Wir sind dankbar, Karin Winterhalter und Kerstin Semmler für technische Hilfe. Diese Arbeit wurde durch des Exzellenzclusters BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) von der Deutschen Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Alle Methoden, bei denen lebende Tiere sind durch das Regierungspräsidium Freiburg im Einklang mit dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt worden.
1. Vorbereitungen
<ol><li>Entwerfen Sie und erstellen Sie eine entsprechende einsatzwerkzeug vorübergehend tragen die Silizium-Sonde und der Elektrode Stecker während des Prozesses der Implantation. Siehe Abbildung 1 für ein Beispiel benutzerdefinierte gebaute einsatzwerkzeug.</li>
	<li>Lösen Sie vorsichtig die Silizium Sonde und Elektrode Connector aus der Verpackung mit Keramik Spitzen Pinzette.</li>
	<li>Heben Sie die Anschlussplatine und sicher befestigen Sie es mit einem Krokodil-Klemme an einem Ständer befestigt.</li>
	<li>Verwenden ein Stereoskop, richten Sie die Sonde mit dem Einsetzwerkzeug mit Keramik-bestückte Zangen. ~ 2 mm Auftragen von Paraffinwachs geschmolzen mit einer linken, die Sonde auf das einsatzwerkzeug zu kleben. Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren.</li>
	<li>Fixieren Sie die Elektrode-Connector an der Welle das einsatzwerkzeug mit standard Klebeband. Beachten Sie, dass je nach Hersteller, Massekabel müssen die Anschlussplatine Elektrode vor der Implantation verlötet werden könnte. Entfernen Sie die Isolierung von zwei kurze Stücke von Lack-isolierten Kupferdraht mit Lötzinn mit einem Lötkolben (400 ° C) angewendet. Löten Sie das Massekabel an die entsprechenden Schlitze in der Elektrode Anschlussplatine.</li>
	<li>Entfernen Sie die Isolierung von zwei zusätzliche Stücke des kupfernen Drahtes. Wickeln Sie jeden blanken Kupferdraht dreimal um eine Edelstahlschraube (1 mm Durchmesser, 2 mm Länge). Gelten Sie Flussmittel zum Löten von Stahl geeignet und Löten Sie den Kupferdraht an der Unterseite des Schraubverschlusses. Stellen Sie sicher, dass die untere Hälfte des Schraubengewindes bleibt von Zinn frei.</li>
	<li>Verwenden Sie ein standard-Multimeter für elektrische Kontaktierung zwischen Draht und Schrauben zu überprüfen.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Schäfte der Silizium-Sonde und den Boden Schrauben durch Eintauchen in 70 % igem Ethanol (10 s).</li>
	<li>Bereiten Sie eine Schutzhülle für das Implantat Sonde durch den Kopf eines Kunststoffs Pasteurpipette in zwei Hälften schneiden.</li>
</ol>2. Implantation Operation
<ol><li>Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente (Schere, feine Spitze Pinzetten, chirurgische Klemmen) mit einem heißen Perle Sterilisator. Wischen Sie alle Oberflächen mit 70 % Ethanol.</li>
	<li>Anästhesie mit Isofluran 3 % Sauerstoff geliefert bei ~ 1 L/min zu induzieren.<ol>
<li>Verwenden Sie für die Wartung 1-1,5 % Isofluran. Beachten Sie, dass die Isofluran-Konzentration erforderlich, um chirurgische Toleranz zu erreichen von Tier zu Tier unterschiedlich sein kann.</li>
		<li>Stabile chirurgische Toleranz wird erreicht, wenn das Tier reagiert nicht auf Zeh kneifen. Die Atemfrequenz der Maus zu überwachen und ggf. die Konzentration von Isofluran.</li>
		<li>Wenden Sie Salbe auf das Tier Augen Austrocknen zu verhindern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montieren Sie die Maus in einem stereotaktischen Rahmen durch sanft Ohr Bars in den Gehörgang einführen. Sobald der Kopf der Maus durch die Ohr-Balken stabilisiert wird, platzieren Sie ein Mundstück über die Schnauze für kontinuierliche Isofluran Lieferung. Platzieren Sie den Mauszeiger über ein Heizkissen auf Handtuch oder Pad und Buprenorphin subkutan zu injizieren (0,05 - 0,1 mg/kg Körpergewicht) um postoperative Analgesie zu gewährleisten.</li>
	<li>Rasieren Sie den Kopf mit einem standard Rasierer zu und Desinfizieren Sie die Haut mit 70 % Ethanol. Chirurgische Scheren, einen Einschnitt in die Haut entlang der Mittellinie des Schädels und die Haut mit chirurgischen Klammern öffnen.</li>
	<li>Richten Sie den Kopf des Tieres mit Hilfe von einer stereotaktischen Alignment-Tool zur Ebene Bregma und Lambda. Es sollte weniger als 50 µm Höhenversatz zwischen Bregma und Lambda. Darüber hinaus definiert Ebene, die den Kopf entlang der Mediolateral Achse durch Messung der Tiefe von Bregma am Schädel an der Oberfläche Abstände Links und rechts (z. B. 1 mm Links und rechts der Bregma). Stellen Sie die Neigung des Kopfes, bei Bedarf.</li>
	<li>Reinigen Sie den Kopf mit 3 % Wasserstoffperoxid und mit sterilen Baumwolle Tücher wischen Sie trocken.</li>
	<li>Bestimmen Sie den Speicherort der die Kraniotomie relativ Bregma mit einer entsprechenden stereotaktischen Atlas12.</li>
	<li>Bohren Sie mit einem 0,9 mm Bohrkopf, zwei Schraubenlöcher in den Knochen über das Kleinhirn, Boden und Referenz Schrauben zu platzieren. Darüber hinaus sind 1-3 Löcher für Verankerung Schrauben wünschenswert, das Implantat zu stabilisieren. Die Lage des Ankerschrauben richtet sich nach den Speicherort der die Kraniotomie. Platzieren Sie für die Implantation in Hippocampus Ankerschrauben über kontralateralen parietalen und ipsilateral frontalen Kortex. Stecken Sie die Schrauben in den Knochen mit einem geeigneten Schraubendreher. Achten Sie darauf, nicht in das Gehirn eindringen.</li>
	<li>Durchführen Sie die Kraniotomie durch langsam Ausdünnung des Schädels mit dem Bohrer in einem rechteckigen Bereich um die Implantation Seite. Befeuchten Sie häufig die Knochen mit steriler Phosphatpuffer (PB). Die verbleibenden ausgedünnte Schädel kann sanft durchbohrt und mit Hilfe einer feinen (27G) Injektionsnadel und Pinzette entfernt.</li>
	<li>Die Dura Mater sorgfältig mit einer dünnen Injektionsnadel (27G) durchstoßen. Bilden Sie einen kleinen Haken durch die Spitze der Nadel mit einer Pinzette biegen und ziehen Sie die Dura für die Entfernung. Gelten Sie PB um die Gehirn-Oberfläche Austrocknen verhindert wird.</li>
	<li>Das einsatzwerkzeug Elektrode auf einem stereotaktischen Halter montieren, NULL die Sonde am Bregma, und bewegen Sie die Sonde in der stereotaktischen Koordinaten über die Kraniotomie. Dringen Sie langsam in die Oberfläche des Gehirns. Stellen Sie sicher, dass die Sonde Wellen nicht biegen. Implantation durch Blutgefäße zu vermeiden.</li>
	<li>Senken Sie langsam die Sonde bis ~ 200 µm über die gewünschte Tiefe. Decken Sie die Kraniotomie und Ableger der Silizium-Sonde mit sterilisierter Vaseline für Schutz. Wenden Sie dental Zement um die Basis der Sonde auf die Verankerung Schraube in den Schädel zu beheben.</li>
	<li>Gerade nach dem Zement auftragen, langsam bewegen der Sonde auf die Solltiefe. Voran die letzten ~ 200 µm nach Anwendung des Zements seitliche Bewegung der Sonde reduziert und sorgt für minimalen Gewebeschädigung im Zielgebiet. Beachten Sie, dass die Aushärtezeit des Zements verwendet diesen Schritt des Protokolls auswirken kann. Überspringen Sie mit schnell heilen Zement diesen Schritt und Implantat direkt die Sonde die Zieltiefe zur Vermeidung von Schäden an der Silizium-Sonde.</li>
	<li>Nachdem der Zement ausgehärtet ist, lassen Sie die Sonde aus dem Einsetzwerkzeug durch Schmelzen des Wachses mit einem linken.</li>
	<li>Lassen Sie die Anschlussplatine vom Gerät einfügen und positionieren Sie es an einem geeigneten Ort auf den Schädel mit einem Krokodil Klemme an der Einfügemarke Griff befestigt. Im Falle einer Sonde Implantation in den Hippocampus setzen Sie die Connector-Platine am kontralateralen Parietal Knochen. Befestigen Sie die Anschlussplatine an den Schädel mit dental Zement.</li>
	<li>Löten Sie Boden und Referenz Drähten Connector Board an den Seilen über das Kleinhirn, die zwei Schrauben befestigt.</li>
	<li>Schneiden Sie die Schutzabdeckung auf die richtige Höhe und legen Sie es über die Silizium-Sonde. Befestigen Sie die Abdeckung auf der Anschlussplatine und Schädel mit dental Zement, die Haut um den exponierten Schädel zu vermeiden. Nähen die Haut um den Implantationsort ist in der Regel nicht erforderlich.</li>
</ol>3. Erholung nach der Operation
<ol><li>Wenden Sie geeignete schmerzstillende Behandlung für mindestens 2 Tage (z. B. subkutane Injektionen von Buprenorphin alle 6 h tagsüber und im Trinkwasser über Nacht mit Carprofen (4-5 mg/kg Körpergewicht) subkutan alle 24 h kombiniert). Single-Gehäuse wird empfohlen, um Schäden an das Implantat.</li>
	<li>Mindestens eine Woche für die Wiederherstellung zu ermöglichen. Wenden Sie sich an lokalen Tierschutzrichtlinien.</li>
</ol>4. Datenerfassung
<ol><li>Rekord drängendere von frei beweglichen Mäuse verwenden ein passende Datenerfassungssystem, verbunden durch einen Kommutator. Drängendere erwerben, verwenden Sie eine Abtastfrequenz von 1 bis 5 kHz. Höhere Abtastraten (20-30 kHz) sind erforderlich, wenn Monoblock-Entladungen sind zusammen mit der LFP aufgezeichnet werden.</li>
	<li>Speichern Sie raw-Aufnahme-Dateien der einzelnen Kanäle für offline-Analyse.</li>
</ol>5. Histologie
<ol><li>Nach Abschluss der Aufnahme tief betäuben des Tieres (z.B. 2 g/kg Körper Gewicht Urethan injiziert intraperitoneal). Bestätigen Sie die Narkose Zustand durch mangelnde Reaktion bis zu den Zehen kneifen.</li>
	<li>Durchspülen Sie die Maus-Transcardially mit eiskalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (~ 1 min) gefolgt von 4 % Paraformaldehyd (~ 10 min) mit standard Intracardial Perfusion Methoden13. Vor Perfusion, elektrolytische schädigendes der Aufnahme Websites möglicherweise durch durchgeführt (z. B. durch die Anwendung von 10-20 V der Konstante Spannung für bis zu 1 s). Alternativ Fluoreszenzfarbstoffen auf den Schaft Tipps angewendet, bevor Implantation verwendet werden kann, um Identifikation zu verfolgen. Testen die verschiedenen Methoden zur Identifizierung von Elektrodenpositionen, optimale Ergebnisse mit verschiedenen Arten von Silizium-Sonden zu erzielen wird empfohlen.</li>
	<li>Schneiden Sie Gehirn-Abschnitte (~ 100 µm) und Färben Sie die Scheiben mit 4'-6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI, 1 µg/mL) gefolgt von drei Waschschritten in PB (jede 10 min bei Raumtemperatur).</li>
	<li>Die Abschnitte auf einen Objektträger zu platzieren, geben Sie einen Tropfen der Einbettung von Medium und Abdeckprofil mit einem Deckglas. Lassen Sie die einbettende mittlere über Nacht trocknen bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Mit einem Epifluoreszenz oder konfokale Laserscanning-Mikroskop, den Standort der Aufnahme Websites identifizieren.</li>
	<li>Zur Wiederherstellung der Silizium-Sonde für die weitere Verwendung zu versuchen, halten Sie die Sonde mit einem Krokodil-Klemme und lassen Sie die Sonde aus dem Schädel durch sorgfältig Schmelzen des dental Zements mit einem Lötkolben (400 ° C). Achten Sie darauf, nicht um die Sonde Shanks während dieses Vorgangs zu berühren!</li>
	<li>Waschen Sie die Sonde in heißes destilliertes Wasser (~ 80 ° C, 15 min), gefolgt von enzymatischen Lösung (1 % Tergazyme in destilliertem Wasser, 30 min bei Raumtemperatur) und ein weiteres waschen Schritt in destilliertem Wasser (15 min). Beachten Sie, dass die Erfolgsquote bei der Sonde Wiederherstellung niedrig ist.</li>
</ol>6. CSD-Analyse
<ol><li>Mit Hilfe einer geeigneten Analyseumgebung (z.B. Python), konvertieren LFP Daten von einer einzelnen Schaft zum CSD durch Annäherung an die zweite räumliche Ableitung entlang des Schafts als <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> wo LFPn, t ist die LFP-Signal auf die n-th -Elektrode zum Zeitpunkt t und ΔZ ist der Abstand zwischen Elektrode. Beachten Sie, dass aufgrund der n-1 und n+ 1-Operationen, der CSD der ersten und letzten Elektroden des Schaftes abgeschätzt werden kann, die unter Berücksichtigung während der Platzierung der Sonde werden muss. Implementieren der Näherungsformel mit ein kurzes Segment des Codes, die das CSD-Signal für jede Elektrode während der Iteration über Zeit (siehe ergänzende Codedatei) berechnet.</li>
	<li>Verwenden Sie die erhaltenen CSD-Signal für weitere Analysen (z. B. Studium bestimmte Frequenzbänder des Gehirns Schwingungen durch Anwendung der Bandpass-Filter).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+oscillations+in+cortical+networks.">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li><li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li><li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning.">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li><li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+hippocampal+sharp-wave+ripples+support+spatial+memory.">Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory.</a> Science. 336 (6087), 1454-1458 (2012).</li><li>Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+execution+of+working+memory+linked+to+synchronized+high-frequency+gamma+oscillations.">Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations.</a> Cell. 157 (4), 845-857 (2014).</li><li>Karalis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-Hz+oscillations+synchronize+prefrontal-amygdala+circuits+during+fear+behavior.">4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior.</a> Nature Neuroscience. 19 (4), 605-612 (2016).</li><li>Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus.">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex:+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena.">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li><li>Laszt&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus.">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li><li>Str&#252;ber, M., Sauer, J. -. F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus.">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758 (2017).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+local+is+the+local+field+potential?.">How local is the local field potential?.</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li><li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex.">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li><li>Last&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+gamma+oscillations+in+the+distal+dendritic+field+of+the+dentate+gyrus+and+the+CA1+area+of+mouse+hippocampus.">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li><li>Nguyen Chi, V., M&#252;ller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Branka&#269;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice.">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li><li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes.">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Zunehmende Beweise zeigen, dass Gehirn Schwingungen in hippocampal neuronalen Schaltkreisen in diskreten räumlichen Bereichen10,11,16auftreten. CSD-Analyse reduziert drastisch den Einfluss der Lautstärke Wärmeleitung, eine entscheidende Voraussetzung für das Studium der lokalen Schwingung Veranstaltungen. Mit diesem Video stellen wir eine Anleitung zur Maus Hippocampus für die Analyse von CSD Daten Silizium Sonden implantie...

Schwingungen in die LFP engagieren sich kritisch in Informationsverarbeitung durch neuronale Schaltkreise. Sie decken ein breites Spektrum an Frequenzen, von langsamen Wellen (~ 1 Hz) bis hin zu schnellen Wellen Schwingungen (~ 200 Hz)1. Unterschiedliche Frequenzbänder sind verbunden mit kognitiven Funktionen, einschließlich Gedächtnis, emotionale Verarbeitung und Navigation2,3,4,5,6,7. Stromfluss über neuronalen Membranen bildet den größten Teil des LFP Signal8. Kationen in der Zelle (z.B. durch Aktivierung der erregenden glutamatergen Synapsen) stellen eine aktive Stromsenke (da kostenlos das extrazelluläre Medium verlässt). Im Gegensatz dazu zeigt net Fluss der positiven Ladung auf das extrazelluläre Medium, z. B. durch Aktivierung des Gabaergen hemmenden Synapsen, eine aktive Stromquelle an dieser Stelle. In neuronalen Dipole sind Stromsenken mit passiven Quellen gepaart, aufgrund der Strömungen beeinflussen Membran kostenlos an entfernten Standorten zu kompensieren.
Das elektrische Feld durch neuronale Remoteprozessen produziert auch beträchtliche Spannung Durchbiegungen auf einer Aufnahme Elektrode führen kann und somit fälschlicherweise als ein lokales Ereignis angesehen werden könnte. Dieses Volumen-Leitung stellt eine ernste Herausforderung für die Interpretation der LFP-Signale. CSD-Analyse gibt Auskunft über lokale Stromsenken und Quellen zugrunde liegenden LFP signalisiert und umfasst daher ein Mittel zur Verringerung der Auswirkungen der Band Leitung8. In laminierte Strukturen wie der Hippocampus erhalten Sie durch die zweite räumliche Ableitung von der LFP, aufgenommen von Äquidistanten Elektroden angeordnet senkrecht bis laminar Flugzeuge9eindimensionale CSD-Signale. Das Aufkommen von im Handel erhältlichen linearen Silizium Sonden ermöglichte Forscher, die CSD-Methode für das Studium der lokalen Schwingung Aktivität im Hippocampus zu nutzen. Beispielsweise wurde nachgewiesen, dass unterschiedliche Gamma Schwingungen in eine Schicht-spezifisch in die CA1 Bereich10entstehen. Darüber hinaus hat CSD Analyse unabhängige Hot Spots der Gamma-Aktivität in den wichtigsten Zellschicht der dentate Gyrus11identifiziert. Wichtig ist, waren diese Ergebnisse nur in lokalen CSD aber nicht im LFP-Signale erkennbar. CSD-Analyse liefert somit ein mächtiges Werkzeug um Einblick in die batteriegestützte Operationen des Hippocampus.
In diesem Protokoll bieten wir einen umfassenden Leitfaden um eindimensionale CSD-Signale mit Silizium-Sonden zu erhalten. Diese Methoden ermöglichen Benutzern, lokalisierte Oszillation Ereignisse im Hippocampus von Mäusen, Verhalten zu untersuchen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1106">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Crocodile clamp with stand</td>
			<td style="width:381px;">Reichelt Elektronik</td>
			<td style="width:151px;">HALTER ZD-10D</td>
			<td style="width:376px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Silicon probe</td>
			<td style="width:381px;">Cambridge Neurotech</td>
			<td style="width:151px;">P-series 32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Stereoscope</td>
			<td style="width:381px;">Olympus</td>
			<td style="width:151px;">SZ51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Varnish-insulated copper wire</td>
			<td style="width:381px;">B&#252;rklin Elektronik</td>
			<td style="width:151px;">89 F 232</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:199px;">Ground screws</td>
			<td style="width:381px;">Screws &#38; More GmbH (screwsandmore.de)</td>
			<td style="width:151px;">DIN 84 A2 M1x2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Flux</td>
			<td style="width:381px;">Stannol</td>
			<td style="width:151px;">114018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Ceramic-tipped forceps</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">11210-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Paraffine Wax</td>
			<td style="width:381px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">327204</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Cauterizer</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">18010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Soldering iron</td>
			<td style="width:381px;">Kurtz Ersa</td>
			<td style="width:151px;">OIC1300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Multimeter</td>
			<td style="width:381px;">Uni-T</td>
			<td style="width:151px;">UT61C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Ethanol</td>
			<td style="width:381px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:151px;">9065.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Pasteur pipettes</td>
			<td style="width:381px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:151px;">EA65.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Heat sterilizer</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">18000-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:381px;">David Kopf</td>
			<td style="width:151px;">Model 1900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Stereotaxic electrode holder</td>
			<td style="width:381px;">David Kopf</td>
			<td style="width:151px;">Model 1900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:381px;">Abbvie</td>
			<td style="width:151px;">B506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Oxygen concentrator</td>
			<td style="width:381px;">Respironix</td>
			<td style="width:151px;">1020007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:381px;">Indivior UK Limited</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Electrical shaver</td>
			<td style="width:381px;">Tondeo</td>
			<td style="width:151px;">Eco-XS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Heating pad</td>
			<td style="width:381px;">Thermolux</td>
			<td style="width:151px;">463265/-67</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Surgical clamps</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">18050-28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Hydrogen peroxide</td>
			<td style="width:381px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">H1009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Sterile cotton wipes</td>
			<td style="width:381px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:151px;">EH12.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Drill</td>
			<td style="width:381px;">Proxxon</td>
			<td style="width:151px;">Micromot 230/E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">21G injection needle</td>
			<td style="width:381px;">B. Braun</td>
			<td style="width:151px;">4657527</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td>
			<td style="width:381px;"></td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Stereotaxic atlas</td>
			<td style="width:381px;">Elsevier</td>
			<td style="width:151px;">9.78012E+12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Surgical scissors</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">14094-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Surgical forceps</td>
			<td style="width:381px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:151px;">11272-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">27G injection needles</td>
			<td style="width:381px;">B. Braun</td>
			<td style="width:151px;">4657705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Vaseline</td>
			<td style="width:381px;"></td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Dental cement</td>
			<td style="width:381px;">Sun Medical</td>
			<td style="width:151px;">SuperBond T&#38;M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Carprofen</td>
			<td style="width:381px;">Zoetis</td>
			<td style="width:151px;">Rimadyl 50mg/ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Recording amplifier</td>
			<td style="width:381px;">Intan Technologies</td>
			<td style="width:151px;">C3323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">USB acquisition board</td>
			<td style="width:381px;">Intan Technologies</td>
			<td style="width:151px;">C3004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Recording cables</td>
			<td style="width:381px;">Intan Technologies</td>
			<td style="width:151px;">C3216</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Electrical commutator</td>
			<td style="width:381px;">Doric lenses</td>
			<td style="width:151px;">HRJ-OE_FC_12_HARW</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Acquisition software</td>
			<td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td>
			<td style="width:151px;">GUI</td>
			<td>allows platform-independent data acquisition</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Computer for data acquisition</td>
			<td style="width:381px;"></td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Analysis environment</td>
			<td>Python (www.python.org)</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td>allows platform-independent data analysis</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Urethane</td>
			<td style="width:381px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Vibratome</td>
			<td style="width:381px;">Leica</td>
			<td style="width:151px;">VT1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Microscope slides</td>
			<td style="width:381px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:151px;">H868.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Cover slips</td>
			<td style="width:381px;">Carl Roth</td>
			<td style="width:151px;">H878.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Embedding medium</td>
			<td style="width:381px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">81381-50G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Distilled water</td>
			<td style="width:381px;">Millipore</td>
			<td style="width:151px;">Milli Q</td>
			<td>Table-top machine for the production of distilled water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Tergazyme</td>
			<td style="width:381px;">Alconox</td>
			<td style="width:151px;">Tergazyme</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

Das lokale Feld-Potenzial (LFP) ergibt sich aus Ionen-Bewegungen über neuronalen Membranen. Da die Spannung von LFP-Elektroden erfasst das summierte elektrische Feld eine große Menge von Hirngewebe widerspiegelt, ist die Gewinnung von Informationen über lokale Aktivitäten eine Herausforderung. Studium der neuronale Mikroschaltungen, erfordert jedoch eine sichere Unterscheidung zwischen wirklich lokale Veranstaltungen und Volumen durchgeführt Signale mit Ursprung in fernen Hirnregionen. Aktuelle Quelle Dichte (CSD) Analyse bietet eine Lösung für dieses Problem durch die Bereitstellung von Informationen über aktuelle Senke und Quelle in der Nähe der Elektroden. In Hirnarealen mit laminarer Cytoarchitecture wie Hippocampus erhalten Sie eindimensionale CSD durch Schätzung der zweiten räumliche Ableitung von der LFP. Hier beschreiben wir eine Methode zur Aufzeichnung Multilaminar drängendere mit linearen Silizium-Sonden in den dorsalen Hippocampus implantiert. CSD-Spuren werden auf einzelne Ableger der Sonde berechnet. Dieses Protokoll beschreibt somit ein Verfahren um räumlich begrenzten neuronalen Netzes Schwingungen im Hippocampus von frei beweglichen Mäuse zu beheben.

Abbildung 1 zeigt das einsatzwerkzeug für die Implantation von Silizium-Sonden verwendet. Aufnahmen von chronisch implantierten Silizium-Sonden Ausrichtung der CA1-Region und das Granulat Zellschicht von dentate Gyrus sind in Abbildung 2dargestellt. Während der freien Bewegung in der Homecage verzeichneten wir drängendere aus der Sonde-Ableger. Um die Wirkung der Lautstärke Wärmeleitung zu minimieren, wurden die erhaltenen S...

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Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Dieses Protokoll beschreibt die Aufzeichnung des lokalen Feldes Potentiale mit Multi-Schaft, die lineare Silicon-Sonden. Umwandlung der Signale mit Hilfe der aktuellen Quelle dichteanalyse ermöglicht die Rekonstruktion der lokalen elektrischen Aktivität im Hippocampus Maus. Mit dieser Technik können räumlich begrenzten Gehirn Schwingungen frei beweglichen Mäusen untersucht werden.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

recording-spatially-restricted-oscillations-hippocampus-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K Aufrufe.  University of Freiburg. Dieses Protokoll beschreibt die Aufzeichnung des lokalen Feldes Potentiale mit Multi-Schaft, die lineare Silicon-Sonden. Umwandlung der Signale mit Hilfe der aktuellen Quelle dichteanalyse ermöglicht die Rekonstruktion der lokalen elektrischen Aktivität im Hippocampus Maus. Mit dieser Technik können räumlich begrenzten Gehirn Schwingungen frei beweglichen Mäusen untersucht werden.

Serie: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Derivation of Glial Restricted Precursors from E13 mice

This is a protocol for derivation of glial restricted precursor (GRP) cells from the spinal cord of E13 mouse fetuses. These cells are early precursors within the oligodendrocytic cell lineage. Recently, these cells have been studied as potential source for restorative therapies in white matter diseases. Periventricular leukomalacia (PVL) is the leading cause of non-genetic white matter disease in childhood and affects up to 50% of extremely premature infants. The data suggest a heightened susceptibility of the developing brain to hypoxia-ischemia, oxidative stress and excitotoxicity that selectively targets nascent white matter. Glial restricted precursors (GRP), oligodendrocyte progenitor cells (OPC) and immature oligodendrocytes (preOL) seem to be key players in the development of PVL and are the subject of continuing studies. Furthermore, previous studies have identified a subset of CNS tissue that has increased susceptibility to glutamate excitotoxicity as well as a developmental pattern to this susceptibility. Our laboratory is currently investigating the role of oligodendrocyte progenitors in PVL and use cells at the GRP stage of development. We utilize these derived GRP cells in several experimental paradigms to test their response to select stresses consistent with PVL. GRP cells can be manipulated in vitro into OPCs and preOL for transplantation experiments with mouse PVL models and in vitro models of PVL-like insults including hypoxia-ischemia. By using cultured cells and in vitro studies there would be reduced variability between experiments which facilitates interpretation of the data. Cultured cells also allows for enrichment of the GRP population while minimizing the impact of contaminating cells of non-GRP phenotype.

This protocol outlines the derivation of Glial Restricted Precursors from fetal spinal cords and maintained in vitro either for transplantation or for the study of oligodendrocytic lineage.

Ableitung von Gliazellen Eingeschränkte Vorstufen aus E13-Mäusen

This is a protocol for derivation of glial restricted precursor (GRP) cells from the spinal cord of E13 mouse fetuses. These cells are early precursors ...

Forschung

Neurowissenschaften

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Recording Gamma-Band-Oszillationen in Nucleus pedunculopontinus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetische Mitnahme von Hippocampal Theta Schwingungen im Verhalten der Mäuse

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bau eine verbesserte Multi-Tuberkuloseinfektion Hyperdrive für groß angelegte neuronalen Aufnahme in Ratten Verhalten

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 by Electrophysiological Field Recording

The study of synaptic plasticity in the hippocampus has focused on the use of the CA3-CA1 lamellar network. Less attention has been given to the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network. Recently however, an associational connection between CA1-CA1 pyramidal neurons has been shown. Therefore, there is the need to investigate whether the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network of the hippocampus supports synaptic plasticity.
We designed a protocol to investigate the presence or absence of long-term synaptic plasticity in the interlamellar hippocampal CA1 network using electrophysiological field recordings both in vivo and in vitro. For in vivo extracellular field recordings, the recording and stimulation electrodes were placed in a septal-temporal axis of the dorsal hippocampus at a longitudinal angle, to evoke field excitatory postsynaptic potentials. For in vitro extracellular field recordings, hippocampal longitudinal slices were cut parallel to the septal-temporal plane. Recording and stimulation electrodes were placed in the stratum oriens (S.O) and the stratum radiatum (S.R) of the hippocampus along the longitudinal axis. This enabled us to investigate the directional and layer specificity of evoked excitatory postsynaptic potentials. Already established protocols were used to induce long-term potentiation (LTP) and long-term depression (LTD) both in vivo and in vitro. Our results demonstrated that the longitudinal interlamellar CA1 network supports N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor-dependent long-term potentiation (LTP) with no directional or layer specificity. The interlamellar network, however, in contrast to the transverse lamellar network, did not present with any significant long-term depression (LTD).

We used recording and stimulation electrodes in longitudinal hippocampal brain slices and longitudinally positioned recording and stimulation electrodes in the dorsal hippocampus in vivo to evoke extracellular postsynaptic potentials and demonstrate long-term synaptic plasticity along the longitudinal interlamellar CA1.

Untersuchung der langfristigen synaptischen Plastizität im Interlamellar Hippocampus CA1 durch elektrophysiologische Feldaufzeichnung

The study of synaptic plasticity in the hippocampus has focused on the use of the CA3-CA1 lamellar network. Less attention has been given to the ...

Electrocorticographic Recording of Cerebral Cortex Areas Manipulated Using an Adeno-Associated Virus Targeting Cofilin in Mice

The use of electrocorticographic (ECoG) recordings in rodents is relevant to sleep research and to the study of a wide range of neurological conditions. Adeno-associated viruses (AAVs) are increasingly used to improve understanding of brain circuits and their functions. The AAV-mediated manipulation of specific cell populations and/or of precise molecular components has been tremendously useful to identify new sleep regulatory circuits/molecules and key proteins contributing to the adverse effects of sleep loss. For instance, inhibiting activity of the filamentous actin-severing protein&#160;cofilin&#160;using AAV prevents sleep deprivation-induced memory impairment. Here, a protocol is&#160;described that combines the manipulation of cofilin function in a cerebral cortex area with the recording of ECoG activity to examine whether cortical cofilin modulates the wakefulness and sleep ECoG signals. AAV injection is performed during the same surgical procedure as the implantation of ECoG and electromyographic (EMG) electrodes in adult male and female mice. Mice are anesthetized, and their heads are shaved. After skin cleaning and incision, stereotaxic coordinates of the motor cortex are determined, and the skull is pierced at this location. A cannula prefilled with an AAV expressing cofilinS3D, an inactive form of cofilin, is slowly positioned in the cortical tissue. After AAV infusion, gold-covered screws (ECoG electrodes) are screwed through the skull and cemented to the skull with gold wires inserted in the neck muscles (EMG electrodes). The animals are allowed three weeks to recover and to ensure sufficient expression of cofilinS3D. The infected area and cell type are verified using immunohistochemistry, and the ECoG is analyzed using visual identification of vigilance states and spectral analysis. In summary, this combined methodological approach allows the investigation of the precise contribution of molecular components regulating neuronal morphology and connectivity to the regulation of synchronized cerebral cortex activity during wakefulness and sleep.

This article describes a protocol for the manipulation of molecular targets in the cerebral cortex using adeno-associated viruses and for monitoring the effects of this manipulation during wakefulness and sleep using electrocorticographic recordings.

Elektrokortikographische Aufzeichnung von Großhirnrindenbereichen manipuliert mit einem Adeno-assoziierten Virus, das auf Cofilin bei Mäusen abzielt

The use of electrocorticographic (ECoG) recordings in rodents is relevant to sleep research and to the study of a wide range of neurological conditions. ...

Preparation of Acute Slices from Dorsal Hippocampus for Whole-Cell Recording and Neuronal Reconstruction in the Dentate Gyrus of Adult Mice

Although the general architecture of the hippocampus is similar along its longitudinal axis, recent studies have revealed prominent differences in molecular, anatomical and functional criteria suggesting a division into different sub-circuits along its rostro-caudal extent. Owing to differential connectivity and function the most fundamental distinction is made between the dorsal and the ventral hippocampus, which are preferentially involved in spatial and emotional processing, respectively. Accordingly, in vivo work regarding spatial memory formation has focused on the dorsal hippocampus.
In contrast, electro-physiological in vitro recordings have been preferentially performed on intermediate-ventral hippocampus, largely motivated by factors like slice viability and circuit integrity. To allow for direct correlation of in vivo data on spatial processing with in vitro data we have adapted previous sectioning methods to obtain highly viable transverse brain slices from the dorsal-intermediate hippocampus for long-term recordings of principal cells and interneurons in the dentate gyrus. As spatial behavior is routinely analyzed in adult mice, we have combined this transversal slicing procedure with the use of protective solutions to enhance viability of brain tissue from mature animals. We use this approach for mice of about 3 months of age. The method offers a good alternative to the coronal preparation which is frequently used for in vitro studies on dorsal hippocampus. We compare these two preparations in terms of quality of recordings and preservation of morphological features of recorded neurons.

We present a protocol to prepare acute-slices from the dorsal-intermediate hippocampus of mice. We compare this transversal preparation with coronal slicing in terms of quality of recordings and preservation of morphological features of recorded neurons.

Vorbereitung von akuten Scheiben aus dem Dorsal Hippocampus für die Ganzzellaufnahme und neuronale Rekonstruktion im Dentate Gyrus von erwachsenen Mäusen