Diese Arbeit wurde vom NSERC &amp; AHFMR unterstützt. Die Autoren bedanken sich Mariam Alaverdashvili und Amanda Mauthe-Kaddoura für Anmerkungen zum Manuskript und Hiroe Yamazaki um Hilfe auf dem OP-Vorbereitung.

1. Chirurgie Vorbereitung <ol><li> Anesthetize der Ratte mit der entsprechenden Art und Dosis des Anästhesie. Hier verwenden wir Urethan (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., St. Luis, MO) - hergestellt, wie 20% ige Lösung durch Verdünnen von 20 g Urethan in 100 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS), dh das Tier erhalten 7,5 ml / kg Urethan-Lösung intraperitoneal (IP). Aufgrund der Dosis-Wirkungs-Kurve wird die Gesamtdosis von Urethan in bis vier Anwendungen, die jeweils von etwa 30 Minuten voneinander getrennt sind. Bevor die ersten zwei Anträge von Urethan-, ist Tier mit einer Konzentration von 3-4% (Sauerstoff bei 2 Litern pro Minute) Isofluran verabreicht und bei 2% (Sauerstoff bei bis zu 2 Liter pro Minute) narkotisiert, ein Tier zu verhindern, immer durch Injektion betont. Während der Operation kann eine zusätzliche Gabe von Isofluoran (2% Konzentration für 2 Minuten) bei Bedarf verwendet werden. </li><li> Shave das Fell entlang der Inzisionsstelle (Rückenseite des Kopfes), um sicherzustellen, dassdas Fell wird nicht verunreinigen die Wunde, und dass eine ausreichende Fläche können rund um die Inzisionsstelle desinfiziert werden. </li><li> Bereiten Operationsstelle antiseptisch mit organischen Jod oder Chlorhexidin Seife und Antiseptika (Ethanol). </li><li> Bereiten Silizium-Sonden (NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI). Probes können desinfiziert mit 70% igem Ethanol durch Spülen mit destilliertem Wasser folgen. Bei Bedarf können Sonden mit einem fluoreszierenden Marker antiseptisch (z. B. Dye I, Invitrogen Co.) vorbereitet, um später zeigen die Position der Sonde in die histologische Analyse lackiert werden. Dazu verwenden wir einen kleinen und sehr weichen Pinsel und zart berühren die Rückseite des Silizium-Sonde mit dem Farbstoff. Dieses Verfahren ist stets auf ein Mikroskop, um sicherzustellen, dass die Sonde nicht beschädigt oder verbogen durchgeführt werden. Immer überprüfen, um sicherzustellen, dass der Farbstoff nicht blockiert einen der Kanäle. Ein verbleibender Farbstoff auf die Sonde links kann später mit Alkohol entfernt werden, gefolgt von Spülen mit Wasser. </li><li> Silicon electrodes Pflege: Aufgrund ihrer geringen Größe sind Silizium-Sonden zart und extrem anfällig zu brechen, auch wenn Sie ihn mit großer Sorgfalt. Wir empfehlen daher, die Überwachung potenzieller Gefahren zu allen Zeiten, wie zum Beispiel: (i) Halten Sie die Sonden in einem entsprechend benannten Feld, (ii) verhindern Abstürzen oder Fallenlassen Sonden beim Umgang mit ihnen; (iii) Stellen Sie sicher, dass die stereotaktische Manipulatoren fest sind um Unfälle zu vermeiden, (iv) Bei der Aufnahme, das umliegende Gewebe und / oder Blut können die Sonden zu befestigen. Deshalb ist es wichtig, dass man auch vorsichtig, wenn Sie die Sonden nach der Aufnahme. Mit einem konstanten Fluss von PBS oder Kochsalzlösung wird dringend empfohlen, (v) Reinigen Sie die Sonden nach der Aufnahme. Zum Reinigen der Sonden ist es dringend zu versinken sie in einer Flüssigkeit enzymatischer Reiniger (Boston, Bausch &amp; Lomb) für ein paar Minuten empfohlen. Spülen Sie die Sonden mit destilliertem Wasser und bringt sie zu ihren engagierten Box. Nach unserer Erfahrung sorgt für eine ausreichende Versorgung der Silizium-Sondenguter Qualität Aufnahmen für mehr als 10 Experimente. Wenn ein Kanal &#39;wird laut&#39; während des Gebrauchs, sollte es von nachfolgenden Analysen ausgeschlossen werden. Wir haben festgestellt, dass cross-talk zwischen den Kanälen ist minimal, daher eine laute Kanal hat in der Regel nur sehr wenig Einfluss auf ein Signal in andere Kanäle. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Tragen Sie eine Augen-Salbe auf Augenoberfläche vor jeder Operation Manipulationen. </li><li> Verwalten Dexamethason 5 mg / ml subkutan Entzündung des Gehirns reduzieren. </li><li> Fix das Tier in stereotaktischen Rahmen während der Operation. </li><li> Verwalten Lidocain HCl 2% mit Adrenalin (2-4 mg / kg bis 0,5% igen Lösung verdünnt) subkutan in die Inzisionsstelle vor dem Schnitt gemacht, um das potenzielle Risiko der Wunde blutet und zur Lokalanästhesie zu reduzieren. </li><li> Machen Sie ein 2 cm langer Schnitt durch die Kopfhaut Mittellinie und verdrängen die Haut seitlich am Schädel Oberfläche freizulegen. </li><li> Deaktivieren Sie das dorsale Kopfhaut von der Faszie durch stumpfe Präparation und Kontrolledie Blutung durch microcautery oder mit Knochen Wachs. </li><li> Machen Sie zwei Löcher bohren, um kleine Schrauben in dem Hinterhauptbein des Schädels für die tierische Grundlage und Referenz zu befestigen. Die Referenz Schraube muss in Kontakt mit dura werden. Um elektrische Störungen während der Aufnahmen zu reduzieren, empfiehlt es sich, die Schrauben stets feucht zu halten. Um dies zu tun, kann eine kleine Acryl-Barriere rund um die Schrauben gebaut werden, oder die Schrauben können mit Agar abgedeckt werden. </li><li> Machen Sie eine 1-2 mm Durchmesser Kraniotomie in den Koordinaten entsprechend der kortikalen und / oder subkortikale (e) von Interesse 5. Mit Druckluft Knochen Staub zu entfernen, da während der Kraniotomie (Bohrloch) benötigt. Prevent Schädel aus aufwärmen, Bohren, indem Tropfen PBS. Machen Sie eine zweite Kraniotomie, wenn nötig, um die zweite Sonde einzusetzen. In diesem Video stellen wir eine Aufnahme von zwei kortikalen Arealen gleichzeitig, also zwei Kraniotomien gemacht werden. </li><li> Bauen Sie ein kleines Hindernis aus Acrylharz (zB: Lang DentalManufacturing, Co., Inc., Wheeting, IL) um die beiden Kraniotomien um PBS oben auf freigelegte Dura zu halten, verhindern, dass es vor dem Austrocknen. Übernehmen PBS ständig während des gesamten Experiments. </li><li> Öffnen Sie die Dura Materie beider Kraniotomien. Zwei Nadeln (30 ½ gauge) gebogen an den Spitzen (Bildung eines Hakens), kann für diese Manipulation verwendet werden. </li><li> Schließen Sie den Stecker des Silizium-Sonden zur stereotaktischen manipulatiors. Die Anschlüsse sind an einer Stange befestigt, um die Schäfte der Sonden völlig parallel zur stereotaktischen Manipulators haben. Dies ist entscheidend für stabile Aufnahmen zu erhalten und zu vermeiden Sonde beschädigen. </li><li> Schließen Sie das Referenz-Schraube, um die Silizium-Sonde Bezugsstifts. ; Ii) das Gehäuse von dem Aufnahmegerät, und iii) die stereotaktischen Rahmen i) den Boden der Sonde Stecker: Zur elektrischen Rauschen der Erde Schrauben müssen verbunden werden zu reduzieren. </li><li> Setzen Sie die Spitze des Silizium-Sonden nur in Kontakt mit der Pia. </li><li> Langsam einführen the Silizium-Sonden und stellen Sie sicher, dass die Schenkel der Silizium-Sonden (Abb. 1 &amp; 2) in das Gehirn kann ohne Widerstand oder Verbiegen eingeführt werden. </li><li> Sie vorsichtig die Sonden bis zum Erreichen gewünschten Aufnahmebereich. Wenn nötig, fügen Tropfen PBS auf der Oberseite des Kraniotomien zu vermeiden Trocknung des Gewebes. </li><li> Da Urethannarkose sollte nur für Terminal-Verfahren verwendet werden, wird das Tier mit einem ip-Injektion von mindestens 200mg/kg von Natrium-Pentobarbital eingeschläfert verdünnt auf eine Konzentration von nicht mehr als 60 mg / ml. Dies ist durch Enthauptung des Tieres verfolgt. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Vertreter Aufnahmen von lokalen Bereich Potenziale und Spike-Aktivität sind in Abbildung 3A dargestellt. Nach der Durchführung spike sorting (diskriminierende Spitzen aus verschiedenen Neuronen, Abb. 3b, c, 6, 7, 8) Silizium-Sonde Aufnahmen bieten die Möglichkeit, neuronale Aktivität Bevölkerung beteiligt zu untersuchen, among anderen, die folgenden Prozesse: Gedächtnis und Entscheidungsfindung 9, Plastizität 10, Stimulus-Codierung 11, spontane Aktivität 12 und Wirkungen der verschiedenen Drogen 13. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" /> Abbildung 1. A. Beispiel eines Silizium-Sonde mit einem Schaft ist eine Montage aus rekonstruierten Neuronen (mit freundlicher Genehmigung von S. Sakata 14) überlagert. B. Beispiel einer Sonde mit einer Tetrode Konfiguration an jedem der 8 Schäfte. C. Schematische Darstellung eines Ratte Schädel. Die grünen Felder stellen das Ausmaß der Kraniotomie über den rechten und linken somatosensorischen Kortex. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" /> Abbildung 2. Beispiel für Experiment mit Silizium-Sonden in den präfrontalen Kortex und Hippocampus eingefügt. Drops of PBS decken die Kraniotomie der exponierten br schützenain vor dem Austrocknen. Zwei Schrauben über das Kleinhirn entfernt werden, um Grund-und Referenz angeschlossen werden, bzw.. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" /> Abbildung 3. A. Bild zeigt 500ms einer repräsentativen elektrophysiologische Ableitung von Local Feldpotential (LFP) von einem Tetrode (Anmerkung: negative Spannung wird auf der Ordinate). Legen Sie zeigt - eine Wellenform eines Spikes B. zwei-dimensionale Ansichten der Einheit Cluster im Merkmalsraum von 1 Tetrode.. Jedes Cluster stellt Spikes aus einer einzigen Einheit (Neuron). C. Durchschnittliche spike Wellenformen aus repräsentativen Einheiten (farbcodiert) an jedem der vier Aufnahmen Sites von einem einzigen Tetrode. D. Waveform Energie (bezogen auf Amplitude) der aufgezeichneten Spitzen im Laufe der Zeit . Beachten Sie die relativ konstante Energie-Werte für jede Einheit, dies deutet auf eine stabile Aufzeichnung über die Dauer des angezeigten Zeitraums.

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	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li><li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li><li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features.">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain: in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li><li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting.">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. 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U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li><li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function.">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li><li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex.">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieses Papier zeigt, wie die Silizium-Elektroden-Arrays zu verwenden, um aus großen Population von Neuronen (&gt; 100) in mehreren kortikalen Arealen gleichzeitig aufzunehmen. Um in der Chirurgie und Aufnahme erfolgreich ist, sollten folgende Punkte beachtet werden: <ol><li> Einführung der Sonden zu einem gewünschten Bereich: Beim Einsetzen der Sonden im Hirngewebe, ist es möglich, erhebliche Schäden verursachen. Dies kann in einer niedrigen Qualität der aufgenommenen Einheiten führen. Um dieses Problem zu vermeiden, empfehlen wir die folgenden: (i) Einführung der Sonden zu einem bestimmten Grad-Winkel (empfohlen, um eine 10-Grad-Winkel verwenden). Auf diese Weise können dendritische Beschädigung der aufgezeichneten Neuronen reduziert werden, (ii) Nach der Sonden in das Hirngewebe eingesetzt sind, werden sie zunächst mit einer schnelleren Rate (ca. 50 bis 100 Mikrometer pro 10-30 Sekunden) abgesenkt, bis sie bekommen näher an die gewünschte Stelle der Aufzeichnung. Wenn die Sonden etwa 200 Mikron aus dem Zielgebiet sind, ist die Position langsamer (ca. angepasstimately 10 Mikrometer alle 2 oder 3 Minuten). </li><li> Die Stabilisierung der Aufnahmen: Wenn die Sonden in dem bezeichneten Gebiet sind und erhebliche Aktivität festgestellt wird (ausgeprägte Spitzen in der Mehrzahl der Kanäle), empfiehlt es sich, ca. 30 Minuten vor dem Start einer Aufnahme warten. Dies ermöglicht Hirngewebe mechanisch nach dem Einsetzen von Sonden zu stabilisieren und damit zu mehr Aufnahme. </li><li> Gehirn Pulsation: Gelegentlich ist es möglich, Gehirn Pulsation deutlich reduzieren kann die Qualität einer Aufnahme zu sehen. Eine kleine Kraniotomie (gerade genug Platz, um die Sonde passen) können Gehirn Pulsation in einer Aufnahme zu reduzieren. Falls erforderlich, kann die Cisterna magna punktiert werden. Dies reduziert Liquor Druck und verringert Schwellungen und Pulsieren. </li><li> Silicon-Sonde Konfiguration: Silicon Sonden können eine Vielzahl von Formen und Aufnahme vor Ort Konfigurationen haben. Zum Beispiel können sie in der Anzahl der Schäfte, die Länge und Dicke von Schäften variieren, und indie Anordnung der Aufnahme Standorten (z. B. Tetrode vs lineare Konfiguration, siehe: www.neuronexustech.com). Die Wahl der Sonde mit einer bestimmten Konfiguration verwendet wird, hängt die wissenschaftliche Frage zu müssen beantwortet werden. Zum Beispiel, wenn die Zielsetzung der Populationen von Neuronen an mehreren Standorten Datensatz in einer bestimmten Schicht (wie in diesen Aufnahmen vorgestellt) ist, ist die beste Wahl, um eine Sonde mit acht Schäften und einem Tetrode Konfiguration verwenden. Dies ermöglicht Aufnahmen aus mehreren einzelnen Einheiten an jedem Tetrode und die Entnahme von acht Standorten über eine 1,4 mm Spannweite. In einem anderen Fall, wenn jemand möchte Aktivität Ausbreitungen über kortikale Schichten studieren, wäre die beste Wahl sein, um eine Sonde mit einem Schaft Verwendung mit regelmäßig verteilten Aufnahme Standorten entlang, dass Schaft die Aufnahme in mehrere kortikale Schichten gleichzeitig 14 ermöglicht. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Urethane </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Phosphatpuffer Saline (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isofluran </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Silicon-Sonden </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> A 4 X 2 - Tet - 5mm - 150 - 200 bis 312 </td></tr><tr><td> Dye I (DiIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexamethason 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Augensalbe </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Lidocain HCl 2% mit Adrenalin </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Stereotaktischen Rahmen </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Electrode Manipulator und Halter </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rat Ohr-Bars </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Rat-Adapter </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anästhesie-Maske </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Skalpell </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Skalpellklingen </td><td> Vorbild </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro Präparierscheren </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Schrauben </td><td> Gould Pasteners Begrenzte </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Arterienklemmen </td><td> RaubenUnzen Chirurgische Instrumente </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ Gauge-Nadeln </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Mikromotor Kontrolle </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Präparierzange </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Knochenwachs </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Druckluftflasche </td><td> Falcon Safety Products, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Enzymatische Reiniger </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Destilliertes Wasser </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dental Acrylpulver </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Dental Acryl Flüssigkeit </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digitale Lynx SX-System </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Alligator-Kabel </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat

Groß angelegte elektrophysiologischen Ableitungen von neuronalen Ensembles bieten die Möglichkeit zu untersuchen, wie das Gehirn die Vielzahl von Verhaltensweisen aus dem Aufstocken Aktivität seiner Neuronen orchestriert. Eine der effektivsten Methoden zur Überwachung spiking Aktivität aus einer großen Zahl von Neuronen in mehreren lokalen neuronalen Schaltkreise gleichzeitig wird durch Verwendung von Silizium Elektroden-Arrays 1-3. Aktionspotentiale produzieren große transmembrane Spannung ändert sich in der Nähe von Zell-Somata. Diese Ausgangssignale können, indem ein Leiter in der Nähe eines Neurons gemessen werden. Wenn es viele aktive (Aufstocken) Neuronen in der Nähe der Spitze sind, zeichnet der Elektrode kombinierte Signal aus allen von ihnen, wo Beitrag eines einzelnen Neurons durch seine &quot;elektrische Distanz &#39;gewichtet wird. Silicon Sonden sind ideal Aufnahme Elektroden auf mehrere Neuronen aufgrund einer großen Anzahl von Aufnahme-Websites (+64) und einem kleinen Volumen zu überwachen. Furthermore, können mehrere Websites über eine Distanz von Millimeter angeordnet werden, so dass für die gleichzeitige Aufnahmen von neuronaler Aktivität in den verschiedenen kortikalen Ebenen oder in mehreren kortikalen Säulen (Abb. 1). Wichtig ist, dass die geometrisch genaue Verteilung der Aufnahme Websites ermöglicht auch die Bestimmung der räumlichen Beziehung der isolierten einzelnen Neuronen 4. Hier beschreiben wir eine akute, groß angelegten neuronalen Aufnahme aus dem linken und rechten Vorderbein somatosensorischen Kortex gleichzeitig in einer narkotisierten Ratten mit Silizium-Sonden (Abb. 2).

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Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Extrazelluläre Aufnahmen von neuronaler Aktivität unter Verwendung von Silizium-Sonden in der narkotisierten Ratte beschrieben. Diese Technik ermöglicht Auskünfte über mehrere Hirnareale aus mehr als 100 Neuronen gleichzeitig. Es stellt Informationen über einzelne Zelle Auflösung zu neuronalen Ensembles Dynamik in mehreren lokalen Schaltungen.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

24.8K Aufrufe.  University of Lethbridge. Extrazelluläre Aufnahmen von neuronaler Aktivität unter Verwendung von Silizium-Sonden in der narkotisierten Ratte beschrieben. Diese Technik ermöglicht Auskünfte über mehrere Hirnareale aus mehr als 100 Neuronen gleichzeitig. Es stellt Informationen über einzelne Zelle Auflösung zu neuronalen Ensembles Dynamik in mehreren lokalen Schaltungen.

Serie: Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Forschung

Neurowissenschaften

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Ein vollautomatisiertes und vielseitig verwendbares System zum Testen von Multi-kognitiven Funktionen und Aufnahme neuronaler Aktivitäten bei Nagetieren

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Schnelle Micro-Iontophorese von Glutamat und GABA: Ein nützliches Tool, um Synaptic Integration Untersuchen

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.