We would like to acknowledge the significant contribution Dr. Shiwei Huang (Australian National University) in validating the method. Furthermore, we would like to thank Ms. Kasia Pietrajtis for helpful comments regarding Golgi cells and Mr. Vitaly Lerner for the cortex experimental data. This work was supported by PITN-GA-2009-238686 (CEREBNET), FP7-ICT (REALNET), ELSC and ISF.

Alle in diesem Protokoll beschriebenen experimentellen Verfahren wurden von der Hebräischen Universität Animal Care und Use Committee genehmigt. 1. Herstellung der Lösungen und Werkzeuge für Slicing <ol><li> Herstellung von 1 l physiologischen Standardlösung (SPS) mit den in Tabelle 1 beschriebenen Ionen. <ol><li> Vorbereitung einer Stammlösung, die die Salze von 10-fachen der Endkonzentration im Voraus in einem Speicherglasflasche mit 1000 ml entionisiertem Wasser (Leitfähigkeit von 0,055 &amp; mgr; S / cm) gefüllt. Hinzufügen Salze (NaCl, KCl, KH 2 PO 4 und MgSO 4), und Rühren, bis es vollständig gelöst ist. Bewahren Sie die Stammlösung in 4 ° C. </li><li> Die endgültige SPS-Lösung am Tag des Experiments. 100 ml der Stammlösung zu 700 ml gereinigtem Wasser unter Verwendung magnetischer Rührstab lösen das Glucose (3,6 g) und NaHCO 3 (2,18 g) und dann Hinzufügen von gereinigtem Wasser bis zu 1 l </li><li> Gleichgewicht kommen die solutiauf durch Begasung mit 95% O 2/5% CO 2 für ~ 20 min. Danach fügen Sie 2 ml 1 M CaCl 2 -Lösung. </li></ol></li><li> Montieren Sie folgende Werkzeuge (Abbildung 1). <ol><li> Bereiten Sie große Schere oder einem anderen Werkzeug für Enthauptung, kleine chirurgische Scheren zum Öffnen des Schädels, um feine Spitze Pinzette zum Anheben des Schädels, um das Gehirn freizulegen, Skalpell mit Klinge zum Sezieren den gewünschten Teil des Gehirns in Scheiben geschnitten werden und eine kleine Spachtel zur Manipulation der seziert Hirnteile. </li><li> Außerdem bereiten kleine Stücke von Filterpapier zur Entfernung von überschüssiger Flüssigkeit aus dem Gehirn, zwei kleine Petrischalen für das Gehirn in zwei 500 ml Becherglas zur Aufnahme erwärmt gereinigtes Wasser und SPS, und Cyanacrylat-Klebstoff zum Verkleben des Gehirns, die zerlegt werden Slicing Bühne. </li><li> Bereiten Sie eine kleine Bürste für die Handhabung der Scheiben während der Schneiden und einem breiten Mund Glas Pasteurpipette zur Bewegung der Scheiben von der Schneide Bad zur Erholung chamber. Desinfizieren Sie die Werkzeuge, um das Wachstum von Bakterien in den warmen Scheibe Bäder verhindern. Darüber hinaus verwenden saubere Laborhandschuhe. </li></ol></li><li> Bereiten Sie einen untergetauchten Slice Rückgewinnungskammer wie von Gibb und Edwards 15 beschrieben. Kontinuierlich Gas die SPS in ihm mit 95% O 2/5% CO 2 und halten bei 36 ° C. Stellen Sie sicher, dass die Begasung nicht in kleinen Blasen in der Badewanne, die Scheiben beschädigen könnten gefangen führen. </li><li> Warm ~ 300 ml der SPS bis 36 ° C auf einer Heizplatte mit Magnetrührer oder in einem Wasserbad. Wenn eine Heizplatte verwendet wird, kümmern sich um die Lösung von Überhitzung, die in Ionen Fällung führen kann. Im Falle kommt es vor, warme Frisch SPS statt Kühl die alte. </li><li> Bringen ~ 500 ml gereinigtem Wasser zum Kochen mit einem elektrischen Wasserkocher und in ein Becherglas, kombiniert 300 ml davon mit kaltem Wasser, um etwas wärmer Wasser als der Slicing Temperatur zu erhalten. Verwenden Sie diese erwärmt gereinigtes Wasser während der Enthauptung und verwenden Sie die Leistungsbezogenening des abgekochtes Wasser später für die Aufrechterhaltung der physiologischen Temperatur des Slicing-Bad. </li><li> Betäuben die Maus durch Injektion von 0,1 ml von Pentobarbital (60 mg / ml) intraperitoneal verabreicht. Nach ein paar Minuten kontrollieren, ob das Tier nicht zu stark Zehe oder Schwanz drückt reagieren, um den Mangel der Empfindung zu ermitteln. </li></ol> 2. Präparieren des Gehirns <ol><li> Enthaupten Sie die Maus schnell durch Schneiden der Hals mit den großen Schere in der Nähe der Rückseite des Schädels, und lassen Sie den Kopf in den Becher mit erwärmtem gereinigtem Wasser abzuspülen überschüssiges Blut sinken. </li><li> Setzen Sie das Foramen magnum in den Schädel unter der Nackenmuskulatur und der Haut, möglicherweise das Entfernen des Hals mit dem kleinen Schere. </li><li> Ziehen Sie die Haut auf der Oberseite des Schädels in der Lage sein, um die Schädelnähte deutlich sehen, um das Öffnen des Schädels Führer sein. </li><li> Schneiden Sie den Schädel öffnen, indem Sie die untere Spitze der kleinen Schere durch das Foramen magnum und sofort wandeln sie in Richtungdie laterale Seite. Vorsichtig entlang der Seitenkante des Scheitelbeins bis zu einer Stelle hinter den Augen und dem frontoparietal Naht abgeschnitten; dann biegen Sie in Richtung der Mitte des Schädels und über die Mittellinie auf die andere Seite des Schädels geschnitten (siehe grüne gestrichelte Linie in Abbildung 2a). </li><li> Mit feiner Spitze Pinzette, heben Sie den Schädel von der frontoparietal Ecke und ziehen Sie sie schräg nach oben und zur Seite, um das Gehirn ausgesetzt werden (siehe gelben gestrichelten Pfeil in Abbildung 2a). Stellen Sie sicher, dass der Schädel ist nicht auf einen Knochen oder Haut des Kopfes angebracht ist, so dass das Gehirn wird an Ort und Stelle bleiben, wenn der Schädel wird angehoben. Im Falle, dass das Gehirn mit dem Schädel bewegen, verwenden Sie die kleine Schere, jede Bindegewebe zwischen dem Schädel und dem Gehirn zu entfernen. </li><li> Wenn das Gehirn ausgesetzt ist, nicht zulassen das Gehirn trocken sein. So führen Sie die nächsten Schritte, während die Schädel und das Gehirn in einer Petrischale mit erwärmt gefüllt, vergast SPS. </li><li> Nehmen Sie den Teil des Gehirns für e verwendetXperiment vom Rest des Gehirns mit einem Skalpell und einem Spatel. Im Falle der Verwendung des Kleinhirns, lösen sich von der Vorderhirn durch einen einzigen Schnitt durch das Mittelhirn und Pons (entlang der roten Linien in den 2B-D) und verschieben Sie sie in eine kleine Petrischale, die frisch enthält, vergast SPS. </li><li> Entfernen Sie den Hirnstamm, eine gerade und breite Basis für die Verklebung das Gehirn Schneidstufe beim Schneiden das Kleinhirn in horizontaler Ebene zu bilden. Kurz legen Sie das Kleinhirn auf einem nassen Stück Filterpapier, so dass die Seite, die aus dem Vorderhirn geschnitten wurde nach unten zeigt. <ol><li> Schneiden Sie den Hirnstamm mit einem Skalpell, um die Basis zu bilden (wie bei der blauen Linie in 2B angegeben) und schicken Sie das Kleinhirn an die SPS. Wenn andere Ebenen der Schneid nötig sind, schneiden Sie die Kleinhirn-Block entsprechend (blaue Linien in den 2C &amp; D). </li></ol></li></ol> 3. Schneiden des Gehirns <ol><li> Bereiten Sie den Schneidstufe durch die Ermittlung, dass es dry, bevor ein kleiner Tropfen Superkleber in der Mitte der Bühne. </li><li> Heben Sie das Gehirn Block von der SPS mit einem Spatel mit der richtigen Seite nach oben, und entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit aus dem Gehirn mit kleinen Stücken von Filterpapier. Dann, mit einem einzigen Bewegung, schieben das Gehirn vor dem Spatel auf die Tropfen Kleber auf der Bühne. </li><li> Um das Gehirn vor dem Trocknen und den Kleber vom Laufen auf den Seiten des Gewebes zu verhindern, ein paar Tropfen von SPS mit einer Pasteurpipette und platzieren Sie den Schneidstufe in der Schneidekammer. Ausrichten des Gehirns blockieren, so dass die Bereiche von Interesse (zB Kleinhirnrinde) sind gegenüber der Klinge und somit zur geringsten mechanischen Druck, bevor es geschnitten unterworfen werden. </li><li> Schneiden Sie jede Scheibe nach den Anweisungen des Herstellers, während er ständig Begasung des SPS in der Schneidkammer sowie die Temperatur bei 34 bis 37 ° C. Halten Sie die Temperatur der Schneidkammer in diesem Bereich durch Befüllen des external Kammer der Slicer mit erwärmtem gereinigtem Wasser und Ersetzen des Wassers, wenn die Temperatur zu niedrig fällt. HINWEIS: Die Slicing Parameter müssen experimentell für jede Art von Gewebe und Nervenzellen, die untersucht werden gefunden werden. Im Falle des Campden SMZ 700 Schneider mit Keramikschaufeln und zerebelläre Golgi-Zellen verwenden 0,75 mm Schwingungsamplitude bei 65 Hz und die Vorschubgeschwindigkeit von 0,05 mm / sec; für Kleinhirnkern Neuronen höherer Amplitude und Frequenz (1 mm und 90 Hz, jeweils) und langsamer Vorschubgeschwindigkeit (0,01-0,02 mm / sec) empfohlen. Für beide Golgi und Kleinhirnkernneuronen sollte Schichtdicke 300 &amp; mgr; m. </li><li> Während der Schneiden, erlauben nicht die Scheiben an sich selbst zu falten. Verhindern Sie dies, indem Sie vorsichtig unterstützt sie mit einer weichen Bürste, vorzugsweise nur in Bereichen, die nicht von Interesse für das Experiment sind Berühren der Scheibe. Achten Sie darauf, den Pinsel vom Berühren der Vibratom Klinge zu verhindern; insbesondere im Falle der keramischen Blätter, sogar ein leichter Kontaktkann die Klinge beschädigen. </li><li> Bewegen Sie jede Scheibe von der Schneidekammer zu einer Erholung / Haltekammer mit einem breiten Mund, feuerpolierte Glaspasteurpipette. </li><li> Lassen Sie die Scheiben ruhen in der Kammer für mindestens 1 Stunde vor dem Start des Experiments. Dies ermöglicht den Abbau geschädigter oder sterbende Zellen und Gewebe und führt zu einer saubereren Scheibenoberfläche bei. Während der ersten Stunde, Halten der Temperatur des SPS in der Kammer im Bereich von 34-36 ° C; sicherzustellen, dass die Scheiben nicht durch Luftblasen, die die Scheiben beschädigen oder sie schwimmen kann berührt. </li></ol> 4. Experiment <ol><li> Nach 1 Stunde, lassen die Erholung Kammertemperatur abkühlen auf RT (17-25 ° C). Anmerkung: Dies kann die Zeitdauer, während der die Scheiben durch die Verlangsamung des Wachstums von Bakterien und Zellstoffwechsels verwendet werden, zu verlängern. Dieser Zeitraum ist abhängig von der Gehirnregion und Zelltyp. Beispielsweise können bestimmte Arten von Golgi-Zellen gefunden werden gesund in Scheiben zu sein8 Stunden nach dem Schneiden während andere Arten dauern nur 6 Stunden. </li><li> Nach 1 Stunde wurde aus dem Slicing geben, verwenden Sie die Scheiben für die verschiedenen elektrophysiologischen Experimenten. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Wir zeigen ein Verfahren zur Herstellung von akuten Gehirnschnitten von Mäusen in physiologischer statt eiskalter Temperatur. Es wurde gezeigt, dass 11 die Qualität der Scheiben in warmen Bedingungen erhaltenen überlegen ist, wenn sie mit denen mit kalten Bedingungen hergestellt verglichen, vorausgesetzt, daß die Schneidklinge eine minimale vertikale Vibration. Slicing in physiologischer Temperatur können physiologische Artefakte durch die niedrige Temperatur verursacht werden, wie sie auf Veränderungen im Stoffwechsel 17-19, die in Abweichungen von Einzelzelle sowie das Netzwerkverhalten zu manifestieren kann, verhindert werden. Außerdem, obwohl das Slicing Verfahren sollte offensichtlich ohne unnötige Verzögerungen durchgeführt werden, gibt es keine Notwendigkeit, mit der Aufschnitt beeilen (wie es beim Schneiden in eiskaltem Bedingungen, um Schneid beenden, bevor Lösungen zu warm werden, und um das zu verhindern Schäden durch lang anhaltende Einfrieren des Gewebes). So können langsamere Schnittgeschwindigkeiten unsed. Dies kann von Vorteil für den Fall des Schneidens sehr empfindliche Strukturen sein. Last, jedoch ohne den Kühlschritt der beiden Lösungen und des Gehirns reduziert die Zeit für das Verfahren als auch die Komplexität erforderlich. Die Abkühlung der Lösung auf eiskaltes Temperatur erfordert etwa 40 min mehr als die Erwärmung der Lösung auf physiologische Temperatur, so dass mehr Zeit für das Experiment selbst. Es wurde gezeigt, dass 20 die Intensität der Fluoreszenz in kortikalen Neuronen in GAD67-GFP-Mäuse ist stärker, wenn die Prüfung in Scheiben schneiden 20 ° C im Vergleich mit denen in 0 ° C geschnitten. Dies unterstützt weiter die Vorstellung, dass das Schneiden in eiskaltem Temperatur übt einen schädlichen Einfluss auf die Lebensfähigkeit der Neuronen. Andererseits wird in dem gleichen Papier wurde gezeigt, dass die Dichte der fluoreszierenden Neuronen in Scheiben geschnitten wurde bei 37 ° C, erhalten im Vergleich zu denen bei 20 ° C geschnitten reduziert. Der Streit mit den Ergebnissen könnte arisich aus der Tatsache, dass die z-Ablenkung nicht unter Überlegungen gemacht. Wie oben erwähnt, hat die z-Ablenkung einen starken Einfluss auf die Qualität des Gewebes beim Schneiden in physiologischer Temperatur, neben der Qualität der Klinge und der Geschwindigkeit und andere Einstellungen des Slicers. Einer der entscheidenden Teile des Verfahrens beinhaltet die Feinabstimmung der Schneidklinge vor dem Schneiden. Anders als bei der Verwendung von eiskaltem Lösungen, bei denen das Schneiden wahrscheinlich beinhaltet sowohl horizontale Schneid sowie vertikale &quot;Knacken&quot; der starren Lipidmembranen, die unter physiologischen Bedingungen wird jede Bewegung der Schneidklinge in der z-Richtung werden Schäden im Gewebe verursachen. Um dies zu minimieren, sollte die Klinge so hart und gerade wie möglich sein; Nach unserer Erfahrung haben herkömmliche Rasierklingen zu viele Unvollkommenheiten verwendbar zu sein. Hochwertige Edelstahlklingen speziell für Vibratom Nutzung konzipiert sind besser, aber für beste Ergebnisse empfehlen wir Einzel abgeschrägte ceramic Klingen. Darüber hinaus empfehlen wir dringend, die Ausgaben viel Zeit für eine perfekte horizontale Ausrichtung der Blätter, da diese Scheibe Qualität direkt beeinflusst. Wir verwenden die Campden 700SMZ Slicer, die Abstimmung der Blattausrichtung ermöglicht, so dass die Vibration in der z-Ebene von weniger als 0,5 um. Tatsächlich ist die wichtigste Beschränkung der Heißschneidverfahren die Abhängigkeit von Schneidklinge Qualität und Stabilität. Wenn diese Anforderungen nicht erfüllt werden können, ist es ratsam, die traditionelle eiskaltem Schneidverfahren beim Schneiden in eiskalten Lösung wie variierende Osmolarität von teils gefrorenen stattdessen verwenden, trotz der Nachteile. Die gezeigte Verfahren wird verwendet, um horizontale Scheiben des Kleinhirns zu erhalten; mit einfachen Modifikationen kann das gleiche Verfahren verwendet werden, um Scheiben entweder in der koronalen und sagittalen Ebene zu erhalten, aus vielen anderen Bereichen der Vorder - oder Hirns sowie des Hirnstamms. Für Scheiben der vorderen Teile des Vorderhirns und Olfactory System sollte der Schädel mehr anterioren geschnitten werden, um Schäden an diesen Bauteilen zu verhindern. Wir ziel halten das Verfahren so einfach und kurz wie möglich und nicht vorge Perfusion des Tieres beschäftigen, noch übernehmen wir in der physiologischen Lösung für Schneid ersetzen keine Komponenten. Dies ermöglicht das Verfahren gemäß der spezifischen neuronalen Subtypen von Interesse verändert werden. Es ist wahrscheinlich, dass Modifikationen der Schneidlösungen (wie in den Referenzen in der Einleitung beschrieben) kann weiter die Lebensfähigkeit der Scheiben und die Robustheit der Ergebnisse zu verbessern. Im allgemeinen sollte das Verfahren mit den meisten anderen üblichen physiologischen Lösungen üblicherweise für elektrophysiologische Aufzeichnung verwendet werden, kompatibel sein. In dem hier dargestellten Verfahren werden Scheiben 300 um dick geschnitten. Die optimale Schichtdicke ist abhängig von der geschnittenen Hirnregion, und die Zellen von Interesse. Für die Netzwerkintegrität Überlegungen, die Scheiben sollten nicht dünner als 250 &amp; mgr; m, und wegen der Diffusionsbeschränkungen die bis seinpro Grenze der Schichtdicke ist ~ 400-450 &amp; mgr; m. Ein kritischer Schritt bei diesem Verfahren hinsichtlich der Verklebung des Gehirns zu der Schneidstufe, wie auch kleine Instabilität im Gewebe kann in unebenem oder unbrauchbar Scheiben führen. Daher sollte darauf geachtet werden, sicherzustellen, dass die Hirnoberfläche keine überschüssige SPS, wenn sie auf die Klebetropfen gesenkt werden; Außerdem wird zu viel Kleber in das Gehirn liegenden ungleichmäßig auf der Bühne und eventuell von der Stufe Ablösen während des Schneidens führen. Auch könnte überschüssigen Leim kriechen auf den Gewebeseiten und zusätzlich die Einführung Inhomogenität in den Scheiben, kann die Klinge beschädigt. Es gibt ein paar Schwierigkeiten, die beim Wechsel der Slicing-Protokoll aus dem eiskalten Methode zum Beweis Hitzeverfahren steigen könnte. Eine der Schwierigkeiten ist das Auftreten von Bakterien in den Scheiben. Aus diesem Grund ist es wichtig, die Werkzeuge, die Kammer und das Schneiden Bad mit Ethanol vor dem Eingriff zu desinfizieren. Auch DrehenAusschalten der Heizungsanlage in der Erholungsbades nach 1 Stunde verlangsamt das Wachstum von Bakterien. Schließlich sollte betont werden, dass die Verbesserung der Gesundheit der Neuronen in Scheiben geschnitten in physiologischer Temperatur kann auch in Änderungen ihrer Eigenschaften führen. Daher ist es ratsam, einen ersten Vergleich der von den Scheiben mit warmen und kalten Methoden erhaltenen Ergebnisse durchzuführen, insbesondere, wenn die Experimente sind Teil eines längeren Projekt mit früheren Arbeiten im Kaltverfahren erfolgt.

Das Ziel der vorgestellten Methode ist es, qualitativ hochwertige akuten Hirnschnitten für die in vitro elektrophysiologischen Experimenten bekommen, vor allem bei der Verwendung von Erwachsenen oder sogar alte Tiere. Die akute Hirnschneidverfahren, wie von Skrede und Westgaard 1 in zwei eleganten Sätzen beschrieben, hat sich zu einer der Grundlagen der modernen neurowissenschaftlichen Forschung und wird weltweit in unzähligen Variationen beschäftigt. Die Qualität der Schichten wird in der Anzahl der lebenden Neuronen pro Schicht reflektiert wird, die Zeitdauer, während welcher die Zellen behalten ihre elektrophysiologischen und morphologischen Eigenschaften als auch die Integrität des Gewebes. Außerdem ist die maximale Dauer für einen stabilen Aufzeichnungen hängt von der Qualität der Schichten. Somit entlang der Jahrzehnte die ursprüngliche Schneidverfahren wurde weiter von einzelnen Forschungsgruppen entwickelt Scheibe Erholung nach dem Schneiden 2-10, die durch komplexe Modifikationen der Zusammensetzung der Schneide erweitern or Recovery-Lösungen (wie Hinzufügen Ascorbat, Thioharnstoff oder auch H 2 O 2) als auch intrakardiale Perfusion vorge des Tieres mit gekühlten physiologischen Lösungen. Wie kürzlich gezeigt, 11 scheint physiologischer Temperatur während des Schneidens als vorteilhafter als Kühl neuronale Gesundheit; die Verbesserung ist auffälligsten bei der Arbeit mit Erwachsenen (2-8 Monate) Nagetiere. Vermeidung dramatische Temperaturänderungen verhindert Artefakte aufgrund von temperaturabhängigen Prozesse in den Zellen, wie Plastizität 13 und Ionenkanäle Kinetik 13,14. Solche Änderungen können Membranspannung und der intrazellulären Calcium-Signalgebung, spitze Schwelle beeinflussen, und Spike Form. Die &quot;heiße&quot; akute Schnittpräparat hier vorgestellte Verfahren ist ein allgemeines Verfahren zur Gewinnung hochwertiger akuten Hirnschnitten von jeder Region des Gehirns, einschließlich des Kleinhirns, die Cortex und Hippocampus, Hirnstammkerne 16 &lt;/ Sup&gt; und Riechkolben, die beide in Ratten und Mäusen. Bemerkenswert ist, erfordert die physiologische Temperatur Slicing Verfahren, dass die Schneidklinge schwingt nahezu perfekt horizontal und ist ohne bauliche Mängel. Eine solche Präzision vielleicht nicht erreichbar mit älteren Slicer Modelle; In solchen Fällen empfehlen wir die Durchführung der Schnittpräparat in eiskalten Bedingungen wie die niedrige Temperatur scheint das Gewebe widerstandsfähiger gegen mechanische Beschädigungen, auch wenn auf Kosten der Stoffwechselfehler zu machen.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital</td><td>CTS</td><td>170066</td><td>Concentration: 60 mg/ml in physiological saline.</td></tr><tr><td>Big scissors&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>14001-16</td><td>Any large scissors or a guillotine with sufficiently sharp edges can be used for decapitation&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Prestige medical</td><td>48,148</td><td>Any fine tip scissors can be used, provided the scissor blades are not longer than 1.5&amp;#8211;2 cm</td></tr><tr><td>Fine tip forceps&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade #11</td><td>FST</td><td>10011-00</td><td></td></tr><tr><td>Small spatula&amp;nbsp;</td><td>Fisher&amp;nbsp;</td><td>2350</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td></td><td></td><td>Any laboratory brand can be used.</td></tr><tr><td>Petri dishes</td><td>Duroplan</td><td>Z231509-1</td><td></td></tr><tr><td>Glass beakers&amp;nbsp;</td><td>SCHOT</td><td>10022846</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipette&amp;nbsp;</td><td>Maple Leaf Brand</td><td>14672-029</td><td></td></tr><tr><td>Super glue&amp;nbsp;</td><td>LOCTITE</td><td>4091361/1</td><td></td></tr><tr><td>Slicer</td><td>Campden</td><td>7000-smz</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic slicing blade</td><td>Campden</td><td>7550-1-C</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic heater/stirrer</td><td></td><td></td><td>For heating up the SPS for the procedure</td></tr><tr><td>Electric kettle</td><td></td><td></td><td>For heating up water for temperature control</td></tr><tr><td>Slice recovery chamber + heating unit</td><td>Warner instruments</td><td>&amp;nbsp;BSC-HT +&amp;nbsp; BSC-BUW</td><td>Home-built models may also be used.</td></tr><tr><td>Thermometer</td><td></td><td></td><td>For monitoring SPS temperature during dissection and slicing</td></tr></tbody></table>

slice it hot: acute adult brain slicing in physiological temperature

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Vorbereitung der akuten Hirnschnitten. Dieses Verfahren ist ein kritisches Element für elektrophysiologische Patch-Clamp-Experimenten, die weitgehend die Qualität der Ergebnisse bestimmt. Es hat sich gezeigt, dass das Weglassen der Kühlschritt während des Schneidverfahrens ist vorteilhaft beim Erhalt gesunder Scheiben und Zellen, insbesondere beim Umgang mit hoch myelinisierten Hirnstrukturen aus reifen Tieren. Obwohl der genaue Mechanismus, durch erhöhte Temperatur unterstützt neuronalen Gesundheit kann nur spekuliert werden, liegt es nahe, daß, wenn möglich, die Temperatur in dem das Schneiden durchgeführt wird, sollte in der Nähe von physiologischen Bedingungen, um temperaturbedingte Artefakte zu vermeiden. Ein weiterer wichtiger Vorteil dieses Verfahrens ist die Einfachheit des Verfahrens und damit die kurzen Vorbereitungszeit. In der Methode nachgewiesen erwachsenen Mäusen werden verwendet, aber die gleiche Prozedur kann mit jüngeren Mäusen als auch Ratten angewendet werden. Auch die folgenden Patch clamp Experiment auf horizontalen Kleinhirnschnitten durchgeführt, aber die gleiche Prozedur kann auch in anderen Ebenen als auch andere hinteren Bereichen des Gehirns verwendet werden.

Scheiben in der beschriebenen Weise hergestellt wurden, können für verschiedene elektrophysiologische und optogenetische Experimente eingesetzt werden. In 3A und 3C zeigen wir ein repräsentatives Beispiel eines horizontalen Kleinhirnscheibe und einem koronalen Gehirnrindenscheibe jeweils unter Differentialinterferenz (DIC) Optik angesehen. In der Klein Scheibe, können verschiedene Arten von Kleinhirn-Neuronen leicht durch ihre Lage und Zellkörperform erkannt werden, so dass gezielt elektrophysiologischen Ableitungen. In 3B und 3D zeichnet Beispiel aus Ganzzell patch-clamp Ableitungen in Stromzange Modus aus einem spontan aktiven Kleinhirn Golgi Zelle und kortikalen Pyramidenzellen gezeigt. Weitere Beispiele für die Qualität der elektrophysiologischen und optogenetischen Aufnahmen von hot-Scheiben geschnitten Gehirne erhalten kann Huang und Uusisaari 11 und Lefler et al. 16 zu finden. <table border="0" cellpadding=&quot;0&quot; cellspacing = &quot;0&quot;&gt; <tbody><tr height="34"><td height="34" style="height:34px;width:108px;"></td><td style="width:103px;"> Konzentration [mm] </td><td style="width:143px;"> Gewicht (g / L) </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:108px;"> NaCl </td><td style="width:103px;"> 124 </td><td style="width:143px;"> 72,5 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:108px;"> KCl </td><td style="width:103px;"> 3 </td><td style="width:143px;"> 2,23 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:108px;"> KH 2 PO 4 </td><td style="width:103px;"> 1.2 </td><td style="width:143px;"> 1,63 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:108px;"> MgSO 4 * 6 H 2 O </td><td style="width:103px;"> 1,9 </td><td style="width:143px;"> 4.3 </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:108px;"> Glucose </td><td style="width:103px;"> 20 </td><td style="width:143px;"> 3,6 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:108px;"> NaHCO3 </td><td style="width:103px;"> 26 </td><td style="width:143px;"> 2,18 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:108px;"> CaCl 2 </td><td style="width:103px;"> 2 </td><td style="width:143px;"> 1,109 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Zusammensetzung der physiologischen Standardlösung. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52068/52068fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Anordnung der Werkzeuge. 1. Big Schere, 2. Kleine chirurgische Scheren, 3. Skalpell mit Klinge # 11, 4. Feine Spitze Pinzette, 5. Kleine Spachtel, 6. Kleine Petrischalen, 7. Becherglas für VE-Wasser, 8. Becherglas erwärmt gassed physiologischen Lösung, 9. Superkleber, 10. dünnen Pinsel, 11. Pasteur-Pipette, 12. Kleine Spritze, 13. Pentobarbital, 14 Filterpapiere, 15. Cutting Bühne. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52068/52068fig2highres.jpg" /> . Abbildung 2. Schematische Darstellung der Schädel und Gehirn Dissektion (A) Zeichnung, die die Öffnung des Schädels, um das Gehirn freizulegen (B - D). Schematische Zeichnungen beschreibt die Ebenen der Schneiden des Gehirns für die drei großen Schnittebenen. Die blaue Linie stellt die Ebene, auf die das Gehirn wird aufgeklebt werden. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52068/52068fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Repräsentative Ergebnisse der Methode. (A) eine horizontale Scheibe o zerebelläremit dem nachgewiesen Verfahren btained. Die drei Hauptschichten der Kleinhirnrinde (Körnerzellschicht, GC Schicht; Purkinje Neuronenschicht, PN Schicht; molekulare Schicht, ML) als auch der weißen Substanz (WM) angezeigt. Ein Patch-Clamp-Elektrode ist schematisch auf einen Golgi-Zelle (GOC) (Maßstab: 40 &amp; mgr; m) aufgestellt. (B) beispielsweise die Aufnahme von der in A gezeigt Golgi Zell Die Aufnahme wird mit einem Patch-Clamp-Elektrode in Current-Clamp erhalten Modus. (In schwarz: repräsentative Spur von sechs Grauspuren). (C) einen koronalen Gehirnrindenscheibe mit der nachgewiesenen Methode erhalten. Pyramidenzellen der Hirnrinde werden zusammen mit einer schematischen Zeichnung eines Patch-Clamp-Elektrode gezeigt. (D) beispielsweise Patch-Clamp-Aufzeichnung, in Stromzange Modus aus der in (C) gezeigt Pyramidenzelle. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52068/52068fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version davon zu sehen Figur.</a>

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Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

Slice It Hot: Akute erwachsenen Gehirn Slicing in physiologischen Temperatur

Here we present a protocol for preparation of acute brain slices. This procedure is a critical element for electrophysiological patch-clamp experiments ...

slice-it-hot-acute-adult-brain-slicing-in-physiological-temperature

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.2K Aufrufe.  Hebrew University of Jerusalem. In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

Serie: Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method

This protocol is a practical guide to the N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. Numerous recent studies have validated the utility of this method for enhancing neuronal preservation and overall brain slice viability. The implementation of this technique by early adopters has facilitated detailed investigations into brain function using diverse experimental applications and spanning a wide range of animal ages, brain regions, and cell types. Steps are outlined for carrying out the protective recovery brain slice technique using an optimized NMDG artificial cerebrospinal fluid (aCSF) media formulation and enhanced procedure to reliably obtain healthy brain slices for patch clamp electrophysiology. With this updated approach, a substantial improvement is observed in the speed and reliability of gigaohm seal formation during targeted patch clamp recording experiments while maintaining excellent neuronal preservation, thereby facilitating challenging experimental applications. Representative results are provided from multi-neuron patch clamp recording experiments to assay synaptic connectivity in neocortical brain slices prepared from young adult transgenic mice and mature adult human neurosurgical specimens. Furthermore, the optimized NMDG protective recovery method of brain slicing is compatible with both juvenile and adult animals, thus resolving a limitation of the original methodology. In summary, a single media formulation and brain slicing procedure can be implemented across various species and ages to achieve excellent viability and tissue preservation.

Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method

This protocol demonstrates the implementation of an optimized N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. A single media formulation is used to reliably obtain healthy brain slices from animals of any age and for diverse experimental applications.

Vorbereitung der akuten Gehirnscheiben mit einem optimierten N-Methyl-D-Glucamine-schützende Recovery-Methode

This protocol is a practical guide to the N-methyl-D-glucamine (NMDG) protective recovery method of brain slice preparation. Numerous recent studies have ...

Forschung

Neurowissenschaften

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Subzellulärer Patch-Clamp-Aufnahmen aus der somatodendritische Domain nigraler Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, very few have been widely accepted. Here, we propose&#160;a new procedure&#160;adapted from the well-known ex vivo brain slice technique, which offers a closer in vivo-like scenario than in vitro preparations, for investigating the early events triggering cell degeneration, as observed in Alzheimer&#39;s disease (AD). This variation consists of simple and easily reproducible steps, which enable preservation of the anatomical cytoarchitecture of the selected brain region and its local functionality in a physiological milieu. Different anatomical areas can be obtained from the same brain, providing the opportunity to perform multiple experiments with the treatments in question in a site-, dose-, and time-dependent manner. Potential limitations&#160;which could affect the outcomes related to this methodology are related to the conservation of the tissue, i.e., the maintenance of its anatomical integrity during the slicing and incubation steps and the section thickness, which can influence the biochemical and immunohistochemical analysis. This approach can be employed for different purposes, such as exploring molecular mechanisms involved in physiological or pathological conditions, drug screening, or dose-response assays. Finally, this protocol could also reduce the number of animals employed in behavioral studies. The application reported here has been recently described and tested for the first time on ex vivo rat brain slices containing the basal forebrain (BF), which is one of the cerebral regions primarily affected in AD. Specifically, it has been demonstrated that the administration of a toxic peptide derived from the C-terminus of acetylcholinesterase (AChE) could prompt an AD-like profile, triggering, along the antero-posterior axis of the BF, a differential expression of proteins altered in AD, such as the alpha7 nicotinic receptor (&#945;7-nAChR), phosphorylated Tau (p-Tau), and amyloid beta (A&#946;).

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

We present a method which can&#160;provide further insights into the early events underlying neurodegeneration and based on the established ex-vivo brain technique, combining the advantages of in vivo and in vitro experiments. Moreover, it represents a unique opportunity for direct comparison of treated and untreated group in the same anatomical plane.

Ein alternativer Ansatz zur primären Ereignissen in Neurodegeneration mit Ex Vivo Ratte Gehirnscheiben studieren

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

Two-photon Imaging of Microglial Processes' Attraction Toward ATP or Serotonin in Acute Brain Slices

Microglial cells are resident innate immune cells of the brain that constantly scan their environment with their long processes and, upon disruption of homeostasis, undergo rapid morphological changes. For example, a laser lesion induces in a few minutes an oriented growth of microglial processes, also called &#34;directional motility&#34;, toward the site of injury. A similar effect can be obtained by delivering locally ATP or serotonin (5-hydroxytryptamine [5-HT]). In this article, we describe a protocol to induce a directional growth of microglial processes toward a local application of ATP or 5-HT in acute brain slices of young and adult mice and to image this attraction over time by multiphoton microscopy. A simple method of quantification with free and open-source image analysis software is proposed. A challenge that still characterizes acute brain slices is the limited time, decreasing with age, during which the cells remain in a physiological state. This protocol, thus, highlights some technical improvements (medium, air-liquid interface chamber, imaging chamber with a double perfusion) aimed at optimizing the viability of microglial cells over several hours, especially in slices from adult mice.

Microglia, the resident immune cells of the brain, respond quickly with morphological changes to modifications of their environment. This protocol describes how to use two-photon microscopy to study the attraction of microglial processes toward serotonin or ATP in acute brain slices of mice.

Zwei-Photon Imaging der Mikroglia Prozesse Anziehung in Richtung ATP oder Serotonin im akuten Gehirnscheiben

Microglial cells are resident innate immune cells of the brain that constantly scan their environment with their long processes and, upon disruption of ...

Short-Term Free-Floating Slice Cultures from the Adult Human Brain

Organotypic, or slice cultures, have been widely employed to model aspects of the central nervous system functioning in vitro. Despite the potential of slice cultures in neuroscience, studies using adult nervous tissue to prepare such cultures are still scarce, particularly those from human subjects. The use of adult human tissue to prepare slice cultures is particularly attractive to enhance the understanding of human neuropathologies, as they hold unique properties typical of the mature human brain lacking in slices produced from rodent (usually neonatal) nervous tissue. This protocol describes how to use brain tissue collected from living human donors submitted to resective brain surgery to prepare short-term, free-floating slice cultures. Procedures to maintain and perform biochemical and cell biology assays using these cultures are also presented. Representative results demonstrate that the typical human cortical lamination is preserved in slices after 4 days in vitro (DIV4), with expected presence of the main neural cell types. Moreover, slices at DIV4 undergo robust cell death when challenged with a toxic stimulus (H2O2), indicating the potential of this model to serve as a platform in cell death assays. This method, a simpler and cost-effective alternative to the widely used protocol using membrane inserts, is mainly recommended for running short-term assays aimed to unravel mechanisms of neurodegeneration behind age-associated brain diseases. Finally, although the protocol is devoted to using cortical tissue collected from patients submitted to surgical treatment of pharmacoresistant temporal lobe epilepsy, it is argued that tissue collected from other brain regions/conditions should also be considered as sources to produce similar free-floating slice cultures.

A protocol to prepare free-floating slice cultures from adult human brain is presented. The protocol is a variation of the widely used slice culture method using membrane inserts. It is simple, cost-effective, and recommended for running short-term assays aimed to unravel mechanisms of neurodegeneration behind age-associated brain diseases.

Kurzfristig frei schwebende Scheibenkulturen aus dem erwachsenen menschlichen Gehirn

Organotypic, or slice cultures, have been widely employed to model aspects of the central nervous system functioning in vitro. Despite the potential of ...

Minimizing Hypoxia in Hippocampal Slices from Adult and Aging Mice

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high fidelity. Exploration of LTP and LTD mechanisms, single neuron dendritic computation, and experience-dependent changes in circuitry, would not have been possible without this classical preparation. However, with a few exceptions, most basic research using acute hippocampal slices has been performed using slices from rodents of relatively young ages, ~P20-P40, even though synaptic and intrinsic excitability mechanisms have a long developmental tail that reaches past P60. The main appeal of using young hippocampal slices is preservation of neuronal health aided by higher tolerance to hypoxic damage. However, there is a need to understand neuronal function at more mature stages of development, further accentuated by the development of various animal models of neurodegenerative diseases that require an aging brain preparation. Here we describe a modification to an acute hippocampal slice preparation that reliably delivers healthy slices from adult and aging mouse hippocampi. The protocol&#8217;s critical steps are transcardial perfusion and cutting with ice-cold sodium-free NMDG-aSCF. Together, these steps attenuate the hypoxia-induced drop in ATP upon decapitation, as well as cytotoxic edema caused by passive sodium fluxes. We demonstrate how to cut transversal slices of hippocampus plus cortex using a vibrating microtome. Acute hippocampal slices obtained in this way are reliably healthy over many hours of recording, and are appropriate for both field-recordings and targeted patch-clamp recordings, including targeting of fluorescently labeled neurons.

This is a protocol for acute slice preparation from adult and aging mouse hippocampi that takes advantage of transcardial perfusion and slice cutting with ice-cold NMDG-aCSF to reduce hypoxic damage to the tissue. The resulting slices stay healthy over many hours, and are suitable for long-term patch-clamp and field-recordings.

Minimierung der Hypoxie in Hippocampal Scheiben von erwachsenen und alternden Mäusen

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high ...

Preparing Acute Brain Slices from the Dorsal Pole of the Hippocampus from Adult Rodents

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of cellular and synaptic properties. Nevertheless, there is an ever increasing need to perform correlated analyses between different experimental modes in addition to slice electrophysiology, for example: immunohistochemistry, molecular biology, in vivo imaging or electrophysiological recording; to answer evermore complex questions of brain function. However, making meaningful conclusions from these various experimental approaches is not straightforward, as even within relatively well described brain structures, a high degree of sub-regional variation of cellular function exists. Nowhere is this better exemplified than in the CA1 of the hippocampus, which has well-defined dorso-ventral properties, based on cellular and molecular properties. Nevertheless, many published studies examine protein expression patterns or behaviorally correlated in vivo activity in the dorsal extent of the hippocampus; and explain findings mechanistically with cellular electrophysiology from the ventro-medial region. This is further confounded by the fact that many acute slice electrophysiological experiments are performed in juvenile animals, when other experimental modes are performed in more mature animals. To address these issues, this method incorporates transcardial perfusion of mature (&#62;60 day old rodents) with artificial cerebrospinal fluid followed by preparation of modified coronal slices including the septal pole of the dorsal hippocampus to record from CA1 pyramidal cells. This process leads to the generation of healthy acute slices of dorsal hippocampus allowing for slice-based cellular electrophysiological interrogation matched to other measures.

The purpose of this protocol is to describe a method to produce slices of the dorsal hippocampus for electrophysiological examination. This procedure employs perfusion with chilled ACSF prior to slice preparation with a near-coronal slicing angle which allows for preservation of healthy principal neurons.

Whole-cell patch-clamp recordings from acute rodent brain slices are a mainstay of modern neurophysiological research, allowing precise measurement of ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

Akute Maus Gehirn Schneiden, um spontane Hippocampal-Netzwerk-Aktivität zu untersuchen

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of closed-head mTBI in the preclinical setting to increase translatability to the clinical population. The awake closed-headed injury (ACHI) model uses a modified controlled cortical impactor to deliver closed-headed injury, inducing clinically relevant behavioral deficits without the need for a craniotomy or the use of an anesthetic.
This technique does not normally induce fatalities, skull fractures, or brain bleeds, and is more consistent with being a mild injury. Indeed, the mild nature of the ACHI procedure makes it ideal for studies investigating repetitive mTBI (r-mTBI). Growing evidence indicates that r-mTBI can result in a cumulative injury that produces behavioral symptoms, neuropathological changes, and neurodegeneration. r-mTBI is common in youths playing sports, and these injuries occur during a period of robust synaptic reorganization and myelination, making the younger population particularly vulnerable to the long-term influences of r-mTBI.
Further, r-mTBI occurs in cases of intimate partner violence, a condition for which there are few objective screening measures. In these experiments, synaptic function was assessed in the hippocampus in juvenile rats that had experienced r-mTBI using the ACHI model. Following the injuries, a tissue slicer was utilized to make hippocampal slices to evaluate bidirectional synaptic plasticity in the hippocampus at either 1 or 7 days following the r-mTBI. Overall, the ACHI model provides researchers with an ecologically valid model to study changes in synaptic plasticity following mTBI and r-mTBI.

Here, it is demonstrated how an awake closed-head injury model can be used for examining the effects of repeated mild traumatic brain injury (r-mTBI) on synaptic plasticity in the hippocampus. The model replicates important features of r-mTBI in patients and is used in conjunction with in vitro electrophysiology.

Beurteilung von Veränderungen in der synaptischen Plastizität unter Verwendung eines wachen geschlossenen Kopfverletzungsmodells für ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of ...

Preparation of Brain Sections Using a NMDG-Based Protective Recovery Method

Source: Ting, J. T. et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/53825">Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video describes a protocol to obtain brain slices using an N-Methyl-D-glucamine (NMDG)-based protective recovery method. A dissected brain is incubated in an aCSF with NMDG and HEPES to minimize neuronal cell death and damage during the sectioning. The section is allowed to recover in the aCSF to restore the cellular activities

Präparation von Hirnschnitten mit einer NMDG-basierten protektiven Wiederherstellungsmethode

1. Brain Dissection and Slicing

	Decapitate the animal. Use a scalpel to open the skin on the head and expose the skull cap.
	Use fine super-cut scissors ...