Auf Apoplast-Extraktion basierende Methode zur Verbesserung der Reinheit von pflanzlich produzierten rekombinanten Proteinen

Die Aufreinigung rekombinanter Proteine aus pflanzlichen Systemen wird in der Regel durch pflanzliche Proteine herausgefordert. Diese Arbeit stellt eine Methode zur effektiven Extraktion und Reinigung eines sekretierten rekombinanten Proteins aus dem Apoplast von Nicotiana benthamiana dar.

Pflanzen sind ein neu entwickeltes eukaryotisches Expressionssystem, das zur Herstellung therapeutischer Proteine erforscht wird. Die Reinigung von rekombinanten Proteinen aus Pflanzen ist einer der kritischsten Schritte im Produktionsprozess. In der Regel wurden Proteine aus vollständig löslichen Proteinen (TSP) gereinigt, und das Vorhandensein verschiedener intrazellulärer Proteine und Cytochrome stellt eine Herausforderung für nachfolgende Proteinreinigungsschritte dar. Darüber hinaus werden die meisten therapeutischen Proteine wie Antigene und Antikörper sezerniert, um eine ordnungsgemäße Glykosylierung zu erhalten, und das Vorhandensein unvollständig modifizierter Proteine führt zu inkonsistenten Antigen- oder Antikörperstrukturen. In dieser Arbeit wird eine effektivere Methode zur Gewinnung hochreiner rekombinanter Proteine aus dem apoplastischen Pflanzenraum vorgestellt. Das rekombinante grün fluoreszierende Protein (GFP) wird so verändert, dass es in den Apoplasten von Nicotiana benthamiana sezerniert und dann mit einer Infiltrations-Zentrifugationsmethode extrahiert wird. Das GFP-His aus dem extrahierten Apoplasten wird dann durch Nickel-Affinitätschromatographie aufgereinigt. Im Gegensatz zu den traditionellen Methoden von TSP entstehen bei der Aufreinigung aus dem Apoplasten hochreine rekombinante Proteine. Dies stellt eine wichtige technologische Verbesserung für pflanzliche Produktionssysteme dar.

Heutzutage werden verschiedene pflanzlich produzierte rekombinante therapeutische Proteine untersucht, darunter Antikörper, Impfstoffe, bioaktive Proteine, Enzyme und kleine Polypeptide 1,2,3,4,5,6. Pflanzen werden aufgrund ihrer Sicherheit, ihrer geringen Kosten und ihrer Fähigkeit, die Produktion schnell zu skalieren, zu einer zunehmend genutzten Plattform für die Herstellung therapeutischer Proteine ^7,8. Die Proteinexpression und -modifikation in pflanzlichen Systemen sind zusammen mit der Proteinreinigung kritische Faktoren, die die Produktivität von pflanzlichen Bioreaktoren bestimmen ^9,10. Die Steigerung der Pflanzenproduktivität und die Gewinnung hochreiner Zielproteine sind zentrale Herausforderungen für pflanzenbasierte Produktionssysteme^11,12.

Die subzelluläre Lokalisierung und Modifikation rekombinanter Proteine hängt von dem spezifischen Signalpeptid ab, das am N-Terminus kodiert ist und das Protein während der Genexpression zu seinem endgültigen Organellenziel führt. Rekombinante Proteine sind so konzipiert, dass sie aufgrund ihrer einzigartigen Eigenschaften im Apoplasten, im endoplasmatischen Retikulum (ER), im Chloroplasten, in der Vakuole oder im Zytoplasma lokalisiert^{sind 13}. Bei Antigenen und Antikörpern werden sekretierte Proteine bevorzugt. Vor der Sekretion durchlaufen die Proteine ER und Golgi für eine korrekte Faltung und posttranslationale Modifikationen 14,15,16.

Nach der Produktion in Pflanzen müssen rekombinante Proteine aus Pflanzenextrakten gereinigt werden. Typischerweise werden Proteine aus vollständig löslichen Pflanzenextrakten gereinigt, die reichlich intrazelluläre Proteine, fehlgefaltete und unmodifizierte Produkte und Cytochrome enthalten¹⁷. Um Verunreinigungen zu entfernen, werden Pflanzenextrakte einer umfangreichen Fraktionierung unterzogen, einschließlich einer Ribulose-1,5-Bisphosphat-Carboxylase/Oxygenase (RuBisCO)-spezifischen Affinitätschromatographie, Phytatfällung, Polyethylenglykolfällung und Einstellung von Temperatur und pH^18,19. Solche Schritte zur Entfernung von Verunreinigungen sind mühsam und können die Proteinqualität beeinträchtigen.

Das pflanzliche Zellkompartiment jenseits der Plasmamembran wird als Apoplast definiert und umfasst die Zellwand, die Interzellularräume und das Xylem²⁰. Die wässrige Phase wird allgemein als Apoplast-Waschflüssigkeit (AWF) bezeichnet. AWF enthält Moleküle, die von Zellen sezerniert werden, um zahlreiche biologische Prozesse wie Transport, Zellwandstoffwechsel und Stressreaktionen zu regulieren^21,22. Im Gegensatz zu TSP sind die molekularen Bestandteile von AWF weniger komplex. Die Extraktion rekombinanter Proteine aus AWF kann eine Kontamination durch intrazelluläre Proteine, fehlgefaltete Produkte und zytoplasmatische Überreste vermeiden. Kurz gesagt, das Extraktionslipid gelangt unter Unterdruck durch die Spaltöffnungen in die Blätter, und das AWF wird durch schonende Zentrifugation^{aufgefangen 23}. Während die Isolierung von AWF weit verbreitet ist, um den biologischen Fortschritt in Apoplast 24,25,26,27 zu untersuchen, wurde sie in pflanzlichen Produktionssystemen nicht genutzt.

Die Verbesserung der Pflanzenproduktivität und die Gewinnung hochreiner Zielproteine sind zentrale Herausforderungen für pflanzliche Produktionssysteme²⁸. Typischerweise werden Proteine aus vollständig löslichen Pflanzenextrakten gereinigt, die große Mengen an intrazellulären Proteinen, fehlgefalteten und unmodifizierten Produkten und Cytochromen^{enthalten 29}, was hohe Kosten für die anschließende Reinigung^{erfordert 30}. Die Verwendung von AWF-Proteinextraktionsmethoden zur Extraktion exogener rekombinanter Proteine, die in Apoplasten sezerniert werden, kann die Homogenität rekombinanter Proteine effektiv verbessern und die Kosten für die Proteinreinigung senken. Hier verwenden wir ein Signalpeptid PR1a, um eine exogene Proteinsekretion in den Apoplastenraum zu ermöglichen und stellen eine detaillierte Methode zur rekombinanten Proteinreinigung aus dem AWF von N. benthamiana vor.

1. Vorbereitung der Pflanzen von N. benthamiana

1. Legen Sie die Sämlingsblöcke in eine Schale, fügen Sie 1 l Wasser hinzu und weichen Sie sie ca. 2 h lang ein, bis sie vollständig gesättigt sind.
2. Streuen Sie die Wildtyp-Samen von N. benthamiana gleichmäßig auf die Sämlingsblöcke, bedecken Sie sie mit einem Deckel und keimen Sie 1 Woche lang. Anbauen Sie N. benthamiana in einem Gewächshaus mit 18 h Photoperiode, 24 °C, 45% relativer Luftfeuchtigkeit und düngen Sie alle 2 Wochen.
3. Sobald die Samen gekeimt sind, entferne den Sämling vorsichtig mit einer Pinzette und achte darauf, dass seine Wurzeln nicht beschädigt werden. Grabe eine kleine Grube in der Mitte einer neuen Schale, setze den Sämling hinein und bedecke die Wurzeln leicht mit Erde. Mit einem Deckel abdecken und weiter wachsen.
4. Wachsen Sie, bis die Sämlinge drei Blätter haben, mit geschlossenem Deckel. Nehmen Sie den Deckel ab, wenn das 4^. wahre Blatt herauskommt.
5. Lassen Sie die Pflanzen noch zwei Wochen weiterwachsen, bevor Sie die Agroinfiltration fortsetzen.

2. Aufbau des rekombinanten GFP-His

1. Durchführung der N . benthamiana-Codon-Optimierung und Synthese von GFP und PR1a (MGFVLFSQLPSFLLVSTLLLLLFLVISHSCRAG) basierend auf den Gensequenzen.
2. Führen Sie einen doppelten Aufschluss des pCAMBIA1300-Vektors mit den Enzymen Xba I und Sac I durch (siehe Materialtabelle).
3. Durchführung der Amplifikation von PR1a unter Verwendung von Upstream-Primern (TTGGAGAGAACGGGGGACTCTAGAATGGGATT
   TGTTCTCTTTTC) und nachgeschaltete Primer (TCCTCG
   CCCTTGCTCACCATGTCGACCCCGGCACGGCAAGA
   GTGGG), Amplifikation von GFP unter Verwendung von Upstream-Primern (CCCACTCTTGCCGTGCCGGGGTCGACATGGTGAG
   CAAGGGCGAGGA) und nachgeschaltete Primer (GGGGAAATTCGAGCTCTCAGTGGTGATGGTGGTG
   GTGAGATCTTCCGGACTTGT).
4. Unter Verwendung der homologen Rekombination klonieren PR1a und GFP in den pflanzlichen Expressionsvektor pCAMBIA1300. Nach der Übertragung in E. coli wählen Sie einzelne Klone aus und senden Sie sie zur Sequenzierung an das Unternehmen. Vergleich der Sequenzierungsergebnisse und des richtigen Plasmids ist das rekombinante Plasmid pCAMBIA1300-PR1a-GFP-His, das als p35s-PR1a-GFP-His bezeichnet wird.

3. Produktion von GFP-His in N. benthamiana

1. 1 μl GFP-Plasmid in 50 μl Agrobacterium-Rezeptorzellen GV3101 geben, vorsichtig mischen und in den Elektrodenbecher geben, nach Stromschlag am Elektroschocker entfernen.
2. Verteilen Sie transformiertes Agrobacterium tumefaciens auf eine LB-Platte mit festem Medium mit 50 μg/ml Kanamycin (Kan) und 50 μg/ml Rifampicin (Rif). Invertiert bei 28 °C 48 h inkubieren. Der Vektor pCAMBIA1300 ist kan-resistent und Agrobacterium ist rif-resistent; Nur das richtige Agrobacterium kann auf Platten mit kan und rif wachsen. Bei den monoklonalen Klonen handelte es sich um positive Transformanten mit dem Namen A. tumefaciens GV3101-p35s-PR1a-GFP-His (AtGPG).
3. Verwenden Sie einen sterilisierten Zahnstocher, um eine angemessene Menge AtGPG aufzunehmen und es mit Kan und Rif in 4 ml flüssiges LB zu impfen. Kultur bei 28 °C, 220-300 U/min für 24 h.
4. Subkulturieren Sie Bakterien 1:50 in frisches LB (50 μg/mL Kan, 10 mM 2-(N-Morpholino) Ethansulfonsäure (MES), 20 μM Acetosyringon (AS)) und inkubieren bei 28 °C, 220-300 U/min für 10-12 h.
5. Ernten Sie die Bakterien durch Zentrifugation bei 1500 x g für 10 min und resuspendieren Sie das Pellet mit 1 mL MMA (10 mM MgCl₂, 10 mM MES pH 5,6, 100 μM AS).
6. Messen und justieren Sie die optische Dichte (OD) von AtGPG auf_{OD 600}=0,8 mit MMA. Inkubieren Sie die Bakterien für weitere 2-4 Stunden bei Raumtemperatur. Ziehen Sie die Bakterienlösung mit einer nadellosen Spritze auf, drücken Sie sie leicht gegen die Rückseite der Blätter und üben Sie Druck aus, um die Lösung in die Blätter einzudringen. Injizieren Sie nur die mittleren 3-4 Blätter pro Pflanze.
7. Bauen Sie N. benthamiana 3-4 Tage lang im Gewächshaus an, bevor Sie die Blätter für die Proteinextraktion ernten.

4. Beobachtung der subzellulären Lokalisation von GFP

1. Nach 48 h Agroinfiltration wählen Sie ein flaches Blatt und verwenden Sie einen 6 mm Locher, um die Klinge zum Stanzen einzuspannen.
2. 30%ige Saccharoselösung auf einen Objektträger träufeln, die Blattprobe mit der Rückseite nach oben platzieren und mit einem Deckglas abdecken.
3. Stellen Sie die Anregungswellenlänge auf 488 nm ein und detektieren Sie die grüne Fluoreszenz bei 490-550 nm nach 400-facher Vergrößerung. Machen Sie das erste Foto, sobald die Folie vorbereitet ist, und ein weiteres 10 Minuten später.

5. Extraktion von GFP aus der Pflanze

1. AWF-Extraktion
   1. Sammeln Sie die intakten frischen Blätter von N. benthamiana , die 3 Tage nach der Agroinfiltration rekombinantes GFP exprimieren. Behandeln Sie das Blatt schonend und bewahren Sie die Integrität des Blattes, um einen intrazellulären Proteinausfluss zu vermeiden. Verwenden Sie gesammelte Blätter sofort für den nächsten Schritt, um einen Proteinabbau zu vermeiden.
   2. Spülen Sie die Blattklinge mit vorgekühltem, sterilisiertem ddH₂O ab, um Schmutz zu entfernen.
   3. Frische Blätter werden gewogen und 20 g Blätter (mit der abaxialen Seite nach unten) in 100 mL vorgekühlten 100 mM Phosphatpuffer (PB 100 mM Na₂, HPO₄ und 100 mM NaH₂PO₄ wurden separat konfiguriert und in einem Verhältnis von 2,2:1 und pH 7,0 gemischt) in ein 200 mL Weithalsbecherglas getaucht. Die Blätter mit 100er feinem Nylongarn (siehe Materialtabelle) und einer Kunststoffplatte abdecken.
      HINWEIS: Die Vorkühlung verhindert den Proteinabbau. Die Puffervolumina können basierend auf der experimentellen Skala angepasst werden. Stellen Sie sicher, dass alle Blätter eingetaucht sind.
   4. Setzen Sie das Becherglas in eine Vakuumpumpe ein. Wenden Sie 1 Minute lang ein Vakuum von 0,8 MPa an und stellen Sie es dann schnell wieder auf Atmosphärendruck her.
   5. Entfernen Sie die Blätter aus dem Puffer und tupfen Sie sie vorsichtig mit saugfähigem Papier trocken. Die Blätter aufrollen, mit Netzgarn umwickeln und 5 g Blätter in jedes 50-ml-Zentrifugenröhrchen geben. Um AWF zu sammeln, legen Sie die gerollten Blätter mit der Spitze nach oben in Röhren mit Netzgarn, das an den Röhrenkappen befestigt ist.
   6. Zentrifugieren Sie bei 4 °C, 500 x g für 5 min. Entfernen Sie die Blätter und sammeln Sie das AWF mit einer Pipette am Boden des Röhrchens. Aus jedem Röhrchen können etwa 5 mL AWF gewonnen werden.
      HINWEIS: Um die Interferenz durch intrazelluläre Proteine zu minimieren und die maximale Menge an AWF-Proteinen zu extrahieren, kann die Extraktion 2x-3x, aber nicht mehr als 3x wiederholt werden.
2. Extraktion des gesamten löslichen Proteins
   1. 20 g Blätter in flüssigem Stickstoff zu feinem Pulver mahlen. Geben Sie Extraktionspuffer (50 mM Tris-HCl pH 7,4, 150 mM NaCl, 10 % Glycerin, 1 % Triton X-100, 0,034 % β-Mercaptoethanol (siehe Materialtabelle)) im Verhältnis 1: 2 zu.
   2. Das Homogenat in einem vertikalen Mischer 30 Minuten lang bei 4 °C schütteln. Zentrifugieren Sie das Homogenat bei 13.000 x g für 15 min bei 4 °C.
   3. Den Überstand in ein neues Röhrchen umfüllen und die Zentrifugation 15 Minuten wiederholen. Den gereinigten Überstand in ein anderes Röhrchen umfüllen.
   4. Filtrieren Sie den Überstand durch einen 0,22-μm-Filter (siehe Materialtabelle), um den gesamten löslichen Proteinextrakt zu erhalten.

6. Reinigung von GFP-His mit Nickel (Ni)-Affinitätschromatographie

HINWEIS: Führen Sie alle Schritte bei 4 °C durch.

1. Geben Sie Ni-Sepharose-Excel-Harz (siehe Materialtabelle) in einem Verhältnis von 1:1000 in ein Röhrchen relativ zum Proteinextraktvolumen aus Schritt 5.1.6. Das Harzvolumen entspricht 1/1000^des Volumens des Proteinextrakts.
2. Ni-Harz 3x mit 10x Harzvolumen von ddH₂O und PB (pH 7,0) nacheinander getrennt waschen und den Überstand entfernen.
3. Inkubieren Sie den Proteinextrakt 2 Stunden lang mit Ni-Harz, um eine vollständige Bindung zu ermöglichen. Bei 500 x g für 5 min zentrifugieren, um ungebundene Proteine im Überstand zu entfernen. 3x mit 20x Harz Volumen PB waschen. Bei 500 x g 5 min zentrifugieren und den Überstand entfernen.
4. Eluieren Sie GFP-His durch Zugabe von 10x Harzvolumen von 250 mM Imidazol (50 mM Tris-HCl pH 7,4, 150 mM NaCl, 10% Glycerin, 250 mM Imidazol) und sammeln Sie den Überstand.

7. Coomassie-Blau-Färbung von Proteinen

1. 10 μl 5x SDS-Ladepuffer zu 40 μl Proteinproben geben, 10 min kochen lassen, dann 60 min lang mit 15 % SDS-PAGE bei 110 V laufen lassen.
2. Färben Sie Proteingele mit Coomassieblau-Lösung (0,1 % R-250, 25 % Isopropanol, 10 % Eisessig) für 2 h.
3. Gießen Sie die Lösung ab und waschen Sie sie 2 h lang mit Entfärbungslösung. Beobachten Sie das Gel; Proteine auf dem Gel werden blau gefärbt.

8. Western Blotting von Proteinen

1. 10 μl 5x SDS-Ladepuffer zu 40 μl Proteinproben geben, 10 min kochen lassen, dann 60 min lang mit 15 % SDS-PAGE bei 110 V laufen lassen.
2. Übertragen Sie Proteine auf eine 0,45 μm große Nitrozellulosemembran bei 280 mA. Blockieren Sie die Membran 1 h lang mit 5 % Magermilch.
3. Verdünnen Sie die Anti-His-Tag-Antikörper bei 1:5000 und inkubieren Sie die Membran mit den Antikörpern 1 h lang. Mit der Tris-gepufferten Kochsalzlösung und dem Tween 20 (TBST) die Membran 4x für 5 min waschen.
4. Verdünnen Sie die Anti-Maus-Antikörper bei 1:10000 und inkubieren Sie die Membran mit den Antikörpern 1 h lang. Waschen Sie die Membran mit TBST 4x für 5 min.
5. Den Entwickler (siehe Materialtabelle) im Verhältnis 1:1 mischen. 400 μl auf die Membran geben und 1 min reagieren lassen. Machen Sie Fotos nach 1 Minute Belichtung mit einem Visualizer.

9. Proteinkonzentrations-Assay

1. Geben Sie 5 μl Protein zu 1 ml Bradford 1x Farbstoffreagenz und reagieren Sie 5 Minuten lang.
2. Bestimmen Sie den OD_595-Wert nach dem Nullstellen und berechnen Sie die Proteinkonzentration aus der Normkurve.

10. Quantifizierung von Proteinen ³¹

1. Durchführung von Western-Blotting von Proteinproben zusammen mit Standards.
2. Führen Sie eine Quantifizierung des GFP nach dem Verhältnis zu Standards mit der Graustufenanalyse von ImageJ 1.5.0 durch.

GFP-His ist für die Sekretion in den apoplastischen Raum von N. benthamiana bestimmt
GFP wurde mit einem N-terminalen PR1a-Signalpeptid für die Sekretion und einem C-terminalen His-Tag für die Aufreinigung in das pCAMBIA1300-Plasmid kloniert, wodurch p35s-PR1a-GFP-His erzeugt wurde (Abbildung 1A). Das rekombinante Protein wurde transient in N. benthamiana exprimiert, und eine 30 kDa-Bande wurde 3 Tage nach der Agroinfiltration mittels Western Blot mit Anti-His-Antikörpern nachgewiesen (Abbildung 1B). Unter Plasmolyse versteht man die Behandlung von Blättern unter Verwendung einer hypertonischen Lösung, um die Zellwand von der Zellmembran zu trennen³². Um festzustellen, ob sich GFP im Apoplast befindet, verwendeten wir 30% Saccharose, um die Plasmolyse der Blätter durchzuführen. Die Fluoreszenzmikroskopie verdeutlichte das Vorhandensein von GFP-His im Apoplasten (Abbildung 1C). AWF-Proteine, die durch Vakuuminfiltration-Zentrifugation extrahiert wurden, enthielten ebenfalls GFP-His (Abbildung 1D). Diese Ergebnisse zeigen die Sekretion von GFP-His in die AWF von N. benthamiana-Blättern , aus denen es für die nachgelagerte Reinigung extrahiert werden kann.

Proteinaufreinigung aus AWF
Die Wirksamkeit der AWF-Extraktion hat einen starken Einfluss auf die endgültige GFP-Ausbeute. Aufbauend auf den veröffentlichten AWF-Extraktionsprotokollen 24,25,26,27 haben wir verschiedene Lösungen getestet, um die Rückgewinnung von sezerniertem GFP-His zu optimieren. Dabei wurden acht Extraktionslösungen untersucht: 25 mM Tris-HCl (pH 7,4), 100 mM NaH₂PO₄ (pH 4,5), 50 mM NaCl (pH 7,1), 40 mM KCl (pH 7,0), 20 mM CaCl₂ (pH 5,7), 100 mM PB (pH 7,0), 10 mM MES (pH 5,6) und ddH₂O (pH 7,0). PB extrahierte die größte Menge an AWF und GFP-His und übertraf andere Lösungen um mehr als das 4-fache (Abbildung 2A,B). Der Vergleich von PB bei unterschiedlichen pH-Werten zeigte eine verbesserte AWF- und GFP-His-Extraktion unter neutralen bis leicht alkalischen Bedingungen (pH 6,0, 6,5, 7,0, 7,5 und 8,0; Abbildung 2C,D). Zusätzlich wurden PB mit Konzentrationen von 50 mM, 100 mM und 150 mM für die Extraktionswirksamkeit verglichen. Die Ergebnisse zeigten, dass 100 mM PB eine maximale Wirksamkeit bei der Wiedergewinnung von AWF und GFP-His zeigten (Abbildung 2E,F).

Basierend auf diesen Optimierungsexperimenten wurden 100 mM PB, pH 7,0, für die großflächige AWF-Extraktion aus N. benthamiana ausgewählt. Unter Verwendung dieses Puffers wurden 495 μg AWF-Gesamtproteine pro Gramm frischem Blattmaterial aus dem Apoplasten gewonnen (Abbildung 2G). Das extrahierte AWF enthielt 10 μg GFP-His (Abbildung 2H), was etwa 18% des gesamten GFP-His im TSP entsprach (Abbildung 2I). Nach der Ni-Affinitätschromatographie erreichte die Reinheit von GFP-His bei der AWF-Extraktion 84,3 % und damit deutlich mehr als die Reinheit von 44,9 %, die durch die Extraktion des gesamten löslichen Proteins erreicht wurde (Abbildung 2J).

Abbildung 1: GFP-His wird gezielt in den Apoplasten von N. benthamiana separtiert. (A) Schematische Darstellung der Konstruktion von PR1a-GFP-His im pflanzlichen Expressionsvektor pCAMBIA1300. (B) Western Blot zum Nachweis der GFP-His-Produktion in N. benthamiana. Hier wurden 10 μL Proteinproben geladen und detektiert. Die N. benthamiana-Blätter, die gleichzeitig mit MMA injiziert wurden, wurden als Negativkontrolle verwendet. Das gleiche Probenvolumen wurde mit pflanzlichen großen Untereinheiten untersucht und gefärbt, da die konfokale Mikroskopie der Belastungskontrolle (C) die subzelluläre Lokalisation von GFP-His zeigt (grün). Die Blätter von N. benthamiana wurden mit 30% Saccharose plasmolysiert. Weiße gestrichelte Linien zeigen die Plasmamembran an. Rote Pfeile kennzeichnen die Anreicherung von GFP-His im Apoplasten. (D) Western-Blot, der das Vorhandensein von GFP-His in der extrahierten apoplastischen Flüssigkeit nachweist. Hier wurden 10 μL Proteinproben geladen und detektiert. Die N. benthamiana-Blätter, die gleichzeitig mit MMA injiziert wurden, wurden als Negativkontrolle verwendet. Abkürzungen: 35s = 2x Blumenkohlmosaikvirus 35s Promotor; PR1a = Tabakpathogenese-verwandtes Protein 1a-Signalpeptid; Sein = 6x Sein Tag; Nos = Nopalinsynthase-Terminator. BS = vor der Plasmolyse; PS = Post-Plasmolyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Optimierung der Proteinextraktionsmethode aus AWF. (A-B) Extraktion von Proteinen aus AWF unter Verwendung verschiedener Puffer. Acht Lösungen wurden für die Proteinextraktion aus AWF getestet: 25 mM Tris-HCl (pH 7,4), 100 mM NaH₂PO₄ (pH 4,5), 50 mM NaCl (pH 7,0), 40 mM KCl (pH 7,0), 20 mM CaCl₂ (pH 5,7), 100 mM PB (pH 7,0), 10 mM MES (pH 5,6) und ddH₂O (pH 7,0). Die Extraktionseffizienz wurde mittels SDS-PAGE (A) analysiert, und GFP-His wurde durch Western Blotting mit Anti-His-Antikörpern (B) nachgewiesen. (C-D) Extraktion mit PB bei unterschiedlichen pH-Werten. PB mit einem pH-Wert von 6,0, 6,5, 7,0, 7,5 und 8,0 wurde für die Extraktion aus AWF verwendet. Die Extraktionseffizienz wurde mittels SDS-PAGE (C) nachgewiesen, und GFP-His wurde durch Western Blotting mit Anti-His-Antikörper (D) nachgewiesen. (E-F) Extraktion mit PB in unterschiedlichen Konzentrationen. PB bei 50 mM, 100 mM und 150 mM wurden für die Extraktion aus AWF verwendet. Die Extraktionseffizienz wurde mittels SDS-PAGE (E) analysiert, und GFP-His wurde durch Western Blot mit Anti-His-Antikörper (F) nachgewiesen. (G-H) Quantitative Analyse von extrahierten Proteinen. Die Proteine wurden mit 100 mM PB (pH 7,0) extrahiert. Das gesamte lösliche Protein (G) und GFP-His (H) wurden für die statistische Analyse quantifiziert. (I) Statistische Analyse des Anteils des AWF-BIP am Gesamt-BIP. (J) Reinigung von GFP-His aus vollständig löslichen Proteinen von N. benthamiana oder AWF. Die Proteine wurden mit 100 mM PB (pH 7,0) extrahiert und GFP-His wurde durch Ni-Affinitätschromatographie aufgereinigt. Die Reinigung wurde mit SDS-PAGE analysiert. Die Spur ganz rechts ist der 1 μg BSA-Standard. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Die Verwendung von Pflanzen zur Herstellung therapeutischer Proteine hat in den letzten Jahren schnell zugenommen 1,2,3,4,5,6. Proteinkodierende Gene werden in Expressionsvektoren kloniert und über Agroinfiltration in pflanzliches Gewebe abgegeben. Nach der Produktion durch Pflanzenzellen werden Proteine für nachgelagerte Anwendungen aufgereinigt. Typischerweise werden rekombinante Proteine aus TSP-Extrakten aufgereinigt. Allerdings können reichlich vorhandene pflanzliche Proteine und Cytochrome, die während der Extraktion aus Pflanzenzellen freigesetzt werden, die Reinigung behindern³³. Einerseits können pflanzliche Cytochrome die Trennsäulen verstopfen und die Verarbeitung verlangsamen¹⁷; Auf der anderen Seite sind sehr häufig vorkommende Proteine wie RuBisCO schwer zu entfernen, was die Reinheit verringert^18,19. Diese Probleme werden problematischer, wenn die Zielproteine in geringen Mengen exprimiert werden. Die Reinigung aus AWF umgeht diese Probleme und ermöglicht eine höhere Reinheit (Abbildung 2J).

Während die AWF-Extraktion in der Pflanzenbiologie weit verbreitet ist 24,25,26,27, wird sie in Molekular-Farming-Pipelines nur selten eingesetzt. Hier verwenden wir ein pflanzliches GFP-Modell, um die AWF-basierte Proteinaufreinigung zu demonstrieren. Die Extraktion von GFP aus dem AWF erfolgte durch Zugabe eines Signalpeptids, um die GFP-Sekretion in den Apoplastenraum zu ermöglichen. Diese Methode extrahiert Proteine mit höherer Homogenität und reduziert die Kosten für die nachgelagerte Proteinverarbeitung. Mehrere Überlegungen verdienen es, in Zukunft für die Implementierung der AWF-Reinigung in pflanzlichen Bioreaktoren untersucht zu werden. Zunächst erfordert eine effiziente Sekretion die Fusion spezifischer N-terminaler Signalpeptide. Zweitens müssen intakte Blätter zur Erhaltung der AWF-Qualität nach der Ernte schnell und ohne Einfrieren verarbeitet werden, wodurch intrazelluläre Inhalte freigesetzt werden. Drittens extrahiert PB effektiv AWF-Proteine³⁴, aber der pH-Wert des Puffers und die Salzkonzentration sollten auf einzelne rekombinante Proteine abgestimmt sein (Abbildung 2C-D). Viertens haben wir unter Laborbedingungen viele Male gereinigtes Protein aus 200 g N. benthamiana mit stabiler Reinheit und Ausbeute erreicht. Um für den Einsatz in der Fabrik hochskaliert zu werden, sind größere Behälter und Vakuumpumpen sowie eine effektivere Reinigungsmethode erforderlich, und Bedingungen wie Vakuumdauer, Anzahl der Rückgewinnungen usw. müssen möglicherweise optimiert werden.

Diese Methode ist durch die Tatsache eingeschränkt, dass exogene Proteine in die AWF sezerniert werden und Proteine innerhalb der Plasmamembran verlassen werden (Abbildung 2H-I). Es bietet den Vorteil, dass es bei korrekter Modifikation höher gereinigte Proteine erhält, aber zu höheren Ausbeutekosten. Der größte technische Engpass bei der AWF-basierten Aufreinigung ist die Verbesserung des Zielproteinspiegels innerhalb von AWF. Die Kopplung mit starken Promotoren und optimierten Sekretionssystemen wird die Expressionsplattformen der Pflanzen sowohl für eine hohe Reinheit als auch für höhere Erträge verbessern. Um diesen Engpass zu überwinden, wird in zukünftigen Arbeiten ein höheres Produktionssystem und ein effektiveres Sekretionssystem gefordert.

Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Diese Arbeit wird unterstützt von der Youth Innovation Promotion Association CAS (2021084) und dem Key Deployment Project Support Fund des Dreijahresaktionsplans des Instituts für Mikrobiologie der Chinesischen Akademie der Wissenschaften.