وأيد هذا العمل من قبل منح التمويل من NHMRC ومؤسسة ستافورد فوكس الطبية. المؤلفون تقر المساعدة الجراحية سو مكاي، ليليانا بيبي، آنا Deftereos وأماندا RIXON من التجارب الطبية وحدة الجراحة، مستشفى سانت فنسنت في ملبورن. ويقدم الدعم أيضا من قبل وزارة حكومة ولاية فيكتوريا في الابتكار والصناعة وبرنامج دعم البنية التحتية التشغيلي التنمية الإقليمي.

وقد تمت الموافقة على البروتوكولات المذكورة هنا من قبل لجنة الأخلاقيات الحيوان في مستشفى ملبورن سانت فنسنت واستراليا، وكانت تجرى في إطار الالتزام الصارم للمبادئ التوجيهية للمجلس الوطني للصحة والأبحاث الطبية الاسترالية. ملاحظة: يتم وصف بروتوكولين غرفة أدناه. ويوضح نماذج مختلفة وتصاميم غرفة معينة في الشكل 1. غرفة يرصد (1) من البولي (لنموذج غرفة الفئران شرياني حلقة). ومن أسطواني مع الداخلية قطرها 13 ملم وارتفاعه 4 مم. نافذة عند نقطة واحدة في الجدار يسمح بالوصول دون عوائق لعنيق. في النموذج الثاني (لالفئران التدفق من خلال عنيق نموذج غرفة)، ويتكون من غرفة polyacrylic وغير مستطيلة (10 × 8 × أبعاد 4 مم 3 الداخلية). فقد اثنين من 1.5 ملم فتحات على جانبي لاستيعاب شريان الفخذ والوريد لأنها تتعدى الغرفة. 1. الجرذ شرياني حلقة غرفة نموذج (واحد شامالبر لكل الحيوان) ملاحظة: قبل بدء عملية جراحية، تأكد من أن جميع الصكوك تم تعقيمها بشكل صحيح. وبالمثل، وضمان بقية الأدوات على مناشف معقمة وهي على مسافة معقولة من حقل الجراحة لتجنب التلوث أثناء العملية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحيوان للجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الفئران وزنها لا يقل عن 250 غرام لحجمها الكبير من السفن لخلق حلقة شرياني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان مع استنشاق الأيزوفلورين 4٪. تأكيد عمق كاف من التخدير عن طريق تقييم تجاوب إلى أخمص قدميه قرصة. بعد التخدير، والحفاظ على الحيوانات تخدير كاف في جميع أنحاء الداخلي مع 2٪ الأيزوفلورين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان في موقف ضعيف على لوحة ظاهرة الاحتباس وتطبيق مواد التشحيم معقم للعين لمنع جفاف أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الحلاقة الكهربائية، يحلق على حد سواء الخاصرتين وإزالة الشعر بقطعة من الشاش الرطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الإعدادية مواقع الجراحية مع الكلورهيكسيدين/ 70٪ محلول الإيثانول وثنى الحيوان مع المناشف المعقمة. إدارة جرعة واحدة من كاربروفين (5 ملغ / كغ، تحت الجلد)، ومسكن. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حصاد الفخذ الوريد الكسب غير المشروع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة رقم 15، وجعل شق الجلد 4 سم على موازاة الفخذ الأيسر إلى الرباط الإربي. هذا يعرض لوحة الدهون الأربية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع طريق لوحة الدهون محيطي مع مقص ترك الأمر تعلق على عنيق في الأوعية الدموية على أساس سفن شرسوفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام المقص الصغير، تحرير التصاقات الأنسجة الضامة غشائي بين جدار البطن والأوعية الفخذ الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ضام على جدار البطن وسحب إعلامي. هذا يفضح الرباط الإربي وطول كل من الأوعية الفخذ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الصغيرة ومقص منحني تشريح الوريد شرسوفي وعزلها من الدهون المحيطة بها عن طريق سحب والقطع بلطف. يعمل هذا المنوال كما حبل عند بناء حلقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> النقيبز ملقط الصغيرة والمقص الصغير منحني فتح غمد ماحول الأوعية التي تحتوي على الأوعية الفخذية والعصبية على طول الطريق من الرباط الإربي إلى القاصي التشعب لفرع شرسوفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الجزئي، والتقاط الوريد الفخذي من البرانية وبلطف فصلها عن الأنسجة المحيطة بها والمرافق الشريان. القيام بذلك مع ملقط الصغيرة ومنحني المقص الصغير أشار ذهابا وعن طريق سحب الأنسجة، وبصرف النظر قطع من خلال ذلك. ملاحظة: أبدا الاستيلاء على سمك كامل من جدار الوريد لأن ذلك قد يسبب صدمة للالبطانية مما يجعلها عرضة للتخثر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فروع جانبية Ligate وجدت أثناء تشريح مع خياطة 10/0 النايلون أو تخثر لهم مخثار ثنائي القطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الوريد الفخذي خالية تماما، ligate الداني والقاصي ينتهي مع 4/0 خيوط الحرير. تأكد من الحصول على الكسب غير المشروع الوريد لا يقل عن 10 ملم طول وتشمل حوالي 0.5 سم طول فرع شرسوفي لاستخدامها بمثابة حبل حبل الرجلعقد حلقة مفتوحة في الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الصغيرة والمقص الصغير على التوالي، وتقليم البرانية من طرفي الكسب غير المشروع عن طريق سحب بلطف والقطع. ويمكن أيضا أن يتم ذلك في وقت لاحق، قبل مفاغرة المجهرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدفق الكسب غير المشروع الوريد بمحلول ملحي heparinized (10 U / مل من الهيبارين) وترك الأمر للراحة في الحل. إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء شرياني حلقة وزرع الغرفة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 1.2.1 إلى 1.2.4 في نفس الطريقة بالضبط على الطرف المقابل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الجزئي، تشريح وعزل كل من الشريان والوريد شرسوفي تشكيل لوحة الدهون المحيطة بها. القيام بذلك عن طريق سحب بلطف الأنسجة بعيدا عن السفن </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط الجزئي، والتقاط الشريان الفخذي بواسطة البرانية وتحريره من الأنسجة المحيطة بها. القيام بذلك مع ملقط الصغيرة ومنحني مستديرة مدببة هيئة التصنيع العسكريمقص ريال عماني عن طريق سحب الأنسجة، وبصرف النظر قطع من خلال ذلك. Ligate أو تخثر فروع جانبها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate الشريان الفخذي والوريد البعيدة إلى ظهور الأوعية شرسوفية باستخدام 4/0 خياطة الحرير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع المشبك واحد قريب على كل من شريان الفخذ والوريد. باستخدام مقص حاد الصغيرة على التوالي، وجعل عرضية نظيفة قطع في كل القاصي السفينة إلى ظهور فروع شرسوفية. وضع خلفية تباين بلاستيكية معقمة تحت السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدفق السفن بقوة مع كميات سخية من المياه المالحة heparinized حتى يتم إزالة كافة الدم من التجويف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب الكسب غير المشروع الوريد في حقل الجراحة وإزالة أي البرانية زائدة من نهايات الأوعية &#39;كما في الخطوة 1.2.10، إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنفيذ كل مفاغرة المجهرية مع خياطة 10/0 النايلون. يفاغر نهاية القريبة من الكسب غير المشروع الوريد إلى الوريد الفخذي ونهاية البعيدة إلى الشريان الفخذي. وهذا سوف يسمح بتدفق الدم وROM الشرياني إلى الجانب الوريدي دون مقاومة من الصمامات داخل الأوردة الكسب غير المشروع. ملاحظة: تأكد من أن السفن الفخذ والوريد الكسب غير المشروع بقية في موقفهم الطبيعي دون أي التقلبات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من وجود تسرب في كلا الموقعين المفاغرة. حل التسريبات الصغيرة، التي تبدو وكأنها غير النابض الدم يسيل من موقع توصيلي، عن طريق وضع قطعة صغيرة من الدهون على أعلى وضغط بلطف لمدة 5-10 دقائق. وأكبر تسرب النابض أن الفيضانات بسرعة الحقل بأكمله يحتاج غرز إضافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق المباح من الحلقة شرياني. انسداد طيف من الشريان الفخذي ينبغي أن تجعل من انكماش في حين أن نفس الشيء في الوريد الفخذي ينبغي أن التهم عليه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قاعدة للغرفة هندسة الأنسجة تحت حلقة شرياني مع يستريح الأخيرة في موقفها الطبيعي دون التقلبات أو مكامن الخلل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين قاعدة من الغرفة إلى الرباط الإربي والكامنة لفافة العضلات مع 6/0 خيوط النايلون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع غطاء علىالقاعدة بحيث الأوعية الفخذ تدخل الغرفة من خلال تحقيقها (نافذة في جانب من الغرفة). عند إغلاق الغطاء، والتأكد من أنها ملفتة للفروع شرسوفي، بين القاعدة الغرفة وغطاء، والتي تكون بمثابة الحبال لعقد حلقة شرياني في الموقف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للحيوان للتعافي من التخدير على وسادة الاحترار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تترك الحيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. وبالمثل، لا عودة الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. بعد 24 ساعة، إدارة جرعة أخرى واحدة من كاربروفين (5 ملغ / كغ، تحت الجلد)، ومسكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علاج الجرح مع مرهم مضاد حيوي موضعي لمدة 5 أيام. إذا تم فتح الجرح، تخدير الحيوان كما في الخطوة 1.1.2 خلال 1.1.5 وإغلاق الجرح كما هو الحال في 1.30.14. مراقبة صحة الحيوان يوميا. الموت ببطء الحيوان باستخدام جرعة قاتلة من حقن lethabarb داخل الصفاق (163 ملغ / كغ في 0.25 مل بنسبة 23 إبرة G) إذا تبين للحيوان أكثر من علامات معتدلة من inacitivity، فقدان الشهية، وفقدان الوزن وفقدان اللون. </li></ol></li></ol> 2. تدفق من خلال غرفة عنيق (اثنان غرف في الحيوان) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحيوان للجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 1.1.1 خلال 1.1.4. يمكن زرع غرفتين في كل من مناطق الفخذ من الفئران واحد. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل سفن الفخذ والإدراج للغرفة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 1.2.1 خلال 1.2.8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع كل من الشريان والوريد سراح تماما من الأنسجة المحيطة بها وفروعها ligated، وجلب الغرفة في مجال الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كل من الأوعية الفخذ سليمة على شق المقابلة للقاعدة الغرفة والتأكد من عدم وجود التقلبات أو مكامن الخلل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الغرفة عن طريق attachiنانوغرام غطاء للقاعدة. إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة والسماح للحيوان لاسترداد كما هو موضح سابقا. </li></ol></li></ol> 3. حصاد الدوائر ومعالجة الأنسجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم الوصول إلى نقطة زمنية في التجربة (4-6 أسابيع بعد الزرع)، تخدير الحيوان كما في الخطوة 1.1.2 وكرر الخطوات من 1.1.3 خلال 1.1.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح الجرح باستخدام شفرة رقم 15 وقطع طريق الأنسجة مع مقص حتى يتعرض الغرفة تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فضح الأوعية الفخذ الأقرب إلى بناء واختبار لالمباح الأوعية الدموية: انسداد بلطف السفينة مع اثنين من microforceps، ثم الألبان والدم في اتجاه القاصي وأخيرا الافراج عن ملقط القريبة. إذا تملأ وعاء مع الدم مرة أخرى، وهذا يؤكد المباح. Ligate الأوعية الفخذ قريب في حالة من الحلقة شرياني وكلاهما قريب وبشكل أقصى في حالة من اله التدفق من خلال التكوين، وإزالة غرف مع تحتوي على الأنسجة ككل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نهاية التجربة، الموت ببطء الحيوان باستخدام جرعة قاتلة من حقن lethobarb داخل الصفاق (163 ملغ / كغ في 0.25 مل بنسبة 23 إبرة G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح الأنسجة في 4٪ امتصاص العرق في درجة حرارة الغرفة لمدة 24 ساعة. الأنسجة تقسيمها إلى أقسام عرضية متعددة (1-2 مم) وتضمينها في شمع البارافين أو الأمثل مجمع درجة حرارة القطع لأقسام البارافين (5 ميكرون) أو أقسام المجمدة (10 ميكرون)، على التوالي. 3،4،8،17،22، 24 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء تلطيخ النسيجي الروتينية مثل الهيماتوكسيلين ويوزين لدراسة مورفولوجية العام للأنسجة. أداء تلطيخ المناعى مع الأجسام المضادة المحددة لتحديد نوع الخلية من الفائدة، 3،4،8،17،22،24،29 على سبيل المثال التروبونين القلبي T المناعية للالعضلية. </li></ol>

<ol>
	<li>Spiliopoulos, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+status+of+mechanical+circulatory+support:+A+systematic+review.">Current status of mechanical circulatory support: A systematic review.</a> Cardiol Res Pract. , 574198 (2012).</li><li>Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+circulatory+support+for+right+heart+failure:+Current+technology+and+future+outlook.">Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook.</a> Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).</li><li>Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+arteriovenous+loop+in+a+protected+space+generates+a+permanent,+highly+vascular,+tissue-engineered+construct.">An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct.</a> FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).</li><li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber.">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li><li>Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+an+autologous+tissue+(matrix)+flap+by+combining+an+arteriovenous+shunt+loop+with+artificial+skin+in+rats:+preliminary+report.">Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report.</a> B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).</li><li>Cronin, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+murine+model+of+spontaneous+autologous+tissue+engineering,+combining+an+arteriovenous+pedicle+with+matrix+materials.">New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials.</a> Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).</li><li>Forster, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+prevascularized+tissue+engineering+chamber+supports+growth+and+function+of+islets+and+progenitor+cells+in+diabetic+mice.">A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice.</a> Islets. 3 (5), 271-283 (2011).</li><li>Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+cardiac+tissue+in+vivo+from+human+adipose-derived+stem+cells.">Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells.</a> Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).</li><li>Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularisation+in+regenerative+therapeutics+and+surgery.">Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery.</a> Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).</li><li>Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+strategies+for+tissue+engineers.">Vascularization strategies for tissue engineers.</a> Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).</li><li>Weigand, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acceleration+of+vascularized+bone+tissue-engineered+constructs+in+a+large+animal+model+combining+intrinsic+and+extrinsic+vascularization.">Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization.</a> Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).</li><li>Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+cells+in+matrices+for+tissue+regeneration.">Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration.</a> Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).</li><li>Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+in+adipose+tissue+construct+development.">Progress in adipose tissue construct development.</a> Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).</li><li>Vunjak-Novakovic, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+in+cardiac+tissue+engineering.">Challenges in cardiac tissue engineering.</a> Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).</li><li>Garcia, J. R., Garcia, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomaterial-mediated+strategies+targeting+vascularization+for+bone+repair.">Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair.</a> Drug Deliv Transl Res. , (2015).</li><li>Forster, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expansion+and+hepatocytic+differentiation+of+liver+progenitor+cells+in+vivo+using+a+vascularized+tissue+engineering+chamber+in+mice.">Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice.</a> Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).</li><li>Tilkorn, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+myoblast+survival+is+dependent+on+the+degree+of+vascularization+in+a+novel+delayed+implantation/prevascularization+tissue+engineering+model.">Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model.</a> Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).</li><li>Chang, Q., Lu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+strategy+for+creating+a+large+amount+of+engineered+fat+tissue+with+an+axial+vascular+pedicle+and+a+prefabricated+scaffold.">A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold.</a> Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).</li><li>Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+adipose+formation+in+a+vascularized+engineered+construct.">De novo adipose formation in a vascularized engineered construct.</a> Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).</li><li>Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+adipogenic+gel+for+surgical+reconstruction+of+the+subcutaneous+fat+layer+in+a+rat+model.">An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2015).</li><li>Lokmic, Z., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+the+microcirculation.">Engineering the microcirculation.</a> Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).</li><li>Yap, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+liver+progenitor+cell+survival+and+differentiation+in+vivo+by+spheroid+implantation+in+a+vascularized+tissue+engineering+chamber.">Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber.</a> Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).</li><li>Findlay, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+breast+reconstruction:+Bridging+the+gap+toward+large-volume+tissue+engineering+in+humans.">Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans.</a> Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).</li><li>Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats.">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).</li><li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+stability+of+adipose+tissue+generated+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber.">Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber.</a> Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+cell+coculture+within+tissue-engineered+cardiomyocyte+sheets+enhances+neovascularization+and+improves+cardiac+function+of+ischemic+hearts.">Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts.</a> Circulation. 118, 145-152 (2008).</li><li>Ting, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adipogenic+potential+of+various+extracellular+matrices+under+the+influence+of+an+angiogenic+growth+factor+combination+in+a+mouse+tissue+engineering+chamber.">The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber.</a> Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).</li><li>Zhan, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-synthesized+extracellular+matrix+contributes+to+mature+adipose+tissue+regeneration+in+a+tissue+engineering+chamber.">Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber.</a> Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).</li><li>Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+a+vascularized+organoid+using+skeletal+muscle+as+the+inductive+source.">Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source.</a> FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).</li><li>Lim, S. Y., Hern&#225;ndez, D., Dusting, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growing+vascularized+heart+tissue+from+stem+cells.">Growing vascularized heart tissue from stem cells.</a> J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).</li><li>Poon, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+an+adipogenic+hydrogel+from+subcutaneous+adipose+tissue.">Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue.</a> Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).</li><li>Dilley, R. J., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularisation+to+improve+translational+potential+of+tissue+engineering+systems+for+cardiac+repair.">Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair.</a> Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).</li><li>Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vessel-like+networks+within+multicellular+fibrin-based+constructs.">Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs.</a> Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).</li><li>Hussey, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeding+of+pancreatic+islets+into+prevascularized+tissue+engineering+chambers.">Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers.</a> Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).</li><li>Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+anastomosis+of+endothelial+progenitor+cell-derived+vessels+with+host+vasculature+is+promoted+by+a+high+density+of+cotransplanted+fibroblasts.">Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts.</a> Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).</li><li>Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast+growth+factor-2+facilitates+rapid+anastomosis+formation+between+bioengineered+human+vascular+networks+and+living+vasculature.">Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature.</a> Methods. 56 (3), 440-451 (2012).</li><li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+large+volume+adipose+tissue+generation+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber+space.">Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space.</a> Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).</li><li>Wei, F. C., Lin Tay, S. K., Neligan, P. C., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+and+techniques+of+microvascular+surgery.">Principles and techniques of microvascular surgery.</a> Plastic Surgery. Volume 1. , 587-620 (2013).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels.">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).</li><li>Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., P&#233;bay, A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trichostatin+A+enhances+differentiation+of+human+induced+pluripotent+stem+cells+to+cardiogenic+cells+for+cardiac+tissue+engineering.">Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering.</a> Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).</li><li>Lim, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+tissue+engineering+chamber+supports+human+induced+pluripotent+stem+cell+survival+and+rapid+differentiation.">In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation.</a> Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).</li><li>Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+generation+of+integration-free+human+induced+pluripotent+stem+cells+from+keratinocytes+by+simple+transfection+of+episomal+vectors.">Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors.</a> Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).</li></ol>

الكتاب تعلن أي المصالح المتنافسة.

ويجري حاليا التحقيق في الهندسة من دوران الأوعية الدقيقة أساسا من خلال نهجين. الأول ينطوي على تطوير شبكة الأوعية الدموية المتشابكة للغاية ضمن التركيبة في المختبر بحيث عندما زرعت، الشعيرات الدموية من السرير الوعائي المضيفة التواصل مع تلك التي زرعها بناء من خلال عملية تسمى مفاغمة، وبالتالي ضمان إيصال المواد الغذائية ليس فقط إلى المحيط ولكن أيضا في 21،32،33 الأساسية. وهذا ما يسمى بمرحلة ما قبل الأوعية الدموية. يحاول النهج الثاني لتعزيز الأوعية الدموية المضيف نفسه مباشرة في الجسم الحي، لذلك يحدث أن تنتشر الشعرية سواء قبل أو بالتزامن مع تمايز الخلايا المزروع ونمو الأنسجة. 17،34 في الجسم الحي بروتوكول غرفة هندسة الأنسجة المقدمة هنا يستغل المفهوم الأخير عن طريق وضع الشريان والوريد، إما حلقة شرياني أو تكوين عنيق التدفق من خلال،داخل مساحة فارغة المحمية، مما يسمح تنتشر كبير وتشكيل الشعرية الجديدة على مر الزمن 3 مزايا غرفة تشمل (1) غياب في المختبر التلاعب؛ (2) جيل من شبكة الأوعية الدموية ذاتي تماما والتي سوف يتم رفضها من قبل المضيف. و (3) حقيقة أنه لا يحتاج إلى فترة مفاغمة التي يمكن أن يستغرق ما بين 1-7 أيام مما يجعل الأنسجة بناء من عرضة لنقص التروية. 35،36 ومع ذلك، لا بد من الإشارة إلى أن يستغرق حوالي 3-7 أيام لشعري كبير تنبت أن تحدث، وهي الفترة التي تم أيضا تزويد الأنسجة المزروعة سيئة. وأوعية دموية 3 تأخر زرع الخلايا مرة واحدة في غرفة كاف تمت في الواقع أظهرت تحسن البقاء على قيد الحياة. وتشمل 17 وثمة ميزة أخرى للتوافق مع الحياة وغير المناعية للمواد غرف &quot;(أي البولي وpolyacrylic). بالإضافة إلى ذلك، شام جامدة غير قابلة للطييوفر نوفمبر مساحة المحمية من أجل الأنسجة والأوعية الدموية في النمو دون دمج وتكامل مع البيئة المحيطة بها، والتي من شأنها أن تعرقل خلاف ذلك التوسع وجعل حصاد الأنسجة التي شكلت حديثا صعبا. على النقيض من، والحقيقة أن أغلب الدوائر قد تحد من نمو الأنسجة. هذا، ومع ذلك، فقد تم تناولها في نموذج شرياني حلقة، والذي يستخدم الآن في غرفة المثقبة التي ثبت أن تنمو الأنسجة أكثر فعالية من واحد مغلق. 37 بروتوكولات غرفة النسيج الهندسة المقدمة هنا هي تكرار للغاية ولكن يجب التأكيد على أن غرف نادرا ما يملأ على الانتهاء، وعادة لقدرة حوالي 70٪. يتم تحقيق نتائج متسقة شريطة أن يتم أخذ بعض الخطوات الحاسمة والقضايا الفنية في الاعتبار. عنيق المباح هو الهدف النهائي عند العمل مع الأوعية الدموية، وخاصة إذا تم تنفيذ مفاغرة المجهرية. لقد وجدت دائما لا الأنسجة تنمو إذا كان VASCجلطات عنيق جزيئية الأولى بعد الجراحة. العوامل التي تؤثر على المباح ويمكن تصنيف على نطاق واسع إلى أربع فئات، وهي العمليات الجراحية الفني، وتدفق الدم، تخثر الدم وتشنج. أولا، تقنية جراحية حساسة هي مفتاح النجاح. في هذا المعنى، وتجدر الإشارة إلى أن هذه الإجراءات، خاصة واحدة تنطوي على خلق حلقة الشرايين والأوردة تتطلب مستوى معين من المهارة الجراحية التي يمكن الحصول عليها بسهولة من خلال ممارسة لأول مرة في نماذج غير الحية، وبعد ذلك في أوعية الفخذ فأر التالية المبادئ والتقنيات وصفت هنا وفي أماكن أخرى. 38 الأضرار التي لحقت جدار الوعاء الدموي، وخصوصا البطانية، يجب تجنب في جميع الأوقات التعامل الصحيح مع السفن، والذي يتضمن أبدا الاستيلاء على سمك كامل من جدار الوعاء الدموي، ومنع المفرطة وتمتد، وحكيمة استخدام مخثار ثنائي القطب، وذلك في حالة من الحلقة شرياني، أداء مفاغرة المجهرية الدقيقة وارضحي. على الرغم من أن التنظيف بمحلول ملحي heparinized يساعد على منع تخثر، فإنه لن تحل أبدا محل تقنية جراحية دقيقة. ثانيا، عوامل تدفق الدم وتتعلق أساسا إلى الاضطراب والركود. تدفق المضطرب الثانوي إلى التقلبات، الانحناءات أو مكامن الخلل السفن يعزز تشكيل خثرة. لذلك يجب ضمان التدفق غير المقيد تبسيط في كل حلقة شرياني ونماذج التدفق من خلال. في هذا المعنى، فإن تأثير الربط فروع شرسوفية في نموذج شرياني حلقة ضرورية لمنع الانحناء. إذا لأي سبب من الأسباب هذه الفروع لا يمكن استخدامها، بسيطة 10/0 غرز النايلون من جدار الوعاء الدموي إلى الأنسجة المحيطة بها ينبغي أن توضع بعناية بدلا من ذلك. الدم ثابتة في موقع توصيلي أثناء إجراء شرياني حلقة هو أيضا مخثر للغاية ويجب منع عن طريق تنظيف السفينة بقوة مع المالحة heparinized قبل وطوال مفاغرة. العوامل ثالثا، الموالية الجلطة مثل الملوثات من حقل من المنطوق ومعظم importantly وجود قطعة من البرانية داخل مفاغرة هي التي ينبغي تجنبها. إعداد السفينة ينتهي بشكل صحيح قبل خياطة المجهرية والحفاظ على الميدان ومفاغرة نظيفة عن طريق التنظيف بانتظام والجوانب الهامة التي يجب مراعاتها عند بناء حلقة شرياني. وأخيرا وليس آخرا، هناك مسألة من تشنج الأوعية. على الرغم من أن الفيزيولوجيا المرضية للتشنج السفينة قد لم توضح تماما، فمن المرجح أن يكون راجعا إلى كل من العوامل المحلية والنظامية. وتشمل العوامل المحلية الصدمة السفينة، ووجود الدم في المنطوق الميدانية والأنسجة جفاف. العوامل النظامية من جهة أخرى، تشكل، وانخفاض درجة الحرارة الأساسية، انخفاض ضغط الدم والاستجابة متعاطفة مع الألم. 38 وهكذا، في كل حلقة شرياني ونماذج التدفق من خلال التعامل السليم وإعداد الحيوان جنبا إلى جنب مع تقنية جراحية حساسة لا يمكن المبالغة. وتشمل استراتيجيات لحل تشنج الري المالحة الدافئة أو مخفف1٪ الزيلوكائين وجود فترة راحة من 5-10 دقيقة. تمدد الأوعية وتجريد من البرانية يمكن أن يساعد أيضا على تخفيف تشنج بسبب تأثير الودي المحليين. 38 للتحايل على الحاجة لإجراء مفاغرة المجهرية والتحدي التقني الذي يعني، تقنية صفعة يمكن استخدامها كما هو موضح في مكان آخر. 39 وتتكون هذه التقنية من إدخال واحد من السفينة ينتهي في الكفة، إيفرت عليه وثبته مع كفافي خياطة 6/0 النايلون. المقبل، وانخفض في نهاية سفينة أخرى على الكفة وتأمين بطريقة مماثلة. فتحت غرفة النسيج الهندسة نافذة جديدة من الفرص المتاحة في البحوث التجريبية وتتقدم بثبات نحو هدف السريرية المحتملة. حتى الآن، والنماذج المقدمة هنا استخدمت أساسا لتوليد أنسجة الأنساب مختلفة. 4،7،8،17،22،، 24،25،27-29،37،40 على الرغم من ذلك، لديهم عدد من غيرها من التطبيقات المحتملة. على سبيل المثال، ها نحنلقد استخدمت غرفة التدفق من خلال كنموذج فعال وسريع نسبيا لتشكيل مسخي بعد زرع الخلايا الجذعية المحفزة التي يتسبب فيها الإنسان. 41،42 وهكذا، يمكن استخدام هذا الأسلوب كأداة &quot;مراقبة الجودة&quot; لتحقيق هندسة الأنسجة خالية من الورم مع الخلايا الجذعية المحفزة. أيضا، يمكن استكشافها دراسات علم السموم المخدرات في الأنسجة البشرية نمت داخل الغرفة. وبالمثل، يمكن توليد أنسجة مرضية تسفر عن نهج مثيرة للاهتمام نحو النمذجة المرض واختبار المخدرات. وأخيرا، قد تصبح غرفة النسيج الهندسة أيضا نموذجا محتملا لدراسة نمو الأنسجة وتتبع مصير خلية في الجسم الحي. في الختام، التي وصفناها بروتوكول تنطوي على وضع غرفة تحت الجلد في الحيوانات من خلال نهجين مختلفين: باستخدام حلقة شرياني المجهرية، أو تكوين عنيق التدفق من خلال. هذه التقنية هي استنساخه للغاية وتعطي نتائج متسقة. لاستخدام حكما تم استغلالها بشكل رئيسي في مجال هندسة الأنسجة حتى الآن، ومع ذلك، هناك مجالات البحث المحتملة الأخرى التي قد تكون هذه الدوائر من الطلب الكبير.

افتعال الأنسجة أوعية دموية الوظيفية باستخدام نهج هندسة الأنسجة هو النموذج الناشئ في مجال الطب التجديدي. 1،2 العديد من المقاربات لهندسة أنسجة جديدة وصحية لاستبدال الأنسجة المصابة أو الأجهزة المعيبة تم تطويرها و3-6 تجريبيا في نماذج حيوانية صغيرة إمكانات واعدة السريرية. 7،8 ومع ذلك، الأوعية الدموية لا تزال واحدة من التحديات الكبرى للهندسة الأنسجة الحد من قدرتها على النمو أنسجة حجم ذات الصلة سريريا. 9 النهج الحالية ليوعي الأنسجة اتبع إما مسار خارجي حيث تنمو سفن جديدة من السرير الوعائي المستفيدة وتغزو جميع أنحاء الأنسجة المزروعة يبني 10 أو مسار الأوعية الدموية جوهري حيث ينمو الأوعية الدموية ويوسع في انسجام تام مع الأنسجة النامية حديثا. 11 نهج خارجي ينطوي عادة خلايا البذر على سقالةفي المختبر، وغرس بناء الكامل في الحيوانات الحية مع توقع أن المواد الغذائية، زودت من قبل وسائل الإعلام والثقافة، وسوف يكون مصدرها من التداول. 12،13 مفهوم مبسط كما نشوب الأوعية الدموية بطيئة جدا وفقط يزرع رقيقة جدا (&lt; سوف 1-2 مم) تبقى قابلة للحياة. توفير المواد الغذائية والأكسجين عن طريق الأوعية الدموية كافية والسريع هو في صميم أي محاولات ناجحة لزراعة بدائل أكثر تعقيدا وأكبر الأنسجة المهندسة مثل العظام والعضلات والدهون والأجهزة الصلبة، ويقدم 14،15 الأوعية الدموية الجوهرية احتمال يبني أكبر لتطوير نمو الأنسجة التدريجي بما يتناسب مع زيادة امدادات الدم. تصميم واحد هو في الجسم الحي زرع في غرفة من عنيق الأوعية الدموية مع أو بدون خلية سقالة المصنفة. 5،6 وقد أدى ذلك إلى تمهيد الطريق لإجراءات جديدة لتوليد سمكا الأنسجة أوعية دموية في جوهرها. 16،17 &lt;/ P&gt; وفي الآونة الأخيرة، وقد وضعت استراتيجيات ما قبل يوعي ترقيع الأنسجة، وذلك قبل الغرس. وتهدف شبكات الأوعية الدموية أدرجت هذه لتفممض مع السفن المضيف في غرس السماح لسرعة توفير إمدادات الدم الكامل لتحسين البقاء على قيد الحياة من جميع أجزاء من الكسب غير المشروع نسيج سميك المزروعة. 18 نحن رائدة في الجسم الحي أوعية دموية نموذج هندسة الأنسجة في الحيوانات الصغيرة التي تنطوي على تحت الجلد المزروع الغرفة المغلقة شبه الصلبة التي تحتوي على عنيق الأوعية الدموية perfused والحيوية التي تحتوي على الخلية. غرفة يخلق بيئة الدماغية التي تحفز تنتشر عائية من السفن زرعها. 3 عنيق الأوعية الدموية يمكن أن تكون إما حلقة شرياني أعيد بناؤها أو شريان تدفق من خلال سليمة والوريد. 3-6،19 هذه الأوعية الدموية براعم عنيق على أداء والشريانية واسعة شبكة -capillary-الوريدية التي تربط في كل من الفنeriole وريدي ينتهي عنيق الأوعية الدموية. 3،20 علاوة على ذلك، الغرفة دعم جوفاء المحيطة تحمي الأنسجة النامية من المحتمل تشويه القوى الميكانيكية ويطيل من محرك الدماغية لتعزيز الأوعية الدموية. 3،21،22 إذا تم زرع عنيق سفينة ببساطة إلى الأنسجة الطبيعية وليس داخل الفضاء محمي من الغرفة، تنتشر عائية يتوقف على طول نفس الجدول الزمني كجرح عادي وليس أنسجة جديدة سوف تتراكم حول عنيق. وقد استخدم الباحثون هذا التكوين في الجسم الحي لإنتاج بنيات أوعية دموية وظيفية ثلاثية الأبعاد الأنسجة مع الأوعية الدموية داعمة والحجم ذات الصلة سريريا. 4،23 علاوة على ذلك، ويبني أنسجة أوعية دموية هندسيا مع عنيق الأوعية الدموية سليمة لها يمكن أن تحصد لزرع لاحق في مكان الاصابه . 24،25 شأنه أن سيناريو أكثر جدوى سريريا أن يخلق غرفة في موقع نهائي لاعادة اعماراوك والثدي. وبالتالي، يمكن لهذا دي نوفو نهج هندسة الأنسجة لديها امكانات السريرية لتوفير مصدر جديد من النسيج المستهدف وظيفية للجراحة الترميمية 26-28 فإن بروتوكول التالية توفر المرشد العام لبناء في الجسم الحي أوعية دموية غرفة هندسة الأنسجة في الفئران، والتي يمكن تكييفها في نماذج حيوانية مختلفة، وتستخدم لدراسة العمليات المعقدة من الأوعية الدموية، وإنتاج مصفوفة، والهجرة الخلوية والتمايز.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="649">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:123px;">1 15 Blade Scalpel</td>
			<td style="width:187px;">Braun</td>
			<td style="width:163px;">BB515</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Toothed Adson Forceps</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BD527R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Needle Holder</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BM201R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Bipolar Coagulator&#160;</td>
			<td>Braun</td>
			<td>US335</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Needle Holder B-15-8.3</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Dilator Forceps D-5a.2</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Jeweler&#39;s Forceps JF-5</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00108</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Scissors - Straight SAS-11</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 Micro Scissors - Curved SDC-11</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 Single Clamps B-3</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>00400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 10/0 nylon suture</td>
			<td>S &#38; T</td>
			<td>03199</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 6/0 nylon suture</td>
			<td>Braun</td>
			<td>G2095469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2 4/0 Silk Sutures</td>
			<td>Braun</td>
			<td>C0760145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Xilocaine 1%</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>150733</td>
			<td>10 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heparin Sodium</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>272301</td>
			<td>5000 UI / ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ringer Lactate</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>JB2323</td>
			<td>500 ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 dome-shaped tissue engineering chamber</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1 flow-through chamber</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lectin I, Griffonia Simplicifolia&#160;</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>B-1105</td>
			<td>1.67 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Troponin T antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab8295</td>
			<td>4 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Human-specific Ku80 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>Ab80592</td>
			<td style="width:176px;">0.06 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Desmin antibody</td>
			<td>Dako</td>
			<td>M0760</td>
			<td style="width:176px;">2.55 &#956;g/mL</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Cell Tracker CM-DiI dye</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>C-7000</td>
			<td>3 mg/106 cells</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

tissue engineering by intrinsic vascularization in an in vivo tissue engineering chamber

في الجراحة الترميمية، هناك حاجة السريرية عن بديل للطرق الحالية لإعادة الإعمار ذاتي التي هي معقدة ومكلفة والتجارة عيب واحد لآخر. هندسة الأنسجة مستقبل واعد لتلبية هذا الطلب المتزايد. ومع ذلك، تفشل معظم استراتيجيات هندسة الأنسجة لتوليد بدائل الأنسجة مستقرة وظيفية بسبب ضعف الأوعية الدموية. وتركز هذه الورقة على المجراة هندسة الأنسجة نموذج غرفة الأوعية الدموية الذاتية حيث يتم توجيه الشريان perfused والوريد إما حلقة شرياني أو تكوين عنيق التدفق من خلال داخل غرفة جوفاء المحمية. في هذا النظام القائم على غرفة يحدث تنتشر عائية من الأوعية الشريانية وهذا النظام يجذب الدماغية والتهابات مدفوعة هجرة الخلايا الذاتية التي تملأ تدريجيا مساحة الغرفة مع النسيج الليفي الوعائي. الخارجية خلية / غرس مصفوفة عند بناء غرفة يعزز سور خليةvival ويحدد خصوصية الأنسجة المهندسة والتي تتطور. وقد أظهرت دراستنا أن هذا النموذج الغرفة يمكن أن تولد الأنسجة المختلفة مثل الدهون والعضلات القلبية والكبد وغيرها بنجاح. ومع ذلك، هناك حاجة التعديلات والتحسينات لضمان النسيج المستهدف تشكيل ثابت واستنساخه. توضح هذه المقالة بروتوكول موحد لتصنيع اثنين من نماذج مختلفة الغرفة هندسة الأنسجة أوعية دموية في الجسم الحي.

تم تنفيذ إنشاء المجهرية غرف هندسة الأنسجة كما هو موضح في البروتوكول أعلاه. الأنسجة المولدة داخل غرف يمكن فحص تشريحيا كما وصف في خطوة بروتوكول تم 3. أنواع الأنسجة المختلفة هندسيا بنجاح باستخدام المجراة غرفة أوعية دموية (الشكل 2). وتشمل هذه الأنسجة القلبية مع العضلية حديثي الولادة الفئران (الشكل 2A)، الأنسجة العضلية مع الفئران myoblasts الهيكل العظمي (الشكل 2B)، والأنسجة الدهنية مع هيدروجيل المشتقة من الأنسجة الدهنية المصفوفة خارج الخلية (الشكل 2C). تقييم المورفومترية من الأنسجة لا يمكن أن يؤديها إما مع نظام ستيريو محقق أو برنامج ImageJ. 3،4،8،17،22،29 بالإضافة إلى التقييم النوعي لمكونات الأنسجة المختلفة، ونظام التجسيم كما يسمح لغير منحازة quantification من حجم الأنسجة محددة. على سبيل المثال، كتين (علامة للخلايا القوارض البطانية) ملطخة المقاطع العرضية (الشكل 3) يمكن استخدامها لتقدير حجم الأوعية الدموية في بنيات الأنسجة التي تحصد باستخدام المجهر الفيديو مع نظام التجسيم. ويمكن تطبيق أساليب القياس الكمي مماثلة لتقييم حجم من أنواع الأنسجة الأخرى. ويمكن أيضا أن الدوائر هندسة الأنسجة أن تستخدم لتتبع مصير الخلية التالية في غرس الجسم الحي. يمكن الخلايا ما قبل المسمى مع الأصباغ الفلورية مثل الجاذبة، PKH26 أو نقاط الكم قبل الزرع. على سبيل المثال، العضلية الفئران حديثي الولادة قبل المسمى مع الجاذبة يمكن الكشف في بنيات الأنسجة التي تحصد في 3 يوم بعد الزرع (الشكل 4A). كما لمسنا بنجاح الخلايا المزروعة التي وصفت قبل مع الجاذبة لمدة تصل إلى 4 أسابيع بعد الزرع. بدلا من ذلك، الأجسام المضادة أنواع محددة يمكن استخدامها لطdentify الخلايا المزروعة في الدراسات زرع الأعضاء. على سبيل المثال، من صنع الإنسان الخلايا الجذعية المحفزة مزروع داخل غرف هندسة الأنسجة في الفئران immunocompromized يمكن تحديدها في بنيات الأنسجة تحصد المناعية مع الأجسام المضادة Ku80 البشري محددة (الشكل 4B). <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig1.jpg" /> الشكل 1: هندسة الأنسجة القلبية مع المجراة غرفة أوعية دموية نهج الأوعية الدموية الجوهرية مع شرياني حلقة نموذج الغرفة ونموذج غرفة عنيق التدفق من خلال. وقدمت الدوائر سواء من البولي أو polyacrylic، تم اختبار هذه المواد لتكون غير التهابات وغير سامة في الجسم الحي. شريط مقياس = 5 ملم. إعادة طبع بإذن من 30. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig1large.jpg" target="_blank">نداء</a><html> حد ذاته انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig2.jpg" /> الشكل 2: الأنسجة المهندسة من الجسم الحي في غرف أوعية دموية (A) أنسجة القلب مع العضلية الفئران حديثي الولادة. و immunostained العضلية مع التروبونين القلبي T الأجسام المضادة (البني). (ب) الأنسجة العضلية مع الفئران myoblasts الهيكل العظمي. و immunostained الخلايا العضلية مع الأجسام المضادة desmin (البني). الأنسجة (C) الدهون مع هيدروجيل المشتقة من الأنسجة الدهنية المصفوفة خارج الخلية. 31 Haematoxylin وتلطيخ يوزين. شريط النطاق = 50 ميكرون. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> /files/ftp_upload/54099/54099fig3.jpg &quot;/&gt; الشكل (3): الإحتوائية من بنيات الأنسجة التي تحصد في 4 أسابيع بعد الزرع صور الممثل أقسام الملطخة كتين. وصفت الأوعية الدموية تنبت من الشريان الفخذي (*) مع كتين (البني). شريط مقياس = 200 ميكرون (يسار) و 100 ميكرون (يمين). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54099/54099fig4.jpg" /> الرقم 4: تحديد الخلايا التي تم زرعها في بنيات الأنسجة (A) الجاذبة التسمية العضلية الفئران حديثي الولادة (الأحمر والسهام البيضاء) في بناء أنسجة الفئران التي تحصد في 3 أيام بعد الزرع. (ب) والإنسان محددة Ku80 الملون صورة الأنسجة تمثيلية لبناء الأنسجة التي تحصد من TISSU الفئرانغرفة البريد الهندسة زرعها مع خلايا الجذعية المحفزة من صنع الإنسان في 28 يوما بعد الزرع. وقد تم استخدام نوى الإنسان الفأر البني وimmunocompromized المسمى المناعة لمنع رفض الخلايا البشرية. شريط النطاق = 50 ميكرون. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54099/54099fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber at JoVE.com

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

هندسة الأنسجة عن طريق الجوهرية الأوعية الدموية في<em&gt; في فيفو</em&gt; غرفة هندسة الأنسجة

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

tissue-engineering-intrinsic-vascularization-an-vivo-tissue

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

8.8K Views.  St Vincent's Institute of Medical Research. This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling. 

Video: Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

Fabrication of Biologically Derived Injectable Materials for Myocardial Tissue Engineering

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications. Briefly, decellularized tissue is lyophilized, milled, enzymatically digested, and then brought to physiological pH. The lyophilization removes all water content from the tissue, resulting in dry ECM that can be ground into a fine powder with a small mill. After milling, the ECM powder is digested with pepsin to form an injectable matrix. After adjustment to pH 7.4, the liquid matrix material can be injected into the myocardium. Results of previous characterization assays have shown that matrix gels produced from decellularized pericardial and myocardial tissue retain native ECM components, including diverse proteins, peptides and glycosaminoglycans. Given the use of this material for tissue engineering, in vivo characterization is especially useful; here, a method for performing an intramural injection into the left ventricular (LV) free wall is presented as a means of analyzing the host response to the matrix gel in a small animal model. Access to the chest cavity is gained through the diaphragm and the injection is made slightly above the apex in the LV free wall. The biologically derived scaffold can be visualized by biotin-labeling before injection and then staining tissue sections with a horse radish peroxidase-conjugated neutravidin and visualizing via diaminobenzidine (DAB) staining. Analysis of the injection region can also be done with histological and immunohistochemical staining. In this way, the previously examined pericardial and myocardial matrix gels were shown to form fibrous, porous networks and promote vessel formation within the injection region.

Methods for preparing an injectable matrix gel from decellularized tissue and injecting it into rat myocardium in vivo are described.

تصنيع مواد حقن المشتقة بيولوجيا للهندسة الأنسجة عضلة القلب

This protocol provides methods for the preparation of an injectable extracellular matrix (ECM) gel for myocardial tissue engineering applications.  ...

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and increasing obesity1. Currently, bypass surgery using autologous vessels, allografts, and synthetic grafts are known as a commonly used for arterial substitutes2. However, these grafts have limited applications when an inner diameter of arteries is less than 6 mm due to low availability, thrombotic complications, compliance mismatch, and late intimal hyperplasia3,4. To overcome these limitations, tissue engineering has been successfully applied as a promising alternative to develop small-diameter arterial constructs that are nonthrombogenic, robust, and compliant. Several previous studies have developed small-diameter arterial constructs with tri-lamellar structure, excellent mechanical properties and burst pressure comparable to native arteries5,6. While high tensile strength and burst pressure by increasing collagen production from a rigid material or cell sheet scaffold, these constructs still had low elastin production and compliance, which is a major problem to cause graft failure after implantation. Considering these issues, we hypothesized that an elastometric biomaterial combined with mechanical conditioning would provide elasticity and conduct mechanical signals more efficiently to vascular cells, which increase extracellular matrix production and support cellular orientation.
The objective of this report is to introduce a fabrication technique of porous tubular scaffolds and a dynamic mechanical conditioning for applying them to arterial tissue engineering. We used a biodegradable elastomer, poly (glycerol sebacate) (PGS)7 for fabricating porous tubular scaffolds from the salt fusion method. Adult primary baboon smooth muscle cells (SMCs) were seeded on the lumen of scaffolds, which cultured in our designed pulsatile flow bioreactor for 3 weeks. PGS scaffolds had consistent thickness and randomly distributed macro- and micro-pores. Mechanical conditioning from pulsatile flow bioreactor supported SMC orientation and enhanced ECM production in scaffolds. These results suggest that elastomeric scaffolds and mechanical conditioning of bioreactor culture may be a promising method for arterial tissue engineering.

Elastomeric PGS scaffolds with vascular smooth muscle cells cultured in a pulsatile flow bioreactor may lead to promising small-diameter arterial constructs with native ECM production in a relatively short culture period.

PGS السقالات المرنة في هندسة الأنسجة الشرياني

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to preoperative weights within 40 days.1 In humans, massive small bowel resection can result in short bowel syndrome, a functional malabsorptive state that confers significant morbidity, mortality, and healthcare costs including parenteral nutrition dependence, liver failure and cirrhosis, and the need for multivisceral organ transplantation.2 In this paper, we describe and document our protocol for creating tissue-engineered intestine in a mouse model with a multicellular organoid units-on-scaffold approach. Organoid units are multicellular aggregates derived from the intestine that contain both mucosal and mesenchymal elements,3 the relationship between which preserves the intestinal stem cell niche.4 In ongoing and future research, the transition of our technique into the mouse will allow for investigation of the processes involved during TESI formation by utilizing the transgenic tools available in this species.5The availability of immunocompromised mouse strains will also permit us to apply the technique to human intestinal tissue and optimize the formation of human TESI as a mouse xenograft before its transition into humans. Our method employs good manufacturing practice (GMP) reagents and materials that have already been approved for use in human patients, and therefore offers a significant advantage over approaches that rely upon decellularized animal tissues. The ultimate goal of this method is its translation to humans as a regenerative medicine therapeutic strategy for short bowel syndrome.

This article and the accompanying video present our protocol for generating tissue-engineered intestine in the mouse, using an organoid units-on-scaffold approach.

هندسة الأنسجة من الأمعاء في نموذج الفئران

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to ...

Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

الشعرية قوة الطباعة الحجرية لهندسة الأنسجة القلبية

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

هندسة الأنسجة ل3D الإنسان<em&gt; في المختبر</em&gt; نظام ورم اختبار

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

جيل من سمك ثلاثي الأبعاد الجلد كامل أي ما يعادل واصابة الآلي

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

الهندسة 3D Cellularized الهلام الكولاجين لتجديد الأنسجة الوعائية

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Microenvironments-شطيرة مثل لتسخير خلية / المواد التفاعلات

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Preparation of Thermoresponsive Nanostructured Surfaces for Tissue Engineering

Thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) (PIPAAm)-immobilized surfaces for controlling cell adhesion and detachment were fabricated by the Langmuir-Schaefer method. Amphiphilic block copolymers composed of polystyrene and PIPAAm (St-IPAAms) were synthesized by reversible addition-fragmentation chain transfer (RAFT) radical polymerization. A chloroform solution of St-IPAAm molecules was gently dropped into a Langmuir-trough apparatus, and both barriers of the apparatus were moved horizontally to compress the film to regulate its density. Then, the St-IPAAm Langmuir film was horizontally transferred onto a hydrophobically modified glass substrate by a surface-fixed device. Atomic force microscopy images clearly revealed nanoscale sea-island structures on the surface. The strength, rate, and quality of cell adhesion and detachment on the prepared surface were modulated by changes in temperature across the lower critical solution temperature range of PIPAAm molecules. In addition, a two-dimensional cell structure (cell sheet) was successfully recovered on the optimized surfaces. These unique PIPAAm surfaces may be useful for controlling the strength of cell adhesion and detachment.

Nanoscaled sea-island surfaces composed of thermoresponsive block copolymers were fabricated by the Langmuir-Schaefer method for controlling spontaneous cell adhesion and detachment. Both the preparation of the surface and the adhesion and detachment of cells on the surface were visualized.

إعداد Thermoresponsive ذات البنية النانومترية السطوح للهندسة الأنسجة

Thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) (PIPAAm)-immobilized surfaces for controlling cell adhesion and detachment were fabricated by the ...

Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several angiogenic and prevascularization strategies have been established. However, most cell-based approaches include time-consuming in vitro steps for the formation of a microvascular network. Hence, they are not suitable for intraoperative one-step procedures. Adipose tissue-derived microvascular fragments (ad-MVF) represent promising vascularization units. They can be easily isolated from fat tissue and exhibit a functional microvessel morphology. Moreover, they rapidly reassemble into new microvascular networks after in vivo implantation. In addition, ad-MVF have been shown to induce lymphangiogenesis. Finally, they are a rich source of mesenchymal stem cells, which may further contribute to their high vascularization potential. In previous studies we have demonstrated the remarkable vascularization capacity of ad-MVF in engineered bone and skin substitutes. In the present study, we report on a standardized protocol for the enzymatic isolation of ad-MVF from murine fat tissue.

We present a protocol to isolate adipose tissue-derived microvascular fragments that represent promising vascularization units. They can be rapidly isolated, do not require in vitro processing and, thus, may be used for one-step prevascularization in different fields of tissue engineering.

عزل الفئران الدهنية المشتقة من الأنسجة الاوعية الدموية الدقيقة شظايا كما وحدات الأوعية الدموية للهندسة الأنسجة

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several ...