Bu çalışma NHMRC ve Stafford Fox Tıp Vakfı hibe finansmanı tarafından desteklenmiştir. Yazarlar Sue McKay, Liliana Pepe, Anna Deftereos ve Deneysel Tıp Amanda Rixon ve Cerrahi Ünitesi, St. Vincent Hastanesi, Melbourne cerrahi yardım kabul. Destek ayrıca Yenilik, Sanayi Victoria Eyalet Hükümeti&#39;nin Bakanlığı ve Bölgesel Kalkınma Operasyonel Altyapı Destek Programı tarafından sağlanmaktadır.

Burada anlatılan protokoller Vincent Hastanesi Melbourne, Avustralya Hayvan Etik Komitesi tarafından onaylanmış, ve Avustralya Ulusal Sağlık ve Tıbbi Araştırma Konseyi Yönergeleri sıkı sıkıya bağlı kalmanın altında gerçekleştirilmiştir. Not: iki odacık protokolleri aşağıda açıklanmıştır. İki farklı model ve özel bölme tasarımı, Şekil 1 &#39;de gösterilmiştir. Oda (1) (Fare Arterdamar döngüsü bölmesi modeli için) polikarbonattan yapılmıştır. Bu bir iç çapı 13 mm ve yüksekliği 4 mm olan bir silindirdir. duvardaki bir noktada bir pencere pedikül için engelsiz erişim sağlar. (Sıçan akışı-through pedikül odası modeli için) İkinci modelde ise, oda poliakrilik yapılmış ve (10 x 8 x 4 mm 3 iç boyutları) dikdörtgen mesafesindedir. Bunların bölme aşmak femoral arter ve ven karşılamak için karşılıklı yanları üzerinde iki adet 1,5 mm&#39;lik deliklere sahiptir. 1. Sıçan Arteriovenöz Döngü Odası Modeli (Tek Chamber Başına Hayvan) NOT: cerrahi başlamadan önce, tüm enstrümanlar düzgün sterilize edilmiştir emin olun. Aynı şekilde, steril havlu aletleri dinlenme sağlamak ve işlem sırasında kirlenmesini önlemek için cerrahi alanında makul bir mesafede bulunmaktadır. <ol><li> Cerrahi Animal hazırlanması <ol><li> arteriovenöz döngüsünün oluşturulması için damarların büyük boyutları için en az 250 g ağırlığındaki sıçanlar kullanın. </li><li> % 4 izofluran inhalasyonu ile hayvan Anesteziyoloji. ayak-tutam yanıtsızlık değerlendirerek anestezi yeterli derinlikte desteklemektedir. Anestezi sonra, yeterince% 2 izofluran ile işlem boyunca anestezi hayvan tutun. </li><li> Bir ısınma pad üzerinde bir yatar pozisyonda hayvan yerleştirin ve ameliyat sırasında kuruma önlemek için gözlere steril yağlayıcı uygulayın. </li><li> Bir elektrikli tıraş makinesi kullanarak, hem Kasiklari tıraş ve nemli bir gazlı bez parçası ile saç kaldırmak. </li><li> klorheksidin cerrahi sitesi hazırlayın/% 70 etanol çözeltisi ve steril havlu ile hayvan örtün. analjezik olarak karprofen tek bir doz (5 mg / kg, deri altına) uygulayınız. </li></ol></li><li> Femoral Ven Greft Harvest <ol><li> Bir 15. bıçak kullanarak, inguinal ligament sol kasık paralel bir 4 cm uzunluğunda cilt kesi yapmak. Bu kasık yağ yastığı ortaya çıkarır. </li><li> makas o epigastrik damarların dayalı vasküler pedikül bağlı bırakarak çevresel yağ yastığı ile kesti. </li><li> Mikro makas kullanarak, karın duvarı ve altta yatan femoral damarların arasındaki incecik bağ dokusu yapışıklıklar serbest. </li><li> Karın duvarında retractor yerleştirin ve mediale doğru çekin. Bu inguinal ligament ve femoral damarların tüm uzunluğu ortaya çıkarır. </li><li> Mikro forseps kullanarak ve kavisli makas hafifçe çekerek ve kesme ile epigastrik ven incelemek ve onun çevresindeki yağ onu izole. döngü oluşturarak zaman bu damar bir urgan gibi davranır. </li><li> Çg mikro forseps ve kavisli mikro makas femur damarları ve sinir epigastrik şubesine kendi çatallanma distaline inguinal ligament tüm yol içeren perivasküler kılıf açın. </li><li> Mikro forseps kullanarak kendi adventisya tarafından femoral ven pick up ve yavaşça çevre dokulardan ayırmak ve arter eşlik. Mikro forseps ve birbirinden doku çekerek ve bunun üzerinden keserek kavisli yuvarlak sivri mikro makas ile yapın. NOT: Bu tromboz o eğilimli hale intima travma neden olabilir olarak damar duvarının tüm kalınlığını kapmak asla. </li><li> Ligate yan dalları 10/0 naylon sütür ile diseksiyon sırasında bulunan veya iki kutuplu bir pıhtılaştırıcı ile koagüle. </li><li> femoral ven tamamen ücretsiz, 4/0 ipek sütür ile proksimal ve distal uçlarını Arter. en az 10 mm uzunluğunda bir damar grefti elde etmek için emin olun ve yaklaşık epigastrik dalının 0.5 cm uzunluğunda bir adam halat sabrının olarak kullanılmak üzere dahilodasında açık döngü tutun. </li><li> Mikro forseps ve düz mikro makas kullanarak, hafifçe çekerek ve keserek greft uçlarından adventisya kırpın. Bu aynı zamanda mikrocerrahi anastomozlar önce, daha sonra yapılabilir. </li><li> heparinize tuzlu su çözeltisi (heparin 10 U / ml) ile ven greft yıkayın ve çözelti içinde dinlenmeye bırakın. Sürekli çalışan 4/0 ipek sütür artı iki veya üç ek basit kesintiye dikiş kullanarak yarayı kapatmak. </li></ol></li><li> Odası Arteriovenöz Döngü ve İmplantasyonu oluşturulması <ol><li> Tekrarlayın kontralateral bacak üzerinde aynı şekilde 1.2.4 için 1.2.1 adımları. </li><li> Mikro forseps kullanarak, incelemek ve epigastrik arter hem izole ve çevresindeki yağ yastığı oluşturur ven. yavaşça gemilerin uzak doku çekerek bunu </li><li> Mikro forseps kullanarak, çevre dokulardan femoral onun adventisya tarafından arter ve ücretsiz pick up. Mikro forseps ve kavisli yuvarlak uçlu mikrofon ile bunubirbirinden doku çekerek ve bunun üzerinden keserek ro makas. Arter veya yan dalları koagüle. </li><li> femoral arter bağlanır ve 4/0 ipek sütür ile epigastrik damarların ortaya çıkmasına uzak ven. </li><li> femoral arter ve ven her birinde proksimal tek kelepçe yerleştirin. keskin bir düz mikro makas kullanılarak, epigastrik dalları ortaya çıkması her gemi distalinde kesilmiş temiz bir çapraz yapmak. gemilerin altında steril plastik kontrast arka plan yerleştirin. </li><li> Tüm kan lümeni kaldırılana kadar heparinize salin cömert miktarda şiddetle gemileri yıkayın. </li><li> operatif alana ven grefti getirin ve gerekirse adım 1.2.10 göre gemilerin uçlarından herhangi gereksiz adventisya kaldırın. </li><li> 10/0 naylon sütür ile hem mikrocerrahi anastomoz yaparlar. femoral ven ve femoral arter distal ucuna ven grefti proksimal ucunu anastomoz. Bu f kan akmasına izin verecekven greft içinde vanalar direniş olmadan venöz tarafına arteriyel rom. NOT: herhangi bir bükülme olmadan femur damarları ve doğal bir pozisyonda ven greft dinlenme emin olun. </li><li> anastomoz sitelerde hem de sızıntı olup olmadığını kontrol edin. Üstte yağ küçük bir parça yerleştirerek ve yavaşça 5-10 dakika sıkıştırarak kan anastomoz çıkan olmayan titreşimli benzeyen küçük sızıntıları çözmek. Hızla tüm alan sel büyük zonklayan sızıntı ek dikiş gerekir. </li><li> arteriovenöz döngü açıklığını kontrol edin. femoral arterin nazik tıkanma femoral ven aynı o engorge gerekir iken küçültmek yapmak gerekir. </li><li> katlanmış veya kırıksız doğal pozisyonunda ikinci dinlenme ile arteriovenöz döngü altında doku mühendisliği odasının tabanını yerleştirin. </li><li> 6/0 naylon sütür ile inguinal ligament ve altta yatan kas fasya odanın tabanını sabitleyin. </li><li> üzerinde kapak yerleştirinBaz femoral damarlar (odanın yan pencere) bir çentik içinden odasına girmek böylece. Kapağı kapatırken, bu bariyerler yerine arteriovenöz döngü tutmak için görevi odasının tabanı ve kapak arasında, epigastrik dalları yakalar emin olun. </li><li> Sürekli çalışan 4/0 ipek sütür artı iki veya üç ek basit kesintiye dikiş kullanarak yarayı kapatmak. </li><li> hayvan ısınma pad üzerinde anestezi kurtarmak için izin verin. </li><li> sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar sahipsiz hayvan bırakmayın. Aynı şekilde, tamamen iyileşti kadar diğer hayvanların şirkete ameliyat geçirmiş bir hayvan dönmez. 24 saat sonra, analjezik olarak karprofen diğer tek doz (5 mg / kg, deri altına) tatbik. </li><li> 5 gün boyunca topikal antibiyotik merhem yara davranın. yara açılırsa, 1.1.5 ile adım 1.1.2 deki gibi hayvan uyutmak ve 1.3 olarak yarayı kapatmak0,14. günlük hayvan sağlığını izlemek. Hayvan inacitivity, iştahsızlık, kilo kaybı ve renk kaybından birden fazla orta belirtileri gösterirse (23 G iğne ile 0.25 ml 163 mg / kg) periton içine lethabarb enjeksiyon öldürücü bir doz ile hayvan öldürülür. </li></ol></li></ol> 2. Flow-through Pedikül Odası (Animal başına iki Chambers) <ol><li> Cerrahi Animal hazırlanması <ol><li> Tekrarlayın 1.1.4 ile 1.1.1 adımları. İki oda, bir tek sıçan iki kasık bölgelerine implante edilebilir. </li></ol></li><li> Femoral Gemiler izolasyonu ve Odası Yerleştirme <ol><li> Tekrarlayın 1.2.8 ile 1.2.1 adımları. </li><li> arter ve tamamen çevre dokulara ve dalları bağlandı kurtulan ven hem operatif alana odasına getirin. </li><li> bölme tabanı herhangi bir bükülme veya kıvrımlar vardır emin karşılık gelen yarık üzerinde sağlam femoral damarların her koyun. </li><li> attachi odacığı kapatıntabanına kapağı ng. Sürekli çalışan 4/0 ipek sütür artı iki veya üç ek basit kesintiye dikiş kullanarak yarayı kapatmak ve hayvan daha önce açıklandığı gibi kurtarmak için izin verir. </li></ol></li></ol> Türkiye Odalar ve Doku İşleme 3. Hasat <ol><li> Deneyin zaman noktalarında (4-6 hafta sonrası implantasyon) ulaşıldığında sonra, adım 1.1.2 deki gibi hayvan uyutmak ve 1.1.5 arasındaki adımları 1.1.3 tekrarlayın. </li><li> Bir 15. bıçak kullanarak yara açın ve bölme tamamen maruz kadar makasla dokular kesti. </li><li> sonra distal yönde kan süt, hafifçe iki mikroforcepslerle damarını tıkamak ve nihayet yakın forseps serbest: damar açıklığı için yapı ve test etmek için proksimal femoral damarlar Açığa. Tekne tekrar kanla dolarsa, bu açıklık doğruluyor. th durumunda hem proksimal ve distale arteriovenöz döngü halinde proksimale femoral damarlar ligateE akış yapılandırma ve en blok içeren doku ile odaları kaldırın. </li><li> Deneyin sonunda, (23 G iğne ile 0.25 ml 163 mg / kg) periton içine lethobarb enjeksiyon öldürücü bir doz ile hayvan euthanize. </li><li> 24 saat için oda sıcaklığında% 4 paraformaldehid içinde dokuların düzeltildi. (1-2 mm kalınlıkta) sırasıyla, parafin mumu ya da uygun kesme ısısı bileşiği parafin kesitler (5 um) veya dondurulmuş bölümleri (10 um) yerleştirmek, çok sayıda enine bölüme bölünür dokular. 3,4,8,17,22, 24 </li><li> Dokuların genel morfolojisi incelemek için böyle bir hematoksilen ve eozin gibi rutin histolojik boyama yapın. Kardiyomiyositlere için örnek cTnT&#39;nin immün için ilgi hücre tipini, 3,4,8,17,22,24,29 tanımlamak için spesifik antikor ile immunohistokimyasal boyama yapın. </li></ol>

<ol>
	<li>Spiliopoulos, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+status+of+mechanical+circulatory+support:+A+systematic+review.">Current status of mechanical circulatory support: A systematic review.</a> Cardiol Res Pract. , 574198 (2012).</li><li>Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+circulatory+support+for+right+heart+failure:+Current+technology+and+future+outlook.">Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook.</a> Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).</li><li>Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+arteriovenous+loop+in+a+protected+space+generates+a+permanent,+highly+vascular,+tissue-engineered+construct.">An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct.</a> FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).</li><li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber.">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li><li>Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+an+autologous+tissue+(matrix)+flap+by+combining+an+arteriovenous+shunt+loop+with+artificial+skin+in+rats:+preliminary+report.">Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report.</a> B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).</li><li>Cronin, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+murine+model+of+spontaneous+autologous+tissue+engineering,+combining+an+arteriovenous+pedicle+with+matrix+materials.">New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials.</a> Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).</li><li>Forster, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+prevascularized+tissue+engineering+chamber+supports+growth+and+function+of+islets+and+progenitor+cells+in+diabetic+mice.">A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice.</a> Islets. 3 (5), 271-283 (2011).</li><li>Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+cardiac+tissue+in+vivo+from+human+adipose-derived+stem+cells.">Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells.</a> Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).</li><li>Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularisation+in+regenerative+therapeutics+and+surgery.">Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery.</a> Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).</li><li>Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+strategies+for+tissue+engineers.">Vascularization strategies for tissue engineers.</a> Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).</li><li>Weigand, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acceleration+of+vascularized+bone+tissue-engineered+constructs+in+a+large+animal+model+combining+intrinsic+and+extrinsic+vascularization.">Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization.</a> Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).</li><li>Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+cells+in+matrices+for+tissue+regeneration.">Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration.</a> Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).</li><li>Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+in+adipose+tissue+construct+development.">Progress in adipose tissue construct development.</a> Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).</li><li>Vunjak-Novakovic, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+in+cardiac+tissue+engineering.">Challenges in cardiac tissue engineering.</a> Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).</li><li>Garcia, J. R., Garcia, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomaterial-mediated+strategies+targeting+vascularization+for+bone+repair.">Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair.</a> Drug Deliv Transl Res. , (2015).</li><li>Forster, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expansion+and+hepatocytic+differentiation+of+liver+progenitor+cells+in+vivo+using+a+vascularized+tissue+engineering+chamber+in+mice.">Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice.</a> Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).</li><li>Tilkorn, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+myoblast+survival+is+dependent+on+the+degree+of+vascularization+in+a+novel+delayed+implantation/prevascularization+tissue+engineering+model.">Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model.</a> Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).</li><li>Chang, Q., Lu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+strategy+for+creating+a+large+amount+of+engineered+fat+tissue+with+an+axial+vascular+pedicle+and+a+prefabricated+scaffold.">A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold.</a> Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).</li><li>Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+adipose+formation+in+a+vascularized+engineered+construct.">De novo adipose formation in a vascularized engineered construct.</a> Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).</li><li>Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+adipogenic+gel+for+surgical+reconstruction+of+the+subcutaneous+fat+layer+in+a+rat+model.">An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2015).</li><li>Lokmic, Z., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+the+microcirculation.">Engineering the microcirculation.</a> Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).</li><li>Yap, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+liver+progenitor+cell+survival+and+differentiation+in+vivo+by+spheroid+implantation+in+a+vascularized+tissue+engineering+chamber.">Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber.</a> Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).</li><li>Findlay, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+breast+reconstruction:+Bridging+the+gap+toward+large-volume+tissue+engineering+in+humans.">Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans.</a> Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).</li><li>Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats.">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).</li><li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+stability+of+adipose+tissue+generated+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber.">Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber.</a> Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+cell+coculture+within+tissue-engineered+cardiomyocyte+sheets+enhances+neovascularization+and+improves+cardiac+function+of+ischemic+hearts.">Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts.</a> Circulation. 118, 145-152 (2008).</li><li>Ting, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adipogenic+potential+of+various+extracellular+matrices+under+the+influence+of+an+angiogenic+growth+factor+combination+in+a+mouse+tissue+engineering+chamber.">The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber.</a> Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).</li><li>Zhan, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-synthesized+extracellular+matrix+contributes+to+mature+adipose+tissue+regeneration+in+a+tissue+engineering+chamber.">Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber.</a> Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).</li><li>Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+a+vascularized+organoid+using+skeletal+muscle+as+the+inductive+source.">Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source.</a> FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).</li><li>Lim, S. Y., Hern&#225;ndez, D., Dusting, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growing+vascularized+heart+tissue+from+stem+cells.">Growing vascularized heart tissue from stem cells.</a> J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).</li><li>Poon, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+an+adipogenic+hydrogel+from+subcutaneous+adipose+tissue.">Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue.</a> Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).</li><li>Dilley, R. J., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularisation+to+improve+translational+potential+of+tissue+engineering+systems+for+cardiac+repair.">Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair.</a> Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).</li><li>Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vessel-like+networks+within+multicellular+fibrin-based+constructs.">Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs.</a> Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).</li><li>Hussey, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeding+of+pancreatic+islets+into+prevascularized+tissue+engineering+chambers.">Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers.</a> Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).</li><li>Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+anastomosis+of+endothelial+progenitor+cell-derived+vessels+with+host+vasculature+is+promoted+by+a+high+density+of+cotransplanted+fibroblasts.">Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts.</a> Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).</li><li>Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast+growth+factor-2+facilitates+rapid+anastomosis+formation+between+bioengineered+human+vascular+networks+and+living+vasculature.">Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature.</a> Methods. 56 (3), 440-451 (2012).</li><li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+large+volume+adipose+tissue+generation+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber+space.">Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space.</a> Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).</li><li>Wei, F. C., Lin Tay, S. K., Neligan, P. C., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+and+techniques+of+microvascular+surgery.">Principles and techniques of microvascular surgery.</a> Plastic Surgery. Volume 1. , 587-620 (2013).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels.">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).</li><li>Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., P&#233;bay, A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trichostatin+A+enhances+differentiation+of+human+induced+pluripotent+stem+cells+to+cardiogenic+cells+for+cardiac+tissue+engineering.">Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering.</a> Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).</li><li>Lim, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+tissue+engineering+chamber+supports+human+induced+pluripotent+stem+cell+survival+and+rapid+differentiation.">In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation.</a> Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).</li><li>Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+generation+of+integration-free+human+induced+pluripotent+stem+cells+from+keratinocytes+by+simple+transfection+of+episomal+vectors.">Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors.</a> Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).</li></ol>

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan ederim.

mikrosirkülasyonun Mühendislik anda iki yaklaşımlarla esasen araştırılmaktadır. Implante edildiğinde, böylece ilk konak vasküler yataktan kılcal damarlar olanlar ile bağlantı, in vitro yapı içinde son derece birbirine damar ağı geliştirme içerir ve böylece besinlerin teslimat sağlanması, bir süreç olarak adlandırılan kaynaştırma yoluyla inşa nakledilen sadece çevresine değil Ayrıca, çekirdek. 21,32,33 Bu ön-vaskülarizasyon olarak adlandırılır. Bu kılcal filizlenmesi önce veya eş zamanlı olarak implante hücre farklılaşmasının ve doku büyümesi ile herhangi biri meydana böylece ikinci yaklaşım, in vivo doğrudan ev sahibinin kendi damarsal geliştirmek için çalışır. 17,34 Burada sunulan in vivo doku mühendisliği odası protokolü bir arter ve bir damar yerleştirerek ikinci kavram yararlanan, ya bir arteriovenöz döngü veya bir akış pedikül yapılandırma olarak,zaman içinde önemli filizlenme ve yeni kılcal damarların oluşumunu sağlayan bir korunmuş boş alan içinde odasının 3 avantajları, (1), in vitro manipülasyon olmaması.; (2) ev sahibi tarafından reddedildi olmayacak tamamen otolog damar ağının oluşumu; ve iskemi eğilimli inşa render 1 ila 7 gün arasında sürebilir bir kaynaştırma dönemi ihtiyacı olmadığını (3) gerçeği. 35,36 Bununla birlikte, implante dokusu zayıf tedarik edildiği bir dönem ortaya çimlenme önemli bir kılcal boru için yaklaşık 3-7 gün sürer olduğunu belirtmek gerekir. Bölme kez 3 Gecikmeli hücre implantasyonu yeterli aslında geliştirilmiş hayatta göstermiştir damarlıdır. 17 bir başka avantajı biyo-uyumluluk ve Odaların malzemenin olmayan bağışıklık (örneğin polikarbonat ve poliakrilik) içerir. Buna ek olarak, rijit olmayan katlanabilir chamber doku ve birleştirme ve aksi takdirde genişleme engel ve yeni oluşan doku hasat zor kılacak çevresini, ile entegre olmadan büyümeye damarsal için korumalı bir alan sağlar. Buna karşın bir, odalar kapalı olması doku büyümesini sınırlayabilir. Ancak bu, hemen kapalı bir daha etkili bir şekilde doku büyümesi gösterilmiştir delikli bir bölme kullanan arteriovenöz köprüsü modelinde, ele alınmıştır. 37 Burada sunulan doku mühendisliği odası protokolleri son derece tekrarlanabilir ancak odaları nadiren genellikle yaklaşık% 70 kapasite, tamamlanma dolgu olduğu vurgulanmalıdır. Tutarlı sonuçlar bazı kritik adımlar ve teknik konular dikkate alınır şartıyla elde edilir. kan damarları ile çalışırken Pedikül açıklığı mikrocerrahi anastomoz yapılır, özellikle nihai amaçtır. Biz sürekli hiçbir doku Vasc eğer büyür buldukular pedikül trombozları erken post-cerrahi. açıklığını etkileyen faktörler genel olarak dört kategoriye, yani cerrahi teknik, kan akımı, tromboz ve spazm halinde gruplandırılmış olabilir. İlk olarak, hassas bir cerrahi teknik başarının anahtarıdır. Bu anlamda, bu işlemler, bir arteriovenöz döngü oluşturulmasını kapsayan, özellikle bir kişi, aşağıdaki cansız modellerinde ve daha sonra sıçan femoral damarların ilk uygulayarak elde edilebilir cerrahi tecrübeli belirli bir düzeyde ihtiyaç unutulmamalıdır ilke ve teknikleri burada ve başka yerlerde nitelendirdi. damar duvarında, özellikle intima 38 Hasar, kaçınılması gereken her zaman asla akılcı, germe aşırı önlenmesi, damar duvarının tam kalınlığını kapma içeren gemilerin uygun taşıma ile bipolar pıhtılaştırıcı kullanımı ve arteriovenöz döngü halinde, titiz ve atravmatik mikrocerrahi anastomoz performansı. heparinli serum fizyolojik ile yıkama pıhtılaşmayı önler rağmen, ince cerrahi tekniği yerini asla. İkincisi, kan akımı faktörleri esas türbülansa ve durağanlık ile ilgilidir. katlanmış sekonder türbülanslı akış, eğilir ya da gemilerin karışıklığı trombus oluşumunu hızlandırır. Bu nedenle düzene sınırsız akış arteriovenöz döngüsü ve akış modelleri hem de sağlanmalıdır. Bu anlamda, arteriovenöz döngü modelinde epigastrik şube bağlama etkisi bükme önlemek için gereklidir; Herhangi bir nedenle, bu dal kullanılamaz eğer çevre dokulara damar duvarı basit 10/0 naylon dikiş dikkatle yerine konulmalıdır. arteriovenöz döngü işlemi sırasında anastomoz yerinde statik kan da büyük oranda trombojeniktir ve önce ve anastomoz boyunca heparinli serum fizyolojik ile kuvvetlice gemi püskürtülerek önlenmelidir. Böyle ameliyat alanında ve en importa gelen kirletici olarak Üçüncüsü, pro-trombotik faktörlerntly anastomoz içinde adventisyasında parçalarının varlığı kaçınılması gereken vardır. gemi hazırlanması mikrocerrahi sütür ve arteriovenöz döngü oluştururken dikkate düzenli olarak temizlenerek temiz önemli yönlerini alanını ve anastomoz edilir tutmak doğru önce biter. Son ama en az, damar spazmı sorunu vardır. damar spazmı patofizyolojisi tam açıklanamamıştır olsa da, hem lokal hem de sistemik faktörler nedeniyle olması muhtemeldir. Lokal faktörler damar yaralanması, ameliyat alanını ve doku kuruma kan varlığı bulunmaktadır. Diğer yandan, düşük çekirdek sıcaklığı, hipotansiyon ve ağrı sempatik yanıt içermektedir sistemik faktörler. 38 Böylece, hem arteriovenöz döngü ve akış modelleri, uygun taşıma ve hassas bir cerrahi teknik ile birlikte hayvanın hazırlanmasında yadsınamaz. spazm gidermek için Stratejiler ılık serum fizyolojik veya sulandırılmamış ile sulama dahil% 1 xylocaine ve 5-10 dakika bir dinlenme süresine sahip. Gemi dilatasyon ve adventisyanın sıyırma nedeniyle de yerel sempatektomi etkisi spazmını çözmek yardımcı olabilir. 38 mikrocerrahi anastomoz ve ima teknik meydan gerçekleştirmek için ihtiyaç aşmak için, manşet tekniği başka bir yerde anlatıldığı gibi istihdam edilebilirler. 39 Bu teknik oluşur geminin birini ekleyerek bir manşet haline biter ve bunu tersine çevrilmesi ve çevresel 6/0 naylon sütür ile sabitleyin. Daha sonra, başka bir kap ucu manşonun üzerine geçirilen ve benzer bir şekilde sabitlenir. Doku mühendisliği odası deneysel araştırma olanakları yeni bir pencere açtı ve sürekli bir potansiyel klinik amaca yönelik ilerlemektedir. Şimdiye kadar, burada sunulan model farklı soy dokularının üretilmesi için esas olarak kullanılmaktadır. 4,7,8,17,22, 24,25,27-29,37,40 Yine de, bir dizi var diğer potansiyel uygulamaları. Örneğin, haİnsan uyarılmış pluripotent kök hücrelerin implantasyonu sonrası teratom oluşumu için etkili ve nispeten hızlı bir model olarak akış odası kullandım. 41,42 Bu durumda, bu yaklaşım, tümörsüz doku mühendisliği elde etmek için bir &quot;Kalite Kontrol&quot; aracı olarak kullanılabilmektedir pluripotent kök hücreleri ile. Ayrıca, ilaç toksikoloji çalışmaları odasının içine yetiştirilen insan dokularında araştırılabilir. Aynı şekilde, patolojik doku nesil hastalığı modelleme ve uyuşturucu testi doğru ilginç bir yaklaşım verim verebilir. Son olarak, doku mühendisliği bölmesi de in vivo olarak, hücre kaderin dokunun büyümesini ve izleme çalışması için potansiyel bir model haline gelebilir. Sonuç olarak, iki farklı yaklaşımlar ile hayvanlarda deri altı odasının yerleşimi kapsayan bir protokol tanımlanmıştır: Bir mikrocerrahi arteriovenöz döngü ya da bir flow-through pedikül yapılandırma kullanarak. teknik yüksek tekrarlanabilir ve tutarlı sonuçlar verir. Kullanımı hBugüne kadar doku mühendisliği alanında ağırlıklı olarak istismar edilmiş, ancak, bu odalar büyük bir uygulama olabilir ki diğer potansiyel araştırma alanları vardır.

Rejeneratif tıpta ortaya çıkan bir paradigma, bir doku mühendisliği yaklaşımı kullanılarak fonksiyonel vaskülarize doku olduğunu imalatı. 1,2 Birçok yaklaşımlar yaralı doku veya kusurlu organların değiştirilmesi için yeni ve sağlıklı doku mühendisi, 3-6 deneysel küçük hayvan modelleri ile geliştirilmiştir umut verici bir klinik potansiyeli. 7,8 Ancak, damarlanma klinik olarak anlamlı büyüklükte dokuları büyümeye potansiyelini sınırlayan doku mühendisliği için büyük zorluklardan biri olmaya devam ediyor. 9 Güncel yaklaşımlar yeni gemiler alıcı vasküler yataktan büyüdüğü bir dışsal yolu ya izleyin doku vaskülarize ve implant doku 10 veya damar büyür ve yeni gelişen doku ile uyum içinde genişleyen bir içsel vaskülarizasyon yolu yapıları boyunca işgal etmeye. 11 dışsal yaklaşım geleneksel olarak, bir yapı iskelesi üzerinde tohumlama hücreleri kapsarin vitro ve besinler, önceden kültür medya tarafından verilen beklentisi ile yaşayan hayvana tam yapı yerleştirilmesi de, damar büyümesi çok yavaş ve sadece çok ince implantlar (as 12,13 kavram basittir. dolaşımdan kaynaklanan &lt;edilecek 1-2 mm kalınlığında) canlı kalacaktır. Yeterli ve hızlı damarlanma yoluyla besin ve oksijen sağlayan kemik, kas, yağ ve katı organları gibi daha karmaşık ve daha büyük doku mühendisliği yerine geçen büyümek için herhangi bir başarılı girişimleri kalbidir. 14,15 İçsel vaskülarizasyon için potansiyel sunmaktadır daha büyük yapılar genişleyen kan akımı ile orantılı ilerleyici doku büyümesi geliştirmektir. Bir tasarım ile ya da bir hücre numaralı seribaşı iskele olmadan vasküler pedikül bir odasına in vivo implantasyon olduğunu. Bu kalın özünde vaskülarize dokuların üretimi için yeni yöntemlere yol açmıştır 5,6. 16,17 &lt;/ P&gt; Daha yakın zamanlarda, stratejiler İmplantasyondan önce doku greftleri,-vaskülarize ön geliştirilmiştir. Bu anonim kan damarı ağları nakledilen kalın doku grefti tüm parçaları hayatta geliştirmek için bir tam kan kaynağının hızlı sağlanması için izin implantasyon konakçı gemileri ile birleşmek amaçlanmıştır. 18 Bir perfüze vasküler pedikül ve hücre-ihtiva eden biyo materyaller ihtiva eden bir deri altından implante yarı sert kapalı bölme içeren küçük hayvanlarda in vivo vaskülarize doku mühendisliği modeli öncülük etmiştir. Odacık implante gemilerin anjiyojenik filizlenme uyaran bir iskemik bir ortam oluşturur. 3 damar pedikül bir yeniden arteriovenöz döngü veya sağlam bir akış arter ve ven olabilir ya. 3-6,19 Bu damar pedikül filizleri işleyen ve kapsamlı arterden Her iki sanatta bağlantılar -capillary-venöz ağeriole ve venöz vasküler pedikül ile sona erer. 3,20 Dahası, çevredeki boş destek odası vaskülarizasyon geliştirmek için. 3,21,22 damar pedikül sadece içine implante ise potansiyel olarak mekanik kuvvetleri deforme gelişen dokuları korur ve iskemik sürücü uzatır normal doku ve odasının korumalı alanı içinde, anjiyojenik filizlenme normal yara ve pedikül etrafında birikir yeni doku olarak aynı zaman çizelgesi boyunca durur. Araştırmacılar ve klinik olarak önemli büyüklükte destek damar üç boyutlu fonksiyonel vaskülarize doku yapıları üretmek için bu in vivo konfigürasyonu kullanmaktadır. 4,23 Bunun yanında bozulmamış vasküler pedikül tasarlayıp vaskülarize doku yapıları yaralanma yerinde daha sonra transplantasyon için hasat edilebilir . bir klinik olarak daha uygun senaryo yeniden s için kesin yerinde odasını oluşturmak olacaktır 24,25meme olarak uch. Bu nedenle, bu de novo doku mühendisliği yaklaşımıyla rekonstrüktif cerrahi için işlevsel bir hedef doku, yeni bir kaynak sağlamak için klinik bir potansiyele sahip olabilir. 26-28 Aşağıdaki protokol, farklı hayvan modellerinde uyarlanmış ve anjiyojenez, matriks üretim ve hücre göçü ve farklılaşmasının karmaşık işlemlerini incelemek için kullanılabilir olabilir sıçan, bir in vivo vaskülarize doku mühendisliği bölmeyi oluşturmak için genel bir kılavuz sağlar.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="649">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">1 15 Blade Scalpel</td>
			<td style="width:187px;">Braun</td>
			<td style="width:163px;">BB515</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Toothed Adson Forceps</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BD527R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Needle Holder</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BM201R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Bipolar Coagulator&#160;</td>
			<td>Braun</td>
			<td>US335</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Needle Holder B-15-8.3</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Dilator Forceps D-5a.2</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Jeweler&#39;s Forceps JF-5</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00108</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Scissors - Straight SAS-11</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Scissors - Curved SDC-11</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 Single Clamps B-3</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 10/0 nylon suture</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>03199</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 6/0 nylon suture</td>
			<td>Braun</td>
			<td>G2095469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 4/0 Silk Sutures</td>
			<td>Braun</td>
			<td>C0760145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Xilocaine 1%</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>150733</td>
			<td>10 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin Sodium</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>272301</td>
			<td>5000 UI / ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ringer Lactate</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>JB2323</td>
			<td>500 ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 dome-shaped tissue engineering chamber</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1 flow-through chamber</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lectin I, Griffonia Simplicifolia&#160;</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>B-1105</td>
			<td>1.67 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Troponin T antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab8295</td>
			<td>4 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Human-specific Ku80 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab80592</td>
			<td style="width:176px;">0.06 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Desmin antibody</td>
			<td>Dako</td>
			<td>M0760</td>
			<td style="width:176px;">2.55 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Cell Tracker CM-DiI dye</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>C-7000</td>
			<td>3 mg/106 cells</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tissue engineering by intrinsic vascularization in an in vivo tissue engineering chamber

rekonstrüktif cerrahi olarak, başka bir karmaşık, pahalı ve ticari bir kusur, otolog yeniden geçerli yöntemlere alternatif için klinik bir ihtiyaç vardır. Doku mühendisliği bu artan talebi karşılamak için umut vaat ediyor. Ancak, çoğu doku mühendisliği stratejileri nedeniyle zayıf vaskülarizasyon kararlı ve işlevsel doku yerine geçen oluşturmak için başarısız. Bu kağıt bir perfüze arter ve ven ya bir arteriovenöz döngü veya bir akış pedikül yapılandırması olarak korunan bir oyuk odasının içine yönlendirilir içsel vaskülarizasyon in vivo doku mühendisliği odası modeli üzerinde duruluyor. Bu bölme tabanlı sistemde anjiyogenik filizlenme arteriyovenöz gemilerden oluşuyor ve bu sistem yavaş yavaş fibro-damar dokusu ile oda boşluğu doldurur tahrik iskemik ve inflamatuar endojen hücre göçü çekiyor. Eksojen hücre / bölme yapımı sırasında matriks implantasyon hücre sur artırırVival geliştirmek ve mühendislik doku özgüllüğünü belirler. Çalışmalarımız Bu bölme modeli başarıyla bu yağ, kalp kası, karaciğer ve diğer farklı dokular üretmek göstermiştir. Bununla birlikte, modifikasyon ve iyileştirmeler formasyonu istikrarlı ve tekrar üretilebilir, hedef doku sağlamak için gereklidir. Bu makalede, in vivo olarak iki farklı vaskülarize doku mühendisliği odası modelleri imalatı için standart bir protokol tanımlamaktadır.

Yukarıda protokolde tarif edildiği gibi doku mühendisliği odaları mikrocerrahi oluşturma uygulandı. Odaları içinde oluşturulan Dokular 3. Çeşitli doku tipleri başarıyla in vivo vaskülarize odasını (Şekil 2) kullanılarak tasarlanmış olan protokol adımında tarif histolojik olarak incelenebilir. Bu yenidoğan sıçan kardiyomiyositlerde (Şekil 2A), adipoz doku, hücre dışı matris (Şekil 2C) elde edilen hidrojel sıçan iskelet miyoblastların (Şekil 2B) ve yağ dokusunda kas dokusu ile kardiyak doku içerir. Dokuların morfometrik değerlendirmesini stereo Araştırmacı sistemi veya ImageJ yazılım ile ya gerçekleştirilebilir. Çeşitli doku bölümlerinin niteliksel değerlendirilmesine ek olarak 3,4,8,17,22,29, stereoloji sistemi quanti tarafsız sağlarspesifik doku hacminin Sınıflamasına. Örneğin, lektin (kemirgen endotel hücreleri için bir işaret) enine kesiti (Şekil 3) stereoloji sistemi ile görüntü mikroskopi kullanılarak hasat doku yapılarının vasküler hacmini tahmin etmek için kullanılabilir boyandı. Benzer miktar yöntemleri diğer doku tiplerinin hacmi değerlendirmek için uygulanabilir. Doku mühendisliği odaları da in vivo implantasyonu aşağıdaki hücre kaderi izlemek için kullanılabilir. Hücreler, örneğin DII, PKH26 veya implantasyondan önce kuantum noktaları gibi floresan boyalar ile ön-etiketlenebilir. Örneğin, DII önceden etiketlenmiş yenidoğan sıçan kardiyomiyositlerde 3 günlük implantasyon sonrası (Şekil 4A) hasat doku yapıları tespit edilebilir. Biz de başarıyla kadar 4 hafta sonrası implantasyon için DII önceden etiketlenmiş olan implante hücreleri izlenir var. Alternatif olarak, türe-özgü antikorlar i için kullanılabilirksenonakli çalışmalarında implante edilmiş hücreler tarafından dentify. Örneğin, immün yetmezlik sıçanlarda doku mühendisliği odası içinde implante edilmiş insan uyarılmış pluripotent kök hücrelerin insana özgü KU80 antikor (Şekil 4B) ile birlikte immün hasat doku yapıları tespit edilebilir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig1.jpg" /> Şekil 1: in vivo vaskülarize odası ile kardiyak doku mühendisliği arteriovenöz döngü odası modeli ve akış pedikül odası modeli ile ıntrinsic vaskülarizasyon yaklaşımı.. Chambers, polikarbonat ya da poliakrilik ya da yapılmıştır, bu malzeme, in vivo olmayan enflamatuar ve toksik olmaması için test edildi. Ölçek çubuğu = 5 mm. 30 izniyle. Baskılı Re <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig1large.jpg" target="_blank">Plea</a><html> se, bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayın. <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig2.jpg" /> Şekil 2:. Yenidoğan sıçan kardiyomiyositlerde in vivo vaskülarize odalarından mühendislik dokular (A) Kalp dokusu. Kardiyomiyositlerde cTnT&#39;nin antikor (kahverengi) ile boyama yapıldı. Sıçan iskelet iskelet hücreleri ile (B) Kas dokusu. Kas hücreleri desmin antikoru (kahverengi) ile boyama yapıldı. Adipoz doku, hücre dışı matris elde edilen bir hidrojel olan (C) yağ dokusu. 31 hematoksilen ve eozin boyama. Ölçek çubuğu = 50 mikron. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> /files/ftp_upload/54099/54099fig3.jpg &quot;/&gt; Şekil 3: implantasyon sonrası 4 hafta hasat bir doku yapılarının kanlanmasını lektin-boyanan kesitler Temsilcisi görüntüler.. Femoral arter (*) çimlenme kan damarları lektin (kahverengi) ile işaretlendi. Ölçek çubuğu = 200 (solda) um ve 100 mikron (sağda). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/54099/54099fig4.jpg" /> Şekil 4:. Doku yapılarında nakledilen hücrelerin tanımlanması (A) DII etiketli yenidoğan sıçan kardiyomiyositlerde (kırmızı ve beyaz oklar) implantasyon sonrası 3 günde hasat sıçan dokusu yapısında. (B) bir fare Tissu&#39;dan hasat doku yapısının bir temsili insana özgü KU80 lekeli histoloji resmiE mühendislik odası implantasyon sonrası 28 günde insan uyarılmış pluripotent kök hücreleri ile implante. İnsan çekirdekler insan hücreleri reddini önlemek için immüno-etiketli kahverengi immün yetmezlik sıçan kullanıldı edildi. Ölçek çubuğu = 50 mikron. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber at JoVE.com

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Bir ıntrinsic Vaskülarizasyon tarafından Doku Mühendisliği<em&gt; İn Vivo</em&gt; Doku Mühendisliği Odası

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

tissue-engineering-intrinsic-vascularization-an-vivo-tissue

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

8.8K Görüntüleme.  St Vincent's Institute of Medical Research. This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling. 

Video: Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

Fabrication of Biologically Derived Injectable Materials for Myocardial Tissue Engineering

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications. Briefly, decellularized tissue is lyophilized, milled, enzymatically digested, and then brought to physiological pH. The lyophilization removes all water content from the tissue, resulting in dry ECM that can be ground into a fine powder with a small mill. After milling, the ECM powder is digested with pepsin to form an injectable matrix. After adjustment to pH 7.4, the liquid matrix material can be injected into the myocardium. Results of previous characterization assays have shown that matrix gels produced from decellularized pericardial and myocardial tissue retain native ECM components, including diverse proteins, peptides and glycosaminoglycans. Given the use of this material for tissue engineering, in vivo characterization is especially useful; here, a method for performing an intramural injection into the left ventricular (LV) free wall is presented as a means of analyzing the host response to the matrix gel in a small animal model. Access to the chest cavity is gained through the diaphragm and the injection is made slightly above the apex in the LV free wall. The biologically derived scaffold can be visualized by biotin-labeling before injection and then staining tissue sections with a horse radish peroxidase-conjugated neutravidin and visualizing via diaminobenzidine (DAB) staining. Analysis of the injection region can also be done with histological and immunohistochemical staining. In this way, the previously examined pericardial and myocardial matrix gels were shown to form fibrous, porous networks and promote vessel formation within the injection region.

Methods for preparing an injectable matrix gel from decellularized tissue and injecting it into rat myocardium in vivo are described.

Miyokard Doku Mühendisliği Biyolojik Türetilmiş Enjektabl Malzeme imalatı

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications.  ...

Biyomühendislik

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and increasing obesity1. Currently, bypass surgery using autologous vessels, allografts, and synthetic grafts are known as a commonly used for arterial substitutes2. However, these grafts have limited applications when an inner diameter of arteries is less than 6 mm due to low availability, thrombotic complications, compliance mismatch, and late intimal hyperplasia3,4. To overcome these limitations, tissue engineering has been successfully applied as a promising alternative to develop small-diameter arterial constructs that are nonthrombogenic, robust, and compliant. Several previous studies have developed small-diameter arterial constructs with tri-lamellar structure, excellent mechanical properties and burst pressure comparable to native arteries5,6. While high tensile strength and burst pressure by increasing collagen production from a rigid material or cell sheet scaffold, these constructs still had low elastin production and compliance, which is a major problem to cause graft failure after implantation. Considering these issues, we hypothesized that an elastometric biomaterial combined with mechanical conditioning would provide elasticity and conduct mechanical signals more efficiently to vascular cells, which increase extracellular matrix production and support cellular orientation.
The objective of this report is to introduce a fabrication technique of porous tubular scaffolds and a dynamic mechanical conditioning for applying them to arterial tissue engineering. We used a biodegradable elastomer, poly (glycerol sebacate) (PGS)7 for fabricating porous tubular scaffolds from the salt fusion method. Adult primary baboon smooth muscle cells (SMCs) were seeded on the lumen of scaffolds, which cultured in our designed pulsatile flow bioreactor for 3 weeks. PGS scaffolds had consistent thickness and randomly distributed macro- and micro-pores. Mechanical conditioning from pulsatile flow bioreactor supported SMC orientation and enhanced ECM production in scaffolds. These results suggest that elastomeric scaffolds and mechanical conditioning of bioreactor culture may be a promising method for arterial tissue engineering.

Elastomeric PGS scaffolds with vascular smooth muscle cells cultured in a pulsatile flow bioreactor may lead to promising small-diameter arterial constructs with native ECM production in a relatively short culture period.

Elastomerik PGS Arter Doku Mühendisliği Yapı iskeleleri

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to preoperative weights within 40 days.1 In humans, massive small bowel resection can result in short bowel syndrome, a functional malabsorptive state that confers significant morbidity, mortality, and healthcare costs including parenteral nutrition dependence, liver failure and cirrhosis, and the need for multivisceral organ transplantation.2 In this paper, we describe and document our protocol for creating tissue-engineered intestine in a mouse model with a multicellular organoid units-on-scaffold approach. Organoid units are multicellular aggregates derived from the intestine that contain both mucosal and mesenchymal elements,3 the relationship between which preserves the intestinal stem cell niche.4 In ongoing and future research, the transition of our technique into the mouse will allow for investigation of the processes involved during TESI formation by utilizing the transgenic tools available in this species.5The availability of immunocompromised mouse strains will also permit us to apply the technique to human intestinal tissue and optimize the formation of human TESI as a mouse xenograft before its transition into humans. Our method employs good manufacturing practice (GMP) reagents and materials that have already been approved for use in human patients, and therefore offers a significant advantage over approaches that rely upon decellularized animal tissues. The ultimate goal of this method is its translation to humans as a regenerative medicine therapeutic strategy for short bowel syndrome.

This article and the accompanying video present our protocol for generating tissue-engineered intestine in the mouse, using an organoid units-on-scaffold approach.

Bir fare modelinde Bağırsak Doku Mühendisliği

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to ...

Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

Kardiyak Doku Mühendisliği kılcal Kuvvetleri Litografi

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

İnsan 3D Doku Mühendisliği<em&gt; In vitro</em&gt; Tümör Test Sistemi

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Üç-boyutlu Tam Kalınlığı Deri Üretimi Eşdeğer ve Otomatik Yaralama

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Vasküler Doku Rejenerasyon için Mühendislik 3D cellularized Kollajen jeller

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Sandviç gibi mikroçevrelerde Hücre / Malzeme Etkileşimleri Harness

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Preparation of Thermoresponsive Nanostructured Surfaces for Tissue Engineering

Thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) (PIPAAm)-immobilized surfaces for controlling cell adhesion and detachment were fabricated by the Langmuir-Schaefer method. Amphiphilic block copolymers composed of polystyrene and PIPAAm (St-IPAAms) were synthesized by reversible addition-fragmentation chain transfer (RAFT) radical polymerization. A chloroform solution of St-IPAAm molecules was gently dropped into a Langmuir-trough apparatus, and both barriers of the apparatus were moved horizontally to compress the film to regulate its density. Then, the St-IPAAm Langmuir film was horizontally transferred onto a hydrophobically modified glass substrate by a surface-fixed device. Atomic force microscopy images clearly revealed nanoscale sea-island structures on the surface. The strength, rate, and quality of cell adhesion and detachment on the prepared surface were modulated by changes in temperature across the lower critical solution temperature range of PIPAAm molecules. In addition, a two-dimensional cell structure (cell sheet) was successfully recovered on the optimized surfaces. These unique PIPAAm surfaces may be useful for controlling the strength of cell adhesion and detachment.

Nanoscaled sea-island surfaces composed of thermoresponsive block copolymers were fabricated by the Langmuir-Schaefer method for controlling spontaneous cell adhesion and detachment. Both the preparation of the surface and the adhesion and detachment of cells on the surface were visualized.

Doku Mühendisliği Thermoresponsive Nanostructured Yüzeylerin Hazırlanması

Thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) (PIPAAm)-immobilized surfaces for controlling cell adhesion and detachment were fabricated by the ...

Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several angiogenic and prevascularization strategies have been established. However, most cell-based approaches include time-consuming in vitro steps for the formation of a microvascular network. Hence, they are not suitable for intraoperative one-step procedures. Adipose tissue-derived microvascular fragments (ad-MVF) represent promising vascularization units. They can be easily isolated from fat tissue and exhibit a functional microvessel morphology. Moreover, they rapidly reassemble into new microvascular networks after in vivo implantation. In addition, ad-MVF have been shown to induce lymphangiogenesis. Finally, they are a rich source of mesenchymal stem cells, which may further contribute to their high vascularization potential. In previous studies we have demonstrated the remarkable vascularization capacity of ad-MVF in engineered bone and skin substitutes. In the present study, we report on a standardized protocol for the enzymatic isolation of ad-MVF from murine fat tissue.

We present a protocol to isolate adipose tissue-derived microvascular fragments that represent promising vascularization units. They can be rapidly isolated, do not require in vitro processing and, thus, may be used for one-step prevascularization in different fields of tissue engineering.

Doku Mühendisliği vaskülarizasyon Birimleri olarak Kemirgen Yağ Dokusu kaynaklı Mikrovasküler Parçalarının İzolasyonu

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several ...