Wir danken der Moser-Lab am Kavli Institute für Systeme Neurologie und Zentrum für Neural Computation, Norwegian University of Science and Technology, für die chronische neuronalen Aufnahme Verfahren bei Ratten. Diese Arbeit wurde von NIH Grant R21 NS098146 und Human Frontier Science Programm Long-Term Fellowship LT000211/2016-L, L. Lu unterstützt.

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier beschreiben wir den Prozess des Aufbaus einer neu entwickelten Hyperdrive bestehend aus achtzehn unabhängig voneinander beweglichen Tetroden. Das Laufwerk kann von günstigen Teile gekauft viele verfügbare Baumarkt, kombiniert mit Komponenten erstellt von köraform Druck aufgebaut werden. Der Hyperdrive kann auf eine Ratte in den Schädel mit standard Operationsverfahren chronisch implantiert werden und ist in der Lage, die extrazellulären neuronalen Aktivität aufzeichnen, während das Tier verschiedene Verhaltensstörungen Aufgaben ausführt.
Der Hyperdrive behält viele der wünschenswerten Eigenschaften von den ursprünglichen McNaughton Hyperdrive, einschließlich die Stativ-Microdrives, die nach außen um 30 Grad vom Laufwerk Zentrum13, bietet zuverlässige Unterstützung für die Tetroden ausgerichtet sind. Einmal implantiert, bietet der Hyperdrive die Ausführung von kleinen Bewegungen des Tetroden im Gehirn des Tieres wach mit erheblichen Präzision. Eine volle Umdrehung eines Shuttles auf die Gewindestange entspricht eine lineare Verschiebung des 317.5 µm. Mit der richtigen Ausbildung kann ein Experimentator einen Shuttle in 1/16 Umdrehung Schritten (20 µm) voraus. Wir entwarfen den Hyperdrive für den Einsatz bei Erwachsenen Ratten, aber das Laufwerk könnte leicht in jedes Tier mit einer Körpergröße von 350 g oder mehr (begrenzt durch Kopfgröße) verwendet werden. Eine Einschränkung des Gerätes kann in der eingeschränkten Tiefe Aufnahme, angemerkt werden, wie der maximalen Verfahrweg von Tetroden entlang der Gewindestangen ca. 7 mm, die tieferen Strukturen in einigen Tieren Gehirn verfehlen könnte.
Köraform Druck sorgt für ausreichende Auflösung zu Kunststoff-Bauteile im Detail mit hoher Wiedergabetreue zu schaffen und früher in Hyperdrive Fertigung12,19,20. In diesem Fall wurde ein industrielle Drucker handelsüblichen durch Drittanbieter Produktionsstätten verwendet. Es wurden alle Hyperdrive Komponenten genau, gedruckt einschließlich des Hyperdrive-Kerns, trotz seiner komplexen Geometrie und Kleinstrukturen wie ø 0,6 mm durch Löcher und die 0,3 mm dünnen Wände. Diese Präzision sind Stereolithographie ideal für die Herstellung von Hyperdrive Komponenten. Basierend auf früheren Erfahrungen, sind weniger teuer, desktop 3D-Drucker weniger wahrscheinlich, die Genauigkeit für zuverlässige Reproduktion für den notwendigen Hyperdrive-Komponenten erforderlich. Köraform Technologie hat allerdings ihre Grenzen. Erstens hat es eine begrenzte Auswahl an Materialien. Der Kunststoff wählten wir für den Hyperdrive war die haltbarste derer, die wir getestet haben, doch es ist noch nicht optimal für die Herstellung von sehr kleinen Stücken. Die Shuttles und die Shuttle-Schrauben müssen mit besonderer Vorsicht behandelt werden, da sie während der Vorbereitung zu brechen. Die Kunststoffteile sind nicht autoklavierbar, wie die Hitze Durchbiegung Temperatur des Materials etwa 50 ° C. Darüber hinaus ist das Druckmaterial verwendet nicht Aceton beständig. Diese Probleme konnten behoben werden, wenn neue Stereolithographie Materialien entwickelt und getestet werden. Allerdings übersteigen in Anbetracht der relativ kostengünstigen der Stereolithographie, die Vorteile der Technik sowie die Kosten der Mängel. Zweitens sind drucktechnisch köraform erstellten Objekte aufgrund der Art der Stereolithographie, während die Photopolymeren photochemisch durch ein UV-Laser zu einer einzigen Schicht der gewünschten 3D-Modell21, verfestigt sind anfällig für UV-Licht. Folglich wird bei denen sie starke UV (z.B. direkte Sonneneinstrahlung) für viele Stunden irreversibel ihre Körperkraft (basierend auf persönliche Kommunikation mit der Druckerei) reduzieren. In Anbetracht der ökologischen UV im Bereich Labor (z.B.von der Leuchtstoffröhren), ist es am besten zu köraform Komponenten in ein dunkles Feld zu speichern werden die Komponenten Körperkraft jahrelang behalten. Darüber hinaus ist es wichtig, andere Methoden abgesehen von UV-Licht zu verwenden, um die Hyperdrive Oberfläche vor der Operation zu desinfizieren. Dieser Test Hyperdrive ist im Laufe von vier Monaten, ohne konkrete Hinweise auf einen Rückgang der körperlichen Kraft oder Leistung in gutem Zustand in einem gewöhnlichen Laborumgebung implantierten auf die Ratte geblieben.
Die 3D druckbare Natur dieser Hyperdrive erlaubt auch schnelle Änderungen und flexible Umgestaltung. Zum Beispiel der Hyperdrive kann leicht angepasst werden Ziel getrennt mehrere Gehirn Regionen11. Darüber hinaus kann dieses Laufwerk ermöglichen gleichzeitige Überwachung der neuronalen Aktivität und lokalen Gehirn Manipulation angepasst werden. Einbeziehung von Mikrodialyse Sonden mit dem Array Tetroden ermöglicht pharmakologische Aktivierung und Deaktivierung von Neuronen durch die Infusion von verschiedenen Drogen während der neuronalen Aufnahme22. Darüber hinaus können Neuronen entwickelt, um ausdrückliche lichtempfindliche Kanäle aktiviert bzw. deaktiviert durch den Einbau einer optischen Faser in der tuberkuloseinfektion Bundle und optogenetische Technik19sein. Darüber hinaus das Laufwerk kann problemlos skaliert mit einer geringeren Anzahl der Tetroden für Tiere mit kleineren Kopfgrößen wie Mäuse oder jungen Ratten.
Zusammenfassend lässt sich sagen die leichte Veränderbarkeit mit die einfachere und kostengünstigere Methode für den Bau ein effektives neuronalen Aufnahme-Implantat, das zuverlässig und exakt reproduziert werden kann, macht diese Hyperdrive ein mächtiges Werkzeug im Bereich gekoppelt.

Auf dem Gebiet der Neurowissenschaften Systeme untersuchen die Wissenschaftler die neuronalen Korrelate kognitive Prozesse wie räumliche Navigation, Speicher und Entscheidungsfindung. Für diese Arten von Studien ist es wichtig, die Aktivität von vielen einzelnen Neuronen während Tierverhalten zu überwachen. In den letzten Jahrzehnten haben zwei wichtige Fortschritte erzielt worden, für die experimentelle Anforderungen für extrazelluläre neuronalen Aufnahme in Kleintiere1,2,3. Zuerst war die Entwicklung der tuberkuloseinfektion, ein Bündel von vier Microwires verwendet, um die neuronale Aktivität von Neuronen gleichzeitig aufnehmen1,2,4. Die Differenz-Signal Amplituden der Aktivität über die vier Kanäle von einer tuberkuloseinfektion ermöglicht die Isolation der einzelnen Neuronenaktivität von vielen gleichzeitig aufgezeichnete Zellen5. Darüber hinaus ermöglicht die flexible Art der Microwires größeren Stabilität der tuberkuloseinfektion die relative Verschiebung zwischen der Tetrode und der Ziel-Zell-Population zu minimieren. Tetroden sind jetzt anstatt einer einzigen Elektrode für viele Gehirn Studien in verschiedenen Arten, darunter Nagetiere1,2,6, Primaten7und Insekten8verbreitet. Zweitens die Entwicklung von einem Hyperdrive trug mehrere unabhängig voneinander bewegliche Tetroden, die ermöglicht die gleichzeitige Überwachung der neuronalen Aktivität von größeren Populationen von Neuronen aus mehreren Aufnahme Standorte3, 9,10,11,12.
Die Verfügbarkeit von eine zuverlässige und kostengünstige Multi-tuberkuloseinfektion Aufnahmegerät für Kleintiere ist begrenzt. Die klassische Hyperdrive, ursprünglich entwickelt von Bruce McNaughton13, erfolgreich eingesetzt für neuronale Aufnahmen in frei Verhalten Ratten in vielen Labors in den vergangenen zwei Jahrzehnten9,10,14, 15. jedoch aus technischen Gründen die ursprünglichen Komponenten benötigt, um das Laufwerk McNaughton bauen sind jetzt sehr schwer zu bekommen und sind nicht kompatibel mit vor kurzem verbesserten Datenschnittstellen Erwerb. Die anderen gut angenommene Gestaltung Hyperdrive erfordert Microdrives, einzeln von Hand gefertigt werden, die inkonsistenten Ergebnissen und verbrauchen viel Zeit12könnte. Um die neuronalen Aktivität von verschiedenen Hirnregionen im Verhalten Ratten zu erfassen, haben wir eine neue Hyperdrive köraform Technologie entwickelt. Wir versucht, die folgenden Anforderungen erfüllen: (1) die neue Hyperdrive muss ermöglichen präzise Verschiebung des Tetroden im Gehirn und stabile Aufnahme von mehreren Zielregionen; (2) der neue Hyperdrive muss mit dem magnetischen Quickclip-System vor kurzem entwickelt, um einfache Anbindung kompatibel sein; (3) die neue Hyperdrive mit leicht verfügbaren Materialien exakt reproduziert werden kann. Hier bieten wir eine Technik für den Aufbau der 3D-druckbare Hyperdrive mit achtzehn unabhängig voneinander beweglichen Tetroden, basierend auf dem McNaughton Design. Im Protokoll, beschreiben wir die Details der Herstellung des neuen Hyperdrive, die wir erfolgreich über Wochen in Rekord Single Neuron Aktionspotentiale und lokales Feld Potentiale von postrhinal und medialen entorhinalen Cortex benutzt, ein frei Ratte zu Verhalten, während natürliche Futtersuche Aufgaben.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Welding rod</td>
			<td>Blue Demon</td>
			<td>ER308L-035-01T</td>
			<td>Stainless steel, 0.035&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>91771A060</td>
			<td>Stainless steel, flat head, 0-80&#160;thread,&#160;5/8&#34;&#160;in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>91772A051</td>
			<td>Stainless steel, pan head, 0-80&#160;thread,&#160;5/32&#34;&#160;in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>92196A056</td>
			<td>Stainless steel, socket head, 0-80&#160;thread,&#160;5/16&#34;&#160;in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>92196A055</td>
			<td>Stainless steel, socket head, 0-80&#160;thread,&#160;1/4&#34;&#160;in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>95868A131</td>
			<td>Nylon,&#160; socket head, 2-56&#160;thread,&#160;3/16&#34;&#160;in length, black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screw nut</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>90730A001</td>
			<td>Stainless steel, narrow hex,&#160; 0-80&#160;thread</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shoulder screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>90298A213</td>
			<td>Stainless steel, 8-32 thread, 3/16&#34; in diameter, 1/4&#34; in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cup screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>92313A105</td>
			<td>Stainless steel, 4-40 thread, 3/16&#34; in length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thumb screw</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>94323A592</td>
			<td>Nylon, 8-32&#160;thread,&#160;3/8&#34;&#160;in length, black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnet</td>
			<td>Apex</td>
			<td>M3X1MMDI</td>
			<td>Neodymium, 3 mm X 1 mm disc</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal tubing</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>B00137QHNS</td>
			<td>Stainless steel, 23 gauge, 0.0253&#34; OD, 0.013&#34; ID, 0.006&#34; wall</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal tubing</td>
			<td>New England Small Tube</td>
			<td>Custom-made</td>
			<td>Stainless steel, 30 gauge, 0.012/0.0125&#34; OD, 0.007/0.008&#34; ID, full hard</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-shrink tubing</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>7856K72</td>
			<td>0.09&#34; ID before shrinking, blue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>807300</td>
			<td>0.040&#34; ID, 0.085&#34; OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>823400</td>
			<td>0.0045&#34; ID, 0.0005&#34; wall</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791500</td>
			<td>0.005&#34; bare, 0.008&#34; coated, half hard</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetrode wire</td>
			<td>California Fine Wire</td>
			<td>Custom-made</td>
			<td>0.0007&#34; in diameter, platinum-iridium (90%-10%), HML and VG coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EIB</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>EIB-72-QC-Large</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold pins</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>large EIB pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>Balax</td>
			<td>01302-000</td>
			<td>M1.2 thread size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2522A811</td>
			<td>0-80 thread size, bottoming</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2522A771</td>
			<td>0-80 thread size, plug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>26955A94</td>
			<td>3/8&#34;-24&#160;thread size, bottoming</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2522A713</td>
			<td>2-56&#160;thread size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2522A715</td>
			<td>4-40&#160;thread size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2522A718</td>
			<td>8-32&#160;thread size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Die</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>2576A457</td>
			<td>3/8&#34;-24&#160;thread size, 1&#34; OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>30585A82</td>
			<td>Wire gauge&#160;65,&#160;0.035&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>30585A83</td>
			<td>Wire gauge&#160;66,&#160;0.033&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>30585A87</td>
			<td>Wire gauge&#160;70,&#160;0.028&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>30585A88</td>
			<td>Wire gauge&#160;71,&#160;0.026&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>30585A91</td>
			<td>Wire gauge&#160;73,&#160;0.024&#34; in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit</td>
			<td>McMaster</td>
			<td>8870A23</td>
			<td>3/16&#34;&#160;in diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel disc</td>
			<td>Wagner</td>
			<td>31M</td>
			<td>Diamond coated, 22 mm in diameter, 0.17 mm in thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steel wire</td>
			<td>Precision Brand</td>
			<td>21212</td>
			<td>0.012&#34; in diameter, full hard</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steel wire</td>
			<td>Precision Brand</td>
			<td>21007</td>
			<td>0.007&#34; in diameter, full hard</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steel wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>792700</td>
			<td>0.003&#34; in diameter, half hard</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>LT-40640</td>
			<td># 406</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>LT-41550</td>
			<td># 415</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental acrylic powder&#160;</td>
			<td>Teets</td>
			<td>223-3773</td>
			<td>Coral</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental acrylic liquid</td>
			<td>Teets</td>
			<td>223-4003</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

construction of an improved multi-tetrode hyperdrive for large-scale neural recording in behaving rats

Überwachung die Aktivitätsmuster einer großen Population von Neuronen über viele Tage wach Tiere ist eine wertvolle Technik auf dem Gebiet der Neurowissenschaften Systeme. Ein wesentlicher Bestandteil dieser Technik besteht aus präzise Platzierung von mehreren Elektroden in gewünschten Gehirnregionen und die Wartung für ihre Stabilität. Hier beschreiben wir ein Protokoll für den Bau einer 3D-druckbare Hyperdrive, die achtzehn unabhängig voneinander einstellbare Tetroden umfasst, und ist speziell für in Vivo extrazelluläre neuronalen Aufnahme in Ratten frei verhält. Die Tetroden befestigt, der Microdrives können entweder einzeln in mehreren Hirnregionen entlang der Strecke vorgeschoben werden, oder können verwendet werden, um eine Reihe von Elektroden in einem kleineren Bereich zu platzieren. Mehrere Tetroden ermöglichen eine gleichzeitige Untersuchung von Action potentials aus Dutzenden von einzelnen Neuronen sowie lokales Feld Potenziale von Populationen von Neuronen im Gehirn während aktives Verhalten. Darüber hinaus bietet das Design für einfachere 3D Entwurf Software, die leicht für die unterschiedlichen experimentellen Bedürfnissen geändert werden kann.

Wir haben eine neu gebaute Hyperdrive um Studienergebnisse zu erhalten. Der Antrieb wurde mit Tetroden gebaut ab Ø 17 µm (0,0007"), Polyimid beschichteten Platin-Iridium (90 % - 10 %) Draht ausgestattet. Die Spitzen der Tetroden wurden in Platin schwarz Lösung zur Verringerung der Elektrode Impedanzen, zwischen 100 und 200 kΩ bei 1 kHz überzogen. Der Hyperdrive war 4,6 mm Links von der Mittellinie und 0,5 mm anterior der transversalen Sinus auf den Schädel eines 550 g, männliche Long-Evans Ratte implantiert. Zusätzliche Masseleitungen wurden über das Kleinhirn mit Schädel Schrauben verbunden. Alle Verfahren wurden durchgeführt, wie von der institutionellen Animal Care and Verwendung Committee (IACUC) vom Baylor College of Medicine genehmigt und waren ähnlich wie die zuvor beschriebenen18. Unmittelbar nach der chirurgischen Implantation wurden die Tetroden 1 mm in das Gehirn vorgerückt. An den folgenden Tagen wurden kleinere erweiterte Schritten von nicht mehr als 80 µm verwendet. Die Tetroden durften nach jeder Fortschritt mindestens 20 h zu stabilisieren, bevor neuronale Aufnahmen durchgeführt wurden.
Um neuronale Aktivität aufzuzeichnen, der Hyperdrive mit einen Headstage Vorverstärker (Neuralynx, HS-72-QC) verbunden war, und Letzteres war an ein Datenerfassungssystem mit programmierbaren Verstärker (Neuralynx, digitale Lynx SX) angeschlossen. Lokales Feld Potentiale wurden bezogen auf das Massekabel, bei 2 kHz abgetastet und Bandpass gefiltert bei 0,1 – 500 Hz. Einheit Aktivität war bezogen auf eine tuberkuloseinfektion ohne beobachtbare Aktivität befindet sich 500 µm von der Oberfläche des Gehirns, bei 32 kHz und Bandpass gefiltert bei abgetastet 600 Hz - 6 kHz. Nur Spike Wellenformen ab einem Schwellenwert von 50 µV wurden aufgezeichnet.
Abbildung 5A zeigt neuronalen Aktivität aus einer tuberkuloseinfektion befindet sich in der postrhinal Kortex (2,1 mm unter der Oberfläche des Gehirns) aufgenommen, während das Tier frei in einem 1,5 m auf Nahrungssuche war Kipper drei Wochen nach der Implantation. Die Aufnahme-Session dauerte ca. 30 min und die Einheiten aufgezeichnet blieb über die gesamte Sitzung (nachgewiesen durch die kleine Variation in Spike Wellenformen). Abbildung 5 b zeigt lokale Feld Potenziale aus vier verschiedenen Tetroden befindet sich in der medialen entorhinalen Kortex (3,4-3,7 mm tief) beim selben Tier gleichzeitig aufgezeichnet wurde aktiv erkunden die offenen Arena sieben Wochen nach der Implantation. Offenem Feld potentieller Aktivität in den Theta-Frequenzbereich (6 bis 10 Hz) war anwesend. Einzelnen Neuron Spike Daten wurden mithilfe von sortiersoftware MClust (A.D. Redish) isoliert und lokales Feld Potentialdaten wurde durch individuell geschriebenen Matlab Skripts dargestellt. Beispiele für minderwertige tuberkuloseinfektion Aufnahmen, möglicherweise durch eine schlecht vorbereitete Fahrt wurden bisher17gezeigt.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57388/57388fig1.jpg"> Abbildung 1: Hyperdrive Komponenten erstellt von köraform Technik. Bild der 3D-druckbare Hyperdrive Komponenten (1¢ Münze zum Größenvergleich). (A) den Hyperdrive-Kern; (B) das Schutzschild; (C) die Schutzkappe; (D) der mittleren Spalte; (E) die Mutter; (F) das Distanzstück; (G) das Shuttle; (H) die Shuttle-Schraube. Maßstab: 1 cm. Diese Komponenten wurden von einem UnionTech RSPro450 Drucker mithilfe der Kunststoff Somos entwickeln 128 erstellt. <a href="/files/ftp_upload/57388/57388fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57388/57388fig2.jpg"> Abbildung 2: individuell gestaltete Accessoires für Hyperdrive Bau. Diese Accessoires wurden entwickelt, speziell um Hilfe bei der Vorbereitung von den Hyperdrive. Ihre wichtigsten Komponenten entstanden durch köraform drucken. (A) den Shuttle Schraube Halter, die Shuttle-Schraube beim Antippen der Threads sichert. (B) die Microdrive-Montage-Station, die das einführen der Kanüle in den Shuttle führt. (C) die Microdrive Rack, die hilft, die versammelten Microdrives testen und hält sie im Ort beim Kleben der Kanülen. 1: ein Microdrive Rack Base; 2: ein Microdrive-Rack mit Schrauben vollständig in die Schlitze; 3: ein Microdrive-Rack für den Einsatz bereit. (D) den mutterhalter, die die Hyperdrive Mutter hält, wenn das Loch einfädeln. (E) den Hyperdrive-Kern-Station, die den Kern beim Hämmern der Führungsstangen sichert. (F) das Drehwerkzeug, das die Shuttle-Schraube drehen im Shuttle fährt. (G) die Hyperdrive-Halter, die hilft, um den Hyperdrive unter ein Stereoskop zu platzieren. Der Halter schützt auch die Tetroden, nachdem sie in den Hyperdrive geladen wurden. (H) die Rute Positionierung Komplex, die hilft, positionieren Sie die Gewindestangen und Stangen in den Hyperdrive-Kern zu führen. 1: wichtige Komponenten der Anlage; 2: den oberen Teil der Anlage nach der Montage; 3: eine Rute, die Positionierung im Einsatz. <a href="/files/ftp_upload/57388/57388fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57388/57388fig3.jpg"> Abbildung 3: Vorbereitung der Hyperdrive Teile vor dem Zusammenbau. Bilder von der Vorbereitung der Hyperdrive-Kern und die Microdrive, sowie andere vorbereitet Hyperdrive Teile. (A) A Gewinde Hyperdrive Nuss. (B) Vorbereitung des Hyperdrive Kerns. 1: der Kern mit Außengewinden erstellt für die Mutter; 2: der Kern gelegt in eine Kern-Station mit Schrauben vollständig in die Schlitze; 3: Stangen durch die Rute Positionierung Komplex, bereit, in den Kern; gehämmert werden positioniert zu führen 4: füllen den verbleibenden Platz in die Schlitze mit verdünnter dental Zement; 5: der obere Teil des einen vorbereiteten Hyperdrive-Kern. (C) Vorbereitung von der Microdrive. 1: ein Shuttle-Blitz platziert in einem Shuttle Schraube Halter, basisnote die kleinere Öffnung ist der Experimentator; abgewandten 2: Einfädeln die Fäden in den Shuttle-Bolzen; 3: einsetzen des Shuttles Schraube in das Shuttle; 4: ein Microdrive platziert in die Microdrive-Montagestation Basis mit der Kanüle geführt durch den Bahnhof Deckel, bereit, eingefügt; 5: ein Microdrive mit der äußeren Hälfte der oberen Kanülenspitze entfernt (durch Pfeil gekennzeichnet); 6: Microdrives getestet auf dem Microdrive-Gestell montiert. (D) eine Mittelsäule mit Gewindebohrungen und eingelegten Muttern. (E) A Hyperdrive Cap mit vier Magnete in den Vertiefungen geklebt. (F) A 36 mm lang Führer Kanüle Bundle, mit dem gelöteten Teil auf der linken Seite. <a href="/files/ftp_upload/57388/57388fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57388/57388fig4.jpg"> Abbildung 4: Montage von den Hyperdrive. Bilder von Stadien der Assemblée Hyperdrive. (A) Einfügen von der Guide-Kanülen in den Kern. 1: das Handbuch Kanüle Bundle rutschte in der Silikonschlauch und das Distanzstück; 2: eine Kanüle in die dafür vorgesehenen Loch im Kern gestellt. Handschrift zeigt die Organisation des Leitfadens Kanülen; 3: Leitfaden Kanülen schob in den Kern; 4: der Kern mit der Führer Kanülen eingefügt und durch die Mutter gesichert. (B) Montage von Microdrives bis ins Mark. 1: der Kern mit Microdrives geladen; 2: der Microdrives mit Polyimid-Rohre in die Kanülen eingefügt. (C) Einfügen von den Erdungsleiter in den Kern. (D) Befestigung der Elektrode-Schnittstellenkarte. 1: den Hyperdrive mit der mittleren Spalte eingefügt; 2: Hyperdrive mit der Elektrode-Interface-Platine an der Mittelsäule angebracht. (E) Anschluss die Masseleitung der dafür vorgesehenen Bohrung in die Elektrode-Schnittstellenkarte. (F) A abgeschlossen Hyperdrive bereit für eine Implantation (Gesamtgewicht von 20 g). <a href="/files/ftp_upload/57388/57388fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57388/57388fig5.jpg"> Abbildung 5: neuronale Signale aufgezeichnet durch den Hyperdrive. Repräsentative Aufnahmen Einheit neuronale Aktivität und lokales Feld in ein Verhalten rattengehirn potenzielle zeigen. (A) zweidimensionale Cluster Diagramme zur Veranschaulichung einzelne Spikes aus gleichzeitig aufgezeichnete Neuronen durch eine tuberkuloseinfektion befindet sich in der postrhinal Kortex (Tiefe: 2, 1 mm). Links: Streudiagramm zeigt die Beziehung zwischen Peak to Peak Amplituden der Spitzen von zwei Elektroden von der tuberkuloseinfektion aufgenommen. Jeder Punkt entspricht einem Spike. Cluster von Spikes dürften ihren Ursprung in der gleichen Zelle. Vier Gruppen sind farblich gekennzeichnet. Maßstabsleiste: 20 µV. Rechts: spike Wellenformen (Mittel ± S.D.) der farbcodierten Zellen auf der linken Seite angezeigt. Beachten Sie die kleine Variation der Wellenformen. Maßstabsleiste: 200 µs. (B) Spuren des lokalen Feldes Potenzial in den Theta-Frequenzbereich erfasst gleichzeitig von vier verschiedenen Tetroden befindet sich in der medialen entorhinalen Kortex (Tiefe: 3,4-3,7 mm) Wenn die Ratte war frei auf Nahrungssuche. Maßstabsleiste Links unten: 500 µV; Maßstabsleiste rechts unten: 100 Ms. <a href="/files/ftp_upload/57388/57388fig5large.jpg" target="_blank">Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.</a>
Ergänzende Dateien: Die zusätzlichen Dateien 20 Includedateien im STL-Format Detaillierung der Hyperdrive-Komponenten und Zubehör bereit für köraform (Druckwerke in mm), und 1 Datei im PDF-Format ist die Blaupause des Werkzeugs drehen Tipp bereit für die Bearbeitung. Die Originaldateien 3D-Modell entstanden mit der Software AutoCAD im DWG-Format, die auf Anfrage erhältlich. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57388/supplementary_files_.zip">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>

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Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Wir präsentieren den Bau einer 3D-druckbare Hyperdrive mit achtzehn unabhängig voneinander einstellbare Tetroden. Der Hyperdrive soll Hirnaktivität in frei Verhalten Ratten über einen Zeitraum von mehreren Wochen aufnehmen.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

construction-an-improved-multi-tetrode-hyperdrive-for-large-scale

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.2K Aufrufe.  Baylor College of Medicine. Wir präsentieren den Bau einer 3D-druckbare Hyperdrive mit achtzehn unabhängig voneinander einstellbare Tetroden. Der Hyperdrive soll Hirnaktivität in frei Verhalten Ratten über einen Zeitraum von mehreren Wochen aufnehmen.

Serie: Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Die Kombination Behavioral Endokrinologie und Experimentelle Wirtschaftsforschung: Testosteron und Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

Forschung

Neurowissenschaften

Design and Construction of a Cost Effective Headstage for Simultaneous Neural Stimulation and Recording in the Water Maze

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial products are often expensive, not easily customized, and not submersible. Here we describe a method to design and build a customized, integrated circuit headstage for simultaneous 4-channel neural recording and 2-channel simulation in awake, behaving animals. The headstage is designed using a free, commercially available CAD-type design package, and can be modified easily to accommodate different scales (e.g. to add channels). A customized printed circuit board is built using surface mount resistors, capacitors and operational amplifiers to construct the unity gain source follower circuit. The headstage is made water-proof with a combination of epoxy, parafilm and a synthetic rubber putty. We have successfully used this device to record local field potentials and stimulate different brain regions simultaneously via independent channels in rats swimming in a water maze. The total cost is &lt; $30/unit and can be manufactured readily.

We present a low-cost method to design and construct a light headstage pre-amplifier system with simultaneous neural recording and stimulation capability. This device can be waterproofed for use in swimming animals.

Planung und Bau eines kostengünstigen Headstage für Simultaneous Neural Stimulation und Aufnahme in the Water Maze

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial ...

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

Neuronalen Schaltkreis-Aufnahme von einem intakten Nervensystem Schabe

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.