Модифицированный протокол гетеротопической трансплантации сердца у мышей, соответствующий современным стандартам асептической техники, анестезии и анальгезии

В настоящей работе описана модифицированная методика гетеротопической васкуляризированной трансплантации сердца с обновленной асептической техникой, анальгезией и анестезией.

Разработка экспериментальных моделей трансплантации сердца у животных способствовала многим достижениям в области иммунологии и трансплантации солидных органов. В то время как гетеротопическая васкуляризированная модель трансплантации сердца мышей первоначально использовалась в исследованиях отторжения трансплантата с использованием комбинаций несоответствующих инбредных линий мышей, доступ к генетически модифицированным штаммам и терапевтическим методам может обеспечить новые мощные доклинические идеи. По сути, хирургическая методология этого метода не изменилась с момента его разработки, особенно в отношении таких важных факторов, как асептическая техника, анестезия и анальгезия, которые оказывают существенное влияние на послеоперационную заболеваемость и смертность. Кроме того, ожидается, что улучшения в периоперационном ведении обеспечат улучшение как благополучия животных, так и результатов экспериментов. В этой статье сообщается о протоколе, разработанном в сотрудничестве с экспертом в области ветеринарной анестезии, и описывается хирургическая техника с акцентом на периоперационное ведение. Кроме того, мы обсудим последствия этих уточнений и предоставим подробную информацию об устранении неполадок, связанных с критическими хирургическими шагами для этой процедуры.

Мы во многом обязаны нашим пониманием иммунологии и трансплантации исследованиям, основанным на экспериментальных моделях трансплантации солидных органов с использованием животных. С момента первого описания васкуляризированной трансплантации сердца у млекопитающих¹ такие модели внесли свой вклад в знания в самых разных областях, включая терапевтическое применение гипотермии², преимущества использования специализированных швов³ и методы тотальной гомотрансплантации легких и сердца⁴. Разработка моделей трансплантации сердца на крысах ^5,6 предоставила более широкий простор для иммунологических экспериментов из-за наличия различных линий разведения. Значительно более широкий диапазон доступных инбредных и мутантных линий мышей привел Corry et ^al.7 к разработке метода мышиной гетеротопической трансплантации сердца из-за значительных преимуществ, которые этот диапазон дает исследованиям в области трансплантации. Эта модель широко использовалась и способствовала лучшему пониманию отторжения трансплантата⁸ и терапии⁹. Однако с момента своего первого описания методика осталась в основном неизменной, за исключением некоторых незначительных технических деталей, таких как корректировка положения анастомотических участков^10,11.

С момента интеграции техники Corry et ^al.7 в наши эксперименты мы определили перспективные области для улучшения протокола, а именно асептическую технику, анестезию и анальгезию. Ожидалось, что улучшения в этих областях окажут положительное влияние на результаты экспериментов и улучшат благополучие животных. Ранее это было показано, когда асептическая техника используется в операциях на мелких животных, поскольку она помогает снизить послеоперационные инфекции¹², что не только влияет на заболеваемость и смертность, но также может поставить под угрозу эксперименты, предназначенные для оценки иммунного ответа после операции по трансплантации. С точки зрения анестезии и обезболивания, использование усовершенствованного режима помогает снизить затраты для животных и сбалансировать этические аргументы этой хирургической модели, смягчая боль и страдания подопытных. Кроме того, соответствующая анестезия и анальгезия ограничивают реакцию на стресс, связанную с болью, улучшая качество послеоперационного восстановления и, в конечном итоге, повышая вероятность успеха хирургического вмешательства¹³.

С целью улучшения как благополучия животных, так и результатов экспериментов был разработан протокол с корректировками для устранения этих пробелов. Этот протокол был адаптирован из протокола, первоначально описанного Corry et ^al.7 , с консультацией ветеринарного анестезиолога и с должным учетом как эффектов, так и продолжительности эффектов фармакологических вмешательств, используемых в режиме анестезии и анальгетика. Подход был основан на принципах сбалансированной анестезии и мультимодальной анальгезии для обеспечения надлежащего периоперационного ухода¹⁴. В дополнение к применению асептической техники упреждающе вводили опиоидный бупренорфин и местный анестетик бупивакаин. Общий наркоз проводили с использованием ингаляционного анестетика изофлурана.

Это исследование было проведено в соответствии с Кодексом практики по уходу за животными и их использованию в научных целях¹⁵ и одобрено в соответствии с Протоколами этики животных RA/3/100/1568 и AE173 (Комитет по этике животных Университета Западной Австралии и Комитет по этике животных Института медицинских исследований Гарри Перкинса соответственно). Подробную информацию обо всех материалах, инструментах и животных, используемых в этом протоколе, см. в Таблице материалов .

1. Подготовка животного к операции

ПРИМЕЧАНИЕ: Персонал занимается либо выполнением операции, либо наблюдением за анестезией на протяжении всей процедуры.

1. Для предоперационной анальгезии вводите дозу бупренорфина (0,05-0,1 мг / кг, разбавленную до 0,03 мг / мл хлоридом натрия 0,9%) подкожно мыши-реципиенту не менее чем за 1 ч до начала операции реципиента. Внесите в анестезиологическую карту все детали, связанные с введением лекарств, их дозой, временем введения и их действием.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Этот подход не обязательно требуется для донора, так как это операция без восстановления, когда донора усыпляют под общим наркозом сразу после извлечения органа.
2. Индукция анестезии
   1. Поместите мышь в индукционную камеру анестезирующей дыхательной системы с потоком кислорода 1-2 л·мин⁻¹ с 4% изофлураном. Подтвердите адекватную анестезию, наблюдая за лежачестью, потерей рефлекса выпрямления и снижением частоты дыхания.
   2. После адекватной анестезии извлеките мышь из индукционной камеры и тщательно побрейте брюшную полость живота с помощью машинок для стрижки волос. В случае донора побрейте область, простирающуюся от гениталий до верхнего края вентральной грудной клетки. В случае реципиента побрейте область, простирающуюся от гениталий до реберного края. В обоих случаях следите за тем, чтобы выбритая область достигала средней подмышечной линии латерально.
3. Чтобы поддерживать анестезию, поместите мышь в спинное лежачее положение, чтобы получать анестетик и кислород из носового конуса дыхательной системы (без повторного дыхания), который доставляет кислород со скоростью 1 л·мин-1 и изофлуран (^1,5%- 2,5%).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая рабочая поверхность представляет собой хирургическую доску над грелкой, и каждая конечность мыши закреплена с помощью микропористой ленты.
4. Учитывая сложность комплексного мониторинга физиологических изменений, связанных с анестезией у мышей, контролируйте и регистрируйте ограниченные параметры. Следите за температурой, глубиной анестезии и частотой дыхания не реже одного раза в 5 минут в течение всего срока анестезии.
   1. Чтобы предотвратить сильное переохлаждение и гипертермию (от активного согревания грелкой), следите за температурой тела на протяжении всей процедуры. Вставьте чистый, смазанный ректальный зонд в прямую кишку животного, а затем закрепите его на хирургической доске с помощью микропористой ленты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот зонд возвращается в динамическую систему (особенность системы подачи анестетика), которая изменяет температуру грелки для управления температурой тела.
   2. Попросите человека, ответственного за анестезию, оценить глубину анестезии, наблюдая за реакцией на стимуляцию лапы или хвоста от давления, оказываемого атравматическими щипцами, пальпебральным рефлексом и мышечным тонусом.
   3. Измерьте частоту дыхания, наблюдая за движением грудной стенки, субъективно наблюдая за дыхательным усилием, чтобы оценить дыхательный объем. Рассчитайте частоту дыхания, подсчитав вдохи за 10-15 с и умножив на 6 или 4 соответственно, чтобы определить частоту вдохов / мин.
5. Чтобы подготовить кожу, продезинфицируйте место операции с помощью стерильных аппликаторов с ватными наконечниками. Наносите хлоргексидин круговыми, расширяющими движениями, двигаясь от центра операционного участка к краям. Повторите этот процесс 3 раза (каждый раз с новым аппликатором с ватным наконечником) перед окончательным нанесением комбинации хлоргексидина и этанола новым стерильным аппликатором с ватным наконечником по той же схеме, двигаясь от центра хирургического участка к краю.
6. Попросите хирурга нанести гель для рук на основе этанола перед тем, как надеть стерильный хирургический халат и стерильные хирургические перчатки.
7. Чтобы подготовить операционное поле, поместите стерильные хирургические простыни (предварительно обрезанные до 25 см x 25 см) по обе стороны от хирургической доски, служащие местом для размещения стерильных инструментов. Используйте стерильные ножницы, чтобы фенестрировать более широкую стерильную драпировку размером 25 см x 40 см, чтобы вырезать небольшое (немного длиннее места разреза) отверстие овальной формы. Положите эту драпировку поверх животного так, чтобы фенестрация располагалась в предполагаемом месте разреза. Убедитесь, что боковые концы этой третьей простыни перекрывают две меньшие простыни с обеих сторон, чтобы создать непрерывное операционное поле.

2. Донорская хирургия

ПРИМЕЧАНИЕ: См. Дополнительный рисунок S1 для ключевых аспектов донорской хирургии.

1. Проведите донорскую операцию с помощью хирургического бинокулярного микроскопа. Для начала используйте 8-кратное увеличение и выполните вентральный разрез средней линии кожи с помощью хирургического лезвия скальпеля (# 23). Убедитесь, что разрез простирается от каудального конца выбритой области до реберного края с неповрежденным краем подготовленной кожи на обоих концах.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Начальное увеличение 8x выбрано для обеспечения достаточной визуализации макроструктуры субъекта в начале операции. С этого момента увеличение остается на усмотрение оператора и должно быть выбрано таким образом, чтобы обеспечить соответствующий баланс между ситуационной осведомленностью, обеспечиваемой меньшим увеличением, и мелкими деталями, которые могут быть визуализированы при более высоком увеличении.
2. Используя два стерильных аппликатора с ватными наконечниками, смоченных подогретым физиологическим раствором, переместите тонкую кишку, чтобы обнажить брюшную аорту и нижнюю полую вену (IVC). Используйте аппликаторы, чтобы тупо отделить эти сосуды от окружающих тканей.
3. Используйте шприц объемом 3,0 мл с иглой 30 г, 0,5 г, чтобы набрать 2,5 мл 100 МЕ · ^{мл - 1} гепаринизированного 0,9% раствора хлорида натрия (поддерживается при температуре 4 ° C до тех пор, пока не потребуется во время операции). Используя шовные щипцы с прямым наконечником с круглым телом с недоминантной рукой для закрепления брюшной аорты в инфрадиафрагмальной области, используйте доминирующую руку для введения 1,5 мл раствора в аорту в направлении сердца. Запечатайте полученную аортотомию давлением аппликатора с ватным наконечником.
4. Используйте микрохирургические ножницы с прямым наконечником, чтобы пересечь IVC, чтобы обеспечить обескровливание.
5. Выполните торакотомию хирургическими ножницами, чтобы сделать два разреза в двусторонних среднемышечных линиях. В этот момент подтвердите гибель животного и выключите испаритель изофлурана.
6. Закрепите полученный срединный сегмент грудной стенки с помощью микробульдожьего зажима. Передайте его нестерильному хирургическому ассистенту, который может прикрепить его к носовому конусу с помощью микропористой хирургической ленты.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Цель состоит в том, чтобы обеспечить вытяжение этого сегмента грудной клетки, что помогает при воздействии на сердечные ткани.
7. Используя шовные щипцы круглого тела, определите и мобилизуйте внутригрудную НПВ.
   ПРИМЕЧАНИЕ: В идеале щипцы с прямым наконечником должны находиться в недоминантной руке, а изогнутые щипцы - в доминирующей руке.
8. Закрепив НПВ в щипцах недоминантной руки, используйте доминирующую руку, чтобы ввести оставшиеся 1,5 мл 100 МЕ · мл 100 МЕ ^мл-1 гепаринизированного 0,9 % раствора хлорида натрия в сердце.
9. Используя оба набора щипцов, перевязайте IVC, используя плетеный шелк 7/0 длиной 2 см. Используйте инструмент, завяжите узел хирурга двумя дополнительными бросками для безопасности. Сделайте этот узел как можно проксимальнее по ходу сосуда к сердцу.
10. Закрепите два конца этого узла с помощью щипцов для артерий. Расположите эти щипцы так, чтобы они обеспечивали мягкое вытяжение сердца в каудальном направлении, чтобы облегчить оптимальное положение сосудов для последующего рассечения.
11. Определите тимус в передневерхней части сердца. Используйте щипцы, чтобы отделить этот орган от донора, чтобы определить верхнюю полую вену (SVC).
12. Удалите адвентицию и связанные с ней ткани СВК с помощью щипцов. Используйте изогнутые щипцы, чтобы тупо рассечь и сделать небольшой канал позади сосуда. Убедитесь, что этот канал находится как можно ближе к сердцу.
13. Пропустите через этот канал кусок плетеного шелка 7/0 длиной 2 см с помощью щипцов, а затем завяжите его по вышеупомянутой технике.
14. В точке, находящейся примерно в 2 мм от этой перевязки (на стороне, противоположной сердцу), разделите SVC с помощью изогнутых микрохирургических ножниц.
15. Используя аппликаторы с ватными наконечниками, переверните сердце анатомически вправо.
16. Определите азиготную вену на анатомической левой части сердца. С помощью щипцов тупо препарируйте его от окружающих структур. Как и раньше, используйте щипцы с изогнутыми наконечниками, чтобы создать небольшой канал позади этого сосуда.
17. Используйте третий кусок плетеного шелка 7/0, обрезанный до 2 см, чтобы перевязать азиготную вену в максимальной близости к сердцу, используя ту же технику завязывания узлов. Отрежьте сосуд на 2 мм от перевязки сбоку подальше от сердца.
18. Используя аппликаторы с ватными наконечниками, переверните верхушку сердца обратно в анатомическое левое положение. Используйте щипцы для выявления и мобилизации восходящей аорты. Пропустите изогнутые щипцы под дугой аорты, чтобы создать канал между восходящей и нисходящей аортой.
19. Используя микрохирургические ножницы с прямым наконечником, пересеките дугу аорты проксимальнее ее ветвей.
20. С помощью щипцов определите и мобилизуйте легочную артерию. С помощью изогнутых щипцов сделайте канал кзади от сосуда.
21. Используя микрохирургические ножницы с прямым наконечником, пересеките артерию в точке, проксимальной к ее бифуркации.
22. Используйте ирригационную канюлю Райкрофта, чтобы осторожно ввести 2 мл 10 МЕ · мл ^-1 гепаринизированного хлорида натрия 0,9% через легочную артерию и восходящую аорту, чтобы смыть оставшуюся кровь из сердца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На адекватную промывку указывает клиренс видимой крови из коронарных сосудов.
23. Используя 3-сантиметровый кусок плетеного шелка 7/0, перевязать оставшиеся задние сосуды (легочные вены) в блоке с помощью узла хирурга с двумя последующими бросками. Отделите сердце от задней грудной стенки, аккуратно разрезав хирургическими ножницами.
24. Аккуратно извлеките сердце из грудной клетки, погрузите его в раствор Университета Висконсина (UWS), а затем поместите на лед для хранения (при температуре 4 ° C).

3. Операция реципиента

1. После подготовки животного, как описано в разделе 1., нанесите смазку для глаз. Введите весовую дозу (8 мг / кг) бупивакаина (0,25% разбавленного до 0,625 мг / мл в 0,9% растворе хлорида натрия) в подкожную клетчатку вентральной брюшной полости вдоль запланированного места разреза. Используйте инсулиновый шприц 29 г для этой инъекции и ищите прямую линию видимого блеббинга, которая покрывает объем запланированного разреза (дополнительный рисунок S2A-C).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Следует дать пять-семь минут, чтобы дать время для пикового эффекта местного анестетика.
2. Установив микроскоп на 8-кратное увеличение, сделайте вентральный разрез средней линии кожи стерильным хирургическим лезвием скальпеля (#23). Убедитесь, что лапаротомия проходит от нижней части живота до реберного края. Вставьте втягивающее устройство, чтобы максимизировать операционное поле (дополнительный рисунок S2D).
3. Смочите сегмент стерильной марли размером 5 см х 5 см подогретым 0,9% раствором хлорида натрия и расположите его на верхней стороне места операции. Используя смоченные стерильные ватные палочки, аккуратно выпотрошите кишечник, положите его поверх этой марли и оберните марлю вокруг органа (дополнительный рисунок S3A).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура помогает уменьшить неощутимую потерю жидкости во время операции и способствует втягиванию.
4. Освободите и мобилизуйте брюшную аорту и IVC от окружающих тканей с помощью техники тупого рассечения. Для этого шага используйте комбинацию аппликаторов с ватными наконечниками и щипцов для швов с круглым телом. Убедитесь, что область клиренса находится между инфраренальной стороной сосудов и чуть выше бифуркации аорты (дополнительный рисунок S3B).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Соответствующая визуализация на этом этапе будет способствовать созданию высококачественных сосудистых анастомозов.
5. Определите задние сосуды брюшной полости. С помощью щипцов аккуратно вытяните аорту в направлении от позвоночника (т.е. продольно к оси сосудов брюшной полости).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Важно, чтобы таким образом обрабатывалась только аорта, а не IVC из-за рыхлости последней.
6. Перевязывают каждый брюшной сосуд, выявленный в планируемой зоне анастомоза. Сделайте канал по обе стороны от этих сосудов цефалокаудально, пройдя изогнутые щипцы кзади к брюшным сосудам с обеих сторон. Соедините каждое судно, идентифицированное и мобилизованное таким образом, используя длину нейлона 10/0, связанную инструментами в узлы хирурга с одним дополнительным броском (дополнительный рисунок S3C).
7. Изолировать анастомозный участок от кровообращения. Для этого установите хирургический зажим как на голове, так и на каудальных концах сосудов брюшной полости (что важно, именно в таком порядке). Убедитесь, что зажимы пересекают оба сосуда в достаточной степени, чтобы обеспечить полную окклюзию.
8. Используя щипцы в недоминантной руке для стабилизации аорты, выполните аортотомию с помощью иглы 30 G в передней части аорты. Растяните его с помощью микрохирургических ножниц с прямым наконечником (дополнительный рисунок S3D).
9. Выполните венотомию. Используя прямые щипцы, нанесите мягкое переднее вытяжение на НПВ в точке, совпадающей с серединой аортотомии. Используйте изогнутые микрохирургические ножницы с вогнутой стороной, обращенной наружу, чтобы удалить сегмент IVC равной длины аортотомии (дополнительный рисунок S4A).
10. Используя 10 МЕ·^мл-1 гепаринизированного раствора хлорида натрия, промойте внутренности вскрытых сосудов от остатков крови.
11. Поместите донорское сердце в брюшную полость. Убедитесь, что расположение таково, что восходящая аорта находится непосредственно рядом с брюшной аортотомией, а сердце повернуто так, чтобы легочная артерия могла быть проведена для второго анастомоза.
12. Используя нейлон 10/0, наложите шов между 12-часовым положением аортотомии и соответствующим концом просвета восходящей аорты. Выполните это с помощью щипцов с прямыми наконечниками и микрохирургического иглодержателя и завяжите его узлом хирурга тремя последующими бросками. Обрежьте концы, чтобы оставить примерно 2 мм шва.
13. Наложите второй остаточный шов между 6-часовым положением аортотомии и соответствующим аспектом восходящей аорты. Поскольку этот шов также будет служить основой для последующих беговых швов, оставьте не менее 10 мм хвоста для окончательного завязывания.
14. Наложите непрерывный ходовой шов из нейлона 10/0 по восходящей манере, чтобы противостоять анатомическому правому краю аортотомии и соответствующему свободному краю восходящей аорты. Используйте примерно четыре броска для этой линии.
15. Проведите свободный конец шва вокруг дистального шва, прежде чем накладывать второй непрерывный шов вниз по анатомической левой стороне, чтобы повлиять на аппозицию с оставшимся свободным краем аортотомии. Завяжите шов на хвосте с помощью узла хирурга двумя дополнительными бросками.
16. Наложите шов между 12-часовым положением венотомии IVC и соответствующей конечностью просвета легочной артерии.
17. Из этой опорной точки поместите непрерывный шов по нисходящей форме между анатомическим левым краем легочной артерии и соответствующим краем венотомии. Используйте в среднем четыре броска для этой линии, а затем один между 6-часовым положением венотомии и соответствующей конечностью просвета легочной артерии. Сделайте еще четыре броска, чтобы вместе нарисовать последние свободные края легочной артерии и венотомии.
18. Привяжите свободный конец шва к анкерному концу с помощью инструмента завяжите узел хирурга двумя дополнительными бросками.
19. Переместите сердце, чтобы оно находилось в центре живота, используя ватные палочки. Проверьте сосуды на предмет скручивания, которое будет мешать кровотоку.
20. Нанесите гелевую пену на все линии наложения швов (дополнительный рисунок S4B). Поместите и сформируйте два кусочка примерно по 2 мм каждый вокруг них так, чтобы все видимые линии шва были закрыты.
21. Отпустите сосудистые зажимы: сначала каудальный зажим, а затем цефало-зажим. Поскольку следует ожидать небольшого кровоизлияния, упреждающе расположите аппликаторы с ватными наконечниками над анастомозными участками, чтобы обеспечить давление.
22. Освободившись от наблюдаемых утечек, оцените пульсацию сердца (дополнительный рисунок S4C). Если этого не происходит, убедитесь, что не произошло скручивания сердечных сосудов (особенно для НПВ).
23. Переместите кишечник теперь над сердцем и вокруг него. При появлении сухости смочите брюшную полость подогретым раствором хлорида натрия.
24. Закрыть брюшную полость с помощью нерассасывающейся мононити пролена 6/0 слоями:
    сначала мышечный слой, а затем кожа (дополнительный рисунок S4D). Используйте непрерывную технику без перерывов.
25. Аккуратно снимите реципиента с хирургической доски и снимите с него анестетик.
26. Введите 1 мл теплого физиологического раствора подкожно и поместите реципиента в заранее подготовленную клетку с подогревом для наблюдения в соответствии с протоколами послеоперационного восстановления (дополнительный рисунок S4E).

4. Послеоперационный уход

1. Сразу после операции поместите реципиента в чистую клетку на грелке под пристальным наблюдением не менее чем на 3 часа. В течение этого периода контролируйте различные параметры (активность, положение тела, состояние шерсти, выражение лица, походку, вентиляцию, внешний вид места операции, наличие ощутимого сердцебиения живота) не реже одного раза в 30 минут. Присвойте каждому параметру оценку (0 = нормальный, 1 = незначительно или периодически ненормальный, 2 = умеренно или постоянно ненормальный).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Вмешательства инициируются суммой контролируемых параметров, превышающих баллы благосостояния, указанные в протоколе этики, относящемся к этой модели.
2. Переместите реципиентов в подогретый шкаф при температуре 25 °C, где они остаются до 7-го послеоперационного дня. В течение первых 3 дней наблюдайте за ними не реже 2 раз в день. В течение оставшихся 4 дней наблюдайте за ними не реже 1 раза в день. Для послеоперационной анальгезии вводите дозу бупренорфина (0,5-0,1 мг / кг, разбавленную до 0,03 мг / мл хлоридом натрия 0,9%) подкожно мыши-реципиенту вечером после операции и два раза в день в течение следующих 3 послеоперационных дней.
3. После извлечения из подогретого шкафа наблюдайте за реципиентами не менее 2 раз в неделю до соответствующей экспериментальной конечной точки.

Чтобы определить эффективность хирургической техники в обеспечении хороших результатов заживления ран и выздоровления мышей, ранние эксперименты в лаборатории определили характеристики выживания ряда сердечных трансплантатов с различной иммуногенностью для реципиента. К ним относятся конгенные (n = 5) и сингенные (n = 5) трансплантаты, которые имеют те же маркеры основного комплекса гистосовместимости (MHC), что и реципиент, и трансплантаты большого несоответствия (n = 9), в которых трансплантат и реципиент имеют разные маркеры MHC. Мы использовали прямую пальпацию гетеротопического сердцебиения брюшной полости для оценки текущей функции и жизнеспособности трансплантата, что служит прокси-маркером отторжения по сравнению с толерантностью.

В обеих контрольных группах все трансплантаты были жизнеспособными на экспериментальной временной точке 100 дней (среднее значение не определено). Несоответствующая группа имела среднее время выживания 9 дней. На рисунке 1 представлены кривые выживаемости Каплана-Мейера, демонстрирующие резкий контраст в выживаемости трансплантатов между несовпадающими и контрольными сердечными трансплантатами¹⁶. Эти данные свидетельствуют о том, что техника достаточна для того, чтобы способствовать соответствующему ответу на заживление после процедуры. Однако при наличии патологического воспаления в данном случае представлено отторжением трансплантата в состоянии несоответствия, разрушение тканей приводит к быстрой утрате функции.

Рисунок 1: Влияние несоответствия на выживаемость ортотопических трансплантатов сердца. Кривые выживаемости, иллюстрирующие полное выздоровление и принятие сингенных (n = 5) и конгенных (n = 5) гетеротопических трансплантатов сердца мышей в течение не менее 100 дней после операции, в отличие от быстрого отторжения основных несоответствующих (n = 7) гетеротопических трансплантаций сердца мышей уже на 7-й день после операции. Эти данные были опубликованы в Prosser et ^al.16. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Диапазон времени теплой и холодной ишемии для операций донора и реципиента, связанных с ортотопической трансплантацией сердца.

Дополнительный рисунок S1: Ключевые аспекты донорской хирургии. (А) Изофлурановая анестезия; (Б) инъекции гепарина; (C) донорское сердце, подвергшееся воздействию; (D) промывание сердца гепаринизированным физиологическим раствором; е) привязывание судна; (F) донорское сердце для хранения холодовой ишемии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный рисунок S2: Ключевые аспекты хирургического вмешательства реципиента - подготовка и прижигание разрезанных сосудов кожи. а) подготовка места хирургического вмешательства реципиента; (B) инъекция бупивакаина; (C) стерильная хирургическая драпировка области хирургического вмешательства; (D) прижигание разрезанных сосудов кожи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный рисунок S3: Ключевые аспекты хирургии реципиента - от изменения положения кишечника до аортотомии. а) временное изменение положения кишечника; (B) нижняя полая вена обнажается и зажимается; (C) наложение шва на стойку; (D) первая фаза: аортотомия. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный рисунок S4: Ключевые аспекты хирургии реципиента - от венотомии до выздоровления. а) второй этап: венотомия; (B) размещение гелевой пены; (С) реперфузия; (D) хирургическое закрытие; е) восстановление. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Мышиная ортотопическая модель трансплантации сердца представляет собой надежную доклиническую модель, используемую в основном для исследования влияния несоответствия MHC на уровень и характер иммунологического отторжения и, в последнее время, влияния трансплантации на сохранение иммунитета, резидентного ткани трансплантата¹⁶. Первоначально мы внимательно следовали протоколу Corry et ^al.7 , но усовершенствовали протокол, включив в него передовые стандарты асептической техники, анальгезии и анестезии. Обновление этих новых практик было достигнуто за счет дополнительного обучения, предоставления стерильных хирургических перчаток, халатов и хирургических простыней, применения дополнительной анестезии и обновления дозировки анальгезии. Такие изменения привели к небольшому увеличению времени хирургической подготовки и дополнительным затратам на операцию.

Использование животных для решения важных исследовательских задач разрешено в соответствии с контрактом между исследователями и комитетом по этике животных (AEC) для поддержания социальной лицензии на проведение такой работы. Решения AEC основаны на четких этических принципах¹⁵ с преобладающим принципом баланса между затратами на животное и пользой для общества. Концепция трех R (сокращение, замена и уточнение) имеет жизненно важное значение для решения вопроса о том, как смягчаются затраты на проект.

Сведение к минимуму вреда для животных, связанных с принятием соответствующей вида, периоперационной анальгезии и анестезии играет незаменимую роль в моделях хирургии на животных и является примером усовершенствования. Кроме того, уход и методы, которые снижают риск экологических и поведенческих векторов инфекции для хирургического реципиента, имеют положительные последствия как для снижения вреда животному с точки зрения заболеваемости и смертности, так и для минимизации финансовых затрат, связанных с повторными неудачными операциями. Хотя чистота «операционной» для подопытных животных не приближается к чистоте больничного эквивалента, она не должна быть второстепенной мыслью в такой работе.

С научной точки зрения, послеоперационные инфекции обязательно влияют на профиль воспалительных цитокинов и иммунных клеток, которые являются типичными показаниями для экспериментов, оценивающих восстановление или отторжение трансплантата. Поэтому следует приложить максимальные усилия для контроля послеоперационной инфекции, учитывая неблагоприятное влияние, которое это может оказать на достоверность исследования. Акцент на анальгезии важен с точки зрения благополучия животных. Операции по трансплантации животных являются основными процедурами, и необходимо приложить большие усилия для уменьшения ненужной боли и страданий субъектов. Возвращаясь к практическим результатам этого фокуса, дополнительным практическим преимуществом эффективного контроля боли является снижение вероятности исключения животных из экспериментального протокола из-за связанных с болью признаков дистресса.

С тех пор, как эта процедура была впервые описана, несколько авторов сообщили об устранении распространенных проблем, возникающих во время процедуры^10,11. Контроль кровотечения после снятия зажимов хорошо описан и отражает методы, используемые в операциях на людях, а именно использование давления на место кровоизлияния, дальнейшее наложение швов и гемостатических агентов. Мы заметили, что кровотечение часто происходит из одного из двух основных участков: мест анастомоза или повреждения миокарда. О подходах к остановке кровотечения из сердца сообщил Niimi¹⁰, который контролировал кровотечение из сердца путем перевязки предсердий. По нашему опыту, остановка кровотока из самого миокарда является исключительно сложной задачей из-за его богатой васкуляризации.

Поэтому необходимо проявлять должную осторожность, чтобы избежать такой травмы, которая чаще всего вызвана неправильным контактом кончика щипцов с сердечной мышцей во время операции. Поэтому мы стремимся напрямую контактировать с сердечной мышцей только с помощью смоченных аппликаторов с ватными наконечниками. Чтобы уменьшить прямой контакт при манипуляциях с сердцем, свободные концы окончательной шелковой перевязки могут быть использованы для перемещения сердца, например, при перемещении его из UWS в грудную полость.

Второй серьезной проблемой является предотвращение послеоперационного паралича задних конечностей, осложнения, которое требует эвтаназии. Как ни странно, мы обнаружили, что теплое ишемическое время >30 мин связано с более высоким риском возникновения этого паралича. Наше ишемическое время строго контролируется и регистрируется как неформальный стандарт производительности. Следует, однако, отметить, что ишемическое время, по-видимому, не позволяет надежно предсказать это осложнение. Например, Ниими¹⁰, хирург со значительным оперативным опытом (более 3000 операций), сообщил, что ишемическое время до 2 часов является приемлемым.

Возможно, еще более поразительно, чем это, Abbott et ^al.5, которые разработали аналогичную технику на крысах, но использовали сквозную анастомотическую установку в брюшной полости (т.е. IVC и брюшная аорта были перевязаны постоянно), сообщили о двух крысах, которых держали в качестве долгосрочных выживших в течение более 100 дней без каких-либо видимых побочных эффектов. Эти межгрупповые различия в результатах, возможно, объясняются тонко различающимися методами или, альтернативно, генетическими различиями между различными штаммами мышей. Например, отметим, что мыши Ly5.1 гораздо более восприимчивы к этому осложнению, чем мыши BALB/c. Для повышения ясности в отношении влияния времени ишемии на частоту паралича задних конечностей можно было исследовать влияние продолжительности времени окклюзии брюшных сосудов.

Таким образом, этот описанный протокол обеспечивает прямое уточнение установленных методов с использованием легкодоступных лекарств и материалов. Эти уточнения согласовывают стандарт, в соответствии с которым выполняется эта хирургическая модель, с клиническими ветеринарными стандартами и приносят пользу животным и, в конечном итоге, исследованиям.

У авторов нет конфликтов интересов, которые необходимо раскрывать.

Авторы хотели бы отметить превосходные усилия персонала по уходу за животными Университета Западной Австралии и Института медицинских исследований Гарри Перкинса, чья самоотверженность и опыт способствовали осуществимости и успеху этих операций.