Métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de los peces en acuarios

Se describen una serie de métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de peces en acuarios. Estos son protocolos útiles para la recolección de peces utilizando buceo, el transporte de peces vivos y la observación del comportamiento reproductivo de los peces capturados en el medio silvestre en acuarios.

Las observaciones de cría en cautividad son valiosas para revelar aspectos del comportamiento de los peces y la ecología cuando las investigaciones de campo continuas son imposibles. Aquí se describen una serie de técnicas básicas que permiten observar el comportamiento reproductivo de un pez gobií capturado en el medio silvestre, como modelo, mantenido en un acuario. El método se centra en tres pasos: recolección, transporte y observaciones de la ecología reproductiva de un generador de sustratos. Los aspectos esenciales de la recolección y transporte de peces vivos son: (1) prevenir lesiones al pez, y (2) aclimatación cuidadosa al acuario. Prevención de daños a través de heridas como arañazos o un cambio repentino de la presión del agua es imprescindible cuando se recogen peces vivos, ya que cualquier daño físico es probable que afecten negativamente a la supervivencia y posterior comportamiento de los peces. La aclimatación cuidadosa al acuario disminuye la incidencia de la muerte y mitiga el choque del transporte. Las observaciones durante la cría en cautividad incluyen (1) la identificación de individuos(2) vigilando los huevos desovados sin efectos negativos para los peces u huevos, permitiendo así una investigación detallada de la ecología reproductiva de las especies estudiadas. La inyección subcutánea de una etiqueta de elastómero de implante visible (VIE) es un método preciso para la identificación posterior de peces individuales, y se puede utilizar con un amplio rango de peces, con mínima influencia en su supervivencia y comportamiento. Si la especie de estudio es un generador de sustrato que deposita huevos adhesivos, un sitio de anidación artificial construido a partir de tubería de cloruro de polivinilo (PVC) con la adición de una lámina impermeable desmontable facilitará el conteo y monitoreo de los huevos, disminuyendo la influencia del investigador en el nido Y el comportamiento de vigilancia de los huevos de los peces. Aunque este método básico conlleva técnicas que rara vez se mencionan en detalle en artículos de investigación, son fundamentales para llevar a cabo experimentos que requieren la crianza en cautividad de un pez silvestre.

Espectacular evolución adaptativa es evidente en la morfología, la ecología y el comportamiento de los peces [ ^1] . Especialmente, las características ecológicas relacionadas con la reproducción son especialmente diversas, y la mayoría de ellas pueden ser influenciadas directamente por la aptitud individual ² . Para obtener una visión de las presiones selectivas que han llevado a la evolución de características únicas en diferentes especies de peces, la observación directa de los comportamientos reproductivos y sociales utilizando peces vivos es a menudo beneficioso para sustentar hipótesis teóricas.

Sin embargo, las observaciones de campo continuas de los peces pueden requerir equipos submarinos especializados e instalaciones que son difíciles de mantener. En estos casos, las observaciones de los peces silvestres capturados en acuarios pueden ser útiles ^{3 , 4 , 5} . Además, las observaciones eficientes de los comportamientos de peces que son raras o difícilesUlt para observar en condiciones naturales puede ser posible mediante la manipulación de experimentos en acuarios ^{6 , 7 , 8} . La crianza de peces en buenas condiciones al minimizar el estrés artificial y el daño físico es fundamental para realizar investigaciones ecológicas precisas.

El gobio pigmeo Trimma marinae alcanza una longitud total de 23-25 ​​mm y se distribuye en el Océano Pacífico occidental, donde se encuentra en bahías tranquilas y protegidas, a profundidades de 9-26 m ⁹ . En este trabajo, T. marinae se utiliza como modelo para describir una serie de técnicas básicas para la recolección de peces utilizando el aparato autónomo de respiración subacuática (SCUBA), el transporte de peces y la eventual aclimatación de los peces a acuarios para observación directa Del comportamiento reproductivo y de la ecología de la especie estudiada.

1. Recolección y transporte de peces vivos

NOTA: Este protocolo describe cómo recolectar peces que poseen una vejiga gástrica, desde una profundidad de ≥ 15 m hasta la superficie. El transporte rápido a la superficie inducirá la expansión de la vejiga de gas por un cambio de presión, que puede dañar gravemente o matar a los peces. La precaución está garantizada, ya que el daño causado al pez durante este primer paso afectará negativamente a su supervivencia y comportamiento posterior.

1. Antes de bucear con SCUBA, recoja los siguientes materiales: una red de mano adecuada para capturar las especies objetivo bajo el agua; Bolsas de polietileno dobles que son lo suficientemente grandes para los peces; Bandas de goma (ø 80 mm x 6 mm); Un cilindro de oxígeno para inflar las bolsas de recogida en la superficie; El Elbagin, que es un antimicrobiano comprende 10% de nifurstyrenate de sodio; Una caja de espuma de poliestireno en la que colocar las bolsas de recogida; Pipetas; Y, si es necesario (véase el paso 1.4), una cuerda con una longitudEquivalente a la profundidad máxima de buceo, así como un peso de al menos 2 kg.
2. Recoger las especies de peces objetivo usando una red de mano mientras bucea; Mientras todavía bajo el agua, coloque el pescado capturado en una bolsa de polietileno y atar la boca de la bolsa con un rubberband. Si se tarda ≥ 1 día para transportar el pez a un acuario, también se debe preservar el agua del hábitat natural en otras bolsas, que se utilizarán para renovar el agua de mantenimiento de los peces.
   NOTA: Por seguridad, las tareas bajo el agua deben ser trabajadas por al menos dos personas.
3. Superficie desde el punto de recogida con las bolsas de pescado a una velocidad de no más de 1 m / min: mientras que a una profundidad de 10 m o más, detener la subida de 1 - 5 min cada 2 m; Y desde una profundidad de 10 m hasta el tope superficial durante 1 - 5 min cada 1 m. Cuando los peces capturados son incapaces de mantener su flotabilidad en la bolsa ( es decir , si flotan con una vejiga de gas expandida mientras todavía tratan de nadar hacia el fondo), o bien mantener la misma profundidad durante 1 - 5 min oEscalar a 1 - 2 m más profundo. Una vez que los peces parecen recuperar su flotabilidad, retomar el ascenso a la superficie.
   NOTA: Si existe la posibilidad de que el aire en el tanque SCUBA se agote durante el ascenso, sujete una cuerda a la bolsa de polietileno y coloque un peso ≥ 2 kg; Después de que el operador subacuático haya ascendido con seguridad, tire de éste hasta la superficie a las mismas velocidades estipuladas arriba.
4. En la playa o en el barco, disuelva 10 ppm de Elbagin en el agua de cada bolsa de polietileno después de la superficie.
   NOTA: Aunque algunos peces pueden no ser capaces de mantener su flotabilidad justo después de ser llevados a la superficie, se puede esperar que la mayoría se recuperen en un día.
5. Si la densidad de pescado en una bolsa de recogida es alta, divida el pescado entre más bolsas para evitar que se dañen entre sí al frotarse entre sí durante el transporte. Si el pez es una especie agresiva, divídalos individualmente entre bolsas.
6. Inflar la bolsa de recogida con oxígeno y volver a sellar la boca de la bolsa usando rUbberbands Al introducir el oxígeno en la bolsa, baje la boquilla en el agua de la bolsa para aumentar el contenido de oxígeno disuelto; La bolsa completamente expandida debe estar 1/4 llena con agua.
7. Mantenga las bolsas de recogida de pescado en una caja de espuma de poliestireno, para mantener una temperatura estable del agua y disminuir el estrés del pescado en condiciones de oscuridad.
8. Si tarda ≥1 día en transportar el pez a un acuario, una vez al día cambia 1/4 a 1/3 del agua en cada bolsa de mantenimiento de peces, usando agua retenida del hábitat al que se le ha agregado 10 ppm de Elbagin , Y reembalar cada uno con oxígeno. Cada día, eliminar los peces muertos y excretas en el fondo con la mano de la red o una pipeta.
   NOTA: Si el transporte del avión está involucrado, espere al menos 1 día para aclimatar el pescado a la presión de aire en la superficie antes del transporte porque dos pasos de cambio de presión (desde el agua hasta la superficie y la superficie hasta el aire superior) pueden afectar negativamente La supervivencia de los peces. I>

2. Aclimatación de los peces a un acuario

1. Flotar la bolsa que contiene los peces en un acuario durante 30 minutos para igualar la temperatura del agua.
2. Durante un período de 10 minutos, intercambie el agua de la bolsa con agua del acuario para evitar choques causados ​​por una repentina diferencia en la química del agua ( por ejemplo , pH, salinidad).
   NOTA: Un pez que se convierte en choque por una gran diferencia en la química del agua puede mostrar un cambio anormal en el color del cuerpo y / o el comportamiento. Monitoree esto cuidadosamente durante la aclimatación.
3. Disolver 10 ppm de Elbagin en el agua del acuario.
4. A partir de entonces, una vez al día durante 3 días, renovar 1/3 del agua del acuario, habiendo añadido 10 ppm de Elbagin al agua de reemplazo.
5. Por último, comenzar a eliminar el Elbagin mediante el intercambio de la mitad del agua del acuario una vez al día, hasta que el color se desvanece.

3. Inyección de una etiqueta de elastómero de implante visible (VIE) para identificar peces individuales

1. Determine la posición de la inyección y el color de la etiqueta para cada individuo. La opción más segura es elegir un punto de inyección en la parte dorsal muscular gruesa o caudal del cuerpo, y evitar inyectarlo en el abdomen donde los órganos internos pueden ser perforados.
   NOTA: En la Figura 1 se describe un sistema de numeración: si la especie de estudio es suficientemente grande para inyección en 8 posiciones posibles, este sistema permitirá la identificación de 154 individuos usando un solo color. Diez colores de etiquetas VIE están disponibles comercialmente. Elija el color distinguible basado en el color del cuerpo de los peces.
2. Para los peces que son más pequeños de lo que se puede mantener en la mano, prepare una tabla quirúrgica de la siguiente manera (véase también Kinkel et al ¹³ ) ( Figura 2 ).
   1. Cortar una esponja blanda de 5 cm de L x 5 cm de ancho y que sea al menos 5-10 mm más baja que la altura de una placa de Petri.
   2. Cortar un surco en la esponja de aproximadamente 5 - 10 mm de profundidad, y ajustar su anchura a la de la anchura aproximada del cuerpo del pez. Cortar el tablero de cloruro de polivinilo (PVC) (0,3 mm de espesor) a 5 cm L x 5 cm W, y doblarlo en un pliegue de valle (o en forma de M).
   3. Coloque la placa de PVC acanalada en la parte superior de la esponja acanalada y luego coloque la esponja en la placa de Petri (ø 160 mm, 30 mm de profundidad). Utilice agua del tanque de recuperación para llenar la placa de Petri hasta que la placa de PVC se sumerja adecuadamente.
3. Prepare las etiquetas VIE de acuerdo con el manual de marcado VIE. Mezclar los materiales elastómeros y añadir la mezcla a la solución de 3 ml syriNge con aguja de calibre 29, tal como se incluye en el kit.
4. Prepare dos tanques de agua para usar mientras se realizan las inyecciones de etiqueta: una para la anestesia y otra para la recuperación; Ajustar la temperatura y la concentración de salinidad de estos para que coincida con el agua en el acuario de cría. Use una bomba de aire con una piedra de aire para hacer circular suavemente el agua en el tanque de recuperación.
5. Preparar un líquido de anestesia mezclando 2-metilquinolina con un volumen igual de 99,5% de etanol; Agregue esto al tanque de anestesia para lograr una concentración de 18 ppm.
   NOTA: La concentración óptima del líquido anestésico dependerá de la especie y tamaño corporal de los individuos. Por lo tanto, examinar la concentración óptima para las especies de estudio con antelación.
6. Transferir el pescado individual al tanque de anestesia y permitir que se anestesie: es decir, esperar hasta que los peces no reaccionen a ser tocados o a las vibraciones del agua cuando el exterior del tanque es aprovechado. A medida que el color del cuerpo cambia cuando es anesthetiZed en muchos peces, también monitorear cuidadosamente el color del cuerpo y juzgar si el pescado es anestesiado de sus cambios. Debido a que existe la posibilidad de que los peces salten del tanque de anestesia, manténgalo cubierto con una tabla de acrílico transparente, al menos hasta que los peces comiencen a moverse lentamente.
   NOTA: Ajuste el tiempo necesario para anestesiar y / o ajustar la concentración del líquido anestésico, dependiendo de la especie de estudio y su tamaño corporal. Si el movimiento del opérculo es detenido por la anestesia, el pez estará en alto riesgo de muerte.
7. Como los peces se debilitan si su cuerpo se calienta, mantener los dedos en el agua relativamente fría mientras anestesia el pez.
8. Levantar un pez del tanque de anestesia y medirlo rápidamente o registrar los datos necesarios (longitud total, sexo, etc ). Si un pez parece recuperarse durante la medición, devuélvalo inmediatamente al tanque de anestesia.
9. Transferir el pescado a una mesa quirúrgica. Coloque el lado ventral del pez hacia abajo en tRanura de PVC. Si el tamaño del cuerpo es muy pequeño, utilice un microscopio binocular mientras hace la inyección. Si la especie del estudio es lo suficientemente grande como para sujetarla en una mano, inyecte la etiqueta VIE mientras está siendo retenida.
10. Coloque el lado biselado de la aguja hacia el exterior y apunte hacia la cabeza del pez. Inserte la aguja subcutáneamente, más o menos paralela al cuerpo, y lo más cerca posible de debajo de la piel como sea posible. Ajuste la profundidad de inserción dependiendo del tamaño del cuerpo del pez y la facilidad para ver finalmente la etiqueta.
11. Inyectar la etiqueta VIE mientras retira la aguja y detener la inyección antes de que el bisel de la aguja alcance el punto de entrada de la aguja (esto será fácil de discernir si se inyecta la etiqueta en un área relativamente amplia).
12. Al completar la inyección de la etiqueta, transferir inmediatamente el pescado al tanque de recuperación. Si la recuperación parece demasiado lenta, haga circular suavemente el agua a mano.
13. Después de la recuperación, devolver los peces al acuario de cría y continuar agregando 10 ppm de ElBagin al agua por 3 días.
    NOTA: En condiciones de baja visibilidad para etiquetas VIE, la luz filtrada UVA facilitará el reconocimiento de las etiquetas.

4. Recuento de los huevos adhesivos demersales

1. Para crear un nido de desove artificial en el que los peces pueden depositar huevos adhesivos, cortar un tubo de PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm de largo) por la mitad, perpendicular al diámetro.
   NOTA: El tamaño de tubería anterior es adecuado para desovar el relativamente pequeño goby T. marinae . Por lo tanto, ajustar el tamaño y la forma del tubo de PVC como es apropiado para las especies de estudio.
2. Imprima una rejilla de 5 mm x 5 mm sobre una lámina impermeable y recórtela para ajustarla al área interior de la tubería de PVC.
3. Fijar la lámina impermeable al interior de la tubería de PVC con una banda elástica.
   NOTA: Si es difícil para las hembras pegar huevos en la lámina impermeable, y los huevos caen de la hoja, haga la hoja texturizada con papel de lija.
4. Cubra el fondo del acuario con una capa de arena, 1- 2 cm de espesor. Inserte aproximadamente un tercio del tubo de PVC oblicuamente en la arena, con el lado fijo hacia abajo.
5. Después del desove exitoso por los peces, retire la hoja con la masa de huevo de la tubería de PVC y colóquela en una placa de Petri con agua de acuario. Fijar una nueva hoja dentro de la tubería de PVC y colocar esto en la parte inferior del acuario. Finalmente, cuente los huevos fotografiando la masa del huevo.
   1. Por otra parte, si las observaciones del cuidado parental de los huevos deben ser emprendidas después del desove, tenga cuidado de no sacar los huevos del agua. Por el contrario, use una placa de Petri para recoger los huevos y la hoja junto con el agua del acuario, fotografiar la masa de huevo rápidamente, y luego reafijar cuidadosamente la hoja con la masa de huevo de nuevo en el mismo tubo de PVC antes de volver a su posición original en el Parte inferior del acuario. Finalmente, cuente los huevos usando la imagen.
6. Cuente los huevos usando ImageJ ( Figura 3 ). Estos métodos de conteo de células, automáticos y manuales, se explican en detalle a continuación: Recuento básico de células (La Universidad de Chicago, Integrated Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Análisis de Partículas (http://imagej.net/Particle_Analysis); Contador de celdas (https://imagej.net/Cell_Counter).
   1. De lo contrario, si los huevos son depositados densamente, estimar el número de huevos mediante el cálculo de la relación área-densidad: contar los huevos en una cuadrícula impresa de 5 x 5 mm ² para calcular la densidad de huevos, medir la superficie que se cubre con huevos ImageJ, Y estimar el número total de huevos por encima de la densidad por unidad y superficie. El método de medición del área superficial anterior por ImageJ se explica a continuación: Establecer la escala ... (Research Services Branch, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Explica cómo definir la escala espacial de la imagen; Uso de ImageJ para medir el área de superficie (Keene State college, AcademicTecnología, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/).
      NOTA: Si los huevos son transparentes, la hoja impermeable negra es más adecuada para el método de recuento automático porque ImageJ puede reconocer el contorno de los huevos individualmente.

Siguiendo los métodos anteriores, se recogieron 41, 15 y 96 individuos de T. marinae en abril de 2014, 2015 y 2016, respectivamente, en la costa de Amami Oshima, Prefectura de Kagoshima, Japón ( Tabla 1 ). En cada caso, 25 (61%), 14 (93%) y 91 (95%) individuos vivieron hasta depositar huevos en un acuario. Como se informó en Fukuda et al . ³ , sólo un pez murió antes del final del período de observación en 2014, y el desove de los peces, de otro modo, parecía comenzar 7 días después de capturado, mostrando que los individuos estaban siendo criados en buenas condiciones.

Las etiquetas VIE fueron visibles y permitió la identificación de los individuos, incluso en este pequeño tamaño de los peces ( Figura 4A , 4B ]. Una fotografía de huevos depositados sobre una lámina impermeable se muestra en la figura 4C , demostrando queEran lo suficientemente visibles para ser contados. Después de que fue retirado y fotografiado, la hoja fue devuelta a su lugar anterior en el acuario, y el macho de anidación inmediatamente continuó cuidado paternal ( Figura 4D ).

En conjunto, estas técnicas pueden emplearse en experimentos dirigidos a registrar las interacciones sociales y el éxito reproductivo de todos los peces individuales criados. Específicamente, Fukuda et al. ³ investigaron la ecología reproductiva de T. marinae en acuarios usando los métodos anteriores. Los resultados demostraron una correlación positiva entre la fecundidad femenina y el tamaño corporal femenino ( Figura 5 ), mientras que no se observaron diferencias en el éxito reproductivo entre los varones de diferente talla ( Figura 6 ). Además, T. marinae tendía a establecer un par reproductivo continuo y la mayoría del desove ocurrió dentro de estos( Tabla 2 ). Sólo se observó que el varón T. marinae realizaba el cuidado paterno del huevo. La interacción agresiva entre los individuos sugirió que el sistema de apareamiento monogámico puede resultar de la guarda de pareja principalmente femenina.

Tabla 1: Condiciones de recolección y tasa de supervivencia de peces. El número de individuos muertos indica cuándo y cuántos peces han muerto.

Tabla 2: Pares de desove durante el experimento de cría. M , identidad individual (ID) de los hombres; F , ID de hembras; Subrayado ID , una hembra engendrada; Identificado , una hembra que se aparea con un macho, aunque no establecieron un par continuo. Estos resultados indican que T. marinae tiende a establecer un par reproductivo continuo como parte de un sistema de apareamiento monogámico. Esta tabla ha sido modificada de Fukuda et al. ³ Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Figura 1: Disposición de las posiciones de etiquetado VIE. ( A ) Cada numeral muestra el nuMber correspondiente a la posición de la inyección. El número de identificación individual de un pez se determina haciendo coincidir la posición (es) de las etiquetas. ( B ) Un ejemplo del pescado individual No. 93.

Figura 2: Una vista que ilustra la tabla quirúrgica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Recuento manual y automático de huevos usando ImageJ. ( A ) Contando manualmente usando el complemento de contador de celdas. Este plugin permite contar los huevos agrupados por alguna subdivisión. Es un ejemplo que huevoS se subdividieron en cuatro grupos y se contaron. ( B ) Cuenta automática del huevo. ( C ) Imagen que se fusionó la imagen automática de conteo de huevos y la imagen original. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Identificación individual representativa mediante la inyección de T. marinae con etiquetas VIE, y utilizando una hoja impermeable para contar los huevos depositados en el sitio de desove artificial. ( A ) Individuo No. 1, identificado por la etiqueta rosada VIE; Una flecha blanca indica la etiqueta VIE inyectada. ( B ) Individuo No. 11, identificado por las dos etiquetas VIE verdes; Las flechas blancas indican elInyectado etiquetas VIE. ( C ) Desove los huevos en una hoja impermeable. ( D ) El cuidado paternal fue reanudado por un macho después de que la sábana con los huevos había sido removida y fotografiada, y luego colocada de nuevo en el acuario. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5. Relación entre el tamaño del embrague y el tamaño del cuerpo femenino (longitud total) en T. marinae . Curva sólida , fecundidad estimada en cada grupo de tamaño de hembras, obtenido con un modelo de efectos mixtos lineales generalizado. Estos resultados indican que el éxito reproductivo femenino aumentó con el tamaño corporal (correlación de Pearson, r = 0,56, P <0,05, n = 1 6). Esta cifra ha sido modificada de Fukuda et al. ³ Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6. Relación entre el éxito de apareamiento estimado y el tamaño del cuerpo masculino (longitud total) en T. marinae . Cada ítem de datos se estimó a partir de la frecuencia de reproducción de los machos y la fecundidad estimada de las hembras. Estos resultados indican que los machos tuvieron éxito reproductivo independientemente de su tamaño corporal (correlación de Pearson, r = ˗0.51, P > 0.05, n = 8). Esta cifra ha sido modificada de Fukuda et al. ³_upload / 55964 / 55964fig6large.jpg "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

La ecología reproductiva de numerosos peces ha sido a menudo revelada a través de la cría experimental. Especialmente, el cambio de sexo ^{6 , 8 , 14} , la elección de pareja ^{15 , 16} y la competencia intraespecífica ^{7 , 17} han sido temas frecuentes de investigaciones detalladas usando peces de acuario. Además, algunos resultados observados en acuarios han sido confirmados posteriormente en el campo ^{8 , 18} . Estos resultados apoyan la utilidad y la credibilidad de los experimentos de cría con peces silvestres en acuarios. Además, la manipulación a través de experimentos de cría que simulan situaciones que pueden ocurrir naturalmente pero sólo raramente en condiciones silvestres vale la pena como una etapa preliminar a las investigaciones de campo a gran escala.

El PROTocol describe métodos adecuados para un generador de sustrato de tamaño pequeño que deposita huevos adhesivos. Se pueden esperar grandes variaciones en las condiciones óptimas para el pescado mantenido por acuario entre especies, lo que justifica ajustes en algunos puntos del protocolo. En particular, se deberían considerar cinco puntos del protocolo para el ajuste después de una evaluación preliminar de las especies de estudio en particular: (1) el tiempo que pasó resurgiendo el pez, en el protocolo 1.4; (2) la concentración del líquido anestésico y el tiempo empleado en la anestesia justo antes de inyectar la etiqueta VIE, en los protocolos 3.1.3 y 3.1.5, respectivamente; (3) la profundidad de inserción de la aguja al inyectar la etiqueta VIE en el pez, en el protocolo 3.1.8; (4) el tamaño y forma de la tubería de PVC usada como nido artificial, en el protocolo 3.2.1; Y (5) utilizando correctamente tres métodos de conteo de huevos, en el protocolo 4.6: recuento manual (preciso, pero requiere tiempo y esfuerzo), recuento automático y estimación de la relación área-densidad (eficiente pero aproximada). CuandoHay pocos huevos, o cuando el recuento agrupado por alguna subdivisión es necesario (tal como vivo vivo o muerto, clasificación basada en el desarrollo, etc.), se recomienda el método de recuento manual. Cuando hay un gran número de huevos, y la ImageJ puede distinguir cada huevo individualmente, el método de conteo automático puede ser adecuado. La estimación de la relación área-densidad es efectiva cuando hay muchos y densamente huevos y la ImageJ no puede distinguir cada huevo individualmente.

Muchas especies de peces pueden no mantener perfectamente su flotabilidad después de ser llevados a la superficie. Sin embargo, una superficie cuidadosa de acuerdo con este protocolo puede permitir que la mayoría de los peces se recuperen en un día. Si los peces se encuentran flotando boca abajo en la bolsa de recogida justo después de la superficie, espere a determinar si el pescado está muerto al menos un día antes de retirarlo. Si los peces mueren poco después de ser traídos a la superficie o si necesitan más de un día para recuperarse, la superficie más lentamente o ampliar eaEn el curso de los esfuerzos de recolección posteriores.

Además de las etiquetas VIE, existen otros métodos para identificar peces individuales: banderolas de plástico externas de color, etiquetas de anclaje de nylon, recorte de aletas y etiquetas de transpondedor integrado pasivo (PIT), etc. Sin embargo, especialmente cuando se recogen peces pequeños, algunas de estas técnicas pueden aumentar la mortalidad, dificultar el crecimiento o no ser visibles in situ. ¹⁰ Por otra parte, como la mayoría de las variables externas sobresalen del cuerpo de los peces, una etiqueta puede restringir algunos comportamientos de las especies que habitan en madrigueras, grietas estrechas o lechos de algas densos. Por el contrario, muchos estudios de peces pequeños encontraron que el marcado VIE no tuvo un efecto negativo importante sobre la mortalidad y el crecimiento ^{10 , 11} . Las etiquetas VIE también pueden influir de forma despreciable en el comportamiento de los peces, ya que la etiqueta subcutánea no sobresale, por pequeño que sea el pez, lo que hace que sea especialmente adecuadoMétodo de identificación para observaciones de comportamiento de especies de pequeño tamaño ¹⁰ . De acuerdo con algunos estudios previos, las pinturas acrílicas también pueden usarse de la misma manera que las etiquetas VIE ^{19 , 20} .

El nido de desove artificial se utiliza generalmente para la investigación de la reproducción de peces que desovan los huevos adhesivos demersales. Los estudios previos utilizaron nidos artificiales, que se hacen de diversas clases de materiales, tales como la teja ^{21 de} la terracota, la baldosa cerámica ²² , la cáscara ²³ , la caja ^{24 del} PVC, etc. Estos nidos artificiales de desove pueden ser útiles para muchos reproductores de sustratos. Estos estudios sugieren que la disponibilidad del nido artificial para los peces, como la forma y / o el tamaño, es más importante de lo que se hace. Como la tubería de PVC es el material que es fácil de obtener y procesar,Este papel utilizó el tubo de PVC como nido de desove.

Los límites de la información ecológica obtenida a través de las observaciones de la crianza en cautividad deberían ser muy apreciados. Como era de esperar, la cría en acuarios, en comparación con medio ambiente natural de una especie, restringe diversas condiciones ecológicas del hábitat acuático (por ejemplo, física y las características químicas del agua, la ecología de alimentos, las oportunidades para las interacciones intra e inter-específicas, la extensión del hábitat, Y densidad de población). Puede conducir a individuos a exhibir comportamientos particulares que difieren de sus naturales. Por lo tanto, las investigaciones de campo deben complementar las observaciones de crianza a fin de proporcionar la mejor base para inferir la evolución de adaptación de los comportamientos reproductivos de los peces.

Los autores no tienen nada que revelar.

Damos las gracias a S. Yokoyama por su ayuda con la recolección de pescado. También estamos agradecidos a W. Kawamura por consejos útiles sobre métodos de cría. Este estudio fue apoyado por la Sociedad de Japón para la Promoción de la Ciencia (KAKENHI) a través de subvenciones (N º 24370006 y 16K07507) otorgado a TS