Un protocollo di trapianto di cuore eterotopico murino modificato che corrisponde agli standard contemporanei di tecnica asettica, anestesia e analgesia

Il presente articolo descrive una tecnica modificata per il trapianto cardiaco vascolarizzato eterotopico con tecnica asettica, analgesia e anestesia aggiornate.

Lo sviluppo di modelli sperimentali di trapianto cardiaco negli animali ha contribuito a molti progressi nel campo dell'immunologia e del trapianto di organi solidi. Mentre il modello di trapianto cardiaco murino vascolarizzato eterotopico è stato inizialmente utilizzato negli studi sul rigetto del trapianto utilizzando combinazioni di ceppi di topo inbred non corrispondenti, l'accesso a ceppi geneticamente modificati e modalità terapeutiche può fornire nuove potenti intuizioni precliniche. Fondamentalmente, la metodologia chirurgica per questa tecnica non è cambiata dal suo sviluppo, soprattutto per quanto riguarda fattori importanti come la tecnica asettica, l'anestesia e l'analgesia, che hanno un impatto materiale sulla morbilità e mortalità post-chirurgica. Inoltre, ci si aspetta che i miglioramenti nella gestione perioperatoria forniscano miglioramenti sia nel benessere degli animali che nei risultati sperimentali. Questo articolo riporta un protocollo sviluppato in collaborazione con un esperto in anestesia veterinaria e descrive la tecnica chirurgica con particolare attenzione alla gestione perioperatoria. Inoltre, discutiamo le implicazioni di questi perfezionamenti e forniamo dettagli sulla risoluzione dei problemi dei passaggi chirurgici critici per questa procedura.

Dobbiamo gran parte della nostra comprensione dell'immunologia e dei trapianti alla ricerca basata su modelli sperimentali di trapianto di organi solidi utilizzando soggetti animali. Fin dalla prima descrizione del trapianto cardiaco vascolarizzato nei mammiferi¹, tali modelli hanno contribuito alla conoscenza in ampi settori, tra cui l'applicazione terapeutica dell'ipotermia², i benefici dell'uso di suture specializzate³ e le tecniche per l'omotrapianto totale di polmoni e cuore⁴. Lo sviluppo di modelli di trapianto cardiaco nei ratti ^5,6 ha fornito un più ampio spazio per la sperimentazione immunologica a causa della disponibilità di diverse linee di allevamento. La gamma sostanzialmente più ampia di ceppi di topo inbred e mutanti disponibili ha portato Corry et ^al.7 a sviluppare una tecnica di trapianto cardiaco eterotopico murino a causa dei notevoli vantaggi che questa gamma porta alla ricerca sui trapianti. Questo modello è stato ampiamente utilizzato e ha contribuito a una maggiore comprensione del rigetto del trapianto⁸ e delle terapie⁹. Dalla sua prima descrizione, tuttavia, la tecnica è rimasta sostanzialmente invariata a parte alcuni dettagli tecnici minori come le regolazioni alla posizione dei siti anastomotici^10,11.

Dall'integrazione della tecnica di Corry et ^al.7 nei nostri esperimenti, abbiamo identificato aree promettenti per migliorare il protocollo, vale a dire quelle della tecnica asettica, dell'anestesia e dell'analgesia. Ci si aspettava che i miglioramenti in queste aree offrissero un impatto positivo sui risultati sperimentali e migliorassero il benessere degli animali. Ciò è stato precedentemente dimostrato quando la tecnica asettica viene utilizzata negli interventi chirurgici di piccoli animali in quanto aiuta a ridurre le infezioni postoperatorie¹², che non solo influisce sulla morbilità e sulla mortalità, ma può anche compromettere gli esperimenti progettati per valutare la risposta immunitaria dopo l'intervento chirurgico di trapianto. Dal punto di vista anestesialogico e analgesico, l'uso di un regime raffinato aiuta a ridurre il costo per gli animali e bilanciare l'argomento etico di questo modello chirurgico mitigando il dolore e la sofferenza dei soggetti sperimentali. Inoltre, l'anestesia e l'analgesia appropriate limitano la risposta allo stress associata al dolore, migliorando la qualità del recupero postoperatorio e, in definitiva, aumentando il tasso di successo chirurgico¹³.

Con l'obiettivo di migliorare sia il benessere degli animali che i risultati sperimentali, è stato sviluppato un protocollo con adeguamenti per colmare queste lacune. Questo protocollo è stato adattato da quello originariamente descritto da Corry et ^al.7 con la consultazione di un anestesista veterinario e con la dovuta considerazione sia per gli effetti che per la durata degli effetti degli interventi farmacologici utilizzati nel regime anestetico e analgesico. L'approccio si è basato sui principi dell'anestesia bilanciata e dell'analgesia multimodale per garantire un'adeguata assistenza perioperatoria¹⁴. Oltre all'applicazione della tecnica asettica, sono stati somministrati preventivamente l'oppioide buprenorfina e l'anestetico locale bupivacaina. L'anestesia generale è stata eseguita utilizzando l'agente anestetico inalante isoflurano.

Questa ricerca è stata eseguita in conformità con il Codice di condotta per la cura e l'uso di animali per scopi scientifici¹⁵ e approvato ai sensi dei protocolli di etica animale RA/3/100/1568 e AE173 (The University of Western Australia Animal Ethics Committee e The Harry Perkins Institute of Medical Research Animal Ethics Committee, rispettivamente). Vedere la Tabella dei materiali per i dettagli relativi a tutti i materiali, gli strumenti e gli animali utilizzati in questo protocollo.

1. Preparazione dell'animale per la chirurgia

NOTA: Il personale è dedicato al ruolo di eseguire un intervento chirurgico o monitorare l'anestesia durante la procedura.

1. Per l'analgesia preoperatoria, somministrare una dose di buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg, diluita a 0,03 mg/ml con cloruro di sodio 0,9%) per via sottocutanea al topo ricevente almeno 1 ora prima dell'inizio dell'intervento chirurgico ricevente. Inserisci tutti i dettagli relativi alla somministrazione dei farmaci, la loro dose, il tempo di somministrazione e i loro effetti nella cartella degli anestetici.
   NOTA: Questo approccio non è necessariamente richiesto per il donatore in quanto si tratta di un intervento chirurgico di non recupero, in cui il donatore viene eutanasia in anestesia generale immediatamente dopo il prelievo dell'organo.
2. Induzione dell'anestesia
   1. Posizionare il topo nella camera di induzione del sistema respiratorio anestetico con un flusso di ossigeno di 1-2 L·min⁻¹ con isoflurano al 4%. Confermare un'anestesia adeguata osservando la recumbency, la perdita del riflesso raddrizzante e una diminuzione della frequenza respiratoria.
   2. Una volta adeguatamente anestetizzato, rimuovere il topo dalla camera di induzione e radersi strettamente l'addome ventrale usando le tosatrici per rimuovere i peli. Nel caso della donatrice, radere l'area che si estende dai genitali al margine superiore del torace ventrale. Nel caso della ricevente, radere l'area che si estende dai genitali al margine costale. In entrambi i casi, assicurarsi che l'area rasata raggiunga lateralmente la linea medio-ascellare.
3. Per mantenere l'anestesia, posizionare il topo in posizione dorsale sdraiata per ricevere anestetico e ossigeno dal cono nasale del sistema respiratorio (non respirazione), che fornisce ossigeno ad una velocità di 1 L·min-1 e isoflurano (^{1,5% -} 2,5%).
   NOTA: La superficie di lavoro chirurgica è una tavola chirurgica sopra una piastra riscaldante e ogni arto del mouse è fissato con nastro a micropore.
4. Data la difficoltà di monitorare in modo completo i cambiamenti fisiologici associati all'anestesia nei topi, monitorare e registrare parametri limitati. Monitorare la temperatura, la profondità dell'anestesia e la frequenza respiratoria almeno ogni 5 minuti per tutta la durata dell'anestesia.
   1. Per prevenire grave ipotermia e ipertermia (dal riscaldamento attivo da parte del termoforo), monitorare la temperatura corporea durante la procedura. Inserire una sonda rettale pulita e lubrificata nel retto dell'animale e quindi fissarla alla scheda chirurgica utilizzando nastro microporoso.
      NOTA: Questa sonda alimenta un sistema dinamico (una caratteristica del sistema di erogazione dell'anestetico), che modifica la temperatura del termoforo per gestire la temperatura corporea.
   2. Chiedi alla persona responsabile dell'anestesia di valutare la profondità dell'anestetico osservando le risposte alla stimolazione della zampa o della coda dalla pressione applicata dal forcipe atraumatico, dal riflesso palpebrale e dal tono muscolare.
   3. Misurare la frequenza respiratoria osservando il movimento della parete toracica osservando soggettivamente lo sforzo respiratorio per valutare il volume corrente. Calcola la frequenza respiratoria contando i respiri su un periodo di 10-15 s e moltiplicando per 6 o 4, rispettivamente, per determinare una frequenza respiratoria / min.
5. Per preparare la pelle, disinfettare il sito chirurgico utilizzando applicatori sterili con punta di cotone. Applicare la clorexidina in un movimento circolare espandibile lavorando dal centro del sito chirurgico ai bordi. Ripetere questo processo 3 volte (con un nuovo applicatore con punta di cotone ogni volta) prima di un'applicazione finale di una combinazione di clorexidina ed etanolo con un nuovo applicatore sterile con punta di cotone nello stesso modello, spostandosi dal centro del sito chirurgico al bordo.
6. Chiedi al chirurgo di applicare un gel per le mani a base di etanolo prima di indossare un camice chirurgico sterile e guanti chirurgici sterili.
7. Per preparare il campo chirurgico, posizionare teli chirurgici sterili (pretagliati a 25 cm x 25 cm) su entrambi i lati della scheda chirurgica, fungendo da sito per posizionare gli strumenti sterili. Utilizzare forbici sterili per fenestrare un drappo sterile più largo di 25 cm x 40 cm per tagliare una piccola apertura ovale (leggermente più lunga del sito di incisione). Posare questo drappo sulla parte superiore dell'animale in modo tale che la fenestrazione si trovi nel sito di incisione proposto. Assicurarsi che le estremità laterali di questo terzo drappo si sovrappongano ai due teli più piccoli su entrambi i lati per creare un campo chirurgico continuo.

2. Chirurgia del donatore

NOTA: Vedere la Figura supplementare S1 per gli aspetti chiave della chirurgia del donatore.

1. Eseguire l'intervento chirurgico del donatore con l'assistenza di un microscopio chirurgico binoculare. Per iniziare, utilizzare un ingrandimento di 8x ed eseguire un'incisione cutanea della linea mediana ventrale utilizzando una lama chirurgica di bisturi (# 23). Assicurarsi che l'incisione si estenda dall'estremità caudale dell'area rasata al margine costale con un margine intatto di pelle preparata a entrambe le estremità.
   NOTA: L'ingrandimento iniziale di 8x viene scelto per consentire una visualizzazione sufficiente della macrostruttura del soggetto all'inizio dell'intervento chirurgico. Da questo punto in poi, l'ingrandimento è a discrezione dell'operatore e dovrebbe essere selezionato per fornire un equilibrio appropriato tra la consapevolezza situazionale fornita da un ingrandimento inferiore e il dettaglio fine che può essere visualizzato con un ingrandimento più elevato.
2. Utilizzando due applicatori sterili con punta di cotone inumiditi con soluzione salina normale riscaldata, spostare l'intestino tenue per esporre l'aorta addominale e la vena cava inferiore (IVC). Utilizzare gli applicatori per sezionare senza mezzi termini questi vasi dal tessuto circostante.
3. Utilizzare una siringa da 3,0 mL con un ago da 30 G, 0,5 in per aspirare 2,5 mL di 100 UI·mL⁻¹ di soluzione eparinizzata di cloruro di sodio allo 0,9% (mantenuta a 4 °C fino al momento necessario durante l'intervento chirurgico). Utilizzando una pinza da sutura a punta dritta e rotonda con la mano non dominante per fissare l'aorta addominale nell'area infra-diaframmatica, utilizzare la mano dominante per iniettare 1,5 ml di soluzione nell'aorta in direzione del cuore. Sigillare l'aortotomia risultante con la pressione di un applicatore con punta di cotone.
4. Utilizzare forbici microchirurgiche a punta dritta per transettare l'IVC per consentire il dissanguamento.
5. Eseguire una toracotomia utilizzando forbici chirurgiche per fare due incisioni nelle linee midascellari bilaterali. A questo punto, confermare la morte dell'animale e spegnere il vaporizzatore isoflurano.
6. Fissare il segmento mediano risultante della parete toracica usando un morsetto micro-bulldog. Passare questo all'assistente chirurgico non sterile che può fissarlo al cono del naso usando il nastro chirurgico a micropori.
   NOTA: L'obiettivo è quello di fornire trazione su questo segmento di torace, che aiuta con l'esposizione dei tessuti cardiaci.
7. Utilizzando una pinza di sutura rotonda, identificare e mobilizzare l'IVC intra-toracica.
   NOTA: Idealmente, la pinza a punta dritta dovrebbe essere nella mano non dominante e la pinza curva nella mano dominante.
8. Con l'IVC fissato nella pinza della mano non dominante, usare la mano dominante per iniettare nel cuore i restanti 1,5 mL di 100 UI·mL⁻¹ soluzione eparinizzata di cloruro di sodio allo 0,9 %.
9. Utilizzando entrambi i set di pinze, legare l'IVC utilizzando seta intrecciata 7/0 di 2 cm di lunghezza. Usa un nodo da chirurgo con due lanci aggiuntivi per sicurezza. Rendi questo nodo il più prossimale possibile lungo la nave fino al cuore.
10. Fissare le due estremità di questo nodo usando una pinza arteriosa. Posizionare queste pinze in modo che forniscano una leggera trazione del cuore nella direzione caudale per facilitare il posizionamento ottimale dei vasi per la successiva dissezione.
11. Identificare il timo nell'aspetto anterosuperiore del cuore. Utilizzare una pinza per sezionare questo organo dal donatore per identificare la vena cava superiore (SVC).
12. Rimuovere l'avventizia e i tessuti associati dello SVC usando una pinza. Utilizzare una pinza curva per sezionare senza mezzi termini e creare un piccolo canale posteriore alla nave. Assicurati che questo canale sia il più prossimale possibile al cuore.
13. Passare un pezzo di seta intrecciata 7/0 di 2 cm di lunghezza attraverso questo canale usando una pinza e poi legarlo con la tecnica di cui sopra.
14. In un punto a circa 2 mm da questa legatura (sul lato opposto al cuore), dividere lo SVC usando forbici microchirurgiche curve.
15. Utilizzando applicatori con punta di cotone, capovolgere il cuore verso la destra anatomica.
16. Identificare la vena azygous sulla sinistra anatomica del cuore. Usando una pinza, sezionalo senza mezzi termini dalle strutture circostanti. Come prima, utilizzare una pinza a punta curva per creare un piccolo canale posteriore a questa nave.
17. Utilizzare un terzo pezzo di seta intrecciata 7/0 tagliata a 2 cm per legare la vena azygous alla massima vicinanza al cuore utilizzando la stessa tecnica di legatura dei nodi. Tagliare la nave a 2 mm dalla legatura sul lato lontano dal cuore.
18. Utilizzando applicatori con punta di cotone, capovolgere l'apice del cuore verso la sinistra anatomica. Utilizzare una pinza per identificare e mobilitare l'aorta ascendente. Passare la pinza curva sotto l'arco aortico per creare un canale tra l'aorta ascendente e discendente.
19. Utilizzando forbici microchirurgiche a punta dritta, transettare l'arco aortico prossimale ai suoi rami.
20. Usando una pinza, identificare e mobilitare l'arteria polmonare. Usando una pinza curva, crea un canale posteriore alla nave.
21. Utilizzando forbici microchirurgiche a punta dritta, transettare l'arteria in un punto appena prossimale alla sua biforcazione.
22. Utilizzare una cannula irrigante Rycroft per iniettare delicatamente 2 ml di 10 UI·mL⁻¹ di cloruro di sodio eparinizzato 0,9% attraverso l'arteria polmonare e l'aorta ascendente per lavare il sangue residuo dal cuore.
    NOTA: Un adeguato lavaggio è indicato dalla clearance del sangue visibile dai vasi coronarici.
23. Utilizzando un pezzo di seta intrecciata 7/0 di 3 cm, legare i restanti vasi posteriori (le vene polmonari) in blocco usando un nodo da chirurgo con due lanci successivi. Separare il cuore dalla parete toracica posteriore tagliando con cura con le forbici chirurgiche.
24. Rimuovere delicatamente il cuore dal torace, immergerlo nella soluzione dell'Università del Wisconsin (UWS), quindi posizionarlo sul ghiaccio per la conservazione (a 4 ° C).

3. Chirurgia del ricevente

1. Dopo la preparazione dell'animale come descritto al paragrafo 1, applicare lubrificante per gli occhi. Iniettare una dose basata sul peso (8 mg/kg) di bupivacaina (0,25% diluita a 0,625 mg/ml in soluzione di cloruro di sodio allo 0,9%) nel tessuto sottocutaneo dell'addome ventrale lungo il sito di incisione pianificato. Utilizzare una siringa da insulina da 29 G per questa iniezione e cercare una linea retta di blebbing visibile che copra l'estensione dell'incisione pianificata (Figura supplementare S2A-C).
   NOTA: Cinque-sette minuti devono essere dati per consentire il tempo per l'effetto di picco dell'anestetico locale.
2. Con il microscopio impostato su 8x ingrandimento, eseguire un'incisione cutanea della linea mediana ventrale utilizzando una lama di bisturi chirurgica sterile (# 23). Assicurarsi che la laparotomia si estenda dall'addome inferiore al margine costale. Inserire un divaricatore per massimizzare il campo chirurgico (Figura supplementare S2D).
3. Inumidire un segmento di 5 cm x 5 cm di garza sterile con una soluzione riscaldata di cloruro di sodio allo 0,9% e posizionarlo nell'aspetto superiore del sito chirurgico. Utilizzando cotton fioc sterili inumiditi, eviscerare delicatamente l'intestino, posizionarli sopra questa garza e avvolgere la garza intorno all'organo (Figura supplementare S3A).
   NOTA: Questa procedura aiuta a ridurre la perdita di liquidi insensibili durante l'intervento chirurgico e aiuta nella retrazione.
4. Liberare e mobilitare l'aorta addominale e IVC dai tessuti circostanti utilizzando una tecnica di dissezione smussata. Utilizzare una combinazione di applicatori con punta in cotone e pinze di sutura rotonde per questo passaggio. Assicurarsi che l'area di clearance sia compresa tra l'aspetto infrarenale dei vasi e appena sopra la biforcazione dell'aorta (Figura supplementare S3B).
   NOTA: Una visualizzazione appropriata a questo punto faciliterà anastomosi vascolari di alta qualità.
5. Identificare i vasi addominali posteriori. Usando una pinza, traggiamo delicatamente l'aorta in una direzione lontana dalla colonna vertebrale (cioè longitudinale rispetto all'asse dei vasi addominali).
   NOTA: È importante che solo l'aorta e non l'IVC sia gestita in modo tale a causa della friabilità di quest'ultimo.
6. Ligare ogni vaso addominale identificato nella zona anastomotica pianificata. Crea un canale su entrambi i lati di questi vasi cefocaudalmente facendo passare la pinza curva posteriormente ai vasi addominali su entrambi i lati. Legare ogni nave identificata e mobilitata in questo modo usando lunghezze di nylon 10/0 legate con strumenti nei nodi del chirurgo con un tiro aggiuntivo (Figura supplementare S3C).
7. Isolare il sito anastomotico dalla circolazione. Per fare ciò, installare un morsetto chirurgico sia sulla testa che poi sulle estremità caudali dei vasi addominali (importante, in quell'ordine preciso). Assicurarsi che i morsetti attraversino entrambi i vasi in misura sufficiente per garantire l'occlusione completa.
8. Utilizzando una pinza nella mano non dominante per stabilizzare l'aorta, eseguire un'aortotomia utilizzando un ago da 30 G nell'aspetto anteriore dell'aorta. Estendi usando le forbici microchirurgiche a punta dritta (Figura supplementare S3D).
9. Eseguire una venotomia. Utilizzando una pinza diritta, applicare una leggera trazione anteriore all'IVC nel punto in linea con il centro dell'aortotomia. Utilizzare forbici microchirurgiche curve con il lato concavo rivolto anteriormente per rimuovere un segmento di IVC di uguale lunghezza all'aortotomia (Figura supplementare S4A).
10. Utilizzando 10 UI·mL⁻¹ soluzione di cloruro di sodio eparinizzato, lavare l'interno dei vasi aperti di sangue rimanente.
11. Metti il cuore del donatore nell'addome. Assicurarsi che il posizionamento sia tale che l'aorta ascendente sia direttamente accanto all'aortotomia addominale e il cuore sia ruotato in modo che l'arteria polmonare possa essere disegnata per la seconda anastomosi.
12. Utilizzando nylon 10/0, posizionare una sutura di soggiorno tra la posizione a ore 12 dell'aortotomia e la corrispondente estremità del lume dell'aorta ascendente. Esegui questo usando una pinza a punta dritta e un supporto per ago microchirurgico e legalo usando un nodo del chirurgo con tre lanci successivi. Tagliare le estremità per lasciare circa 2 mm di sutura.
13. Posizionare una seconda sutura di soggiorno tra la posizione a ore 6 dell'aortotomia e l'aspetto corrispondente dell'aorta ascendente. Poiché questa sutura servirà anche come base per le successive suture di corsa, lasciare almeno 10 mm della coda per il tie-off finale.
14. Posizionare una sutura continua di nylon 10/0 in modo ascendente per opporsi al bordo destro anatomico dell'aortotomia e al corrispondente bordo libero dell'aorta ascendente. Usa circa quattro tiri per questa linea.
15. Passare l'estremità libera della sutura attorno alla sutura di soggiorno distale prima di posizionare una seconda sutura continua lungo il lato sinistro anatomico per influenzare l'apposizione con il bordo libero rimanente dell'aortotomia. Legare la sutura alla coda usando un nodo da chirurgo con due lanci aggiuntivi.
16. Posizionare una sutura di permanenza tra la posizione a ore 12 della venotomia IVC e la corrispondente estremità del lume dell'arteria polmonare.
17. Da questo punto di ancoraggio, posizionare una sutura continua in modo discendente tra il bordo anatomico sinistro dell'arteria polmonare e il bordo corrispondente della venotomia. Utilizzare una media di quattro lanci per questa linea seguita da uno tra la posizione a ore 6 della venotomia e la corrispondente estremità del lume dell'arteria polmonare. Fai altri quattro lanci per disegnare insieme gli ultimi bordi liberi dell'arteria polmonare e la venotomia.
18. Legare l'estremità libera della sutura all'estremità dell'ancora usando un nodo del chirurgo con due lanci aggiuntivi.
19. Riposizionare il cuore per sedersi centralmente nell'addome usando cotton fioc. Controllare i vasi per la torsione, che interferirebbe con il flusso sanguigno.
20. Posizionare la schiuma gel su tutte le linee di sutura (Figura supplementare S4B). Posizionare e modellare due pezzi di circa 2 mm ciascuno intorno a loro in modo che tutte le linee di sutura visibili siano coperte.
21. Rilasciare i morsetti vascolari: prima il morsetto caudale e poi il morsetto cefalo. Poiché è prevedibile una piccola quantità di emorragia, posizionare preventivamente gli applicatori con punta di cotone sui siti anastomotici per fornire pressione.
22. Una volta libero da perdite osservabili, valutare il cuore per la pulsazione (Figura supplementare S4C). Se ciò non si verifica, controllare che non si sia verificata alcuna torsione dei vasi cardiaci (specialmente per l'IVC).
23. Riposiziona l'intestino ora sopra e intorno al cuore. Se appare asciutto, inumidire la cavità peritoneale usando una soluzione riscaldata di cloruro di sodio.
24. Chiudere la cavità addominale utilizzando monofilamenti di prolene 6/0 non assorbibili per strati:
    prima lo strato muscolare e poi la pelle (Figura supplementare S4D). Utilizzare la tecnica continua non interrotta.
25. Rimuovere delicatamente il destinatario dalla scheda chirurgica e toglierlo dall'anestetico.
26. Somministrare 1 mL di soluzione salina calda per via sottocutanea e posizionare il ricevente in una gabbia prepreparata con riscaldamento per l'osservazione secondo i protocolli di recupero postoperatorio (Figura supplementare S4E).

4. Assistenza postoperatoria

1. Immediatamente dopo l'intervento chirurgico, posizionare il ricevente in una gabbia pulita su una piastra elettrica sotto stretta osservazione per almeno 3 ore. Durante questo periodo, monitorare vari parametri (attività, postura del corpo, condizioni del mantello, espressione facciale, andatura, ventilazione, aspetto del sito chirurgico, presenza di un battito cardiaco addominale palpabile) almeno ogni 30 minuti. Assegnare un punteggio a ciascun parametro (0 = normale, 1 = leggermente o a intermittenza anormale, 2 = moderatamente o costantemente anormale).
   NOTA: Gli interventi sono innescati dalla somma dei parametri monitorati eccedenti i punteggi di benessere specificati dal protocollo etico relativo a questo modello.
2. Spostare i recipienti in un armadio riscaldato mantenuto a 25 °C, dove rimangono fino al giorno 7 post-operatorio. Durante i primi 3 giorni, monitorali almeno 2 volte al giorno. Nei restanti 4 giorni, monitorali almeno 1 volta al giorno. Per l'analgesia post-operatoria, somministrare una dose di buprenorfina (0,5-0,1 mg/kg, diluita a 0,03 mg/ml con cloruro di sodio 0,9%) per via sottocutanea al topo ricevente la sera dopo l'intervento e due volte al giorno per i successivi 3 giorni postoperatori.
3. Una volta rimosso dall'armadio riscaldato, monitorare i destinatari almeno 2 volte alla settimana fino all'endpoint sperimentale appropriato.

Per determinare l'efficacia della tecnica chirurgica nel promuovere buoni risultati di guarigione delle ferite e recupero del topo, i primi esperimenti in laboratorio hanno determinato le caratteristiche di sopravvivenza di una serie di innesti cardiaci di immunogenicità variabile al ricevente. Questi includevano innesti congenici (n = 5) e singeneici (n = 5), che condividono gli stessi marcatori del complesso maggiore di istocompatibilità (MHC) del ricevente, e innesti di mismatch maggiore (n = 9), in cui l'innesto e il ricevente hanno marcatori MHC diversi. Abbiamo usato la palpazione diretta del battito cardiaco addominale eterotopico per valutare la funzione e la vitalità dell'innesto in corso, che funge da indicatore proxy di rigetto rispetto alla tolleranza.

In entrambi i gruppi di controllo, tutti gli innesti erano vitali all'endpoint temporale sperimentale di 100 giorni (media indefinita). Il gruppo non corrispondente ha avuto un tempo medio di sopravvivenza di 9 giorni. La Figura 1 presenta le curve di sopravvivenza di Kaplan-Meier che dimostrano il netto contrasto nella sopravvivenza del trapianto tra innesti cardiaci non corrispondenti e innesti cardiaci di controllo¹⁶. Questi dati suggeriscono che la tecnica è sufficiente per promuovere una risposta di guarigione appropriata dopo la procedura. In presenza di infiammazione patologica, tuttavia, in questo caso rappresentata dal rigetto dell'innesto nella condizione di mismatch, la distruzione dei tessuti porta a una rapida perdita di funzione.

Figura 1: L'influenza del mismatch sulla sopravvivenza dei trapianti di cuore ortotopici. Curve di sopravvivenza che illustrano il pieno recupero e l'accettazione dei trapianti di cuore murino eterotopico singeneico (n = 5) e congenito (n = 5) per almeno 100 giorni dopo l'intervento chirurgico in contrasto con il rapido rigetto dei principali trapianti di cuore murino eterotopico non corrispondenti (n = 7) già dal giorno 7 dopo l'intervento. Questi dati sono stati pubblicati in Prosser et ^al.16. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Tabella 1: Intervallo di tempi di ischemia calda e fredda per gli interventi chirurgici di donatore e ricevente associati al trapianto di cuore ortotopico.

Figura supplementare S1: Aspetti chiave della chirurgia del donatore. a) anestesia con isoflurano; (B) iniezione di eparina; (C) cuore del donatore esposto; (D) vampate del cuore con soluzione salina eparinizzata; E) legatura della nave; (F) cuore di donatore per la conservazione di ischemia fredda. Clicca qui per scaricare questo file.

Figura supplementare S2: Aspetti chiave della preparazione chirurgica ricevente e della cauterizzazione dei vasi cutanei tagliati. (A) preparazione del sito chirurgico del ricevente; B) iniezione di bupivacaina; (C) drappeggio chirurgico sterile del sito chirurgico; (D) cauterizzazione dei vasi cutanei tagliati. Clicca qui per scaricare questo file.

Figura supplementare S3: Aspetti chiave della chirurgia ricevente, dal riposizionamento dell'intestino all'aortotomia. (A) Riposizionamento temporaneo dell'intestino; (B) vena cava inferiore esposta e bloccata; (C) collocare la sutura di sospensione; (D) prima fase: aortotomia. Clicca qui per scaricare questo file.

Figura supplementare S4: Aspetti chiave della chirurgia ricevente: dalla venotomia al recupero. (A) Seconda fase: venotomia; b) collocare la schiuma di gel; C) riperfusione; (D) chiusura chirurgica; (E) recupero. Clicca qui per scaricare questo file.

Il modello di trapianto di cuore ortotopico murino è un robusto modello preclinico utilizzato principalmente per studiare gli effetti del mismatch MHC sul livello e la natura del rigetto immunologico e, più recentemente, l'effetto del trapianto sulla conservazione dell'immunità residente nel tessuto del trapianto¹⁶. Pur seguendo inizialmente da vicino il protocollo Corry et ^al.7 , abbiamo perfezionato il protocollo per incorporare gli standard delle migliori pratiche di tecnica asettica, analgesia e anestesia. L'aggiornamento di queste nuove pratiche è stato ottenuto attraverso una formazione aggiuntiva, la fornitura di guanti chirurgici sterili, camici e teli chirurgici, l'applicazione di anestesia aggiuntiva e l'aggiornamento del dosaggio dell'analgesia. Tali cambiamenti hanno portato a un piccolo aumento dei tempi di configurazione chirurgica e dei costi aggiuntivi per intervento chirurgico.

L'uso di animali per affrontare importanti problemi di ricerca è consentito da un contratto tra ricercatori e un comitato etico animale (AEC) per mantenere una licenza sociale per intraprendere tale lavoro. Le decisioni di un AEC si basano su chiare linee guida etiche¹⁵, con un principio fondamentale di bilanciamento dei costi per l'animale con i benefici per la società. Il concetto delle tre R (riduzione, sostituzione e perfezionamento) è fondamentale per affrontare il modo in cui i costi di un progetto vengono mitigati.

Ridurre al minimo il danno agli animali coinvolti dall'adozione di analgesia e anestesia perioperatoria appropriate alla specie ha un ruolo insostituibile nei modelli animali di chirurgia ed è un esempio di raffinatezza. Inoltre, le cure e le tecniche che riducono il rischio di vettori ambientali e comportamentali di infezione per il ricevente chirurgico hanno implicazioni positive sia per ridurre il danno all'animale in termini di morbilità e mortalità sia per aiutare a minimizzare i costi finanziari associati alla ripetizione di interventi chirurgici falliti. Sebbene la pulizia della "sala operatoria" dell'animale sperimentale non si avvicini strettamente a quella di un equivalente ospedaliero, non dovrebbe essere un ripensamento in tale lavoro.

Da un punto di vista scientifico, le infezioni postoperatorie influenzano necessariamente il profilo delle citochine infiammatorie e delle cellule immunitarie, che sono le letture tipiche per gli esperimenti che valutano il recupero o il rigetto del trapianto. Si dovrebbe quindi fare il massimo sforzo per controllare l'infezione postoperatoria, dato l'impatto negativo che ciò può avere sulla validità della ricerca. L'attenzione all'analgesia è importante dal punto di vista del benessere degli animali. Gli interventi chirurgici di trapianto di animali sono procedure importanti e dovrebbero essere fatti grandi sforzi per ridurre il dolore e la sofferenza inutili dei soggetti. Per tornare ai risultati pratici di questo focus, un ulteriore vantaggio pratico di un efficace controllo del dolore è la ridotta probabilità che gli animali vengano rimossi dal protocollo sperimentale a causa di segni di sofferenza associati al dolore.

Da quando questa procedura è stata descritta per la prima volta, diversi autori hanno segnalato la risoluzione dei problemi comuni che si verificano durante la procedura^10,11. Il controllo dell'emorragia dopo il rilascio dei morsetti è ben descritto e rispecchia le tecniche utilizzate negli interventi chirurgici umani, vale a dire l'uso della pressione sul sito di emorragia, l'ulteriore sutura e gli agenti emostatici. Abbiamo notato che il sanguinamento si verifica spesso da uno dei due siti principali: i siti di anastomosi o danni al miocardio. Approcci per fermare il sanguinamento dal cuore sono stati riportati da Niimi¹⁰, che ha controllato il sanguinamento dal cuore attraverso la legatura dell'atrio. Nella nostra esperienza, l'origine del flusso sanguigno dal miocardio stesso è eccezionalmente impegnativa a causa della sua ricca vascolarizzazione.

La dovuta attenzione deve essere esercitata, quindi, per evitare tali lesioni, che è causata più comunemente da una punta di forcipe mal controllata che contatta il muscolo cardiaco durante l'intervento chirurgico. Pertanto, cerchiamo di contattare direttamente il muscolo cardiaco solo utilizzando applicatori inumiditi con punta di cotone. Per ridurre il contatto diretto nella manipolazione del cuore, le estremità libere della legatura della seta finale possono essere utilizzate per spostare il cuore, come quando lo si sposta da UWS alla cavità toracica.

Una seconda grande sfida è la prevenzione della paralisi postoperatoria degli arti posteriori, una complicazione che impone l'eutanasia. Aneddoticamente, abbiamo scoperto che un tempo ischemico caldo di >30 minuti è associato a un rischio più elevato di questa paralisi. I nostri tempi ischemici sono rigorosamente monitorati e registrati come standard informale di prestazione. Va notato, tuttavia, che il tempo ischemico non sembra prevedere in modo affidabile questa complicanza. Niimi¹⁰, ad esempio, un chirurgo di notevole esperienza operatoria (oltre 3.000 interventi chirurgici), ha riferito che sono accettabili tempi ischemici fino a 2 ore.

Forse ancora più sorprendente di questo, Abbott et ^al.5, che hanno sviluppato una tecnica simile nei ratti ma hanno usato una configurazione anastomotica end-to-end nell'addome (cioè, l'IVC e l'aorta addominale sono stati legati in modo permanente), hanno riferito su due ratti tenuti come sopravvissuti a lungo termine che durano oltre 100 giorni senza apparenti effetti negativi. Queste differenze intergruppo nei risultati sono forse spiegate da tecniche sottilmente diverse o, in alternativa, dalle differenze genetiche tra diversi ceppi di topi. Ad esempio, notiamo che i topi Ly5.1 sono molto più suscettibili a questa complicanza rispetto ai topi BALB / c. Per migliorare la chiarezza sugli effetti del tempo ischemico sull'incidenza della paralisi degli arti posteriori, è stato possibile studiare l'effetto della lunghezza del tempo di occlusione dei vasi addominali.

In sintesi, questo protocollo descritto fornisce semplici perfezionamenti alle tecniche consolidate utilizzando farmaci e materiali prontamente disponibili. Questi perfezionamenti allineano lo standard a cui viene eseguito questo modello chirurgico a quello degli standard veterinari clinici e avvantaggiano gli animali e, in ultima analisi, la ricerca.

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Gli autori desiderano riconoscere i superbi sforzi del personale addetto alla cura degli animali dell'Università dell'Australia occidentale e dell'Harry Perkins Institute of Medical Research, la cui dedizione e competenza hanno contribuito alla fattibilità e al successo di questi interventi chirurgici.