이 연구는 보조금 PHY-1205494를 통해 국립 과학 재단 및 MCB 1413134 (엘)와 연구 재단 국립 부여 2017R1D1A1B03035671에 의해 지원 되었다 (KSL).

프로토콜 아래 WormSpa5, 벌레의 경도 이미징에 대 한 이전 설명 미세 장치를 사용합니다. WormSpa (CAD 파일 요청 시 저자에 게 서 얻을 수 있는 시작)의 제조는 간단 하지만 일부 전문성을 요구 한다. 대부분의 경우, 제작 쉽게 수행할 수 있습니다 핵심 시설에 의해 또는 그러한 서비스를 제공 하는 상업 회사에 의해. 장치를 조작 하는 경우 기능 높이 50 µ m 지정 있는지 확인 하십시오.
1. 실험 설치
<ol><li>전동된 스테이지는 거꾸로 형광 현미경에 미세 장치를 탑재 합니다.</li>
	<li>현미경, 가까운 궤도 통을 배치 하지만 뿌리에서 진동 직접 영향을 주지 않습니다 현미경. 예를 들어, 광학 테이블와 접촉 하 게 벽에 고정 하는 선반에 뿌리를 넣어.</li>
	<li>궤도 통에 주사기 펌프를 배치 합니다. 테이프는 통에 펌프 흔들어 동안 흔들림 하지 않습니다 있도록.</li>
</ol>2입니다. 미세 환경 준비
참고: 동안 실험, 4 개의 주사기 연결 되어있습니다 주사기 튜브를 통해 미세 장치에 그림 1에 설명 된 대로. 이 단계에서는 이러한 주사기의 준비를 설명합니다. 달리 언급 하지 않는 한 그들을 긴장 늦추지 않고 주사기 튜브를 가능한 한 짧게 유지.
<ol><li>콘센트 주사기와 주사기 튜브를 준비 합니다. 이 주사기 ( 그림 1에서 S1) 것입니다 나중 주사기 튜브를 통해 장치를 콘센트에 연결 하 고 장치에서 나오는 액체의 임시 저장을 위해 사용.<ol>
<li>어댑터 바늘만 바늘 (금속 부분)을 유지 하는 20 G x 1/2 인치 주사기 팁의 플라스틱 부분을 제거 하 여 확인 합니다. 펜 치와 플라스틱 및 금속 부품을 보유 하 고 그들을 떨어져 당기 여 그렇게. 바늘에 남은 플라스틱 찌 꺼 분 젠 버너 점화 수 있습니다.</li>
		<li>실험적인 체제의 형상에 따라 바늘 펜 치와 그것의 2 개의 끝을 잡고 구부려. 여기서 설명 하는 디자인에 ~ 110 °의 각도를 구 부리는 그것의 중간에 바늘이 가장 편리 합니다.</li>
		<li>튜브 어댑터 바늘 절반 방법을 연결 합니다. 나머지 절반은 나중에 장치에 연결 합니다. 주사기 튜브 누출 (0.86 m m 내경 및 외경 1.32 m m의 튜브 등) 없이 20 G 주사기 팁과 호환 되어야 한다. 권장된 튜브 길이 50 cm입니다.</li>
		<li>20 G x 1/2 인치 주사기 팁을 통해 주사기 튜브의 다른 (오픈) 끝에 10 mL luer 잠금 주사기를 연결 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>버퍼 입구 주사기를 준비 하 고 튜브 주사기. 이러한 주사기 중 하나 ( 그림 1에서 S2) 액을 사출 흐름을 제어 하 고 장치에 대 한 저수지로 사용 됩니다. 다른 주사기 ( 그림 1에 S3)는 버퍼 교환에 필요한 단계 3.2에 설명 된 대로.<ol>
<li>3-방향 밸브를 직접 10 mL 주사기 luer 잠금 (S2)를 연결 하 고 주사기 튜브 (그림 1)을 통해 같은 밸브에 연결할 다른 주사기 (S3): S3 주사기 팁을 통해 튜브를 연결 하 고 다른 주사기 팁을 통해 밸브에 튜브를 연결. 참고: 이러한 자료 연결 된 순서 대로 중요 하지 않습니다.</li>
		<li>3-방향 밸브의 나머지 포트에 주사기 튜브를 연결 합니다. 준비 단계 2.1.2, 에서처럼 다른 어댑터 바늘을 바늘 도중 주사기 튜브의 다른 (오픈) 끝.</li>
		<li>S3 닫혀 있는 동안 단계 2.2.2에 S2 주사기 튜브 연결 되도록 밸브를 설정 (그림 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>웜-입구 주사기와 주사기 튜브를 준비 합니다. 이 주사기 ( 그림 1에서 S4) 장치에 벌레를 로드 사용 됩니다.<ol>
<li>10 mL 주사기 luer 잠금 (S4)를 긴 주사기 튜브를 연결 합니다. 로드; 하는 데 사용 하는 액체의 볼륨에서이 관의 길이 결정 예를 들어 100 cm 튜브의 액체의 2 개 mL 이상 지원 (또한, 단계 4.2 참조).</li>
		<li>2.1.2, 단계 에서처럼 또 다른 어댑터 바늘을 준비 하 고 하나의 플러그 주사기 튜브의 다른 (오픈) 끝에 바늘의 절반.</li>
	</ol>
</li>
	<li>모든 주사기와 튜브 S 매체12 두 번 씻어. S-매체, 모든 기포를 제거 하도록 주사기와 튜브를 작성.</li>
	<li>장치 콘센트에 콘센트 주사기 튜브를 연결 합니다.<ol>
<li>출구 포트를 주사기 튜브의 끝에 어댑터 바늘에 연결 합니다.</li>
		<li>작은 S-중간 버퍼 입구와 웜 유입 때까지 장치를 채우기 위해 콘센트를 통해 S 매체의 작은 볼륨을 주입.</li>
	</ol>
</li>
	<li>(1/32 인치 직경 스테인리스 못 핀) 핀 벌레 입구를 연결 하는 동안 버퍼 입구 주사기 튜브 장치, 버퍼 입구 포트에 연결 합니다.</li>
	<li>장치에 버퍼의 지속적인 흐름을 주사. 주사기 펌프13에 버퍼 입구 주사기 S2를 로드 하 고 s 2에서 매체에 지속적으로 장치 3 µ L/분의 유량에 주입 되도록 펌프를 설정.</li>
</ol>3. 미세 장치에 박테리아 로드
<ol><li>대장균 OP50 S-중간12에 준비 합니다.<ol>
<li>표준 프로토콜에 따라 파운드와 단일 식민지의 50 mL와 250 mL 플라스 크를 접종 하 고 하룻밤 37 ° c.에 품 어</li>
		<li>야간 문화 4000 rpm에서 10 분간 원심 하 고 S 매체의 30 mL에 펠 릿을 resuspend.</li>
		<li>5 µ m 주사기 필터를 통해 정지를 필터링 합니다. 600의 광학 밀도 의해 세균성 농도 측정 nm (OD600), 3의 세600 농도 조정 하 고. 이 높은 밀도 잘 먹이 벌레를 유지 해야 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>OP50 서 스 펜 션 장치에 버퍼를 교환 합니다.<ol>
<li>OP50 서 스 펜 션으로 가득 (S5) 깨끗 한 주사기를 준비 합니다. 주사기를 수직으로 잡고 하 고 상단에 모든 공기 방울 수집 여러 번을 누릅니다.</li>
		<li>장치에 연결을 닫습니다 버퍼 입구 주사기의 3 방향 밸브를 설정 하 고 두 개의 주사기, S2 및 S3 연결. 주사기 펌프에서 S2를 분리 합니다.</li>
		<li>밸브에서 s 2를 분리 하 고 S5 밸브에 연결. S5의 상단에 s 3 밸브를 통해 때까지 수집 S3 들어가는 약간 OP50 버퍼의 모든 공기를 밖으로 밀어. 이렇게, 아니 공기 방울이 S5 또는 밸브에 남아 있는지 확인 합니다.</li>
		<li>3-방향 밸브 S3와 S5 사이의 연결을 장치에 연결 하는 S5 원래 위치로 다시 설정. 주사기 펌프에 S5를 로드 합니다. 펌프를 보유 궤도 셰이 커를 켭니다. 약 200 rpm 진동 속도 설정 합니다.</li>
		<li>수 100 µ L/min 흐름 속도 설정 합니다. 새로운 버퍼 장치에서 벌레에 도착 하는 데 걸리는 시간 버퍼 입구 주사기 튜브 (위에서 설명한 튜브와 함께 약 5 분)의 길이에 따라 달라 집니다. 높은 흐름 속도 빠른 버퍼 exchange는 필요한 경우 사용할 수 있습니다.</li>
		<li>OP50 버퍼 장치를 통해 확산, 일단 3 µ L/분에 다시 흐름 속도 설정 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 미세 장치에 웜 로드
<ol><li>작은 낮은 바인딩 microcentrifuge 튜브 (650 µ L)를 준비 하 고 100 µ L OP50 서 스 펜 션의 그것을 채우십시오. 주위 전송 20-30 나이 동기화 젊은 성인 벌레 (46 시간 25 ° C에서 L1 애벌레 체포를 게시) NGM (선 충 류 성장 매체) 한 천 배지에서 튜브를 그들에 게 벌레와 함께 하나 하나를 선택 하 여 선택. 12표준 프로토콜 따라 나이 동기화를 수행할 수 있습니다.</li>
	<li>웜-입구를 채우기 주사기와 주사기 튜브 ( 그림 1에서 S4) OP50 서 스 펜 션. 벌레와 함께 microcentrifuge 관에 액체의 ~ 500 µ L를 삽입할. 웜-입구 주사기 튜브에 벌레와 함께 정지를 그립니다. 주사기 튜브는 충분히 있는지 확인 하십시오 (> 1 m) 그린된 웜 주사기 튜브에 하 고 하지 않는 게 줄곧 주사기 S4.</li>
	<li>웜-인렛에 s 4를 연결 합니다. 미세 장치에 웜 유입 주사기 튜브에서 모든 벌레를 주사. S4 및 주사기 튜브를 분리 합니다. 연결 핀 웜 입구.</li>
	<li>기계식 펌프 ( 그림 1)에서 버퍼 입구 주사기 S2를 분리 하십시오 하 고 수동으로 제어 s 1과 s 2를 별도 채널에 모든 벌레를 밀어. S 2를 누르면 이동 합니다 벌레는 채널에 동안 s 1을 누르면 반대 방향에서 그들을 이동 합니다. 채널 로드 되 면 각 채널에 벌레 다른 벌레의 항목을 차단 합니다.</li>
	<li>웜 2-3 시간 동안 새로운 환경에 적응 하자.</li>
</ol>5. 영상 프로토콜 설정
<ol><li>안전 하 게 장치에 있는 모든 벌레를 찾아서 당신의 현미경을 제어 하는 이미지 수집 소프트웨어에 그들의 각각에 대 한 이미지 위치를 설정. 어떤 경우에 유의 (예: 높은 확대를 원하는 또는 작은 CCD 센서와 카메라를 사용 하는 경우) 여러 영상 위치는 각 채널에 대 한 필요. 참고:이 수동으로 할 수 있습니다, 하는 동안 일부 수집 소프트웨어 패키지 이미지 취해야 한다 위치를 나열 하는 텍스트 파일을 로드할 수 있습니다. 주문 때문에이 위치는 정기적으로 WormSpa에, 사용자는 이러한 목록을 자동으로 생성 하는 작은 스크립트를 (예를 들어, Python 또는 상용 소프트웨어)를 작성할 수 있습니다. 이 스크립트의 정확한 형식 것 수집 소프트웨어 ( 보충 자료 1에서 예를 참조)에 의해 필요한 파일 형식에 따라 달라 집니다.</li>
	<li>시간 경과 화상의 필요한 주파수를 설정 합니다. 예를 들어 감염에 면역 유전자 응답의 영상 프레임 당 10 분의 주파수에서 이루어집니다. 모든 시간 지점에서 모든 필요한 채널 (예: 밝은 분야 및 GFP 형광)을 인수 하는 다는 것을 확인 하십시오.</li>
</ol>6. 호스트 응답 모나 스 감염으로
참고:이 단계는 호스트 병원 체 상호 작용을 공부에 대 한 특정. 또는, 하나 (biotic 및 abiotic 스트레스, 약물, 신호 분자, 등등)의 다른 환경 단서를 포함 하는 버퍼를 준비할 수 있습니다.
<ol><li>녹 농 균 PA14 SK-중간14에서 일시 중지를 준비 합니다.<ol>
<li>파운드와 단일 식민지의 50 mL와 250 mL 플라스 크를 접종 하 고 하룻밤 37 ° c.에 품 어</li>
		<li>파운드의 50 mL 및 문화의 약 수와 함께 또 다른 250 mL 플라스 크를 접종 하 고 하룻밤 37 ° c.에 품 어</li>
		<li>야간 문화 4000 rpm에서 10 분간 원심 하 고 SK-매체의 10 mL에 펠 릿을 resuspend. 세균 농도 측정 하 고 OD600 농도 조정 = 4.</li>
		<li>깨끗 한 플라스 크에 정지를 전송 하 고 24 시간 동안 37 ° C에서와 동요 하는 동안 24 시간 동안 25 ° c를 품 어. 이 단계는 표준 분석 결과14를 죽이고 접시 인큐베이션 단계를 모방 합니다.</li>
		<li>5 µ m 주사기 필터를 통해 정지를 필터링 합니다. 이것은 장치를 막힘에서 세균성 집계를 방지 하기 위해입니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PA14 서 스 펜 션, 3.2 단계와 같은 절차에 따라 OP50 서 스 펜 션 장치에서를 교체 합니다. 10 시간 동안 이미지 유지입니다.</li>
</ol>

<ol>
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저자는 공개 없다.

미세 도구 공부 벌레에 여러 혜택을 제공 합니다. PDMS에 이미징 장치 표준 NGM 천 판에 비해 더 높은 영상 품질을 제공 합니다. 대조적으로 전통적인 방법 동물 접시에서 고른 및 이미징 위한 현미경 슬라이드에 장착 된 단일 벌레에서 여러 개의 이미지를 취할 수 있습니다. 또한, 웜 거주 하는 microenvironment 상수 또는 원하는 정확한 환경 구성 및 동물의 응답 사이의 매핑 허용으로 변조 된 보관할 수 있습니다.
여기 우리는 사용자 정의 미세 장치 (WormSpa)를 사용 하 여 기회 주의 병원 체 피 농 균 PA14에 여러 개의 개별 벌레의 응답을 이미징 하 여 세균 감염에 대 한 호스트 응답의 경도 측정을 수행 하는 방법을 시연 했다. 밝은 분야 및 형광 이미지 지속적인 실험을 perturbing 없이 여러 번에서 촬영 했다. 특히, 계란-누워 고 irg 1 유전자 발현의 활동 매 10 분, 전통적인 방법14,15이상의 시간적 해상도에 상당한 증가 조사 했다.
이 장치에서 어떤 주어진된 시간에 각 벌레의 저장된 위치를 다시 방문 하 여 여러 벌레의 경도 측정을 수행할 수 있습니다. 이 그림 2C 와 3B, 어디 우리가 irg 1계량에서 설명 되었다:: GFP 형광 및 계란 개별 벌레에 의해 마련. 이 그림 웜 광범위 한 운동 프로 파일의 표시를 보여 줍니다. 같이 이전 단일 셀 연구19,,2021,이 개성을 사용할 수 있는 고유한 경로19, 사이의 상관 관계 뿐 아니라 유전자 회로의 디자인을 이해 하 22.
성공적인 실험에 대 한 미세 장치에 벌레를 신속 하 게 로드 하 긴요 하다. 벌레를 agar 표면에 크롤 링, 그들은 액체 환경에서 때리는 경향이 고이 동작 유도는 앰프 활성화 단백질 kinases는 참여23,24유전 프로그램. 이 바람직하지 않는 섭 동을 최소화 하기 위해 그것은 신속 하 게, 웜 솔리드 서피스를 모방 하는 환경을 제공 하는 챔버 및 공기 침투성 PDMS의 마이크로 구조 그들의 별도 챔버에 벌레를 배치 하는 것이 중요. 5 높은 압력 더 빨리 로드 웜 도움이 됩니다, 하지만 너무 많은 장치를 가압 수 유도 벌레에 기계적 스트레스. 스트레스 심각 벌레 할 하지 피드 또는 누워 계란, 명확 하 게 관찰할 감싸는 형25인. 후, 벌레는 벌레 미세 환경에 적응 하 고 연구원 동물을 관찰 하 고 손상 된 그들을 삭제 하는 기회를 제공, 2-3 시간 동안 대장균 OP50은 먹인 다.
25 ° c.에서 L1로 46 시간 동안 성장 하는 벌레에 대 한 크기와 간격의 각 챔버에 마이크로 구조 최적화 구조 공부 이전 웜 최대 크기를 조정 또는 L4 애벌레는 크기가 작은 검사로 감소 될 수 있습니다. 그러나, 벌레는 성공적으로 탈피 챔버에이 장치에 후 배아 개발의 연구를 제외 수 없습니다. 이러한 응용 프로그램에 대 한 WorMotel26 같은 방법은 고려할 수 있습니다. 웜 하지만 국한 되지 WormSpa에서 움직일, 이후 성공적인 내구성 실험 동물 챔버에 체류 하는 여부에 따라 달라 집니다. 우리는이 초기 단계의 애벌레, 남성 성인, 그리고 일부 자웅 동체 돌연변이 도전적 일 수 있다 찾으십시오.
(위쪽, 그림 1의 중심)에 단일 버퍼 입구를 사용 하 여, 대신 두 거꾸로 풍선 모양의 후미를 동시에 사용할 수 있습니다. 다른 버퍼와 두 개의 주사기를 작성, 하나는 서로 다른 시간에 다른 주사기에 눌러 일시적으로 구조화 된 환경 생성할 수 있습니다. 그러면 예를 들어 환경 변화에 적응의 연구. 27 , 28
위에서 설명 했 듯이, 여기에 설명 된 미세 장치는 광범위 한 다른 응용 프로그램에 대 한 사용할 수 있습니다. 공부 하는 다른 환경 큐에 응답 포함 됩니다. 이러한 응답 낳는 유전자 발현에 변화를 포함 될 수 있습니다 행동, 신경 생리학 및 신호 (예: 에 의해 (예를 들어 나 일 붉은 얼룩 지방 통해), 물질 대사 및 지방 축적에도 변화 하지만 여기, exemplified 칼슘 이미징 및 optogenetic 섭), 펌핑, 배변 및 머리 운동 (를 통해 자동화 된 양적 영상 시간 경과 시퀀스의), 그리고 더 많은 같은 모터 동작에 변화.
마지막으로,이 방법은 크게 자동화 되 고 감소 많은 시간 동안 긴 실험에 필요한 노동 일 조차. 일단 개별 벌레의 위치 데이터 수집 소프트웨어에 저장 됩니다, 실험 구성 됩니다 이미지의 자동 기록 기계 펌프 컨트롤러 장치에 버퍼의 일정 유량을 유지 하는 동안. 중요 한 것은, WormSpa 장치의 제조 모든 이상의 표준 소프트 리소 그래피 프로토콜을 필요로 하지 않습니다 그리고 그것의 디자인 및 운영은 충분히 간단한 마이크로에 이전 경험을 가진 연구원에도. 다양 한 장점 위에서 설명한 고 비교적 간단한 준비 단계,이 이렇게 정확 하 게 제어 된 조건 하에서 사는 벌레의 경도 측정을 고려 하는 사람들에 게 유용할 수 있습니다.

환경에서 변화 유도 및 특정 유전자1,2의 식의 억제를 동반 하는 유전 프로그램의 활성화로 이어질 수 있습니다. 이러한 운동 변화 조직 같은 동물 및 다른 동물 사이 중 변수를 있을 수 있습니다. 같은 유전 프로그램의 연구는 따라서 개별 동물의 경도 이미징 허용 및 환경 조건의 정확한 동적 제어를 제공 하는 방법에 대 한 호출 합니다.
최근 몇 년 동안, ﹙ 유체 장치 응답 및 작은 동물, 벌레, 파리, 물 곰 그리고 더 많은3,,45,6,를 포함 하 여 행동의 여러 측면을 연구 하는 데 사용 되었습니다. 7. 응용 프로그램 포함, 예를 들어 깊은 형질, optogenetic 화학 자극에 응답에 신경 활동의 기록 하 고 운동 등 펌핑8,,910 모터 동작 추적 , 11.
미세-기반 접근 개최 지역 microenvironment의 유지 보수를 허용 하는 유연한 디자인의 정확한 동적 제어를 포함 한 환경 신호에 응답의 장기 경도 이미징 혜택을 수 있는 많은 속성 별도 숙소, 및 이미징에 대 한 유리한 속성에 개별 동물. 그러나, 그들의 잘 존재에 불리 한 영향을 최소한의 오랜 시간에 대 한 미세 챔버에 동물을 유지 하는 것은 실험의 실행에서 뿐만 아니라 미세 소자의 디자인에 특별 한 주의 요구 하는 도전입니다.
여기 WormSpa, 꼬마 선 충의 경도 이미징 미세 장치를 사용 하 여를 설명합니다. 5 개별 웜 챔버에 국한 됩니다. 액체와 세균 현 탁 액의 지속적인 낮은 흐름 벌레가 잘 먹이 충분히 좋은 건강을 유지 하 고 스트레스를 완화 하는 활성는 챔버의 구조로 벌레 알을 낳 기를 보장 합니다. 디자인의 단순 하 고 WormSpa의 그들의 자신의 연구 계획에이 장치를 통합 하는 마이크로에 이전 경험을 가진 연구원을 허용 해야 합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1012px;" width="1011">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">WormSpa</td>
			<td style="width:123px;">N/A</td>
			<td style="width:344px;">N/A</td>
			<td style="width:329px;">The CAD file for WormSpa is available from the Levine lab.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Compound Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>AxioObserver Z1</td>
			<td>An inverted fluorescence microscope with a motorized stage</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Syringe Pump</td>
			<td>New Era Pump Systems</td>
			<td>NE-501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tubing</td>
			<td>SCI Scientific Commodities Inc.</td>
			<td>BB31695-PE/5</td>
			<td>0.034&#8221; (0.86 mm) I.D. x 0.052&#8221; (1.32 mm) O.D</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Syringe Tip</td>
			<td>CMLsupply</td>
			<td>901-20-050</td>
			<td>20 Gauge x 1/2&#8221; blunt tip stainless steel canula</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Syringe Filter</td>
			<td>PALL</td>
			<td>4650</td>
			<td>Acrodisc 32 mm Syringe Filter with 5 um Supor Membrane</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Syringe</td>
			<td>Qosina</td>
			<td>C3307</td>
			<td>10 mL Male Luer Lock Syringe</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">3 Way Valve</td>
			<td>ColeParmer</td>
			<td>FF-30600-23</td>
			<td>Large-bore 3-way, male-lock, stopcocks, 10/pack, Non-sterile</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Dowel Pin</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>90145A317</td>
			<td>18-8 Stainless Steel Dowel Pins (1/32&#34; Dia. x 1/2&#34; Lg.)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Low Binding Microcentrifuge Tube</td>
			<td style="width:123px;">Corning</td>
			<td>CL S3206</td>
			<td>0.65 mL low binding snap cap microcentrifuge tube</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic platform for longitudinal imaging in caenorhabditis elegans

지난 10 년간에서 미세 꼬마 선 충, 선 충 류 등 작은 동물을 연구에 적용 된 기술과의 정밀 하 게 제어 기능을 제공 하는 편리한 라이브 이미징 플랫폼으로 유용한 증명 실시간으로 실험 조건입니다. 이 문서에서는 개별 웜 WormSpa, 이전에 게시 사용자 지정 미세 장치 채용의 라이브 이미징을 설명 합니다. 장치에서 여러 벌레는 개별적으로 별도 챔버, 다양 한 생물 학적 과정의 다중화 경도 감시 허용에 국한 됩니다. 기능을 설명 하기 위해 수행 하는 병원 성 박테리아, 장치에 웜 감염 했다 그리고 면역 반응 유전자와 달걀 누워의 표현의 역학 개인에서 지속적으로 감시 되었다 증거의 원리 실험 동물입니다. 단순한 설계와 동작이 미세 기반 실험 이전 경험을 가진 사용자에 게 적합 합니다. 우리는이 이렇게 잘 정의 된 조건 하에서 생물 학적 과정의 종 적 관찰에 관심이 많은 연구원을 위한 도움이 될 것입니다 제안 합니다.

(46 시간 게시물 25 ° C에서 L1 애벌레로)12 프로토콜에 설명 된 대로 장치에 로드 된 젊은 성인 벌레를 나이 동기화. 벌레는 개별적으로 병원 체에 동물의 응답의 경도 측정을 사용 하면 별도 채널에 위치 했다. 실험 성공 하면 대부분 웜 실험의 기간에 대 한 그들의 채널에 남아 있습니다. 이 경우 개별 벌레의 이미지는 단순히 동물을 적극적으로 찾이 필요가 이미지 경로에 그들의 채널을 배치 하 여 촬영 한. 그림 2 A 장치에서 10 시간에 걸쳐 단일 대표 벌레의 필드 밝은 이미지를 보여줍니다. 벌레는 그들의 채널 내에서 수감 된다, 하는 동안 그들은 이동할 수 업 및 다운스트림, 자유롭게 그들의 머리를 설정할 수 있습니다. 이것은 중요 장치 자체 원인 스트레스 또는 동물을 해 하지 않습니다.
우리 피 녹 농 균, C. 선 충의 베스트 공부 세균성 병원 체 중 세균 감염 벌레의 응답을 모니터링합니다. 그것은 또한 낭 성 섬유 증 및 immunocompromised 환자에서 감염을 일으키는 원인이 되는 기회 주의 인간 병원 체입니다. 와 같은 임상 격리 PA14, 치명적인 창 자 감염을 리드 독성 요인이이 과정에 참여는 또한 포유류 호스트의 감염에 연루 P. 녹 농 균의 특정 변종으로 벌레를 먹이. 14 , 15
세균 감염 시 유전자 발현에서 변화 패턴 검사, 형광 기자를 고용 수 있습니다. 감염에 대 한 동적 응답을 표시 하는 많은 유전자 중에서 우리가 모니터링 irg 1 (감염 응답 유전자 1)의 transcriptional 응답 irg 1::GFP 을 표현 하는 유전자 변형 벌레에서 GFP 형광 이미징 (AU0133 [agIs17 ( pirg-1::GFP; pmyo-2::mCherry)], Ausubel 실험실에서 얻은). irg 1 강력 하 게 유도 될 감염 된 동물의 창 자에서 감염의 초기 단계에서 피 농 균 PA14에 의해 알려져 있다. 16 , 17 그림 2 B 대표 웜 ( 그림 2A같은 동물)의 시간 경과 이미지를 보여줍니다. 각 형광 이미지 해당 필드 밝은 이미지 직후 찍은. 첫 번째 5 시간 게시물 감염, GFP 형광만 약간 증가 중반 몸과 꼬리에. 다음, 형광에 있는 상당한 증가 관찰, 중반 시체에서 시작 합니다. 각 웜에 총 형광 시간 게시물 감염의 그림 2C 기능으로 플롯 됩니다. 이러한 데이터 irg 1 PA14 감염 시의 이전에 설명한 유도 뿐만 아니라 타이밍에 유도 벌레-벌레 가변성을 설명합니다.
WormSpa 미세 소자의 디자인 각 개별 웜5에 의해 계란을 수집 하는 필터를 포함 합니다. 알이 부 화 되 면 L1 애벌레 필터를 통해 및 출구 관으로 세척 된다. 이 수동으로 세균 감염 시 개별 벌레의 계란-누워 활동을 모니터링할 수 있었습니다. 그림 2 같은 벌레에 의해 계란의 시간 경과 이미지는 그림 3에 표시 됩니다. 이러한 이미지 그림 2A에 해당 필드 밝은 이미지 후 바로 찍은 사진. 각 웜에 의해 누워 계란의 누적 수 그림 3B, 시간 게시물 감염의 기능으로 표시 되 고 평균 및 표준 편차는 전체 인구에 그림 3C에 나와 있습니다. 이러한 데이터 캡처 동물-동물 다양성 뿐만 아니라 감염 진행 달걀 누워에 이전에 설명한 감소 합니다. 대조적으로, 계란-누워 속도 때까지 감소 하지 않습니다 감염된 동물 봉우리 ~ 54 시간에 25 ° C5,18L1 게시.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57348/57348fig1.jpg"> 그림 1: 의 미세 장치에서 벌레의 라이브 이미징 실험 계획. 벌레 벌레 입구를 통해 장치에 로드 되며 이후 별도 채널에 적용 됩니다. 세균성 정지 궤도 셰이 커에 기계적인 펌프에 의해 버퍼 입구 에서 장치에 주입 됩니다. 버퍼는 장치의 출구 포트 를 통해 종료합니다. 4 개의 주사기 (S1, S2/S5, S3, 및 S4)는 장치를 작동 하는 데 사용 됩니다. 빨간색 파선 주사기 튜브 주사기와 장치를 연결 하는. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57348/57348fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57348/57348fig2.jpg"> 그림 2: 대표 진 식 속도 론. 대표 웜 브라이트 필드 (A) 와 (B) GFP 형광 현미경 검사 법에 의해 촬영의 시간 경과 이미지. 왼쪽 이미지는 바로 병원 체 도입 되었다 전에 찍은, 오른쪽 이미지 찍은 반면 10 시간 게시 PA14에 의해 감염. 이미지 사이의 시간 간격은 1 시간입니다. (C) 총 irg 1시간 코스:: 개별 벌레에 GFP 형광. 각 행은 하나의 동물에 해당합니다. 행 비 형광의 내림차순 정렬 했다. 형광 강도 색 이며 색 눈금 오른쪽에 표시 됩니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57348/57348fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57348/57348fig3.jpg"> 그림 3: 대표 낳는 속도 론. (A) 시간 경과 이미지 그림 2A 와 B에 표시 된 동일한 웜에 의해 누워 계란의 수의. 왼쪽 이미지는 바로 병원 체 도입 되었다 전에 찍은, 오른쪽 이미지 찍은 반면 10 시간 게시 PA14에 의해 감염. 이미지 사이의 시간 간격은 1 시간입니다. (B) 개별 벌레에 계란의 누적 숫자의 시간 과정. 각 행은 하나의 동물에 해당합니다. 행 했다 벌레 당 누워 계란의 총 수의 내림차순으로 정렬 됩니다. 계란의 수 색은 고 색 눈금 오른쪽에 표시 됩니다. (C) 계란의 평균 수는 시간의 기능으로 웜 당 누워. 회색 영역 ± 1 표준 편차를 나타냅니다. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57348/57348fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Supplementary Material 1" src="/files/ftp_upload/57348/57348supfig.jpg"> 보충 자료 1: 샘플 스크립트는 WormSpa 장치에 모든 채널에 대 한 이미지 위치를 포함 하는 텍스트 파일을 만듭니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/57348/Supp1.EditZeissTiles.m" target="_blank">이 파일을 다운로드 하려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

꼬마 선 충 에 경도 이미징을 위한 미세 플랫폼

이 문서에서는 사용자 지정 미세 장치를 채용 하는 개별 벌레의 라이브 이미징을 설명 합니다. 장치에서 여러 벌레는 개별적으로 별도 챔버, 다양 한 생물 학적 과정의 다중화 경도 감시 허용에 국한 됩니다.

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

a-microfluidic-platform-for-longitudinal-imaging-caenorhabditis

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

6.4K 조회수.  Kongju National University. 이 문서에서는 사용자 지정 미세 장치를 채용 하는 개별 벌레의 라이브 이미징을 설명 합니다. 장치에서 여러 벌레는 개별적으로 별도 챔버, 다양 한 생물 학적 과정의 다중화 경도 감시 허용에 국한 됩니다.

비디오: A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;<em&gt; Drosophila</em&gt;와 Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

연구

생체공학

High-throughput Protein Expression Generator Using a Microfluidic Platform

Rapidly increasing fields, such as systems biology, require the development and implementation of new technologies, enabling high-throughput and high-fidelity measurements of large systems. Microfluidics promises to fulfill many of these requirements, such as performing high-throughput screening experiments on-chip, encompassing biochemical, biophysical, and cell-based assays1. Since the early days of microfluidics devices, this field has drastically evolved, leading to the development of microfluidic large-scale integration2,3. This technology allows for the integration of thousands of micromechanical valves on a single device with a postage-sized footprint (Figure 1). We have developed a high-throughput microfluidic platform for generating in vitro expression of protein arrays (Figure 2) named PING (Protein Interaction Network Generator). These arrays can serve as a template for many experiments such as protein-protein 4, protein-RNA5 or protein-DNA6 interactions.
The device consist of thousands of reaction chambers, which are individually programmed using a microarrayer. Aligning of these printed microarrays to microfluidics devices programs each chamber with a single spot eliminating potential contamination or cross-reactivity Moreover, generating microarrays using standard microarray spotting techniques is also very modular, allowing for the arraying of proteins7, DNA8, small molecules, and even colloidal suspensions. The potential impact of microfluidics on biological sciences is significant. A number of microfluidics based assays have already provided novel insights into the structure and function of biological systems, and the field of microfluidics will continue to impact biology.

We present a microfluidic approach for the expression of protein arrays. The device consists of thousands of reaction chambers controlled by micro-mechanical valves. The microfluidic device is mated to a microarray-printed gene library. These genes are then transcribed and translated on-chip, resulting in a protein array ready for experimental use.

마이크로 유체 플랫폼을 사용하여 높은 처리량 단백질 표현 생성기

Rapidly increasing fields, such as systems biology, require the development and implementation of new technologies, enabling high-throughput and ...

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

의 주문형 정량 분석​​을위한 미세 유체 기반 Electrotaxis<em&gt; Caenorhabditis의 엘레</em&gt; &#39;로코

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

강력한, 미세 유체 세포 내 전달 플랫폼으로 휴대 뒤쪽에서

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

멀티 채널 듀얼 전기장 미세 유체 칩을 이용하여 폐암 세포의 Electrotaxis 연구

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

높은 처리량 단일 세포의 분리 및 문화를위한 미세 유체 플랫폼

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

입자의 공간 추적을위한 멀티 플렉스 전자 감지와 미세 유체 플랫폼

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by their natural environment, root hair morphology and function are difficult to study and often excluded from plant research. In recent years, microfluidic platforms have offered a way to visualize root systems at high resolution without disturbing the roots during transfer to an imaging system. The microfluidic platform presented here builds on previous plant-on-a-chip research by incorporating a two-layer device to confine the Arabidopsis thaliana main root to the same optical plane as the root hairs. This design enables the quantification of root hairs on a cellular and organelle level and also prevents z-axis drifting during the addition of experimental treatments. We describe how to store the devices in a contained and hydrated environment, without the need for fluidic pumps, while maintaining a gnotobiotic environment for the seedling. After the optical imaging experiment, the device may be disassembled and used as a substrate for atomic force or scanning electron microscopy while keeping fine root structures intact.

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

This article demonstrates how to culture Arabidopsis thaliana seedlings in a two-layer microfluidic platform that confines the main root and root hairs to a single optical plane. This platform can be used for real-time optical imaging of fine root morphology as well as for high-resolution imaging by other means.

2 층 미세 플랫폼에서 애기 모종의 루트 머리 형태를 이미징

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by ...

An Ultrahigh-throughput Microfluidic Platform for Single-cell Genome Sequencing

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of cellular heterogeneity in biological systems. However, single-cell sequencing of large populations has been hampered by limitations in processing genomes for sequencing. In this paper, we describe a method for single-cell genome sequencing (SiC-seq) which uses droplet microfluidics to isolate, amplify, and barcode the genomes of single cells. Cell encapsulation in microgels allows the compartmentalized purification and tagmentation of DNA, while a microfluidic merger efficiently pairs each genome with a unique single-cell oligonucleotide barcode, allowing &gt;50,000 single cells to be sequenced per run. The sequencing data is demultiplexed by barcode, generating groups of reads originating from single cells. As a high-throughput and low-bias method of single-cell sequencing, SiC-seq will enable a broader range of genomic studies targeted at diverse cell populations.

Single-cell sequencing reveals genotypic heterogeneity in biological systems, but current technologies lack the throughput necessary for the deep profiling of community composition and function. Here, we describe a microfluidic workflow for sequencing &gt;50,000 single-cell genomes from diverse cell populations.

단일 셀 게놈 시퀀싱 초고 처리량 미세 플랫폼

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of ...

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

물 유지와 울트라입니다 미세 칩을 사용 하 여 라이브 꼬마 선 충 의 동원 정지

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...