وقد أيد هذا المشروع من المنح المقدمة من المعاهد الوطنية للصحة (5 P20 RR016461 و 8 P20 GM103499)، المؤسسة الوطنية للعلوم (EPS-0903795). مزيد من الدعم المقدم من البحوث والفنية النمو جامعة فورمان والجوائز ميزة فرمان.

وقد أجريت هذه الدراسة بما يتفق بدقة مع التوصيات الواردة في دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية من المعاهد الوطنية للصحة. وتمت الموافقة على بروتوكول الحيوان من قبل (رقم تصريح: A3242-01) لجنة رعاية الحيوان المؤسسية واستخدم جامعة فورمان. جميع المواد والمعدات المستخدمة في هذا البروتوكول يمكن العثور عليها في جدول المواد والمعدات، في حين المخازن المستخدمة ويمكن العثور عليها في جدول المخازن المؤقتة والحلول. 1. واحد تعليق خلية من الخلايا الليمفاوية من الطحال ماوس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التضحية الفئران عبر CO 2 الاختناق. تأكيد القتل الرحيم خلع عنق الرحم. ملاحظة: استخدم الطحال من اثنين من الفئران 6-8 اسبوع إسوي (على سبيل المثال، C57B / 6) من نفس الجنس. وعادة ما تتم معالجة اثنين من الطحال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رش الحيوانات بغزارة مع 70٪ محلول الإيثانول وتوجيه مثل أن رئيس تواجه اليسار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، رفع جلد الحيوان صعودا وبعيدا عن ركان الجسم. باستخدام مقص، وقطع صغيرة من الدرجة الأولى من خلال الجلد بالقرب من بطن الحيوان. استخدام الأصابع، وسحب كل جانب من الشق لفضح الصفاق من الرقبة إلى بداية رجليه الخلفيتين. يجب أن يكون الطحال مرئية مباشرة تحت الصفاق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، ورفع الصفاق وجعل شق صغير لفضح الطحال. إزالة الطحال مع ملقط ومقص لاستخدام ندف بعيدا أي الدهنية والنسيج الضام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الطحال إلى 50 مل أنبوب مخروطي الشكل تحتوي على 10 مل PBS تستكمل مع 2٪ مصل بقري جنيني (يشار إليها فيما PBS + 2٪). الحفاظ على أنبوب على الجليد حتى جاهزة للبدء في تعليق خلية واحدة. ملاحظة: الانتعاش نموذجي هو بين 60-90٬000٬000 الخلايا في الطحال، وعادة، هناك حاجة إلى 2000000 خلايا لكل عينة. تنفيذ كافة الخطوات التالية في نسيج الثقافة هود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب الطحال إلى معقمة 100 ملم صحن زراعة الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على شريحتين المجهر بلوري وعقد رانه الشرائح بحيث تواجه اثنين من السطوح بلوري الخام إلى الداخل تجاه بعضهم البعض. الرطب الشرائح في حل PBS + 2٪ تصب في طبق بتري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الطحال بين السطوح بلوري الشرائح، مع حواف تزال مغمورة، وطحن الطحال برفق عن طريق تحريك الشرائح ذهابا وإيابا ضد بعضها البعض (الشكل 1A). الخلايا ستسقط في طبق بتري. يستمر طحن حتى تم إطلاق سراح جميع الخلايا وتظهر بقايا الطحال الأبيض (الشكل 1B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع تعليق خلية في الماصة وتصفية ببطء من خلال مرشح 70 ميكرون في العقيمة 50 مل أنبوب مخروطي الشكل الجديد. لاحظ أن قطعة صغيرة من اللب الأحمر سوف تكون موجودة على مرشح (الشكل 2A). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان مرشح ترتفع، ورفع بلطف عنه قليلا لتسمح للسائل لاستنزاف من خلال ووضع مرشح مرة أخرى إلى 50 مل أنبوب مخروطي الشكل والاستمرار، وتكرار هذه العملية حسب الضرورة. إذا تجهيز أكثر من 5 spleENS، قد يكون من الضروري أن تقسم إلى مجموعتين واستخدام فلتر جديد لكل منها. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام جزء سدادة من حقنة 3 مل اضغط بلطف اللب الأحمر الذي يحتوي على الخلايا المتبقية من خلال مصفاة (الشكل 2B). تأكد من أن تضغط على حد سواء القاع والجوانب مرشح لضمان أن جميع اللب الأحمر قد مرت من خلال فلتر (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 10 mlof PBS + 2٪ إلى صحن زراعة الأنسجة واستخدام هذا لغسل الشرائح، حقنة سدادة، وطبق لاسترداد أي الخلايا المتبقية. تمرير هذا من خلال نفس 70 ميكرومتر مصفاة الخلية في أنبوب مل المخروطية 50. كرر هذه الخطوة حسب الضرورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الطرد المركزي تعليق خلية التي تمت تصفيتها في 300 x ج لمدة 5 دقائق في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب بلطف وتجاهل طاف، والحرص على عدم تعكير صفو بيليه. وسيتم ترك كمية ضئيلة من PBS + 2٪ في الأنبوب. غطاء الأنبوب ونفض الغبار بيليه حتى يتم معلق بيليه تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ليز خلايا الدم الحمراء التي كتبها adقرع 2 مل من ACK الاحتياطي تحلل (0.15 M NH 4 الكلورين، 1 ملم KHCO 3، 0.1 ملي EDTA، ودرجة الحموضة إلى 7.2، وتخزين عند 4 درجات مئوية) في الطحال إلى أنبوب مخروطي الشكل وتدوير وعكس أنبوب للتأكد من أن جميع الخلايا تتلامس مع العازلة ACK. دوامة بلطف الأنبوب لمدة 1 دقيقة في RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبرزي حجم لتعليق الخلية إلى 50 مل بإضافة PBS + 2٪ الأنبوب إلى تحييد العازلة ACK. عكس الأنبوب 10 مرات وأجهزة الطرد المركزي لمدة 5 دقائق في 300 x ج في 4 درجات مئوية. بعد اكتمال الطرد المركزي، ينبغي أن يكون بيليه الأبيض (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب بلطف وتجاهل طاف، والحرص على عدم تعكير صفو بيليه. ترك كمية ضئيلة من PBS + 2٪ في الأنبوب، غطاء الأنبوب، ونفض الغبار بيليه ل resuspend ذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 10 مل من وسائل الاعلام الخلايا التائية [10٪ FBS، 10 ملي HEPES (7.0 درجة الحموضة)، 2 مم GlutaMAX، 1 ملي البيروفات الصوديوم، 1X الأحماض الأمينية غير الأساسية، 1X البنسلين / الستربتومايسين و 50 ملم β المركابتويثانول]، والمزيد resuspend الكرية التي كتبها بلطفpipetting صعودا وهبوطا. ثم تصفية من خلال تعليق جديد مرشح 70 ميكرون إلى 50 مل أنبوب مخروطي الشكل الجديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام 5-10 مل أخرى من وسائل الاعلام الخلايا التائية لشطف أنبوب الأصلي وتمرير هذا من خلال تصفية 70 ميكرون في الأنبوب الذي يحتوي على بقية الخلايا التي تمت تصفيتها. إذا تجهيز أكثر من عقدين من الطحال، وحجم وسائل الاعلام الخلايا T ويمكن زيادة لتحقيق أقصى قدر من الانتعاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبقي الخلايا على الجليد حتى جاهزة للالملون. ينبغي أن يحسب الخلايا وقدرتها على البقاء الوصول إليها. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لحساب الخلايا، والجمع بين 3 مل من الخلايا مع 24 مل من برنامج تلفزيوني + 2٪ و 3 مل من 0.4٪ التريبان الأزرق. تحميل 10 مل من هذا في كل غرفة من تحسين عدادة الكريات نويباور. الجدوى، وفقا لتقييم الاستبعاد التريبان الأزرق، هو عادة بين 85-95٪. </li></ol></li></ol> 2. الجدوى وتلطيخ السطح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه الخلايا بواسطة الطرد المركزي لمدة 10 دقيقة في 300 x ج في 4 درجات مئوية. الخلايا resuspend في وسائل الإعلام خلية T إلى تركيز 1 × 10 7 خلية / مل. Transfإيه 2000000 الخلايا (100 مل) في بئر من القاع U-96-جيدا لوحة زراعة الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي لوحة 96-جيدا لمدة 10 دقيقة في 300 x ج في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طاف من كل بئر من قبل عبها السائل داخل لوحة جيدا في بالوعة (ستبقى بيليه خلية في البئر) واللمس لوحة على منشفة ورقية نظيفة. غسل الخلايا عن طريق إعادة التعليق عليها في 200 ميكرولتر PBS تليها الطرد المركزي في 300 x ج لمدة 10 دقيقة على 4 درجات مئوية. تنفيذ كافة يغسل بهذه الطريقة ما لم يذكر خلاف ذلك. ملاحظة: لا تستخدم برنامج تلفزيوني + 2٪ لأنها سوف تتداخل مع PI صمة عار يمكن حلها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طاف بواسطة عبها لوحة وإضافة 100 مل من وصمة عار التجارية الطازجة (على سبيل المثال، يمكن حلها الحمراء وصمة عار الخلايا الميتة) إلى كل بئر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل صمة عار تمييع رد الفعل 01:10 محلول المخزون صبغ في DMSO تليها تخفيف 01:10 في برنامج تلفزيوني. احتضان لوحة عند 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة محمية من الضوء. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أجهزة الطرد المركزي عفي وقت متأخر لمدة 10 دقيقة في 300 x ج في 4 درجات مئوية. في هذه النقطة إلى الأمام، أداء كل الأعمال مع لوحة مع غطاء محرك السيارة زراعة الأنسجة ضوء قبالة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طاف بواسطة عبها لوحة ثم قم بإضافة 100 مل من التيسير حل كتلة. جعل التيسير حل كتلة طريق تمييع التيسير حل الأسهم كتلة 1: 100 في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع الأجسام المضادة لاستخدامها في تلطيخ السطح (على سبيل المثال، ومكافحة CD4 أو CD8 المضادة لل) في برنامج تلفزيوني وإضافة 100 مل إلى كل بئر. احتضان لوحة 96-جيدا لمدة 30 دقيقة في 4 درجات مئوية محمية من الضوء. ملاحظة: يجب titered الأجسام المضادة وصمة عار السطحية لتحقيق الأداء الأمثل. وعادة ما تستخدم 1: 200 أو 1: 400 التخفيف، في بروتوكول الشركة المصنعة. </li></ol> 3. بين الخلايا تلطيخ لهيستون H3 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبعد حضانة وصمة عار السطح، وغسل الخلايا مرتين في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد غسل الماضي، إضافة 100 ميكرولتر من 4٪ لامتصاص العرق إلى كل بئر. احتضان لوحة 96-جيدا لمدة 5 دقائق على RT. جعل 4٪ لامتصاص العرق من قبل مخففجي 16٪ امتصاص العرق في برنامج تلفزيوني. جعل هذا الطازجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الخلايا مرتين في برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل بيرم / كتلة الحل (حل سهم بيرم هو برنامج تلفزيوني + 2٪ + 0.02٪ تريتون X-100، وتخزين عند 4 درجات مئوية) من خلال الجمع بين 2 مل من مصل الأرنب العادي لكل 100 مل الأسهم حل بيرم. تقديم ما يكفي لمدة 60 مل / عينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 40 مل بيرم / بلوك لكل عينة بشكل جيد ومزيج جيد من قبل pipetting بلطف صعودا وهبوطا، مع الحرص على عدم جعل فقاعات. احتضان لوحة في RT لمدة 45 دقيقة في الظلام. حفظ المتبقية بيرم / بلوك للخطوة 3.6. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع fluorescently مترافق هيستون H3K4me1 الأجسام المضادة في حل بيرم / كتلة محفوظة في الخطوة 3.5 وإضافة 10 ميكرولتر من هذا التخفيف إلى كل بئر. مزيج من قبل pipetting بلطف صعودا وهبوطا. احتضان لوحة 96-جيدا في الظلام لمدة 1 ساعة على 4 درجات مئوية. ملاحظة: استخدام الأجسام المضادة H3K4me1 مترافق استخدام عدة الاقتران R-فيكوإيريترين باتباع إرشادات الشركة المصنعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الخلايا مرتين في برنامج تلفزيوني + 2٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> resuspend الخلايا في 200ميكرولتر PBS + 2٪ ونقل العينات إلى أنابيب FACS لتحليل التدفق الخلوي. ويمكن تخزين العينات في 4 درجات مئوية في الظلام. لأفضل النتائج تحليل العينات في غضون يومين. منفردة عينات الملون يمكن أن تستخدم التدفق الخلوي ضوابط التعويض. </li></ol>

<ol>
	<li>Bravo-Ferrada, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Study+of+surface+damage+on+cell+envelope+assesed+by+afm+and+flow+cytometry+of+lactobacillus+plantarum+exposed+to+ethanol+and+dehydration.">Study of surface damage on cell envelope assesed by afm and flow cytometry of lactobacillus plantarum exposed to ethanol and dehydration.</a> J Appl Microbiol. , (2015).</li><li>Agola, J. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Bead-Based+Flow+Cytometry+for+Assaying+Rab7+GTPase+Interaction+with+the+Rab-Interacting+Lysosomal+Protein+(RILP)+Effector+Protein.">Quantitative Bead-Based Flow Cytometry for Assaying Rab7 GTPase Interaction with the Rab-Interacting Lysosomal Protein (RILP) Effector Protein.</a> Methods Mol Biol. 1298, 331-354 (2015).</li><li>Toh, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+flow+cytometry+to+analyze+intracellular+location+and+trafficking+of+cargo+in+cell+populations.">Application of flow cytometry to analyze intracellular location and trafficking of cargo in cell populations.</a> Methods Mol Biol. 1270, 227-238 (2015).</li><li>Rawlings, J. S., Gatzka, M., Thomas, P. G., Ihle, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chromatin+condensation+via+the+condensin+II+complex+is+required+for+peripheral+T-cell+quiescence.">Chromatin condensation via the condensin II complex is required for peripheral T-cell quiescence.</a> EMBO J. 30, 263-276 (2011).</li><li>Lee, M. D., Bingham, K. N., Mitchell, T. Y., Meredith, J. L., Rawlings, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+mobilization+is+both+required+and+sufficient+for+initiating+chromatin+decondensation+during+activation+of+peripheral+T-cells.">Calcium mobilization is both required and sufficient for initiating chromatin decondensation during activation of peripheral T-cells.</a> Mol Immunol. 63, 540-549 (2015).</li><li>Paul, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fundamental immunology. , (2013).</li><li>Feske, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+signalling+in+lymphocyte+activation+and+disease.">Calcium signalling in lymphocyte activation and disease.</a> Nat Rev Immunol. 7, 690-702 (2007).</li><li>Isakov, N., Altman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+C(theta)+in+T+cell+activation.">Protein kinase C(theta) in T cell activation.</a> Annu Rev Immunol. 20, 761-794 (2002).</li><li>Macian, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NFAT+proteins:+key+regulators+of+T-cell+development+and+function.">NFAT proteins: key regulators of T-cell development and function.</a> Nat Rev Immunol. 5, 472-484 (2005).</li><li>Hogan, P. G., Chen, L., Nardone, J., Rao, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+regulation+by+calcium,+calcineurin+and+NFAT.">Transcriptional regulation by calcium, calcineurin and NFAT.</a> Genes Dev. 17, 2205-2232 (2003).</li><li>Rawlings, J. S., Rosler, K. M., Harrison, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+JAK/STAT+signaling+pathway.">The JAK/STAT signaling pathway.</a> J Cell Sci. 117, 1281-1283 (2004).</li><li>Ihle, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STATs:+signal+transducers+and+activators+of+transcription.">STATs: signal transducers and activators of transcription.</a> Cell. 84, 331-334 (1996).</li><li>Moriggl, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stat5+is+required+for+IL-2-induced+cell+cycle+progression+of+peripheral+T+cells.">Stat5 is required for IL-2-induced cell cycle progression of peripheral T cells.</a> Immunity. 10, 249-259 (1999).</li><li>Kouzarides, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chromatin+modifications+and+their+function.">Chromatin modifications and their function.</a> Cell. 128, 693-705 (2007).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

وضعنا البروتوكول الذي يسمح لتقييم التكثيف لونين في خلايا T. لأنه يعتمد على الملاحظة البسيطة أن الأجسام المضادة هيستون H3 لا يمكن الوصول لها بسهولة الحواتم في خلايا ساذجة، ولكن على تنشيط الخلايا T، هذه الأجسام المضادة نفسها قادرة على ربط الحواتم الخاصة بهم. بمقارنة مؤسسات التمويل الأصغر من هيستون H3 تلطيخ بين مجموعات العلاج، يمكن تحديد درجة نسبية من التكثيف أو decondensation. وقد استخدمنا هذا البروتوكول لتحديد حالة التكثيف النسبي خلال تطوير خلية توتية وخلال تنشيط الخلايا T 4. وقد استخدمنا أيضا هذا البروتوكول للتحقيق في الآليات التي تتحكم في عملية decondensation 5. يعتمد هذا البروتوكول على استخدام الأجسام المضادة هيستون H3 للكشف عن وضع التكثيف لونين. لأنه ليس هناك أي تغيير عالمي في تعديل هيستون خلال T تنشيط الخلايا 4، ونحن قادرون على استخدام الأجسام المضادة H3K4me1 لتقييم لونينالوضع في هذا البروتوكول. وقد استخدمنا الأجسام المضادة التي أثيرت ضد معدلة هيستون H3؛ ومع ذلك، كانت إشارة المنتجة أضعف بكثير عموما. في تجربتنا، والأجسام المضادة التي أثيرت ضد تعديل هيستون H3 تعمل بشكل أفضل في المناعي والتدفق الخلوي المقايسات، في حين أن الأجسام المضادة ضد معدلة هيستون H3 تعمل بشكل أفضل في لطخة غربية. وتجدر الإشارة إلى أنه من الممكن أيضا استخدام الأجسام المضادة التي أثيرت ضد البروتينات هيستون أخرى، على الرغم من أننا لم يحاولوا ذلك. بيرم / كتلة وهيستون H3 الخطوات الأجسام المضادة هي الخطوات الأكثر أهمية في البروتوكول. كمية من محلول بيرم / كتلة تستخدم يحتاج إلى أن يكون الأمثل في كل مرة يتم حل الأسهم بيرم. ويمكن أن يتم ذلك من خلال مقارنة أداء التخفيفات مختلفة من محلول المخزون. وتنطوي تجربة نموذجية مقارنة وضع لونين في خلايا T ساذجة لتلك تفعيلها لمدة 3 ساعة (الشكل 4). ينبغي للمرء أن يختار لتخفيف التي تنتج أكبر تغيير في مؤسسات التمويل الأصغر علىحللت الفترة الزمنية. يمكن تخفيفه الحل الأسهم في برنامج تلفزيوني + 2٪ لخفض بيرم / كتلة القوة عن طريق إعادة التعليق لأول مرة في خلايا بقدر 100 مل PBS + 2٪ بعد الخطوة 3.4 ثم إضافة بيرم / كتلة في الخطوة 3.5. وينبغي أن تستخدم تجربة رائدة مماثلة لاختبار التخفيفات مختلفة من fluorescently مترافق هيستون H3 الأجسام المضادة في كل مرة يتم المسمى دفعة جديدة من الأجسام المضادة. هذه الخطوات هي الحاسمة وخاصة لكشف الناجح الخلافات التكثيف في تنشيط الخلايا T في وقت مبكر (على سبيل المثال، في غضون 3 ساعات من التنشيط). في بعض الأحيان، وهناك الخلايا التي لا تحصل على permeabilized وبالتالي لن صمة عار مع الأجسام المضادة هيستون H3. قد يحدث هذا إذا لم يتم معلق الخلايا جيدا عند إضافة بيرم / كتلة أو إذا كان بيرم / كتلة ليست قوية بما فيه الكفاية. سوف تظهر هذه الخلايا عن الأحداث تضغط على محور عندما تصور رسم بياني لهيستون H3 تلطيخ. منذ هذه الأحداث سوف تحرف المؤسسة العامة، هذه الأحداث يمكن حذفها من التحليل من قبل gatinز توزيع الطبيعي للخلايا إيجابية هيستون H3. ويمكن الاطلاع على مساعدة إضافية في دليل استكشاف الأخطاء وإصلاحها (الجدول 1). إدراج وصمة عار الخلايا الميتة يمكن حلها يسمح لتقييم جدوى خلية في الفحص. هذا هو في غاية الأهمية عند التعامل مع تنشيط الخلايا T لأن بعض المحفزات يمكن أن تحفز موت الخلايا. في مثل هذه الحالة، يمكن أن الأجسام المضادة هيستون H3 ربط الهستونات في الخلايا الميتة مختلفة من الخلايا الحية، مما يؤدي إلى سوء تفسير النتائج. تم تصميم هذا البروتوكول للاستخدام في 96-جيدا شكل لوحة، والسماح للتحليل إنتاجية عالية من وضع لونين. وهناك الطحال من الماوس الإناث 6-8 اسبوع تسفر عادة بين 60 حتي 90000000 الخلايا باستخدام البروتوكول. منذ بروتوكول تلطيخ يتطلب 2 مليون خلية لكل عينة، يمكن للمرء بسهولة مقايسة مجموعات العلاج المتعددة ونقطة زمنية في ثلاث نسخ مع الطحال واحد على واحد لوحة 96-جيدا. فمن الممكن لصerform بروتوكول مع أقل خلايا لكل عينة. ومع ذلك، ويرجع ذلك إلى عدد من الخطوات الطرد المركزي وفقدان الكامنة في خلايا في كل خطوة من هذه الخطوات، فمن غير المستحسن لخفض عدد الخلايا بكثير. أكملنا بنجاح بروتوكول ب 1 مليون خلية لكل عينة. استخدمنا هذا البروتوكول لدراسة وضع لونين في CD4 + T الخلايا المساعدة والخلايا CD8 + T السامة للخلايا. وقد أصبح هذا ممكنا لأن البروتوكول يتضمن تلطيخ السطح القياسية. يمكن بسهولة أن تتكيف بروتوكول لفحص لونين فى فئة اللمفاويات الأخرى باستخدام أجسام مضادة ضد علامات سطح السكان محددة. ويمكن أيضا أن تتكيف بسهولة هذا البروتوكول لأنواع الخلايا الأخرى طالما الأجسام المضادة الاعتراف علامات سطح ذات الصلة هي معروفة شروط تثبيت / permeabilization المتاحة والمناسبة.

التدفق الخلوي هي التكنولوجيا القائم على الليزر المتقدمة لتحليل العوامل الفيزيائية والفلورسنت متعددة في السكان الخلية. هذه التقنية تعمل كخلايا علقت في تيار من السوائل لقاء ليزر، علامات الفلورسنت مثيرة على أو داخل الخلايا. هذه العلامات ثم ينبعث الضوء التي يتم الكشف عنها وكميا عن طريق أنابيب مضخم. في الوقت الذي جرت العادة على استخدامها التدفق الخلوي لتحديد السكان من الخلايا، وقد ثبت أن تكون التكنولوجيا مفيدة عند دراسة مجموعة من خصائص الخلايا بما في ذلك خلايا سلامة الغشاء، تفاعلات البروتين البروتين والاتجار البروتين 1-3. قمنا بتطوير بروتوكول تسمح هذه التكنولوجيا لاستخدامها للكشف عن حالة من لونين في الخلايا T كما يتم تنشيطها في المختبر 4. وقد استخدمنا أيضا هذا البروتوكول للتحقيق في آلية الناجم عن تفعيل لونين decondensation خلايا T 5. T خلية activatioن وانتشار حاسمة للاستجابة المناعية المناسبة. خلايا T، مجموعة فرعية معينة من الخلايا الليمفاوية داخل الجهاز المناعي، وهناك حاجة لالاستجابات المناعية المناسبة وتطوير الذاكرة المناعية. يبدأ التنشيط عند تقديم المستضد في سياق معقد التوافق كبيرا على مستقبلات الخلايا T (TCR) الموجود على سطح الخلية لخلايا T هادئة (إعادة النظر في 6). هذا يتسبب في سلسلة من الأحداث الجزيئية الحيوية وأمر غاية داخل الخلايا T التي تبلغ ذروتها في زيادة CA2 بين الخلايا + تركيز 7 والنبات النووي من عوامل النسخ المطلوبة لتفعيل (إعادة النظر في 10/8). مرة واحدة تنشيط خلايا T اكتساب القدرة على الاستجابة لانترلوكين 2 (IL-2)، وهو عامل نمو قوي أن يستخدم JAK (يانوس كيناز) / STAT (اشارة محول والمنشط من النسخ) طريقا لدفع انتشار نسيلي المنشط T الخلايا 11. لفترة وجيزة، IL-2 التحفيزالنتائج في الفسفرة من البروتينات STAT، وهي عائلة من كامنة عوامل النسخ عصاري خلوي. مرة واحدة فسفرته والبروتينات STAT dimerize، نقل من إلى النواة ومحرك التعبير عن الجينات بما فيها تلك التي تشارك في تقدم دورة الخلية. في الخلايا T، IL-2 الإشارات عبر STAT5، وهو مطلوب لT خلية انتشار 12،13. من أجل تحقيق التوسع نسيلي خلايا T تفعيلها، يجب أن تلك الخلايا التي لم تشهد مستضد TCR المشاركة (خلايا T ساذجة)، لديها آلية لتجاهل تأثيرات قوية من IL-2. ويتحقق ذلك عن طريق تنظيم وضع لونين. خلايا T ساذجة تمتلك ونين المكثف الذي يحظر إشراك-DNA STAT5 ردا على IL-2 التحفيز. عند التنشيط، يمكن decondenses لونين وSTAT5 الوصول إلى المروجين من الجينات المستهدفة، والسماح انتشار نسيلي 4. ومن المثير للاهتمام، وهذا التغيير في الوضع ونين لا يتوقف على تعديل جينية من هيستون من البروتيننانوثانية (للمراجعة، انظر 14) كما لاحظنا أي تغيير عالمي في تعديل هيستون خلال تنشيط الخلايا T 4. أثناء أداء هذه الدراسات، اكتشفنا أن الأجسام المضادة التي أثيرت ضد البروتينات هيستون زيارتها أيضا صعوبة في الوصول الحواتم في خلايا ساذجة، ولكن هذا على تنشيط يمكن ربط أكثر بسهولة الحواتم بها 4. وهكذا، الأجسام المضادة ملزمة لالهستونات بمثابة قراءات للحصول على مركز لونين التكثيف. هنا نقدم طريقة لاستخدام التدفق الخلوي للكشف عن الأجسام المضادة مترافق fluorescently هيستون H3 من أجل تقييم الوضع لونين في خلايا T. يتم قياس التكثيف لونين في عدد السكان من الخلايا كما كثافة يعني الإزهار (MFI) من هيستون H3 تلطيخ. في سياق T تنشيط الخلايا، ومؤسسات التمويل الأصغر من هيستون H3 زيادات تلطيخ، مما يدل على decondensation من لونين. بالإضافة إلى قياس وضع لونين عن طريق الخلايا هيستون H3 تلطيخ، incorpora هذا البروتوكول أيضاقسم التدريب والامتحانات سطح تلطيخ وصمة عار يمكن حلها عن الخلايا الحية، والسماح تحليل مجموعات سكانية فرعية من الخلايا.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:584px;" width="585">
	<tbody>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">100mm tissue culture dish</td>
			<td style="width:83px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:119px;">353003</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Precleaned frosted microscope slides</td>
			<td style="width:83px;">Fisher Scientific</td>
			<td>12-550-343</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Sterile cell strainer, 70mm nylon mesh</td>
			<td style="width:83px;">Fisher Scientific</td>
			<td>22363548</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">3mL syringe, Luer-Lok tip</td>
			<td style="width:83px;">BD</td>
			<td>309585</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Falcon 50mL polypropylene conical tube</td>
			<td style="width:83px;">Corning</td>
			<td>352098</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">LIVE/DEAD fixable red dead cell stain kit</td>
			<td style="width:83px;">Life Technologies</td>
			<td>L23102</td>
			<td style="width:167px;">Life Technologies sells versions of this kit with different colors</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">Fc Block</td>
			<td style="width:83px;">BD Biosciences</td>
			<td>553142</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">16% paraformaldehyde</td>
			<td style="width:83px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15710</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:83px;">Fisher Scientific</td>
			<td>BP151-100</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Normal rabbit serum</td>
			<td style="width:83px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">R9133</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Anti-H3K4me1 antibody</td>
			<td style="width:83px;">Abcam</td>
			<td>ab8895</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">R-Phycoerythrin conjugation kit</td>
			<td style="width:83px;">Abcam</td>
			<td>ab102919</td>
			<td style="width:167px;">Alternatively, the LYNX rapid RPE kit from AbD Serotec can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the use of flow cytometry to assess the state of chromatin in t cells

خلال الاستجابة المناعية المناسبة، وخلايا T هادئة تصبح تفعيلها عند تقديم المستضد إلى الخلايا التائية مستقبلات المستضد محددة لهم. وهذا يؤدي إلى انتشار نسيلي فقط تلك الخلايا T التي تحمل مستقبلات تعترف المستضد. decondensation لونين هو السمة المميزة لتنشيط الخلايا T ومطلوب للخلايا T لاكتساب القدرة على التكاثر بعد الاشتباك المستضد. ويمكن الكشف عن هذا التغيير في التكثيف لونين باستخدام الأجسام المضادة التي أثيرت ضد البروتينات هيستون. هذه الأجسام المضادة لا يمكن ربط الحواتم في خلايا T ساذجة، فضلا عن أنها يمكن في تنشيط خلايا تي. نحن تصف كيفية صمة عار في وقت واحد T علامات سطح خلية محددة، وتتبع جدوى مع وصمة عار الخلايا الميتة يمكن حلها، وقياس وضع لونين عن طريق تلطيخ الخلايا من البروتينات هيستون H3. ويتم تحليل الخلايا الملون بواسطة التدفق الخلوي ويتم قياس وضع التكثيف لونين كما شدة متوسط ​​مضان (MFI) من وصمة عار هيستون H3. Chromatفي decondensation خلال تنشيط الخلايا T ويتجلى كزيادة في مؤسسات التمويل الأصغر

تم تجهيز الخلايا الليمفاوية من C57B / 6 الماوس إلى تعليق خلية واحدة وفقا للبروتوكول وعدها باستخدام عدادة الكريات القياسية. وكانت المصنفة الخلايا في ثلاث نسخ في 2 × 10 6 / مل في وسائل الإعلام T-خلية في 15 مل أنابيب مخروطية وترك دون علاج، أو حفز مع 1 ملغ / مل القابلة للذوبان الأجسام المضادة لمكافحة CD3 (استنساخ 4C11) لمدة 3 ساعة على 37 درجة مئوية في معيار حاضنة زراعة الأنسجة. كانت ملطخة الخلايا الميتة والخلايا ثم تم بعد ذلك السطح الملون باستخدام FITC-CD8 وAPC-CD4 الأجسام المضادة وفقا للبروتوكول. تم تحليل هيستون الوصول عن طريق التدفق الخلوي (الشكل 4). في خلايا CD4 + CD8 + T وساذجة على حد سواء، وشدة الفلورسنت متوسط ​​(MFI) منخفضة، مما يدل على حالة لونين المختصرة. كما يتم تنشيط الخلايا مع مكافحة CD3 الأجسام المضادة الزيادات MFI معنويا (P &lt;0.001، طالب اختبار t) تشير إلى أن لونين وdecondensed. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/53533/53533fig1.jpg" /> الضغط الشكل 1. تقنية لمعالجة الطحال إلى تعليق خلية واحدة باستخدام شرائح المجهر بلوري. (A) والطحال ضد السطوح بلوري من شريحتين المجهر. (B) يتم نقل الشرائح ذهابا وإيابا ضد كل الخلايا الليمفاوية الإفراج أخرى إلى 100 ​​مم طبق بتري حتى ما تبقى من الطحال بيضاء. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53533/53533fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الرقم 2" src="/files/ftp_upload/53533/53533fig2.jpg" /> الشكل 2. باستخدام سدادة حقنة للضغط المتبقية اللب الأحمر خلال 70 مم مصفاة الخلية. (A) اللب الأحمر المتبقية بعد الطحال ط<html> ق معالجتها في تعليق خلية واحدة ومرت عبر 70 ملم مصفاة الخلية. يستخدم (B) الجزء سدادة من حقنة 3 مل بلطف اضغط المتبقية اللب الأحمر من خلال مصفاة الخلية. (C) بعد استخدام الحقنة، ينبغي أن يكون هناك عمليا أي اللب الأحمر تترك في مصفاة الخلية. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53533/53533fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/53533/53533fig3.jpg" /> الشكل 3. ACK تحلل خلايا الدم الحمراء. (A) الطرد المركزي من تعليق خلية واحدة ولدت من الطحال ماوس واحدة قبل ACK تحلل. (B) بعد ACK تحلل خلايا الدم الحمراء، يجب أن يكون بيليه الخلايا البيضاء.الحصول = &quot;_ فارغة&quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الرقم 4" src="/files/ftp_upload/53533/53533fig4.jpg" /> الشكل 4. ممثل النتائج البروتوكول. مخطط (A) المحاصرة تستخدم لتحليل الوضع لونين في CD4 + T الليمفاوية. (B و C) وترك الخلايا T غير المعالجة أو تفعيلها مع 1 ملغ / مل القابلة للذوبان أجسام مضادة للCD3 لمدة 3 ساعة (في ثلاث نسخ). والخلايا ثم تحليلها من قبل التدفق الخلوي لتحديد التكثيف لونين في CD4 + الخلايا (B) وCD8 + خلايا (C). البيانات هي الوسيلة ± الانحراف المعياري للمتوسط ​​كثافة مضان من H3K4me1 تلطيخ. * P &lt;0.001 (اختبار تي الطالب) <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53533/53533fig4large.jpg" target="_blank">يرجى النقر ح</a>يحرث لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الجدول 1" src="/files/ftp_upload/53533/53533table1.jpg" /> الجدول 1: دليل استكشاف الأخطاء وإصلاحها إشارة سريعة إلى القضايا المشتركة والحلول الممكنة.

Watch this Scientific Journal Video about The Use of Flow Cytometry to Assess the State of Chromatin in T Cells at JoVE.com

The Use of Flow Cytometry to Assess the State of Chromatin in T Cells

استخدام التدفق الخلوي لتقييم حالة لونين في خلايا T

التدفق الخلوي يمكن استخدامها لتقييم حالة لونين داخل الخلايا T. هذا البروتوكول يسمح العلماء لتفسير الأدلة من لونين decondensation خلال تنشيط الخلايا T يدل على زيادة في كثافة يعني الإزهار (MFI) من الفلورسنت الأجسام المضادة هيستون H3

During a proper immune response, quiescent T cells become activated upon antigen presentation to their antigen-specific T cell receptor. This leads to ...

the-use-of-flow-cytometry-to-assess-the-state-of-chromatin-in-t-cells

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.8K Views.  Furman University.  التدفق الخلوي يمكن استخدامها لتقييم حالة لونين داخل الخلايا T. هذا البروتوكول يسمح العلماء لتفسير الأدلة من لونين decondensation خلال تنشيط الخلايا T يدل على زيادة في كثافة يعني الإزهار (MFI) من الفلورسنت الأجسام المضادة هيستون H3 

Video: The Use of Flow Cytometry to Assess the State of Chromatin in T Cells

Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response following an infection. Despite efforts to identify unique surface marker on Tregs, the only unique feature is their ability to suppress the proliferation and function of effector T cells. While it is clear that only in vitro assays can be used in assessing human Treg function, this becomes problematic when assessing the results from cross-sectional studies where healthy cells and cells isolated from subjects with autoimmune diseases (like Type 1 Diabetes-T1D) need to be compared. There is a great variability among laboratories in the number and type of responder T cells, nature and strength of stimulation, Treg:responder ratios and the number and type of antigen-presenting cells (APC) used in human in vitro suppression assays. This variability makes comparison between studies measuring Treg function difficult. The Treg field needs a standardized suppression assay that will work well with both healthy subjects and those with autoimmune diseases. We have developed an in vitro suppression assay that shows very little intra-assay variability in the stimulation of T cells isolated from healthy volunteers compared to subjects with underlying autoimmune destruction of pancreatic &beta;-cells. The main goal of this piece is to describe an in vitro human suppression assay that allows comparison between different subject groups. Additionally, this assay has the potential to delineate a small loss in nTreg function and anticipate further loss in the future, thus identifying subjects who could benefit from preventive immunomodulatory therapy1. Below, we provide thorough description of the steps involved in this procedure. We hope to contribute to the standardization of the in vitro suppression assay used to measure Treg function. In addition, we offer this assay as a tool to recognize an early state of immune imbalance and a potential functional biomarker for T1D.

Human In Vitro Suppression as Screening Tool for the Recognition of an Early State of Immune Imbalance

Tregs are potent suppressors of the immune system. There is a lack of unique surface markers to define them, hence, definitions of Tregs are primarily functional. Here we describe an optimized in vitro assay capable of identifying immune imbalance in subjects at risk to develop T1D.

الإنسان في المختبر قمع وأداة الكشف عن الاعتراف للدولة في وقت مبكر من الخلل المناعي

Regulatory T cells (Tregs) are critical mediators of immune tolerance to self-antigens. In addition, they are crucial regulators of the immune response ...

Fluorescence-activated Cell Sorting for Purification of Plasmacytoid Dendritic Cells from the Mouse Bone Marrow

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method enables researchers to better understand the characteristics of a single cell population without the influence of other cells. Compared to other methods of cell enrichment, such as magnetic-activated cell sorting (MCS), FACS is more flexible and accurate for cell separation due to the ability of phenotype detection by flow cytometry. In addition, FACS is usually capable of separating multiple cell populations simultaneously, which improves the efficiency and diversity of experiments. Although FACS has some limitations, it has been broadly used to purify cells for functional studies in both in vitro and in vivo settings. Here we report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate a very rare population of immune cells, plasmacytoid dendritic cells (pDC), with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for in vitro functional studies of pDC.

We report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate plasmacytoid dendritic cells (pDC) with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for functional studies of pDC.

مضان تنشيط الفرز الخليوي لتنقية الخلايا الجذعية بلازماوية الشكل من الفأر نخاع العظم

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method ...

Assessing Retinal Microglial Phagocytic Function In Vivo Using a Flow Cytometry-based Assay

Microglia are the tissue resident macrophages of the central nervous system (CNS) and they perform a variety of functions that support CNS homeostasis, including phagocytosis of damaged synapses or cells, debris, and/or invading pathogens. Impaired phagocytic function has been implicated in the pathogenesis of diseases such as Alzheimer's and age-related macular degeneration, where amyloid-&#946; plaque and drusen accumulate, respectively. Despite its importance, microglial phagocytosis has been challenging to assess in vivo. Here, we describe a simple, yet robust, technique for precisely monitoring and quantifying the in vivo phagocytic potential of retinal microglia. Previous methods have relied on immunohistochemical staining and imaging techniques. Our method uses flow cytometry to measure microglial uptake of fluorescently labeled particles after intravitreal delivery to the eye in live rodents. This method replaces conventional practices that involve laborious tissue sectioning, immunostaining, and imaging, allowing for more precise quantification of microglia phagocytic function in just under six hours. This procedure can also be adapted to test how various compounds alter microglial phagocytosis in physiological settings. While this technique was developed in the eye, its use is not limited to vision research.

Assessing Retinal Microglial Phagocytic Function In Vivo Using a Flow Cytometry-based Assay

Microglial phagocytosis is critical for the maintenance of tissue homeostasis and inadequate phagocytic function has been implicated in pathology. However, assessing microglia function in vivo is technically challenging. We have developed a simple but robust technique for precisely monitoring and quantifying the phagocytic potential of microglia in a physiological setting.

تقييم الشبكية دبقية أكلة وظيفة<em&gt; في فيفو</em&gt; باستخدام الفحص القائمة على الخلوي التدفق

Microglia are the tissue resident macrophages of the central nervous system (CNS) and they perform a variety of functions that support CNS homeostasis, ...

Development of Stem Cell-derived Antigen-specific Regulatory T Cells Against Autoimmunity

Autoimmune diseases arise due to the loss of immunological self-tolerance. Regulatory T cells (Tregs) are important mediators of immunologic self-tolerance. Tregs represent about 5 - 10% of the mature CD4+ T cell subpopulation in mice and humans, with about 1 - 2% of those Tregs circulating in the peripheral blood. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) can be differentiated into functional Tregs, which have a potential to be used for cell-based therapies of autoimmune diseases. Here, we present a method to develop antigen (Ag)-specific Tregs from iPSCs (i.e., iPSC-Tregs). The method is based on incorporating the transcription factor FoxP3 and an Ag-specific T cell receptor (TCR) into iPSCs and then differentiating on OP9 stromal cells expressing Notch ligands delta-like (DL) 1 and DL4. Following in vitro differentiation, the iPSC-Tregs express CD4, CD8, CD3, CD25, FoxP3, and Ag-specific TCR and are able to respond to Ag stimulation. This method has been successfully applied to cell-based therapy of autoimmune arthritis in a murine model. Adoptive transfer of these Ag-specific iPSC-Tregs into Ag-induced arthritis (AIA)-bearing mice has the ability to reduce joint inflammation and swelling and to prevent bone loss.

We present here a method to develop functional antigen (Ag)-specific regulatory T cells (Tregs) from induced pluripotent stem cells (iPSCs) for immunotherapy of autoimmune arthritis in a murine model.

تطوير المستمدة الخلية الجذعية خلايا T التنظيمية مستضد محددة ضد المناعة الذاتية

Autoimmune diseases arise due to the loss of immunological self-tolerance. Regulatory T cells (Tregs) are important mediators of immunologic ...

Isolation, Characterization, and Purification of Macrophages from Tissues Affected by Obesity-related Inflammation

Obesity promotes a chronic inflammatory state that is largely mediated by tissue-resident macrophages as well as monocyte-derived macrophages. Diet-induced obesity (DIO) is a valuable model in studying the role of macrophage heterogeneity; however, adequate macrophage isolations are difficult to acquire from inflamed tissues. In this protocol, we outline the isolation steps and necessary troubleshooting guidelines derived from our studies for obtaining a suitable population of tissue-resident macrophages from mice following 18 weeks of high-fat (HFD) or high-fat/high-cholesterol (HFHCD) diet intervention. This protocol focuses on three hallmark tissues studied in obesity and atherosclerosis including the liver, white adipose tissues (WAT), and the aorta. We highlight how dualistic usage of flow cytometry can achieve a new dimension of isolation and characterization of tissue-resident macrophages. A fundamental section of this protocol addresses the intricacies underlying tissue-specific enzymatic digestions and macrophage isolation, and subsequent cell-surface antibody staining for flow cytometric analysis. This protocol addresses existing complexities underlying fluorescent-activated cell sorting (FACS) and presents clarifications to these complexities so as to obtain broad range characterization from adequately sorted cell populations. Alternate enrichment methods are included for sorting cells, such as the dense liver, allowing for flexibility and time management when working with FACS. In brief, this protocol aids the researcher to evaluate macrophage heterogeneity from a multitude of inflamed tissues in a given study and provides insightful troubleshooting tips that have been successful for favorable cellular isolation and characterization of immune cells in DIO-mediated inflammation.

This protocol allows a researcher to isolate and characterize tissue-resident macrophages in various hallmark inflamed tissues extracted from diet-induced models of metabolic disorders.

عزل وتوصيف وتنقية الضامة من الأنسجة المتضررة من التهاب المتصلة بالسمنة

Obesity promotes a chronic inflammatory state that is largely mediated by tissue-resident macrophages as well as monocyte-derived macrophages. ...

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and their important role in lung development and function, as well as their lung-localized responses to infection and inflammation. To date, no unified method for identification, isolation, and handling of alveolar macrophages from humans and mice exists. Such a method is needed for studies on these important innate immune cells in various experimental settings. The method described here, which can be easily adopted by any laboratory, is a simplified approach to harvesting alveolar macrophages from bronchoalveolar lavage fluid or from lung tissue and maintaining them in vitro. Because alveolar macrophages primarily occur as adherent cells in the alveoli, the focus of this method is on dislodging them prior to harvest and identification. The lung is a highly vascularized organ, and various cell types of myeloid and lymphoid origin inhabit, interact, and are influenced by the lung microenvironment. By using the set of surface markers described here, researchers can easily and unambiguously distinguish alveolar macrophages from other leukocytes, and purify them for downstream applications. The culture method developed herein supports both human and mouse alveolar macrophages for in vitro growth, and is compatible with cellular and molecular studies.

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

This communication describes methodologies for isolation and culture of alveolar macrophages from humans and murine models for experimental purposes.

العزلة والثقافة في المختبر من البلاعم السنخية مورين والبشرية

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and ...

High-throughput Measurement of Plasma Membrane Resealing Efficiency in Mammalian Cells

In their physiological environment, mammalian cells are often subjected to mechanical and biochemical stresses that result in plasma membrane damage. In response to these damages, complex molecular machineries rapidly reseal the plasma membrane to restore its barrier function and maintain cell survival. Despite 60 years of research in this field, we still lack a thorough understanding of the cell resealing machinery. With the goal of identifying cellular components that control plasma membrane resealing or drugs that can improve resealing, we have developed a fluorescence-based high-throughput assay that measures the plasma membrane resealing efficiency in mammalian cells cultured in microplates. As a model system for plasma membrane damage, cells are exposed to the bacterial pore-forming toxin listeriolysin O (LLO), which forms large 30-50 nm diameter proteinaceous pores in cholesterol-containing membranes. The use of a temperature-controlled multi-mode microplate reader allows for rapid and sensitive spectrofluorometric measurements in combination with brightfield and fluorescence microscopy imaging of living cells. Kinetic analysis of the fluorescence intensity emitted by a membrane impermeant nucleic acid-binding fluorochrome reflects the extent of membrane wounding and resealing at the cell population level, allowing for the calculation of the cell resealing efficiency. Fluorescence microscopy imaging allows for the enumeration of cells, which constitutively express a fluorescent chimera of the nuclear protein histone 2B, in each well of the microplate to account for potential variations in their number and allows for eventual identification of distinct cell populations. This high-throughput assay is a powerful tool expected to expand our understanding of membrane repair mechanisms via screening for host genes or exogenously added compounds that control plasma membrane resealing.

Here we describe a high-throughput fluorescence-based assay that measures the plasma membrane resealing efficiency through fluorometric and imaging analyses in living cells. This assay can be used for screening drugs or target genes that regulate plasma membrane resealing in mammalian cells.

قياس الإنتاجية العالية من غشاء البلازما إعادة ختم الكفاءة في خلايا الثدييات

In their physiological environment, mammalian cells are often subjected to mechanical and biochemical stresses that result in plasma membrane damage. In ...

Multicolor Flow Cytometry-based Quantification of Mitochondria and Lysosomes in T Cells

T cells utilize different metabolic programs to match their functional needs during differentiation and proliferation. Mitochondria are crucial cellular components responsible for supplying cell energy; however, excess mitochondria also produce reactive oxygen species (ROS) that could cause cell death. Therefore, the number of mitochondria must constantly be adjusted to fit the needs of the cells. This dynamic regulation is achieved in part through the function of lysosomes that remove surplus/damaged organelles and macromolecules. Hence, cellular mitochondrial and lysosomal contents are key indicators to evaluate the metabolic adjustment of cells. With the development of probes for organelles, well-characterized lysosome or mitochondria-specific dyes have become available in various formats to label cellular lysosomes and mitochondria. Multicolor flow cytometry is a common tool to profile cell phenotypes, and has the capability to be integrated with other assays. Here, we present a detailed protocol of how to combine organelle-specific dyes with surface markers staining to measure the amount of lysosomes and mitochondria in different T cell populations on a flow cytometer.

This article illustrates a powerful method to quantify mitochondria or lysosomes in living cells. The combination of lysosome- or mitochondria-specific dyes with fluorescently conjugated antibodies against surface markers allows the quantification of these organelles in mixed cell populations, like primary cells harvested from tissue samples, by using multicolor flow cytometry.

التدفق متعدد الألوان المستندة إلى الخلوي الكمي الميتوكوندريا وليسوسوميس في خلايا تي

T cells utilize different metabolic programs to match their functional needs during differentiation and proliferation. Mitochondria are crucial cellular ...

Preparation of Whole Bone Marrow for Mass Cytometry Analysis of Neutrophil-lineage Cells

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a myeloid-biased 39-antibody CyTOF panel to evaluate the hematopoietic system with a focus on the neutrophil-lineage cells by using this protocol. The CyTOF result was analyzed with an open-resource dimensional reduction algorithm, viSNE, and the data was presented to demonstrate the outcome of this protocol. We have discovered new neutrophil-lineage cell populations based on this protocol. This protocol of fresh whole BM preparation may be used for 1), CyTOF analysis to discover unidentified cell populations from whole BM, 2), investigating whole BM defects for patients with blood disorders such as leukemia, 3), assisting optimization of fluorescence-activated flow cytometry protocols that utilize fresh whole BM.

Here, we present a protocol to process fresh bone marrow (BM) isolated from mouse or human for high-dimensional mass cytometry (Cytometry by Time-Of-Flight, CyTOF) analysis of neutrophil-lineage cells.

إعداد نخاع العظام كله لتحليل الكتلة الخلايا من الخلايا العدلية النسب

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a ...

Isolation of Mouse Kidney-Resident CD8+ T cells for Flow Cytometry Analysis

Tissue-resident memory T cell (TRM) is a rapidly expanding field of immunology research. Isolating T cells from various non-lymphoid tissues is one of the key steps to investigate TRMs. There are slight variations in lymphocyte isolation protocols for different organs. Kidney is an essential non-lymphoid organ with numerous immune cell infiltration especially after pathogen exposure or autoimmune activation. In recent years, multiple labs including our own have started characterizing kidney resident CD8+ T cells in various physiological and pathological settings in both mouse and human. Due to the abundance of T lymphocytes, kidney represents an attractive model organ to study TRMs in non-mucosal or non-barrier tissues. Here, we will describe a protocol commonly used in TRM-focused labs to isolate CD8+ T cells from mouse kidneys following systemic viral infection. Briefly, using an acute lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV) infection model in C57BL/6 mice, we demonstrate intravascular CD8+ T cell labeling, enzymatic digestion, and density gradient centrifugation to isolate and enrich lymphocytes from mouse kidneys to make samples ready for the subsequent flow cytometry analysis.

Isolation of Mouse Kidney-Resident CD8+ T cells for Flow Cytometry Analysis

Following viral infection, kidney harbors a relatively large number of CD8+ T cells and offers an opportunity to study non-mucosal TRM cells. Here, we describe a protocol to isolate mouse kidney lymphocytes for flow cytometry analysis.

عزل الماوس الكلى المقيم CD8+ الخلايا T لتحليل تدفق cytometry

Tissue-resident memory T cell (TRM) is a rapidly expanding field of immunology research. Isolating T cells from various non-lymphoid tissues is one of the ...