명합니다.

선형 아가로 오스 채널을 사용하여 공부하기<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 크롤링 동작

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

using-linear-agarose-channels-to-study-drosophila-larval-crawling

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.3K 조회수.  University of Chicago.  초파리 유충 행동의 신경 제어를 연구하는 강력한 모델 시스템입니다. 이 책은 반복 크롤링 동작 중에 애벌레 구조의 역 동성을 정량화하는 선형 크롤링 및 방법의 지속적인 관찰을 유도하는 선형 아가로 오스 채널의 사용을 설명합니다. 

비디오: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

의 레이저 캡처 Microdissection Drosophila 주변 뉴런

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

3 애벌레 Segmental 신경의 시각화 차 Instar Drosophila 애벌레 준비

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

의 형태학의 분석 Drosophila</em유전 모자이크 사용하기> 애벌레 주변 감각 신경 세포의 Dendrites 및 Axons

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

분석의 방법 Drosophila 행동

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

애벌레의, Pupal 및 성인의 해부 및 Immunohistochemistry<em&gt; Drosophila</em&gt; 망막

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

먹이 찾아 돌아다 행동에 대한 단일 비행 분석에<em&gt; 초파리</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their worlds when trying to understand their behavior and ecology. Sensitivity to the ultraviolet spectrum (UV; 300 - 400 nm) is found across multiple genera of birds, fish, reptiles, amphibians, and even mammals. This protocol describes a technique for examining organisms for the presence of UV-reflecting structures and a method for testing whether these cues are used as social signals in the context of mate choice. A spectrophotometer is used to detect the presence of UV reflectance and variation in reflective intensity between individuals and sexes. An example of this technique is presented in which a dichotomous mate choice test exposes sexually receptive individuals to opposite sex individuals whose visual appearance can be manipulated by filters that either transmit full spectrum or block UV wavelengths. This system allowed for the determination that female, but not male, sailfin mollies (Poecilia latipinna) were using UV markings as part of their mating decisions. These types of studies serve to expand our knowledge of the range of organisms that utilize UV and provide insight into how UV plays a role in their lives.

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

This protocol outlines the use of spectrophotometry to detect ultraviolet-reflecting structures on organisms (in this example, the sailfin molly Poecilia latipinna) and describes dichotomous choice tests for fish that allow inferences to be made on the role of ultraviolet cues during mate selection.

분석은 UV 반사 구조를 검색 및 SailFin을 몰리를 사용하여 메이트 환경 설정에서 자신의 중요성을 확인하는 방법<em&gt; Poecilia latipinna</em

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

사용 보상 추구 행동의 변화를 측정하는 간단한 방법<em&gt; 노랑 초파리</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...